Name: using single sensillum recording to detect olfactory neuron responses of bed bugs to semiochemicals
Uploaded: 2016-01-18T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 55 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals at JoVE.com

The project was supported by Award AAES 461Hatch/Multistate Grants ALA08-045 and ALA015-1-10026 to N.L.

1. הכנה של מכשירים, פתרונות גירויים, ובאגים מיטה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן פתרון KNO 2 50% (w / v) בבקבוק 20 מיליליטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחדד שני microelectrodes טונגסטן בפתרון 2 KNO ב 5 V על ידי טבילת אלקטרודות טונגסטן שוב ושוב פנימה והחוצה מהפתרון. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בערך לחדד את חוט טונגסטן על ידי טבילה כ -10 מ&quot;מ של חוט טונגסטן ובמתוך פתרון KNO 2 במהירות של 2 מטבלים / שניות לכ -5 דקות, אשר מאוד יכול לצרוך את הקצה הקדמי של חוט טונגסטן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות לחדד את האלקטרודה על ידי טבילה על 1 מ&quot;מ של קצה חוט ובמתוך הפתרון במהירות של 2 מטבלים / שניות לדקות לפחות 1 כדי להפוך את נקודה של האלקטרודה בסדר וחדה. בדוק את קוטר קצה האלקטרודה מתחת למיקרוסקופ לעתים קרובות עד שהוא מגיע 0.2-0.5 מיקרומטר, שאמורה להיות בסדר מספיק כדי לנקב את הציפורן של Sensillum חוש הריח באג המיטה. שים לב: בעוד חד באופן ידניening אלקטרודה, מהירות הטבילה של חוט טונגסטן לפתרון KNO 2 אינה קבועה כל הזמן. עם יותר בפועל, זה הרבה יותר קל לשמור על מהירות קבועה יחסית בחידוד האלקטרודה. זמן החידוד הוא גם לא בטוח תלוי איך קנס אלקטרודה צריכה להיות. כאן, קצה האלקטרודה עם הקוטר של ~ 0.2 מיקרומטר די מספיק כדי לנקב באמצעות Sensillum חוש הריח. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל כל אחד מהגירויים הכימיים בsulfoxide דימתיל (DMSO) מהמתחם המסודר לריכוז ראשוני של 1:10 נ נ / כפתרון מניות. ליצור סדרה של דילולים עֲשׂוֹרִי תלוי כמה מינונים נדרשים בניסוי, שוב עם DMSO, מכל אחת ממניות הפתרונות עבור כל כימי. הנה, להשתמש 10% (+) - β-pinene וeucalyptol. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הימים שלא קבלו מזון או שבעה לאחר האכלה-פשפשים בוגרים (זכר או נקבה) מFt. המושבה דיקס (מתנה מד&quot;ר היינס באוניברסיטת קנטאקי) לשימוש בtהוא להתנסות בצלחת פטרי. הערה: אין מספר מדויק לפשפשים ממוקמים בצלחת פטרי. זה יכול להיות כמה או הרבה. </li></ol> באג המיטה 2. אנטנות הכנה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטשטש פשפשים על קרח (2-3 דקות). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתקן שתי האנטנות וגוף חרק על coverslip מיקרוסקופ עם קלטת דו צדדי ולהסיר את הרגליים עם מספריים עדינים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בסיכה קטנה לגעת אנטנות בעדינות כדי לתקוע אותם בקלטת בהתמדה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנוח coverslip נגד כדור קטן (~ קוטר 1 סנטימטר) של שעוות שיניים כדי להקל על מניפולציה ולהתאים אותו לזווית מתאימה (~ 90 מעלות) לאלקטרודה ההקלטה (איור 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שהשיג, למקם את הבאג המיטה תחת מיקרוסקופ סטריאו, להפעיל את מקור האור הקר ולהתאים את עוצמת התאורה עד האנטנה בבירור מוצגת, ולהתמקד במיקרוסקופ השוטון השני של אנטנת באג המיטה בהגדלה גבוהה (720X) . הערה: עוצמת ההארה השתמשה בניסוי לא נרשמת, שבאמת תלוי איך העיניים של הנסיין מרגישים את עוצמת התאורה. </li></ol> 3. יחיד Sensillum הקלטה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את מגבר קדם (10X) עם בקר רכישת אות, אשר מחובר עם המחשב להקלטת אות והדמיה. הפעל את המחשב ולהפעיל את התוכנה, למשל, AutoSpike32 ולחץ על המצב &quot;שיא&quot; משורת התפריטים. לאחר מכן לבחור את &quot;גל&quot; כדי להתחיל בהקלטת אותות הגל. הערה: קו שטוח פועל מהשמאל לימין של המסך שוב ושוב צריך עכשיו להיות גלוי. הנה, חלון ההקלטה נמשך 40 שניות. הקלטת גל מקס היא 10 שניות. קצב דגימה נבחרת הוא 96000 וקצב דגימה דיגיטלי הוא 240. יש 0% קיזוז וללא סינון, אין תיקון לאותות ההקלטה. כל הגדרות הפרמטר הבאות בתוכנה ניתן לשנות בהתאם לצורך. </li> &lt;li&gt; הפעל את הרמקול המחובר למגבר קדם, המשמש להציג את מצב גוון לתגובות עצביות מSensillum מחושים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את האלקטרודה ההתייחסות לתוך הבטן של באג המיטה התייצב. הערה: אלקטרודה ההתייחסות נערכה על ידי מתכת עומדת מצורף מגנטית לאוויר-השולחן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר האלקטרודה ההתייחסות כבר מחוברת לבטן של באג המיטה, להזיז את האלקטרודה ההקלטה, אשר מחוברת למגבר קדם והופעלה על ידי micromanipulator, לקראת הסוף האחורי של האנטנה של באג המיטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר האלקטרודה ההקלטה היא במגע עם הקצה הימני של האנטנה, לעבור על המיקרוסקופ ולאתר את האלקטרודה בהגדלה נמוכה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התאם את האלקטרודה ההקלטה תוך הגדלת בהדרגה את ההגדלה עד ששתי האלקטרודה וSensillum המחושים נמצאים באותו המישור ונראה בבירור מתחת למיקרוסקופ. הערה: בשלב זה, הוא מיקרוסקופ רגילly בהגדלה הגבוהה ביותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את האלקטרודה ההקלטה לתוך הפיר של Sensillum באמצעות micromanipulator וללכת קצת יותר לעומק אם רעש הרקע הוא גבוה בהשוואה לפוטנציאל הפעולה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שפוטנציאל פעולה ברור הם נצפו מSensillum נרשם, למלא micropipette עם 10% (+) - β-pinene. השתמש בmicropipette להפקיד aliquot 10 μl של 10% (+) - β-pinene על רצועת נייר סינון (~ 3 x 15 מ&quot;מ) ממוקמת בתוך הזכוכית פיפטה פסטר. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את פיפטה נטענת בשקע של זרימת דופק הצינור של בקר הגירוי ולמקם את קצה פיפטה לתוך החור הקטן בצינור מכוון את האנטנה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר כל החיבורים הללו התייצבו, לדכא footswitch של בקר הגירוי לספק נשיפת 0.5 שניות של גירוי (0.5 ליטר / דקה) לתוך זרם אוויר humidified הרציף. ההקלטה של ​​פוטנציאל פעולה תהיה ביוזמתו זמנית כאשר footswitch הוא מדוכא. תהליך ההקלטה יהיה אחרון במשך 10 שניות החל 1 שניות לפני הגירוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לספור את פוטנציאל הפעולה לא-מקוון לשתי תקופות 500 אלפיות שניות, אחד לפני ואחד אחרי הגירוי. לחסר כל שינוי בשיעור העלייה החדה במהלך 500 לאחר הגירוי msec מהפעילות הספונטנית שנרשמה במהלך 500 האלפיות השניים לפני ולהמיר את הספירה לקנה המידה המקובלת של / קוצים שלהם על ידי הכפלה על ידי 2. </li></ol> החלפת 4. Stimulus בSSR <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שfootswitch כבר מופעל, לספק 10% (+) - β-pinene בפיפטה על אנטנות באג המיטה ולהקליט את התגובה לodorant הספציפי הזה במשך 10 שניות, לאחר שטפטף מוסרת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תווית אחרת פיפטה החדשה עם eucalyptol 0.001% להיבדק. מניחים חתיכה קטנה של נייר סינון עליהם 10 μl של הגירוי יושמה, לפיפטה החדשה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חכה 2-5 דקות עד שהגירוי הוא vapori לחלוטיןzed בפיפטה הזכוכית. צרף את פיפטה על השקע של זרימת דופק הצינור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את קצה פיפטה לתוך החור הקטן של הצינור מכוון את האנטנה. לדכא footswitch ולהתחיל הקלטת 10 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נתק את פיפטה ולהכין פיפטה אחרת עם eucalyptol 0.01%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק את כל שאר המנות של eucalyptol (מ0.001% עד 10%) בsensilla המחושים להתבונן התגובות תלויות-מינון. מבחן מרוב לדלל את המינון לפחות לדלל. </li></ol>

