The project was supported by Award AAES 461Hatch/Multistate Grants ALA08-045 and ALA015-1-10026 to N.L.

1. Herstellung des Instruments, Stimuli Solutions, und Bed Bugs <ol><li> Vorbereitung einer 50% KNO 2 -Lösung (w / v) in einer 20 ml Flasche. </li><li> Schärfen zwei Wolfram-Mikroelektroden in KNO 2 -Lösung bei 5 V durch wiederholtes Eintauchen der Wolframelektroden in und aus der Lösung. <ol><li> Etwa Schärfen der Wolframdraht durch Eintauchen von etwa 10 mm des Wolframdrahts in die und aus der KNO &amp; sub2; -Lösung mit einer Geschwindigkeit von 2 Dips / s für etwa 5 min, die das vordere Ende des Wolframdrahtes erheblich verbrauchen kann. </li><li> Die Elektrode vorsichtig schärfen durch Eintauchen von etwa 1 mm von der Drahtspitze in die und aus der Lösung mit einer Geschwindigkeit von 2 Dips / sec für mindestens 1 min, um eine feine und scharfe Spitze der Elektrode bilden. Überprüfen Sie die Elektrodenspitze Durchmesser unter dem Mikroskop häufig, bis sie von 0,2 bis 0,5 &amp; mgr; m, die fein genug, um die Nagelhaut von Bettwanzen olfaktorischen Sensillum Punktion sollte erreicht. Hinweis: Während manuell scharfkung der Elektrode, die Eintauchgeschwindigkeit des Wolframdrahtes in die KNO 2 -Lösung ist nicht konstant, die ganze Zeit. Mit der Praxis ist es viel einfacher, eine relativ konstante Drehzahl für die Präzisierung der Elektrode zu halten. Das Schärfen Es ist auch unsicher, je nachdem, wie fein die Elektrode sollte. Hier ist ausreichend genug, um durch das olfaktorische Sensillum stechen eine Elektrodenspitze mit einem Durchmesser von ~ 0,2 um. </li></ol></li><li> Verdünnen jedes der chemischen Stimuli in Dimethylsulfoxid (DMSO) von der reine Verbindung zu einer Anfangskonzentration von 1:10 v / v als eine Stammlösung. Eine Serie von kleinen decadic Verdünnungen je nachdem, wie viele Dosen in dem Experiment mit DMSO Bedarf wieder von jeder der Vorratslösungen für jede Chemikalie. Hierbei kann die Verwendung von 10% (+) - β-Pinen und Eucalyptol. </li><li> Legen Sie die ungefüttert oder sieben Tage nach der Fütterung erwachsenen Wanzen (entweder männlich oder weiblich) vom Ft. Dix-Kolonie (ein Geschenk von Dr. Haynes in University of Kentucky) in t verwendet werdener in einer Petrischale zu experimentieren. Hinweis: Es gibt keine genaue Zahl für Bettwanzen in der Petrischale gelegt. Es kann ein paar oder eine Menge sein. </li></ol> 2. Bed Bug Antennen Vorbereitung <ol><li> Betäuben die Bettwanzen auf Eis (2-3 min). </li><li> Fix sowohl die Antennen und Insektenkörpers auf einem Mikroskop Deckglas mit doppelseitigen Klebeband und entfernen Sie die Beine mit einer feinen Schere. </li><li> Verwenden Sie einen kleinen Stift, um sanft berühren Sie die Antenne, um sie auf dem Band stetig bleiben. </li><li> Ruhen die Deck gegen eine kleine Kugel (~ 1 cm Durchmesser) von Dentalwachs, um eine Manipulation zu erleichtern, und stellen sie einem geeigneten Winkel (~ 90 °) für die Aufzeichnungselektrode (Abbildung 1). </li><li> Einmal befestigt, legen Sie das Bett Bug unter einem Stereomikroskop, schalten Sie die Kaltlichtquelle und stellen Sie die Intensität der Beleuchtung, bis die Antenne übersichtlich dargestellt wird, und sich das Mikroskop auf die zweite Geißel der Bettwanze Antenne bei hoher Vergrößerung (720X) . Notiz: Die Intensität der Beleuchtung in dem Experiment verwendet wird nicht quantifiziert, das hängt wirklich davon ab, wie die Augen des Experimentators spüren Sie die Intensität der Beleuchtung. </li></ol> 3. Einzel Sensillum Recording <ol><li> Verbinden den Vorverstärker (10X) mit der Signalerfassungssteuereinrichtung, die mit dem Computer für die Signalaufzeichnung und Visualisierung verbunden ist. Schalten Sie den Computer und starten Sie die Software, zB AutoSpike32 und klicken Sie auf &quot;Record&quot; -Modus aus der Menüleiste. Dann wählen Sie die &quot;Welle&quot;, um die Aufzeichnung der Wellensignale zu starten. Hinweis: Eine flache Linie, die von links nach rechts des Monitors immer wieder sollte jetzt sichtbar sein. Hier dauert die Aufnahmefenster 40 sec. Max wave Aufnahme ist 10 Sek. Ausgewählte Abtastrate 96000 und digitale Abtastrate ist 240. Es gibt 0% Offset und keine Filterung, keine Berichtigung für die Aufnahmesignale. Nach Bedarf können alle diese Parameter in der Software geändert werden. </li> &lt;li&gt; Einschalten des Lautsprechers an den Vorverstärker, der verwendet wird, um den Modus für die straffende neuronale Antworten von antennal Sensillum präsentieren verbunden. </li><li> Legen Sie die Referenzelektrode in die Bauchhöhle des stabilisierten Bett Bug. Anmerkung: Die Referenzelektrode wurde durch einen Metallständer gehalten, die magnetisch mit dem Lufttisch befestigt. </li><li> Nachdem die Referenzelektrode wurde auf der Bettwanze Leib verbunden wurde, bewegen Sie den Aufnahme-Elektrode, die mit dem Vorverstärker von einem Mikromanipulator zum hinteren Ende der Antenne des Bettwanze verbunden ist und manipuliert. </li><li> Wenn der Aufzeichnungselektrode in Kontakt mit der rechten Spitze der Antenne, schalten Sie das Mikroskop und suchen Sie die Elektrode bei geringer Vergrößerung. </li><li> Kann die Aufnahmeelektrode, während die schrittweise Erhöhung der Vergrßerung, bis sowohl die Elektrode und der Fühler Sensillum sind in der gleichen Ebene und unter dem Mikroskop sichtbar. Anmerkung: Zu diesem Zeitpunkt ist das Mikroskop üblichenly bei maximaler Vergrößerung. </li><li> Einfügen der Aufzeichnungselektrode in den Schaft des Sensillum mit dem Mikromanipulator und gehen ein wenig tiefer, wenn das Hintergrundrauschen hoch ist im Vergleich zu dem Aktionspotential. </li><li> Sobald klar Aktionspotentiale aus dem aufgezeichneten Sensillum beobachtet, füllen einer Mikropipette mit 10% (+) - β-Pinen. Verwenden Sie die Mikropipette auf 10 ul-Aliquot von 10% (+) zu hinterlegen - β-Pinen auf eine Filterpapierstreifen (~ 3 x 15 mm) in einer Glaspasteurpipette gesetzt. <ol><li> Verbinden den geladenen Pipetten zum Auslass des Impulsdurchflussrohr des Stimulus-Controller und Ort der Spitze der Pipette in die kleine Öffnung in der Röhre in Richtung der Antenne ausgerichtet sind. </li></ol></li><li> Wenn alle diese Verbindungen stabilisiert drücken Fußschalters der Stimulus-Controller, um eine 0,5 sec Stoß Stimulus (0,5 l / min) in die