Notre recherche s’appuie sur le modèle du poisson-zèbre pour étudier les troubles sanguins humains, en se concentrant sur l’identification de nouveaux biomarqueurs, de cibles thérapeutiques et de traitements pour des affections telles que la leucémie. En utilisant les avantages uniques du poisson-zèbre, nous visons à explorer les mécanismes moléculaires sous-jacents aux maladies hématologiques et à développer des stratégies thérapeutiques innovantes pour améliorer les résultats des patients. L’injection intraveineuse chez le poisson-zèbre adulte est difficile en raison de sa petite taille et de sa vascularisation complexe.
Nous avons développé une méthode d’injection IV optimisée pour une administration précise et efficace de substances ou de cellules dans le poisson-zèbre adulte. Par rapport à l’injection intracardiaque et rétro-orbitaire, la méthode IV que nous présentons ici a permis une meilleure survie des poissons et une meilleure greffe cellulaire. Cette méthode rend le poisson-zèbre adulte plus utilisable pour des études non semestrielles.
Surmontant certaines limites des nouveaux modèles, la technique IV améliorée augmente la précision des modèles de maladies et des criblages de médicaments, contribuant ainsi à faire progresser de nouvelles thérapies. Pour commencer, placez le poisson zèbre transgénique euthanasié mpo :EGFP sur une table de dissection. Disséquez le poisson zèbre pour isoler la moelle rénale.
Transférez ensuite la moelle rénale dans un microtube à centrifuger de 1,5 millilitre contenant un milieu de suspension cellulaire. Pipeter la suspension pour désagréger les cellules de la moelle rénale. Filtrez la suspension cellulaire à travers une crépine en nylon de 40 micromètres.
Ensuite, centrifugez les cellules à 500G pendant huit minutes et jetez le surnageant, avant de remettre la pastille en suspension dans 500 microlitres de milieu de suspension cellulaire. À l’aide d’un compteur de cellules automatisé, comptez les cellules avec une aliquote de 10 microlitres. Lavez soigneusement la seringue Hamilton trois à quatre fois avec de l’éthanol à 75 %.
Rincez ensuite la seringue trois à quatre fois avec de l’eau ultra-pure pour vous assurer que tous les résidus d’éthanol sont éliminés. Après avoir administré l’anesthésie au poisson-zèbre, confirmez la profondeur de l’anesthésie par une diminution des mouvements et une perte des réponses réflexes. Positionnez le poisson côté dorsal vers le haut avec la tête orientée vers la gauche sur du papier de soie propre et humide pour stabiliser pour l’injection.
Saisissez fermement la seringue Hamilton et inclinez l’aiguille à environ 45 degrés par rapport à la veine caudale. Pour le poisson-zèbre Casper, visez une section visible du récipient à travers le corps translucide. Insérez doucement l’aiguille dans le récipient et administrez un échantillon de deux microlitres de cellules de moelle rénale entières isolées de poisson-zèbre transgénique mpo :EGFP.
Après l’injection, appliquez une légère pression sur le site d’injection avec un coton-tige pendant 10 secondes pour contrôler le saignement. Observez le poisson-zèbre injecté au microscope pour confirmer les signaux GFP à l’intérieur du récipient. Laissez le poisson-zèbre injecté récupérer dans de l’eau de poisson fraîchement stérilisée pendant 10 minutes.
Transférez ensuite le poisson dans un réservoir statique. La méthode d’injection intraveineuse a donné le taux de réussite le plus élevé, les signaux GFP étant visibles chez 41 des 43 poissons. Alors que la méthode rétro-orbitale n’a détecté la GFP que chez trois poissons sur 37 et que la méthode intracardiaque a montré du succès chez 11 poissons sur 40.
La méthode d’injection intraveineuse a entraîné de meilleurs taux de survie chez les poissons injectés, en particulier avec des doses cellulaires plus élevées par rapport aux méthodes rétro-orbitale et intracardiaque. Des signaux GFP ont été détectés dès le troisième jour après la transplantation chez des poissons injectés par voie intraveineuse, tandis que les méthodes rétro-orbitales et intracardiaques ont montré un début retardé du signal GFP. Au 17e jour, les poissons injectés par voie intraveineuse présentaient les signaux GFP les plus importants dans la moelle rénale.
La cytométrie en flux de la moelle rénale a montré environ 18 % de cellules GFP positives chez les poissons injectés par voie intraveineuse, avec trois fois 10 à la puissance cinq cellules alignées sur les niveaux de GFP dans la moelle rénale du donneur. En revanche, les méthodes intracardiaques et rétro-orbitales ont montré respectivement 5 % et 2 % de cellules GFP positives.