<ol>
	<li>Bartonicka, T., Gaisler, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seasonal+dynamics+in+the+numbers+of+parasitic+bugs+(Heteroptera,+Cimicidae):+a+possible+cause+of+roost+switching+in+bats+(Chiroptera,+Vespertilionidae).">Seasonal dynamics in the numbers of parasitic bugs (Heteroptera, Cimicidae): a possible cause of roost switching in bats (Chiroptera, Vespertilionidae).</a> Parasitol Res. 100 (6), 1323-1330 (2007).</li><li>Thomas, I., Kihiczak, G. G., Schwartz, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bed+bug+bites:+a+review.">Bed bug bites: a review.</a> Int J Dermatol. 43 (6), 430-433 (2004).</li><li>Anderson, A. L., Leffler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bed+bug+infestations+in+the+news:+a+picture+of+an+emerging+public+health+problem+in+the+United+States.">Bed bug infestations in the news: a picture of an emerging public health problem in the United States.</a> J Environ Health. 70 (9), 24-27 (2008).</li><li>Boase, C., Robinnson, W., Bajomi, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bed+bugs+(Hemiptera:+Cimicidae):+an+evidence-based+analysis+of+the+current+situation.">Bed bugs (Hemiptera: Cimicidae): an evidence-based analysis of the current situation.</a> Sixth international conference on urban pests. OOK-Press Kft. , (2008).</li><li>Doggett, S. L., Geary, M. J., Russell, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Resurgence+of+bed+bugs+in+Australia:+with+notes+on+their+ecology+and+control.">The Resurgence of bed bugs in Australia: with notes on their ecology and control.</a> Environ Health. 4 (2), 30-38 (2004).</li><li>Ter Poorten, M. C., Prose, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+return+of+the+common+bedbug.">The return of the common bedbug.</a> Pediatr Dermatol. 22 (3), 183-187 (2005).</li><li>Yoon, K. S., Kwon, D. H., Strycharz, J. P., Craig, S., Lee, S. H., Clark, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biochemical+and+molecular+analysis+of+deltamethrin+resistance+in+the+common+bed+bug+(Hemiptera:+Cimicidae).">Biochemical and molecular analysis of deltamethrin resistance in the common bed bug (Hemiptera: Cimicidae).</a> J Med Entomol. 45 (6), 1092-1101 (2008).</li><li>Wang, L., Xu, Y., Zeng, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resurgence+of+bed+bugs+(Hemiptera:+Cimicidae)+in+mainland+China.">Resurgence of bed bugs (Hemiptera: Cimicidae) in mainland China.</a> Fla Entomol. 96 (1), 131-136 (2013).</li><li>Haynes, K. F., Potter, M. F., Ishaaya, I., Palli, S. R., Horowitz, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recent+progress+in+bed+bug+management.">Recent progress in bed bug management.</a> Advanced technologies for managing insect pests. , 269-278 (2013).</li><li>Carey, A. F., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfaction+from+model+systems+to+disease+control.">Insect olfaction from model systems to disease control.</a> Proc Natl Acad Sci. 108 (32), 12987-12995 (2011).</li><li>Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant+reception+in+insects:+roles+of+receptors,+binding+proteins,+and+degrading+enzymes.">Odorant reception in insects: roles of receptors, binding proteins, and degrading enzymes.</a> Annu Rev Entomol. 58, 373-391 (2013).</li><li>Den Otter, C. J., Behan, M., Maes, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+cell+response+in+female+Pieris+brassicae.+(Lepidoptera:+Pieridae)+to+plant+volatiles+and+conspecific+egg+odours.">Single cell response in female Pieris brassicae. (Lepidoptera: Pieridae) to plant volatiles and conspecific egg odours.</a> J Insect Physiol. 26 (7), 465-472 (1980).</li><li>Levinson, H. Z., Levinson, A. R., Muller, B., Steinbrecht, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+of+sensilla,+olfactory+perception,+and+behavior+of+the+bed+bug,+Cimex+lectularius.,+in+response+to+its+alarm+pheromone.">Structural of sensilla, olfactory perception, and behavior of the bed bug, Cimex lectularius., in response to its alarm pheromone.</a> J Insect Physiol. 20 (7), 1231-1248 (1974).</li><li>Harraca, V., Ignell, R., L&#246;fstedt, C., Ryne, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+the+antennal+olfactory+system+of+the+bed+bug+(Cimex+lectularius).">Characterization of the antennal olfactory system of the bed bug (Cimex lectularius).</a> Chem Senses. 35 (3), 195-204 (2010).</li><li>Liu, F., Haynes, K. F., Appel, A. G., Liu, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antennal+olfactory+sensilla+responses+to+insect+chemical+repellents+in+the+common+bed+bug,+Cimex+lectularius.">Antennal olfactory sensilla responses to insect chemical repellents in the common bed bug, Cimex lectularius.</a> J Chem Ecol. 40 (6), 522-533 (2014).</li><li>Olson, J. F., Moon, R. D., Kells, S. A., Mesce, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphology,+ultrastructure+and+functional+role+of+antennal+sensilla+in+off-host+aggregation+by+the+bed+bug,+Cimex+lectularius.">Morphology, ultrastructure and functional role of antennal sensilla in off-host aggregation by the bed bug, Cimex lectularius.</a> Arthropod Struct Dev. 43 (2), 117-122 (2014).</li><li>Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">Odor coding in the Drosophila antenna.</a> Neuron. 30 (2), 537-552 (2001).</li><li>Qiu, Y. T., Loon, J. J. A., Takken, W., Meijerink, J., Smid, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+coding+in+antennal+neurons+of+the+malaria+mosquito,+Anopheles+gambiae.">Olfactory coding in antennal neurons of the malaria mosquito, Anopheles gambiae.</a> Chem Senses. 31 (9), 845-863 (2006).</li><li>Ghaninia, M., Ignell, R., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+classification+and+central+nervous+projections+of+olfactory+receptor+neurons+housed+in+antennal+trichoid+sensilla+of+female+yellow+fever+mosquito,+Aedes+aegypti.">Functional classification and central nervous projections of olfactory receptor neurons housed in antennal trichoid sensilla of female yellow fever mosquito, Aedes aegypti.</a> Eur J Neurosci. 26 (6), 1611-1623 (2007).</li><li>Hill, S. R., Hanson, B. S., Ignell, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+antennal+trichoid+sensilla+from+female+southern+house+mosquito,+Culex+quinquefasciatus+Say.">Characterization of antennal trichoid sensilla from female southern house mosquito, Culex quinquefasciatus Say.</a> Chem Senses. 34 (3), 231-252 (2009).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