kontinuierlich befeuchtete Luftstrom zu liefern. Die Aufnahme von Aktionspotentialen gleichzeitig ausgelöst werden, wenn der footswitch gedrückt. Der Aufnahmeprozess wird für 10 Sekunden ab 1 Sekunde vor der Stimulation letzte sein. </li><li> Zählen Sie die Aktionspotentiale off-line für zwei 500 ms Perioden, eine vor und eine nach der Stimulation. Subtrahieren jeder Änderung des Spike-Rate während der 500 ms nach der Stimulation der Spontanaktivität in den vorangegangenen 500 ms aufgenommen und konvertieren die Zählungen in den herkömmlichen Skala von Spitzen / s durch Multiplikation mit 2. </li></ol> 4. Stimulus Ersatz in der SSR <ol><li> Sobald der Fußschalter ausgelöst wurde, liefern die 10% (+) - β-Pinen in der Pipette auf die Bettwanze Antennen und notieren Sie die Antwort auf diese spezifischen Duftstoff für 10 Sekunden, nach der die Pipette wird entfernt. </li><li> Etiketts über neue Pipette mit der 0,001% Eucalyptol getestet werden. Stellen ein kleines Stück Filterpapier, auf welche 10 ul des Stimulus angewendet wurde, in die neue Pipette. </li><li> Warten Sie 2-5 Minuten, bis der Stimulus ist völlig vaporiin der Glaspipette zed. Befestigen Sie die Pipette auf den Auslass des Impulsdurchflussrohr. </li><li> Setzen Sie die Pipettenspitze in die kleine Öffnung des Rohres in Richtung der Antenne ausgerichtet ist. Drücken Sie den Fußschalter und starten Sie die 10 Sek Aufnahme. </li><li> Trennen Sie die Pipette und bereiten eine andere Pipette mit 0,01% Eucalyptol. </li><li> Testen Sie den ganzen Rest der Dosen von Eukalyptol (von 0,001% bis 10%) an der Antennen Sensillen, die dosisabhängige Reaktionen zu beobachten. Testen aus dem die meisten zu verdünnen, um den am wenigsten verdünnten Dosen. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Die Einzel Sensillum Aufnahmetechnik wurde umfassend in die Prüfung der neuronalen Antworten der Insekten wie Fruchtfliegen, Mücken und Wanzen auf verschiedene chemische Reize in der Umgebung verwendet werden. Diese chemische Reize sind oft gelöst und in einem gemeinsamen Lösungsmittel, um unterschiedliche Dosen von Behandlungen vorzubereiten verdünnt. Allerdings können verschiedene Lösungsmittel ganz andere Freisetzungsraten für die Reize zu erzeugen. Frühere Studien bei einigen umfangreich untersucht Insekten wie Drosophila melanogaster, Anopheles gambiae, Culex quinquefasciatus und Aedes aegypti haben gewöhnlich als Lösungsmittel verwendet Paraffinöl auf die Reize zu lösen, da diese Insekten sind relativ unempfindlich gegenüber Öl 17-20 Paraffin. Paraffinöl ist auch in früheren Einzel Sensillum Aufzeichnungs Studien der Wanzen verwendet wurde, aus dem gleichen Grund 14. Jedoch können die am häufigsten verwendeten Lösungsmittel nicht das beste für jede Insektenarten sein. Im case Wanzen sowohl Paraffinöl und DMSO, um die Wanzen weisen auch Unempfindlichkeit, wurden verwendet, um die Stimuli in verschiedenen Studien 14,15 auflösen, aber die gleichen Dosen von Reizen in DMSO verdünnt scheinen viel stärker neuronalen Antworten auf entlocken die Sensillen Bettwanzen. Zum Beispiel, DMSO-gelösten R - (+) - Limonen und S - (-) - Limonen erzeugten neuronalen Reaktionen ≥70 Spikes / s von d &amp; ggr; Sensillen auf Bettwanzen Antennen, während der Paraffinöl-gelösten Limonen ausgelöst neuronalen Reaktionen von nur ≤25 Spikes / s von d &amp; ggr; Sensillen. Diese Abnahme der neuronalen Antworten ist durchaus üblich in Reize, mit Paraffinöl verdünnt wurden, wahrscheinlich aufgrund der langsameren Freisetzungsrate von Paraffinöl im Vergleich mit DMSO. Diese langsamere Freisetzungsrate verringert die Menge des Stimulus auf die Oberfläche des Sensillum geliefert und kann in einer irreführenden Aussage über die Empfindlichkeit von Insekten, bestimmte Botenstoffe führen. Zwei kritische steps für die Durchführung der einzelnen Sensillum Aufnahme sind: 1) Probenvorbereitung und 2) Signalaufzeichnung. Für die Probenvorbereitung, da die Bettwanzen haben sehr starke Beine und sich aktiv bewegenden Antennen, ist es sehr wichtig, alle Beine zu entfernen, und kleben Sie die Antenne fest auf dem doppelseitigen Klebeband. In der Signalaufzeichnungsverfahren, manchmal ist es lage unmöglich die Elektrode in Sensillum Welle zeigen. Wenn dies der Fall ist, kann die Elektrode das hintere Ende des Sensillum, die immer ergibt eine sehr saubere und klare Signal mit sehr geringem Hintergrundrauschen durchstechen. Da es mehrere Neuronen in der D und C-Typ sensilla untergebracht, ist es oft schwer, zwischen einzelnen Neuronen auf der Basis der Amplituden und Formen der im SSR Aktionspotentiale zu unterscheiden. Allerdings ist es immer noch möglich, Unterschiede in den Antworten des Bettwanzen auf verschiedene Reize bezogen auf das kombinierte Feuerfrequenz aller Neuronen in der gleichen s zu sehenensillum. Theoretisch Bettwanzen sind empfindlich auf bestimmte Reize mit starken Stimulation während unempfindlich gegen andere Reize mit schwachen Stimulation bei der gleichen Dosis. Weitere Studien zu integrieren Verhaltenstests und Informationen ihrer neuronalen Reaktion auf diese Reize wäre daher aussagekräftige Informationen über ökologisch relevante Semiochemicals für Bettwanzen. In dieser Studie verwendeten wir auch die SSR-Technik, die neuronalen Antworten olfaktorischer sensilla andere Dosen von Stimuli zu testen. Wir beobachteten eine dosisabhängige Muster in neuronalen Antworten des Bettwanzen auf verschiedene Chemikalien. Betrachtet man jedoch die komplexen Umfeld Bettwanzen leben in die tatsächliche Dosis der flüchtigen Bestandteile durch Bettwanzen in ihrer normalen Umgebung angetroffen wird sehr niedrig sein. Als Ergebnis werden die Signalstoffe, die starke Nervenreaktion bei niedrigen Dosen nach unten bis 1:10 5 v / v und 1:10 4 v / v sind eher für Bettwanzen als andere Chemikalien t biologisch sinnvoll zu sein hervorrufenHut funktionieren nur bei hohen Dosen. Daher sind diese Botenstoffe, die bei niedrigen Dosen wirken spielen vermutlich eine wichtige Rolle bei der Chemorezeption von Bettwanzen und hilft ihnen, um einen Host zu lokalisieren oder zu vermeiden, ungünstige Faktoren, und somit eine wertvolle Orientierungshilfe beim Screening auf vielversprechende Bettwanze Lockmittel oder Abschreckungsmittel für den Einsatz in sowohl Labor- und Feldtests.