הטכניקה יחידה Sensillum ההקלטה נעשתה שימוש נרחב בבדיקת התגובות העצביות של חרקים כגון זבובי פירות, יתושים וחרקים במיטה לגירויים כימיים שונים בסביבה. גירויים כימיים אלה לעתים קרובות הם מומסים ובדילול מלא בממס נפוץ כדי להכין מנות שונות של טיפולים. עם זאת, ממסים שונים יכולים לייצר שיעורי שחרור שונים לגמרי לגירויים. מחקרים קודמים על כמה חרקים נחקרו בהרחבה כגון תסיסנית melanogaster, אנופלס gambiae, quinquefasciatus Culex וAedes aegypti לי בדרך כלל משמש שמן פרפין כממס לפזר את הגירויים, כמו חרקים אלה הם רגישים יחסית לפרפין שמן 17-20. שימש גם שמן פרפין במחקרי הקלטת Sensillum קודם לכן יחידים של חרקים במיטה, מאותה הסיבה 14. עם זאת, הממס הנפוץ ביותר לא יכול להיות הטוב ביותר עבור כל מיני חרקים. בCAse של חרקים במיטה, שניהם שמן פרפין וDMSO, שאליו חרקים במיטה גם תערוכה חוסר רגישות, כבר משמש להמסת הגירויים במחקרים שונים 14,15, אבל באותו המינון של גירויים מדוללים בDMSO להופיע לעורר תגובות עצביות חזקות הרבה יותר ב sensilla של חרקים במיטה. לדוגמא R, מומס DMSO - (+) - לימון וS - (-) - לימון תגובות עצביות שנוצרו מ≥70 קוצים / sec מsensilla Dγ על אנטנות באג המיטה, ואילו הלימון מומס שמן פרפין עורר תגובות עצביות של רק ≤25 קוצים / sec מsensilla Dγ. ירידה בתגובות העצביות זה די נפוץ בגירויים שכבר מדולל עם שמן פרפין, ככל הנראה בשל שיעור השחרור איטי של שמן פרפין לעומת DMSO. שיעור שחרור איטי זה מפחית את כמות הגירוי נמסרה על פני השטח של Sensillum ועלול לגרום למסקנה מטעה בנוגע לרגישות של חרקים לsemiochemicals מסוים. שני STE הקריטינ.ב. לביצוע הקלטת Sensillum היחיד הם הכנה) מדגם 1 ו- 2) הקלטת אות. להכנת המדגם, שכן יש לי הפשפשים רגליים חזקות מאוד ואנטנות באופן פעיל בתנועה, זה מאוד חשוב כדי להסיר את כל הרגליים ולתקוע האנטנות בחוזקה על גבי הקלטת דו צדדית. בתהליך הקלטת האות, לפעמים, זה בלתי אפשרי עבור positionally האלקטרודה להצביע לתוך פיר Sensillum. אם זה המקרה, את האלקטרודה עלולה לנקב את הקצה האחורי של Sensillum, שתמיד נותן איתות מאוד נקייה וברורה עם רעשי רקע מעט מאוד. כמו שיש נוירונים מרובים שוכנו בD וsensilla סוג C, הוא לעתים קרובות קשה להבחין בין נוירונים בודדים המבוססים על העוצמות והצורות של פוטנציאל הפעולה מיוצר בSSR. עם זאת, זה עדיין אפשרי לראות הבדלים בתגובות של באג המיטה לגירויים שונים המבוססים על תדירות הירי המשולבת של כל תאי העצב באותו יםensillum. באופן תיאורטי, פשפשים רגישים לגירויים מסוימים עם גירוי חזק בזמן רגיש לגירויים אחרים עם גירוי חלש באותו המינון. מחקרים נוספים שילוב בדיקות התנהגות ומידע של התגובה העצבית שלהם לגירויים אלה ולכן לספק מידע משמעותי על semiochemicals אקולוגי קשור לפשפשים. במחקר זה, אנחנו גם השתמשנו בטכניקת SSR כדי לבדוק את התגובות העצביות של sensilla חוש הריח למינונים שונים של גירויים. אנו נצפו דפוס תלוי-מינון בתגובות העצבית של באג המיטה לכימיקלים שונים. עם זאת, בהתחשב בסביבה המורכבת פשפשים לחיות ב, המינון בפועל של נדיפים נתקלו בבאגים מיטה בסביבת הרגילה שלהם יהיה נמוך מאוד. כתוצאה מכך, semiochemicals שיעורר תגובה עצבית חזקה במינונים נמוכים עד 01:10 5 V / V ו01:10 4 V / V נוטה יותר להיות משמעותי מבחינה ביולוגית לחרקים במיטה מאשר לא כימיקלים אחריםכובע לתפקד רק במינונים גבוהים. לכן, אלה semiochemicals הפועלים במינונים נמוכים ככל הנראה לשחק תפקיד חשוב בchemoreception של חרקים במיטה, מסייע להם לאתר מארח או להימנע מגורמים שליליים, וכך לספק הדרכה שימושית בהקרנה למבטיחה משיכה באג המיטה או דוחי לשימוש ב שתי מעבדה ומבחני שדה.

באג המיטה הנפוץ Cimex lectularius L (פשפשאים: Cimicidae), כectoparasite זמני, הוא חרקים מוצצי דם מחויבים, מה שאומר שההישרדות, הפיתוח, והרבייה שלהם דורשים מקורות דם ממארחים, כוללים שני בני אדם ובעלי חיים 1,2. למרות העברת נגיף דווחה לעתים רחוקות בגלל ג lectularius, המטרד העוקצני שנוצר על ידי התפשטות משפיע ברצינות מארחים פיזי ופסיכולוגי 3. ההקדמה והשימוש נרחב בחומרי הדברה כימיות, במיוחד DDT, הורידו את הסיכון של מכת ועד סוף 1950 היו מכת ברמה כה נמוכה שהם כבר לא היו דאגה ציבורית רצינית. עם זאת, מספר גורמים אפשריים שהביאו להתעוררות מחודשת באוכלוסיות באג מיטה ברחבי העולם, כגון צמצום השימוש בחומרי הדברה, ירידה של מודעות ציבוריות, עלתה נוסעת פעילות, והפיתוח של התנגדות להדברה 4-9. &lt;/ P&gt; אותות כימיים בסביבה מזוהות ומוכרים על ידי חרקים דרך איברי חוש הריח כגון אנטנות ומשושי לסת. Sensilla חוש הריח על אנטנות החרקים לשחק תפקיד מכריע באיתור אותות הכימיים אלה. המולקולות הכימיות להיכנס לציפורן המחושים הדרך נקבוביות על פני השטח הציפורן. Odorant מחייב חלבונים בלאגד הלימפה המחושים למולקולות הכימיות אלה ולהעביר אותם על קולטנים odorant 10. קולטנים odorant ושיתוף קולטן מהערוץ הלא סלקטיבי יון קטיון על הקרום העצבי, אשר depolarized פעם המולקולות הכימיות אלה מוכרים על ידי קולטנים odorant 11. הקלטת Sensillum יחידה (SSR) פותחה כדי לזהות את השינוי תאי בפוטנציאל הפעולה נגרמים על ידי היישום של שני גירויים כימיים או שאינו כימיים. על ידי החדרת אלקטרודה הקלטה לימפה Sensillum ואלקטרודה התייחסותלחלק אחר של גוף החרק (בדרך כלל גם עיניים המורכבות או הבטן), קצב הירי של הנוירונים בתגובה לגירויים יכול להיות מוקלט 12. שינויים במספר הקוצים מייצגים את הרגישות של החרקים לגירויים ספציפיים. גירויים כימיים של זהויות וריכוז שונים יעוררו תגובות עצביות שונות, עם שיעורי ירי שונים ומבנים זמניים, ולכן יכולים לשמש כדי לחקור את תהליך הקידוד של החרקים לכימיקלים ספציפיים. לבאג המיטה המשותף, שתי צורות מיניות חולקות את אותו דפוס של sensilla חוש הריח על האנטנות: תשע sensilla מחורץ C היתד, 29 E כמו שיער (E1 ו- E2) sensilla, וזוג אחד כל אחד מDα, Dβ, יתד חלקה Dγ sensilla 13,14. כנוירונים מרובים זוהו בכל סוג של Sensillum, זה לא קל להבחין פוטנציאל הפעולה מתא העצב שונה שוכנו באותו Sensillum, כך לניסוי זה טוטהמספרי l של פוטנציאל פעולה נספרו off-line לתקופה msec 500 לפני ואחרי הגירוי. מספר פוטנציאלי פעולה לאחר הגירוי היה חסר ממספר פוטנציאלי פעולה לפני הגירוי ומוכפל בשניים כדי לכמת את השינויים בקצב הירי בכל Sensillum פרט בקוצים לשניים 15.