Der gemeinsame Bettwanze Cimex lectularius L (Hemiptera: Cimicidae), als eine vorübergehende Ektoparasiten, ist eine verpflichtet blutsaugende Insekten, was bedeutet, ihr Überleben, Entwicklung und Reproduktion erfordern Blutquellen von Hosts, einschließlich Menschen und Tiere 1,2. Obwohl Virusübertragung selten aufgrund von C. gemeldet lectularius, ernsthaft beeinträchtigt die beißende Belästigung durch einen Befall generierte Hosts physisch und psychisch 3. Die Einführung und weit verbreiteten Einsatz von chemischen Insektiziden, insbesondere DDT, verringert das Risiko eines Befalls und bis zum Ende der 1950er Jahre Befall waren auf einem so niedrigen Niveau, das sie nicht mehr eine ernste Besorgnis der Öffentlichkeit. Eine Reihe von Faktoren haben dazu geführt, weltweit im Bett Bug Bevölkerung Wiederaufleben, wie die reduzierte Verwendung von Insektiziden, ein Rückgang des öffentlichen Bewusstseins, erhöhte Fahrtätigkeit und der Entwicklung einer Resistenz gegen Insektizide 9.4. &lt;/ p&gt; Chemische Signale in der Umwelt werden erkannt und durch Insekten durch Geruchsorgane wie Antennen und Kiefer Palpen anerkannt. Die olfaktorischen Sensillen auf den Insektenfühler spielen eine entscheidende Rolle bei der Aufdeckung dieser chemischen Signale. Die chemische Moleküle geben Sie die Antennen Kutikula durch Poren an der Nagelhaut Oberfläche. Geruchsstoff bindenden Proteinen im Antennallobus Lymphe binden an diesen chemischen Molekülen und transportieren sie auf die Geruchsrezeptoren 10. Die Geruchsrezeptoren und ihre Co-Rezeptor aus der nicht-selektiven Kationenkanal auf der neuronalen Membran, die einst diesen chemischen Molekülen depolarisiert werden, sind durch die Geruchsrezeptoren 11 erfasst. Einzel Sensillum Aufzeichnungs (SSR) wurde entwickelt, um die extrazelluläre Änderung des Aktionspotentials durch die Anwendung entweder durch chemische oder nicht-chemische Reize verursacht werden. Durch Einfügen eines Aufzeichnungselektrode in Sensillum Lymphe und einer Referenzelektrode,in einem anderen Teil des Insektenkörpers (in der Regel entweder die Verbindung Augen oder der Bauch) kann die Feuerrate der Neuronen in Abhängigkeit von Stimulus aufgezeichnet 12. Veränderungen in der Anzahl von Spitzen darstellen, die Empfindlichkeit des Insekts auf bestimmte Reize. Chemische Reize verschiedener Identität und Konzentration werden verschiedene neuronale Antworten hervorrufen, mit verschiedenen Feuerungsraten und zeitlichen Strukturen, und können so verwendet werden, um die Codierung des Insekts, um bestimmte Chemikalien zu untersuchen. Für die gemeinsame Bettwanze, teilen beide Geschlechtsformen das gleiche Muster von olfaktorischen Sensillen auf den Antennen: neun genuteten Zapfen C Sensillen, 29 Haar-ähnliche E (E1 und E2) Sensillen, und jeder von D &amp; alpha;, D &amp; beta;, d &amp; ggr; glatte Zapfen ein Paar Sensillen 13,14. Als mehrere Neuronen in jeder Art von Sensillum identifiziert wurde, ist es nicht leicht, die Aktionspotentiale aus verschiedenen Neuronen der gleichen Sensillum gebracht zu unterscheiden, so dass für dieses Experiment die total Zahlen von Aktionspotentialen wurden off-line für einen 500 ms Zeit vor und nach der Stimulation gezählt. Die Anzahl der Aktionspotentiale nach Stimulation wurde dann aus der Anzahl von Aktionspotentialen vor der Stimulation subtrahiert und mit zwei multipliziert, um die Änderungen in der Befeuerungsrate in jedem einzelnen Sensillum in Spikes pro Sekunde 15 zu quantifizieren.