<table><tbody><tr><td>Tungsten wire</td><td>A-M SYSTEMS</td><td>#716500</td><td>Used for preparing the electrode</td></tr><tr><td>KNO2</td><td>Sigma</td><td>#310484</td><td>Used for sharpening the tungsten wire</td></tr><tr><td>AC Power Supply</td><td>BK Precision</td><td>1653A</td><td>Providing the voltage in sharpening the tungsten wire</td></tr><tr><td>Leica Z6 APO Microscope</td><td>Leica</td><td>10447424</td><td>Used for observing the sensilla on antennae</td></tr><tr><td>Simulus controller</td><td>Syntech</td><td>CS-55</td><td>Used for controlling the stimulus application</td></tr><tr><td>4-Channel USB Acquisition Controller</td><td>Syntech</td><td>IDAC-4</td><td>Real-time on screen display of all signals before and during recording</td></tr><tr><td>Light Source</td><td>SCHOTT</td><td>A20500</td><td>Providing light sources for observation</td></tr><tr><td>Micromanupulator</td><td>Leica</td><td>115378</td><td>Used for minor movement of electrode</td></tr><tr><td>Speaker</td><td>Juster</td><td>95a</td><td>Connected with Acquisition Controller IDAC-4 and providing sound for the signal</td></tr><tr><td>Magnetic stand</td><td>Narishige</td><td>GJ-1</td><td>Used to hold the reference electrode, stablized bed bug and stimulus delivery tube</td></tr><tr><td>TMC Vibration Isolation Table</td><td>TMC</td><td>63-500</td><td>Used for isolating the vibration from the equipments</td></tr><tr><td>Coverslip</td><td>Tedpella</td><td>2225-1</td><td>Used for holding the bed bug</td></tr><tr><td>Double-sided Tape</td><td>3M</td><td>XT6110</td><td>Used for stablizing the bed bug on the coverclip</td></tr><tr><td>Dental Wax</td><td>Dentakit</td><td>DK-R012</td><td>Used for supporting the coverclip where bed bug is stablized&amp;nbsp;</td></tr></tbody></table>

using single sensillum recording to detect olfactory neuron responses of bed bugs to semiochemicals

מערכת חוש הריח החרקים ממלאת תפקיד חשוב באיתור semiochemicals בסביבה. בפרט, sensilla המחושים שבית נוירונים בודדים או מרובים בפנים, נחשב על מנת להפוך את התרומה הגדולה בתגובה לגירויים הכימיים. ישירות על ידי הקלטת פוטנציאל פעולה בSensillum חוש הריח לאחר חשיפה לגירויים, הקלטת Sensillum יחידה טכניקה (SSR) מספקת גישה רבת עוצמה לחקירת התגובות העצביות של חרקים לגירויים כימיים. לבאג המיטה, שהוא טפיל אדם ידוע לשמצה, סוגים שונים של Sensillum חוש הריח כבר מאופיינים. במחקר זה, שהראינו תגובות עצביות של sensilla חוש הריח באג המיטה לשני גירויים כימיים והתגובות תלויות-מינון לאחד מהם בשיטת SSR. גישה זו מאפשרת לחוקרים לערוך הקרנה מוקדמת לגירויים כימיים בודדים בsensilla חוש הריח באג המיטה, אשר יספק מידע רב ערך עבור development של משיכה באג המיטה חדשה או דוחי והטבות מאמצי שליטת באגים המיטה.

הקלטת Sensillum יחידה היא טכניקת חקירה רבת עוצמה המשמשת במחקרים של אקולוגיה כימית חרקים ופיזיולוגיה עצבית. חוקר את התגובות העצביות של חרקים לתרכובות נדיפות שונות, במיוחד אלה שנחשבו מבחינה אקולוגית הקשורים להישרדות ולהתפתחות של החרקים, לא רק נותן לנו תובנות רבות ערך לתהליך olfaction חרקים, אבל גם פותח אפיקים חדשים ומבטיחים שעלולה להוביל לפיתוח של חומרים כימיים חדשים שימושיים להדברת מזיקים. באג המיטה המשותף, כמזיקים עירוניים ידועים לשמצה, שבהחלט משך את תשומת לבם של חוקרים רבים. בין תחומי מחקר השונים הקשורים לפשפשים, מנגנון olfaction הוא בעל החשיבות העליונה לאקולוגיה הכימית של חרקים במיטה. מחקרים קודמים תיארו במפורש את הכמות והפצה של סוגים שונים של Sensillum חוש הריח על מיטה שלאנטנות באגים. כפי שניתן לראות באיור 2 א, אנטנות באגים מיטה יש ארבעה מגזרים (SC, PE, F1 ו- F2). רוב sensilla חוש הריח מוצגים בקצה האחורי של השוטון 2 (F2), אבל ההפצה שלהם היא שונה במובהק לכל סוג: sensilla D, כלומר Dα, Dβ וDγ, נמצאים רק בצד הפנימי של אנטנות (איור 2 ג), ואילו sensilla C ו- E (E1 ו- E2) נמצא בשני הצדדים של האנטנות (איור 2). לכן, כדי להבטיח שאנו רושמים את התגובה העצבית של sensilla D, מיקום זהיר של האנטנה הוא חיוני. מאחר ששתי צורות מיניות של נתח באג מיטתו הדפוס של סוגי sensilla והצד הפנימי של האנטנות שלהם מכילים את כל סוגי sensilla, מיקוד אזור זה עושה את זה הרבה יותר קל לרשום את התגובות הכימיות של כל הסוגים השונים של sensilla בנפרד על האנטנהדואר (איור 3 א). בהקלטה Sensillum יחידה, חוש הריח שונה sensilla להפגין אותות עצביים עם סוגים שונים במובהק פעולה פוטנציאליים ואמפליטודות (איור 3). לדוגמא, sensilla E ידוע יש אחד או שניים נוירונים בפנים, בעוד שבית sensilla סוג D יותר תאי עצב מאשר או E או C sensilla, ייצור פוטנציאל פעולה מסובך יותר מהאחרים כתוצאה. אמפליטודות של התגובות העצביות מsensilla C היא הרבה יותר קטנה מאלה של סוגים האחרים Sensillum. ברגע שהוקמו קשרי אלקטרודה, ניתן להקליט את התגובות העצביות מכל סוג של Sensillum לכל גירוי המבוססים על הזהות ועוצמתם. עבור חלק מגירויים שאליו חרקים במיטה הם מאוד רגישות, התגובה העצבית יכולה להיות כמה שניות חזקות מאוד ועברו מעבר לסיום הגירוי. לדוגמא, בתגובה ל- 10% (+) - β-pinene, פשפשים הראותגובה חזקה עם שיעור עצום ירי (≥200 קוצים / sec) ודינמיקה זמנית סופר-מתמשך בהשוואה לשליטה עם ממס לבד כגירוי (איור 4 א &#39;וב&#39;). גירויים שונים יכול לעורר תגובות עצביות שונות לחלוטין מאותו Sensillum והריכוזים שונים של אותו הגירוי הם עשויים להניב תדרי ירי שונים לגמרי. כפי שניתן לראות בתרשים 5, להגדיל את הריכוז של eucalyptol העלה את תדרי הירי מ -30 קוצים / sec ב0.001% עד 240 קוצים / sec ב 10% באופן תלוי מינון. <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/53337/53337fig1.jpg" /> איור 1. תרשים סכמטי המציג את הליך הקיבעון לפשפשים. באג המיטה הוא התייצב על coverslip עם האנטנות קבועות בקלטת. המדגם הורכב ממוקם אז בשלב מגנטי. ההתמצאות והגובה של ג המדגםלהיות מותאם לזווית מתאימה בין אנטנות באג מיטה ואת האלקטרודה ההקלטה. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53337/53337fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/53337/53337fig2.jpg" /> הפצת איור 2. של sensilla חוש הריח על אנטנות באגים המיטה. תמונה () סריקת אלקטרודה מיקרוסקופ (SEM) של אנטנת באגים מיטה. יש האנטנה ארבעה מגזרים, Sculpus (SC), Pedecel (PE), השוטון הראשון (F1) והשוטון השני (F2). רוב sensilla חוש הריח נמצאים על F2, אם כי כמה sensilla חוש הריח יש גם נמצא על F1, שחשב שקשור לתפקידם של זיהוי פרומו צבירה לבאג המיטה 16. תמונת SEM של הצד החיצוני של F2 (ב &#39;), שבו שוכן olfac C ו- Esensilla הטורים. תמונת SEM של הצד הפנימי של F2, שנמצא לבית כל הסוגים השונים של sensilla חוש הריח (C): D (Dα, Dβ, Dγ), C ו- E <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53337/53337fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחצו כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו .</a> <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/53337/53337fig3.jpg" /> איור 3. אותות עצביים אופייניים סוגים שונים של sensilla חוש הריח על אנטנות באג המיטה של. תמונות () ברזולוציה גבוהה SEM של כל סוג של חוש הריח Sensillum על אנטנות באגים המיטה. (ב) אותות עצביים אופייניים של sensilla חוש הריח שונה לפני החשיפה לגירוי. Dα, Dβ, Dγ וsensilla C, שבית נוירונים חושיים ריח מרובים (OSNs), פוטנציאל פעולה מסובך יותר מאשר תערוכת E1 ו- E2 sensilla, ששיתוףntain רק אחד או שניים OSNs. אמפליטודות של פוטנציאל הפעולה מsensilla C היא הרבה יותר קטנה מאלה בסוגים אחרים Sensillum. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53337/53337fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 4" src="/files/ftp_upload/53337/53337fig4.jpg" /> 4. תגובה עצבית נציג איור לגירויים שהפשפשים רגישים ל. עקבות איתותים () מראים את התגובה העצבית האופיינית Sensillum חוש הריח (Dγ) לממס, המשמש כשליטה בהקלטת Sensillum היחידה. עקבות האות נקבעות להתחיל 1 שניות לפני נשיפת 0.5 שניות של גירוי. עקבות האות להמשיך להקליט במשך 10 שניות לאחר שיזם את העלים הגירוי. (ב) אות עקבות מראה את התגובה העצבית חזקה מאוד של חוש הריחSensillum (Dγ) לגירוי בוטני, 10% (+) - β-pinene. לאחר נשיפה של (+) - β-pinene מועבר לSensillum Dγ, OSNs שוכנו בתוך Sensillum זה ירה בתדירות גבוהה ודינמי זמניים לטווח ארוך. לבן בר מעל עקבות האות מציין את מרווח 1 שניות לפני חשיפת גירוי, בר האדום מעל העקבות מתאימה למשלוח של העלים גירוי על Sensillum חוש הריח, והפס השחור מעל העקבות מצביע האות נרשמה לאחר סיום עלים גירוי. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53337/53337fig4large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 5" src="/files/ftp_upload/53337/53337fig5.jpg" /> איור 5. תגובות נציג תלוי מינון של OSNs לגירויים. שימוש אחר גירוי בוטני, eucalyptol כEXAmple, sensilla Dγ מוצג תגובה תלוית מינון לריכוזים שונים של eucalyptol. כריכוזים עלו מ 0.001% עד 10%, תדרי הירי עלו מ 30 קוצים / sec עד 240 קוצים / sec. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53337/53337fig5large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals at JoVE.com

Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

שימוש יחיד Sensillum הקלטה לזיהוי תגובות חוש הריח Neuron של באגס במיטה לSemiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

using-single-sensillum-recording-to-detect-olfactory-neuron-responses

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.8K Views.  Auburn University. Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

Video: Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Sensillum הקלטות סינגל חרקים תסיסנית melanogaster ו אנופלס gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Electrophysiological Measurements from a Moth Olfactory System

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single sensillum recordings (SSR), which are summed responses from all odorant receptor neurons (ORNs) located on the antenna and from those housed in individual sensilla, respectively. These approaches have been exploited for getting a better understanding of insect chemical communication. The identified stimuli can then be used as either attractants or repellents in management strategies for insect pests.