<table><tbody><tr><td>Tungsten wire</td><td>A-M SYSTEMS</td><td>#716500</td><td>Used for preparing the electrode</td></tr><tr><td>KNO2</td><td>Sigma</td><td>#310484</td><td>Used for sharpening the tungsten wire</td></tr><tr><td>AC Power Supply</td><td>BK Precision</td><td>1653A</td><td>Providing the voltage in sharpening the tungsten wire</td></tr><tr><td>Leica Z6 APO Microscope</td><td>Leica</td><td>10447424</td><td>Used for observing the sensilla on antennae</td></tr><tr><td>Simulus controller</td><td>Syntech</td><td>CS-55</td><td>Used for controlling the stimulus application</td></tr><tr><td>4-Channel USB Acquisition Controller</td><td>Syntech</td><td>IDAC-4</td><td>Real-time on screen display of all signals before and during recording</td></tr><tr><td>Light Source</td><td>SCHOTT</td><td>A20500</td><td>Providing light sources for observation</td></tr><tr><td>Micromanupulator</td><td>Leica</td><td>115378</td><td>Used for minor movement of electrode</td></tr><tr><td>Speaker</td><td>Juster</td><td>95a</td><td>Connected with Acquisition Controller IDAC-4 and providing sound for the signal</td></tr><tr><td>Magnetic stand</td><td>Narishige</td><td>GJ-1</td><td>Used to hold the reference electrode, stablized bed bug and stimulus delivery tube</td></tr><tr><td>TMC Vibration Isolation Table</td><td>TMC</td><td>63-500</td><td>Used for isolating the vibration from the equipments</td></tr><tr><td>Coverslip</td><td>Tedpella</td><td>2225-1</td><td>Used for holding the bed bug</td></tr><tr><td>Double-sided Tape</td><td>3M</td><td>XT6110</td><td>Used for stablizing the bed bug on the coverclip</td></tr><tr><td>Dental Wax</td><td>Dentakit</td><td>DK-R012</td><td>Used for supporting the coverclip where bed bug is stablized&amp;nbsp;</td></tr></tbody></table>

using single sensillum recording to detect olfactory neuron responses of bed bugs to semiochemicals

Das Insekt olfaktorische System spielt eine wichtige Rolle bei der Erkennung Semiochemicals in der Umwelt. Insbesondere die anten Sensillen, die einzelne oder mehrere Neuronen im Inneren zu beherbergen, werden als die großen Beitrag bei der Reaktion auf die chemische Reize machen. Durch die direkte Aufnahme Aktionspotential in der Riech Sensillum nach der Exposition auf Reize, bietet Einzel Sensillum Aufnahme (SSR) Technik einen leistungsfähigen Ansatz zur Untersuchung der neuronalen Antworten von Insekten auf chemische Reize. Für das Bett Bug, der ein notorischer menschliche Parasit ist, haben mehrere Arten von Geruchs Sensillum charakterisiert. In dieser Studie haben wir gezeigt, neuronale Reaktionen der Bettwanze olfaktorischen Sensillen auf zwei chemische Reize und die Dosis-abhängige Reaktion auf einen von ihnen mit dem SSR-Methode. Dieser Ansatz ermöglicht es Forschern, Früherkennung für einzelne chemische Reize auf der Bettwanze olfaktorischen Sensillen, die wertvolle Informationen für die Entwick bieten würde durchführenwicklung neuer Bettwanze Lockmittel oder Repellents und Nutzen die Bettwanze Kontrolle Anstrengungen.