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single sensillum recordings (SSR), which are summed responses from all odorant receptor neurons (ORNs) located on the antenna and from those housed in individual sensilla, respectively.

מדידות אלקטרו ממערכת עש חוש הריח

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single ...

Electrophysiology of Scorpion Peg Sensilla

We describe a modification of an existing tip-recording technique1,2 for electrophysiologically investigating short, peg-like sensory sensilla3,4. On the mid-ventral surface of all scorpions are two appendages called pectines, which have dense fields of mechano- and chemosensory peg sensilla5,6. One method for assessing chemoresponsiveness of these sensilla uses a tungsten electrode for extracellularly recording neural activity within a sensillum as a volatile odorant is introduced to the sensory field5,7. The limitations of this method include slow data collection and uncontrolled stimulant introduction to, and removal from, the peg field. To overcome these limitations, we developed a new tip-recording technique that uses nonpolar mineral oil as a medium through which to deliver water-based tastants to individual peg sensilla8,9. We have successfully applied this method to obtain sensillar chemoresponses to citric acid, ethanol, and salt. Here we describe the experimental protocol for such a study9. We think this new method may be useful for studying the response properties of other arthropod chemosensory systems, including those of insects10, 11 and crustaceans12.

This article describes an electrophysiological method for isolating chemical stimulation to individual sensilla via extracellular, tip-recordings under mineral oil.

Electrophysiology של העקרב פג Sensilla

We describe a modification of an existing tip-recording technique1,2 for electrophysiologically investigating short, peg-like sensory sensilla3,4. On the ...

Odorant-induced Responses Recorded from Olfactory Receptor Neurons using the Suction Pipette Technique

Animals sample the odorous environment around them through the chemosensory systems located in the nasal cavity. Chemosensory signals affect complex behaviors such as food choice, predator, conspecific and mate recognition and other socially relevant cues. Olfactory receptor neurons (ORNs) are located in the dorsal part of the nasal cavity embedded in the olfactory epithelium. These bipolar neurons send an axon to the olfactory bulb (see Fig. 1, Reisert &amp; Zhao1, originally published in the Journal of General Physiology) and extend a single dendrite to the epithelial border from where cilia radiate into the mucus that covers the olfactory epithelium. The cilia contain the signal transduction machinery that ultimately leads to excitatory current influx through the ciliary transduction channels, a cyclic nucleotide-gated (CNG) channel and a Ca2+-activated Cl- channel (Fig. 1). The ensuing depolarization triggers action potential generation at the cell body2-4.
In this video we describe the use of the "suction pipette technique" to record odorant-induced responses from ORNs. This method was originally developed to record from rod photoreceptors5 and a variant of this method can be found at jove.com modified to record from mouse cone photoreceptors6. The suction pipette technique was later adapted to also record from ORNs7,8. Briefly, following dissociation of the olfactory epithelium and cell isolation, the entire cell body of an ORN is sucked into the tip of a recording pipette. The dendrite and the cilia remain exposed to the bath solution and thus accessible to solution changes to enable e.g. odorant or pharmacological blocker application. In this configuration, no access to the intracellular environment is gained (no whole-cell voltage clamp) and the intracellular voltage remains free to vary. This allows the simultaneous recording of the slow receptor current that originates at the cilia and fast action potentials fired by the cell body9. The difference in kinetics between these two signals allows them to be separated using different filter settings. This technique can be used on any wild type or knockout mouse or to record selectively from ORNs that also express GFP to label specific subsets of ORNs, e.g. expressing a given odorant receptor or ion channel.

Olfactory receptor neurons (ORNs) convert odor signals first into a receptor current that in turn triggers action potentials that are conveyed to second order neurons in the olfactory bulb. Here we describe the suction pipette technique to record simultaneously the odorant-induced receptor current and action potentials from mouse ORNs.

תגובות odorant מושרה הקלטות מתא העצב קולטני ריח באמצעות טכניקת יניקת פיפטה

Animals sample the odorous environment around them through the chemosensory systems located in the nasal cavity. Chemosensory signals affect complex ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

שיטות הקלטה בעל מספר יחידות לאפיין את הפעילות עצבית בארבה (<em&gt; Schistocerca אמריקנה</em&gt;) מעגלי ריח

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

Perforated Patch-clamp Recording of Mouse Olfactory Sensory Neurons in Intact Neuroepithelium: Functional Analysis of Neurons Expressing an Identified Odorant Receptor

Analyzing the physiological responses of olfactory sensory neurons (OSN) when stimulated with specific ligands is critical to understand the basis of olfactory-driven behaviors and their modulation. These coding properties depend heavily on the initial interaction between odor molecules and the olfactory receptor (OR) expressed in the OSNs. The identity, specificity and ligand spectrum of the expressed OR are critical. The probability to find the ligand of the OR expressed in an OSN chosen randomly within the epithelium is very low. To address this challenge, this protocol uses genetically tagged mice expressing the fluorescent protein GFP under the control of the promoter of defined ORs. OSNs are located in a tight and organized epithelium lining the nasal cavity, with neighboring cells influencing their maturation and function. Here we describe a method to isolate an intact olfactory epithelium and record through patch-clamp recordings the properties of OSNs expressing defined odorant receptors. The protocol allows one to characterize OSN membrane properties while keeping the influence of the neighboring tissue. Analysis of patch-clamp results yields&#160;a precise quantification of ligand/OR interactions, transduction pathways and pharmacology, OSNs&#39; coding properties and their modulation at the membrane level.&#160;

Analyzing the physiological properties of olfactory sensory neurons still faces technical limitations. Here we record them through perforated patch-clamp in an intact preparation of the olfactory epithelium in gene-targeted mice. This technique allows the characterization of membrane properties and responses to specific ligands of neurons expressing defined olfactory receptors.

הקלטה מחוררת תיקון מהדק של עכבר עצב סנסורי חוש הריח בneuroepithelium שלמים: ניתוח פונקציונלי של נוירונים הבעת קולטן odorant מזוהה

Analyzing the physiological responses of olfactory sensory neurons (OSN) when stimulated with specific ligands is critical to understand the basis of ...

Using an Adapted Microfluidic Olfactory Chip for the Imaging of Neuronal Activity in Response to Pheromones in Male C. Elegans Head Neurons

The use of calcium indicators has greatly enhanced our understanding of neural dynamics and regulation. The nematode Caenorhabditis elegans, with its completely mapped nervous system and transparent anatomy, presents an ideal model for understanding real-time neural dynamics using calcium indicators. In combination with microfluidic technologies and experimental designs, calcium-imaging studies using these indicators are performed in both free-moving and trapped animals. However, most previous studies utilizing trapping devices, such as the olfactory chip described in Chronis et al., have devices designed for use in the more common hermaphrodite, as the less common male is both morphologically and structurally dissimilar. An adapted olfactory chip was designed and fabricated for increased efficiency in male neuronal imaging with using young adult animals. A turn was incorporated into the worm loading port to rotate the animals and to allow for the separation of the individual neurons within a bilateral pair in 2D imaging. Worms are exposed to a controlled flow of odorant within the microfluidic device, as described in previous hermaphrodite studies. Calcium transients are then analyzed using the open-source software ImageJ. The procedure described herein should allow for an increased amount of male-based C. elegans calcium imaging studies, deepening our understanding of the mechanisms of sex-specific neuronal signaling.

Using an Adapted Microfluidic Olfactory Chip for the Imaging of Neuronal Activity in Response to Pheromones in Male C. Elegans Head Neurons

The use of an adapted &#34;olfactory chip&#34; for the efficient calcium imaging of C. elegans males is described here. Studies of male exposure to glycerol and a pheromone are also shown.

באמצעות שבב חוש הריח של Microfluidic מותאם עבור ההדמיה של פעילות. עצבית בתגובה פרומונים בנוירונים הראש הגברי C. Elegans

The use of calcium indicators has greatly enhanced our understanding of neural dynamics and regulation. The nematode Caenorhabditis elegans, with its ...

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, oviposition, and mating. Myriad chemicals of varying volatilities have been identified as natural odorants that activate insect Olfactory Receptor Neurons (ORNs). However, studying the olfactory responses to low-volatility odorants has been hampered by an inability to effectively present such stimuli using conventional odor-delivery methods. Here, we describe a procedure that permits the effective presentation of low-volatility odorants for in vivo Single-Sensillum Recording (SSR). By minimizing the distance between the odor source and the target tissue, this method allows for the application of biologically salient but hitherto inaccessible odorants, including palmitoleic acid, a stimulatory pheromone with a demonstrated effect on ORNs involved in courtship and mating behavior1. Our procedure thus affords a new avenue to assay a host of low-volatility odorants for the study of insect olfaction and pheromone communication.

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

The overall goal of this protocol is to demonstrate how to present odorants of low volatility for single-sensillum recording from Drosophila olfactory receptor neurons that respond to long-chain cuticular pheromones.

הקלטה אלקטרופיזיולוגית מ<em&gt; תסיסנית</em&gt; Trichoid Sensilla בתגובה ריחות של תנודתיות נמוכה

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, ...

Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially for the detection of non-volatile chemical cues through sensilla chaetica (previously named terminal sensilla or crested sensilla). There is now increasing evidence that these palps also have an olfactory function. An odorant receptor (LmigOR2) and an odorant-binding protein (LmigOBP1) have been localized in the neurons and accessory cells, respectively, in the sensilla basiconica of the palps. Single sensillum recording (SSR) is used for recording the responses of odorant receptor neurons, which is an effective method for screening active ligands on specific odorant receptors. SSR is used in functional studies of odorant receptors in palp sensilla. The structure of the sensilla basiconica located on the dome of the palps differs somewhat from the structure of those on the antennae. Therefore, when performing an SSR elicited by odorants, some specific advice may be helpful for obtaining optimum results. In this paper, a detailed and highly effective protocol for an SSR from insect palp sensilla basiconica is introduced.

This paper describes a detailed and highly effective protocol for single sensillum recordings from the sensilla basiconica on the palps of insect mouthparts.

Sensillum אחת ההקלטות של ארבה משוש Sensilla Basiconica

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially ...

שיטה חדשנית לניתוח משופר של פעילות נוירוני טעם חרקים

Base Recording: A Technique for Analyzing Responses of Taste Neurons in Drosophila

Insects taste the external world through taste hairs, or sensilla, that have pores at their tips. When a sensillum comes into contact with a potential food source, compounds from the food source enter through the pore and activate neurons within. For over 50 years, these responses have been recorded using a technique called tip recording. However, this method has major limitations, including the inability to measure neural activity before or after stimulus contact and the requirement for tastants to be soluble in aqueous solutions. We describe here a technique that we call base recording, which overcomes these limitations. Base recording allows the measurement of taste neuron activity before, during, and after the stimulus. Thus, it allows extensive analysis of OFF responses that occur after a taste stimulus. It can be used to study hydrophobic compounds such as long-chain pheromones that have very low solubility in water. In summary, base recording offers the advantages of single-sensillum electrophysiology as a means of measuring neuronal activity - high spatial and temporal resolution, without the need for genetic tools - and overcomes key limitations of the traditional tip recording technique.

מחבר זרקור: התקדמות בכימותרפיה – מקולטני ריח חרקים לרנ"א לא מקודד

A rarely used method of electrophysiological recording, base recording, allows analysis of features of taste coding that cannot be examined by conventional recording methods. Base recording also allows the analysis of taste responses to hydrophobic stimuli that cannot be studied using traditional electrophysiological methods.

הקלטת בסיס: טכניקה לניתוח תגובות של נוירוני טעם בדרוזופילה

Insects taste the external world through taste hairs, or sensilla, that have pores at their tips. When a sensillum comes into contact with a potential ...

שימוש יחיד Sensillum הקלטה לזיהוי תגובות חוש הריח Neuron של באגס במיטה לSemiochemicals

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

Sensillum הקלטות סינגל חרקים תסיסנית melanogaster ו אנופלס gambiae