Einzel Sensillum Aufnahme ist eine leistungsfähige Untersuchungsverfahren in Studien von Insekten chemische Ökologie und neuronalen Physiologie verwendet. Die Untersuchung der neuronalen Antworten von Insekten, verschiedene flüchtige Verbindungen, insbesondere diejenigen gedacht, ökologisch Zusammenhang mit dem Überleben und die Entwicklung der Insekten zu sein, gibt uns nicht nur wertvolle Einblicke in die Insekten olfaction Prozess, sondern eröffnet auch vielversprechende neue Wege, die möglicherweise führen könnten, für die Entwicklung von nützlichen neuen Reagenzien zur Schädlingsbekämpfung. Der gemeinsame Bettwanze, als notorischer Schädlingsbekämpfung, hat sicherlich die Aufmerksamkeit vieler Forscher angezogen. Unter den verschiedenen Untersuchungsgebieten auf Bettwanzen bezieht, ist der für die chemische Ökologie von Bettwanzen größter Bedeutung ihren Geruchssinn Mechanismus. Frühere Studien haben explizit beschrieben, die Menge und die Verteilung der verschiedenen Arten von Geruchs Sensillum auf dem BettBug-Antennen. Wie in 2A gezeigt, Bettwanze Antennen besitzen vier Segmente (SC, PE, F1 und F2). Der Großteil der Geruchs sensilla sind am hinteren Ende des 2. Flagellum (F2) präsentiert, aber ihre Verteilung deutlich verschieden für jede Art ist: D sensilla, nämlich D &amp; alpha;, D &amp; beta; und d &amp; ggr;, nur entlang der Innenseite der sich Antennen (2C), während die C und E (E1 und E2) sensilla sind auf beiden Seiten der Antenne (2B) gefunden. Daher wird, um sicherzustellen, dass wir erfassen die Nervenreaktion des D sensilla ist eine sorgfältige Positionierung der Antenne wesentlich. Da sowohl der sexuellen Formen der Bettwanzen teilen die gleiche Muster von Sensillen Typen und die Innenseite der ihre Antennen enthält alle Arten von Sensillen, Targeting diesem Bereich macht es viel einfacher, um die chemischen Reaktionen von all den verschiedenen Arten von Sensillen separat auf der Antenne aufnehmene (3A). In Einzel Sensillum Aufnahme, Sensillen verschiedene Riechnervensignale mit unterscheidend andere Aktionspotential Typen und Amplituden (3B) aufweisen. So werden beispielsweise E Sensillen bekannt, dass ein oder zwei Neuronen im Inneren haben, während D-Sensillen Haus mehr Neuronen als E oder C Sensillen, die Herstellung komplizierter Aktionspotentialen als die anderen, als Folge. Die Amplituden der neuronalen Antworten von C sensilla sind viel kleiner als jene der anderen Sensillum Typen. Sobald die Elektrodenanschlüsse eingerichtet wurden, können die neuronalen Antworten von jeder Art von Sensillum auf jeden Stimulus auf der Grundlage ihrer Identität und Intensität aufgezeichnet werden. Für einige Reize, auf die Bettwanzen sind extrem empfindlich, kann das neuronale Reaktion sehr stark und zuletzt einige Sekunden über die Beendigung der Stimulation können. Zum Beispiel in Antwort auf 10% (+) - β-Pinen, zeigten Wanzeneine starke Reaktion mit einer großen Brennrate (≥200 Spikes / sec) und Superanhalt zeitliche Dynamik im Vergleich zur Kontrolle mit Lösungsmittel allein als Stimulus (4A und B). Unterschiedliche Stimuli können völlig verschiedene neuronale Antworten vom gleichen Sensillum und verschiedene Konzentrationen der gleichen Reiz hervorrufen dürften ganz unterschiedlichen Abfeuerungsfrequenzen generieren. Wie in Figur 5 gezeigt, wodurch die Konzentration von Eucalyptol erhöht die Brennfrequenzen von 30 Spitzen / s bei 0,001% bis 240 Spitzen / sec bei 10% in einer Dosis-abhängigen Weise. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/53337/53337fig1.jpg" /> Abbildung 1 eine schematische Darstellung der Fixierung Verfahren für Wanzen. Die Bettwanze ist auf dem Deckglas mit der auf dem Band befestigt Antennen stabilisiert. Die montierte Probe wird dann auf einem Magnettisch gelegt. Die Ausrichtung und die Höhe der Probe cein auf einen geeigneten Winkel zwischen der Bettwanze Antennen und der Aufzeichnungselektrode eingestellt werden. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53337/53337fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/53337/53337fig2.jpg" /> Abbildung 2. Verteilung der olfaktorischen Sensillen auf der Bettwanze Antennen. (A) eine Abtastelektrode (SEM) Bild von einem Bett Bug-Antenne. Die Antenne besteht aus vier Segmenten, die Sculpus (SC), Pedecel (PE), die erste Flagellum (F1) und der zweite Flagellum (F2). Die meisten der Geruchs sensilla werden auf F2 liegt, obwohl einige Geruchs sensilla auch auf F1, von der angenommen wird, um ihre Funktion der Aggregationspheromon Erkennung für den Bettwanze 16 bezogen werden gefunden. (B) eine REM-Aufnahme der äußeren Seite von F2, die C- und E olfac beherbergttory Sensillen. (C) Eine REM-Aufnahme der Innenseite F2, der gefunden wurde, all die verschiedenen Arten von olfaktorischen Sensillen Haus: D (D &amp; alpha;, D &amp; beta;, d &amp; ggr;), C und E. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53337/53337fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen .</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/53337/53337fig3.jpg" /> Abbildung 3. Typische neuronale Signale von verschiedenen Arten von olfaktorischen Sensillen auf Bettwanzen Antennen. (A) Hochauflösende SEM-Bilder der einzelnen Arten von Geruchs Sensillum auf der Bettwanze Antennen. (B) Charakter neuronalen Signale der verschiedenen Geruchs sensilla vor der Belichtung auf einen Reiz. D &amp; agr;, D &amp; beta;, d &amp; ggr; und C Sensillen, die mehrere Riechzellen unterzubringen (OSN), Ausstellungs komplizierter Aktionspotentialen als E1 und E2 Sensillen, die ZusammenarbeitNtain nur ein oder zwei OSN. Die Amplituden der Aktionspotentiale aus C Sensillen sind viel kleiner als die in anderen Sensillum Typen. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53337/53337fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 4" src="/files/ftp_upload/53337/53337fig4.jpg" /> Abbildung 4. Repräsentative neuronale Reaktion auf Reize, die Bettwanzen sind empfindlich gegenüber. (A) Signalspur, die die typische neuronale Antwort eines olfaktorischen Sensillum (d &amp; ggr;) zu dem Lösungsmittel, die als Kontrolle in der Einzel Sensillum Aufzeichnung verwendet wird. Die Signalleiterbahnen sind so eingestellt, 1 sec zu starten, bevor die 0,5 s puff von Reiz. Die Signalspuren weiterhin die Aufnahme 10 Sekunden nach Beginn der Stimulus Blätterteig. (B) Signal zu verfolgen, die die extrem starke neuronale Antwort eines olfaktorischenSensillum (d &amp; ggr;) zu einem botanischen Reiz, 10% (+) - β-Pinen. Nach dem Zug von (+) - β-Pinen ist mit dem d &amp; ggr; Sensillum geliefert, OSNs in diesem Sensillum untergebracht mit hoher Frequenz und eine lang anhaltende zeitliche Dynamik gefeuert. Der weiße Balken über dem Signalverlauf zeigt die 1 Sek Intervall vor Reizexposition, der rote Balken über der Spur entspricht der Lieferung des Reizes Blätterteig auf die olfaktorische Sensillum, und der schwarze Balken über der Spur gibt die nach der Beendigung der aufgezeichneten Signal Reiz puff. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53337/53337fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 5" src="/files/ftp_upload/53337/53337fig5.jpg" /> Abbildung 5. Vertreter dosisabhängige Reaktionen der OSN auf die Reize. Die Verwendung eines anderen botanischen Reiz, Eukalyptol als example zeigte die d &amp; ggr sensilla eine dosisabhängige Reaktion auf verschiedene Konzentrationen von Eukalyptol. Da die Konzentrationen stieg von 0,001% bis 10%, erhöhte sich die Schlagfrequenzen von 30 Spikes / s bis 240 Spitzen / sec. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53337/53337fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

Verwenden von Einzel Sensillum Aufnahme auf Riech Neuron Antworten von Bed Bugs zu Semiochemicals Detect

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.8K Aufrufe.  Auburn University. Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

Serie: Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Forschung

Neurowissenschaften

Electrophysiological Measurements from a Moth Olfactory System

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single sensillum recordings (SSR), which are summed responses from all odorant receptor neurons (ORNs) located on the antenna and from those housed in individual sensilla, respectively. These approaches have been exploited for getting a better understanding of insect chemical communication. The identified stimuli can then be used as either attractants or repellents in management strategies for insect pests.

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single sensillum recordings (SSR), which are summed responses from all odorant receptor neurons (ORNs) located on the antenna and from those housed in individual sensilla, respectively.

Elektrophysiologische Messungen von einer Moth Riechsystem

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single ...

Electrophysiology of Scorpion Peg Sensilla

We describe a modification of an existing tip-recording technique1,2 for electrophysiologically investigating short, peg-like sensory sensilla3,4. On the mid-ventral surface of all scorpions are two appendages called pectines, which have dense fields of mechano- and chemosensory peg sensilla5,6. One method for assessing chemoresponsiveness of these sensilla uses a tungsten electrode for extracellularly recording neural activity within a sensillum as a volatile odorant is introduced to the sensory field5,7. The limitations of this method include slow data collection and uncontrolled stimulant introduction to, and removal from, the peg field. To overcome these limitations, we developed a new tip-recording technique that uses nonpolar mineral oil as a medium through which to deliver water-based tastants to individual peg sensilla8,9. We have successfully applied this method to obtain sensillar chemoresponses to citric acid, ethanol, and salt. Here we describe the experimental protocol for such a study9. We think this new method may be useful for studying the response properties of other arthropod chemosensory systems, including those of insects10, 11 and crustaceans12.

This article describes an electrophysiological method for isolating chemical stimulation to individual sensilla via extracellular, tip-recordings under mineral oil.

Elektrophysiologie des Scorpion Peg Sensillen

We describe a modification of an existing tip-recording technique1,2 for electrophysiologically investigating short, peg-like sensory sensilla3,4. On the ...

Odorant-induced Responses Recorded from Olfactory Receptor Neurons using the Suction Pipette Technique

Animals sample the odorous environment around them through the chemosensory systems located in the nasal cavity. Chemosensory signals affect complex behaviors such as food choice, predator, conspecific and mate recognition and other socially relevant cues. Olfactory receptor neurons (ORNs) are located in the dorsal part of the nasal cavity embedded in the olfactory epithelium. These bipolar neurons send an axon to the olfactory bulb (see Fig. 1, Reisert &amp; Zhao1, originally published in the Journal of General Physiology) and extend a single dendrite to the epithelial border from where cilia radiate into the mucus that covers the olfactory epithelium. The cilia contain the signal transduction machinery that ultimately leads to excitatory current influx through the ciliary transduction channels, a cyclic nucleotide-gated (CNG) channel and a Ca2+-activated Cl- channel (Fig. 1). The ensuing depolarization triggers action potential generation at the cell body2-4.
In this video we describe the use of the "suction pipette technique" to record odorant-induced responses from ORNs. This method was originally developed to record from rod photoreceptors5 and a variant of this method can be found at jove.com modified to record from mouse cone photoreceptors6. The suction pipette technique was later adapted to also record from ORNs7,8. Briefly, following dissociation of the olfactory epithelium and cell isolation, the entire cell body of an ORN is sucked into the tip of a recording pipette. The dendrite and the cilia remain exposed to the bath solution and thus accessible to solution changes to enable e.g. odorant or pharmacological blocker application. In this configuration, no access to the intracellular environment is gained (no whole-cell voltage clamp) and the intracellular voltage remains free to vary. This allows the simultaneous recording of the slow receptor current that originates at the cilia and fast action potentials fired by the cell body9. The difference in kinetics between these two signals allows them to be separated using different filter settings. This technique can be used on any wild type or knockout mouse or to record selectively from ORNs that also express GFP to label specific subsets of ORNs, e.g. expressing a given odorant receptor or ion channel.

Olfactory receptor neurons (ORNs) convert odor signals first into a receptor current that in turn triggers action potentials that are conveyed to second order neurons in the olfactory bulb. Here we describe the suction pipette technique to record simultaneously the odorant-induced receptor current and action potentials from mouse ORNs.

Odorant-induzierten Reaktionen aus olfaktorischen Rezeptor-Neuronen mit der Saugpipette Technik aufgenommen

Animals sample the odorous environment around them through the chemosensory systems located in the nasal cavity. Chemosensory signals affect complex ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

Multi-unit Recording Methoden zur neuronalen Aktivität in der Locust Charakterisieren (<em&gt; Schistocerca Americana</em&gt;) Olfaktorische Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

Perforated Patch-clamp Recording of Mouse Olfactory Sensory Neurons in Intact Neuroepithelium: Functional Analysis of Neurons Expressing an Identified Odorant Receptor

Analyzing the physiological responses of olfactory sensory neurons (OSN) when stimulated with specific ligands is critical to understand the basis of olfactory-driven behaviors and their modulation. These coding properties depend heavily on the initial interaction between odor molecules and the olfactory receptor (OR) expressed in the OSNs. The identity, specificity and ligand spectrum of the expressed OR are critical. The probability to find the ligand of the OR expressed in an OSN chosen randomly within the epithelium is very low. To address this challenge, this protocol uses genetically tagged mice expressing the fluorescent protein GFP under the control of the promoter of defined ORs. OSNs are located in a tight and organized epithelium lining the nasal cavity, with neighboring cells influencing their maturation and function. Here we describe a method to isolate an intact olfactory epithelium and record through patch-clamp recordings the properties of OSNs expressing defined odorant receptors. The protocol allows one to characterize OSN membrane properties while keeping the influence of the neighboring tissue. Analysis of patch-clamp results yields&#160;a precise quantification of ligand/OR interactions, transduction pathways and pharmacology, OSNs&#39; coding properties and their modulation at the membrane level.&#160;

Analyzing the physiological properties of olfactory sensory neurons still faces technical limitations. Here we record them through perforated patch-clamp in an intact preparation of the olfactory epithelium in gene-targeted mice. This technique allows the characterization of membrane properties and responses to specific ligands of neurons expressing defined olfactory receptors.

Perforated-Patch-Clamp-Aufzeichnung der Maus Riechzellen in Intact Neuroepithel: Funktionelle Analyse von Neuronen, die eine bestimmte Geruchsrezeptor

Analyzing the physiological responses of olfactory sensory neurons (OSN) when stimulated with specific ligands is critical to understand the basis of ...

Using an Adapted Microfluidic Olfactory Chip for the Imaging of Neuronal Activity in Response to Pheromones in Male C. Elegans Head Neurons

The use of calcium indicators has greatly enhanced our understanding of neural dynamics and regulation. The nematode Caenorhabditis elegans, with its completely mapped nervous system and transparent anatomy, presents an ideal model for understanding real-time neural dynamics using calcium indicators. In combination with microfluidic technologies and experimental designs, calcium-imaging studies using these indicators are performed in both free-moving and trapped animals. However, most previous studies utilizing trapping devices, such as the olfactory chip described in Chronis et al., have devices designed for use in the more common hermaphrodite, as the less common male is both morphologically and structurally dissimilar. An adapted olfactory chip was designed and fabricated for increased efficiency in male neuronal imaging with using young adult animals. A turn was incorporated into the worm loading port to rotate the animals and to allow for the separation of the individual neurons within a bilateral pair in 2D imaging. Worms are exposed to a controlled flow of odorant within the microfluidic device, as described in previous hermaphrodite studies. Calcium transients are then analyzed using the open-source software ImageJ. The procedure described herein should allow for an increased amount of male-based C. elegans calcium imaging studies, deepening our understanding of the mechanisms of sex-specific neuronal signaling.

Using an Adapted Microfluidic Olfactory Chip for the Imaging of Neuronal Activity in Response to Pheromones in Male C. Elegans Head Neurons

The use of an adapted &#34;olfactory chip&#34; for the efficient calcium imaging of C. elegans males is described here. Studies of male exposure to glycerol and a pheromone are also shown.

Verwenden einen angepasste mikrofluidischen olfaktorische Chip für die Bildgebung neuronaler Aktivität als Reaktion auf Pheromone in männlichen C. Elegans Kopf Neuronen

The use of calcium indicators has greatly enhanced our understanding of neural dynamics and regulation. The nematode Caenorhabditis elegans, with its ...

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, oviposition, and mating. Myriad chemicals of varying volatilities have been identified as natural odorants that activate insect Olfactory Receptor Neurons (ORNs). However, studying the olfactory responses to low-volatility odorants has been hampered by an inability to effectively present such stimuli using conventional odor-delivery methods. Here, we describe a procedure that permits the effective presentation of low-volatility odorants for in vivo Single-Sensillum Recording (SSR). By minimizing the distance between the odor source and the target tissue, this method allows for the application of biologically salient but hitherto inaccessible odorants, including palmitoleic acid, a stimulatory pheromone with a demonstrated effect on ORNs involved in courtship and mating behavior1. Our procedure thus affords a new avenue to assay a host of low-volatility odorants for the study of insect olfaction and pheromone communication.

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

The overall goal of this protocol is to demonstrate how to present odorants of low volatility for single-sensillum recording from Drosophila olfactory receptor neurons that respond to long-chain cuticular pheromones.

Elektrophysiologische Aufzeichnung von<em&gt; Drosophila</em&gt; Trichoid Sensilla in Reaktion auf Odoranten der niedrigen Volatilität

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, ...

Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially for the detection of non-volatile chemical cues through sensilla chaetica (previously named terminal sensilla or crested sensilla). There is now increasing evidence that these palps also have an olfactory function. An odorant receptor (LmigOR2) and an odorant-binding protein (LmigOBP1) have been localized in the neurons and accessory cells, respectively, in the sensilla basiconica of the palps. Single sensillum recording (SSR) is used for recording the responses of odorant receptor neurons, which is an effective method for screening active ligands on specific odorant receptors. SSR is used in functional studies of odorant receptors in palp sensilla. The structure of the sensilla basiconica located on the dome of the palps differs somewhat from the structure of those on the antennae. Therefore, when performing an SSR elicited by odorants, some specific advice may be helpful for obtaining optimum results. In this paper, a detailed and highly effective protocol for an SSR from insect palp sensilla basiconica is introduced.

This paper describes a detailed and highly effective protocol for single sensillum recordings from the sensilla basiconica on the palps of insect mouthparts.

Einzelne Sensillum Aufnahmen für Locust spürbare Sensillen Basiconica

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially ...

Eine neuartige Methode zur verbesserten Analyse der Geschmacksneuronenaktivität von Insekten

Base Recording: A Technique for Analyzing Responses of Taste Neurons in Drosophila

Insects taste the external world through taste hairs, or sensilla, that have pores at their tips. When a sensillum comes into contact with a potential food source, compounds from the food source enter through the pore and activate neurons within. For over 50 years, these responses have been recorded using a technique called tip recording. However, this method has major limitations, including the inability to measure neural activity before or after stimulus contact and the requirement for tastants to be soluble in aqueous solutions. We describe here a technique that we call base recording, which overcomes these limitations. Base recording allows the measurement of taste neuron activity before, during, and after the stimulus. Thus, it allows extensive analysis of OFF responses that occur after a taste stimulus. It can be used to study hydrophobic compounds such as long-chain pheromones that have very low solubility in water. In summary, base recording offers the advantages of single-sensillum electrophysiology as a means of measuring neuronal activity - high spatial and temporal resolution, without the need for genetic tools - and overcomes key limitations of the traditional tip recording technique.

Autor im Rampenlicht: Fortschritte in der Chemorezeption – von Insekten-Geruchsrezeptoren zu nicht-kodierenden RNAs

A rarely used method of electrophysiological recording, base recording, allows analysis of features of taste coding that cannot be examined by conventional recording methods. Base recording also allows the analysis of taste responses to hydrophobic stimuli that cannot be studied using traditional electrophysiological methods.

Base Recording: Eine Technik zur Analyse der Reaktionen von Geschmacksneuronen in Drosophila

Insects taste the external world through taste hairs, or sensilla, that have pores at their tips. When a sensillum comes into contact with a potential ...

Verwenden von Einzel Sensillum Aufnahme auf Riech Neuron Antworten von Bed Bugs zu Semiochemicals Detect

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Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae