La compréhension de la physiopathologie de l’AVC ischémique est limitée en raison de l’absence de données tissulaires de haute qualité chez l’homme. Étant donné que de tels échantillons sont impossibles à acquérir, des études de modèles animaux bien contrôlées peuvent servir de substitut. Le modèle de lapin utilisé dans ce protocole fournit des données cohérentes de haute qualité pour l’interrogation de l’AVC ischémique.
La technique décrite ici permet un contrôle et une modulation précis des facteurs hémodynamiques afin d’évaluer leur impact sur la physiopathologie de l’AVC ischémique. Une procédure bien planifiée peut conduire à des résultats de haute qualité, en particulier en employant des stratégies pour atténuer le vasospasme dans les artères, grâce à une combinaison de prophylaxie pharmacologique et de techniques angiographiques efficaces. Pour commencer, placez le lapin en décubitus dorsal sur une table d’opération compatible avec la fluoroscopie.
Étendez la tête car elle optimise le positionnement pour les vues angiographiques ultérieures. Pour atténuer le vasospasme, placez 0,5 pouce de nitroglycérine transdermique à l’intérieur de l’oreille après l’induction de l’anesthésie. Après avoir retiré la fourrure des deux régions inguinales à l’aide de tondeuses électriques, préparez la peau avec des gommages de chlorhexidine et d’alcool.
Drapez la peau de la manière stérile habituelle et palpez les pulsations artérielles fémorales bilatérales. Faites une incision chirurgicale de cinq centimètres avec une lame numéro 10 à l’endroit où la lidocaïne a été injectée. Utilisez un curage émoussé pour exposer le faisceau neurovasculaire et, si nécessaire, étendez l’incision pour exposer un segment artériel suffisamment grand pour y accéder.
Lors de l’isolement du faisceau neurovasculaire, déposer plusieurs gouttes de 1% de lidocaïne sur l’artère pour prévenir le vasospasme. Séparez doucement l’artère de la veine et du nerf adjacent à l’aide d’une pince. Identifier l’artère par l’aspect caractéristique de sa paroi musculaire par rapport aux parois minces de la veine.
Après avoir isolé l’artère, passez la pince à angle droit sous le vaisseau. Saisissez ensuite deux boucles de vaisseau avec l’instrument et passez-les doucement sous l’artère. Placer un à chacune des extrémités amont et aval du navire exposé.
Soumettre l’artère à une traction douce en tirant les boucles du vaisseau et inspecter le vaisseau pour tout tissu résiduel à enlever par dissection douce, ce qui augmente les chances d’accès réussi. Après avoir disséqué le vaisseau et préparé l’angiocathéter, égoutter à nouveau de la lidocaïne sur le vaisseau. L’artère se dilate visiblement, ce qui augmente les chances d’accès réussi et de placement d’une gaine en utilisant la technique Seldinger.
Appliquer une traction douce sur la boucle du navire en aval pour engorger l’artère en réduisant le débit sortant et en stabilisant le navire pour la tentative d’accès. Ensuite, avancez lentement l’aiguille de l’angiocathéter au milieu du segment artériel exposé. En voyant un éclair de sang dans l’angiocathéter et la chambre du moyeu, avancez le cathéter dans la lumière artérielle.
Lors de la mise en place réussie de l’angiocathéter, avancez un microfil de coiffure à travers la lumière de l’angiocathéter et dans l’aorte. Ensuite, retirez l’angiocathéter sur le fil et remplacez-le par une gaine hydrophile mince cinq françaises. Confirmez le retour du sang artériel par la tubulure de l’arme de poing en ouvrant la valve à trois voies.
Verrouillez la valve fermée et rincez la gaine avec une solution saline à 0,9%. Fixez le moyeu de la gaine à la peau adjacente avec une suture de soie supplémentaire 3.0 et répétez ce processus pour l’artère fémorale controlatérale. Sous visualisation fluoroscopique, avancer un cathéter à quatre glissements français sur un fil glissant de 0,035 pouce inséré à travers la gaine fémorale gauche.
Positionnez l’extrémité du cathéter glissant dans l’artère vertébrale gauche proximale. Après avoir retiré le fil, rincer le cathéter avec une solution saline héparinée à 0,9%. Effectuer une angiographie en injectant l’artère vertébrale gauche avec un contraste iodé sous grossissement du lobe pour visualiser toute la tête et le cou.
Pour l’injection vertébrale gauche, injecter 50% de contraste, dilué dans une solution saline normale, avec un crescendo doux provenant d’une seringue à trois CC. Déterminez la quantité d’injection en vérifiant le reflux dans l’artère vertébrale droite et dans l’artère sous-clavière droite. Lors de cette injection, notez également l’artère cérébrale postérieure ou l’artère cérébrale supérieure, dont l’une sera la cible à occlure avec le microcathéter.
Préparez un microcathéter 2.4 français dirigé par le flux avec un microfil de 0,010 pouce et faites une forme de C sur l’extrémité du microfil. Sous la direction de la feuille de route, faire avancer le microcathéter à l’intérieur d’un cathéter à quatre planeurs français en utilisant la gaine fémorale droite et sur le fil dans l’artère vertébrale droite. Faites avancer le microcathéter à travers le segment cervical de l’artère vertébrale gauche.
Pour passer le virage serré comme il est préférable du segment V2 au segment V3, avancez le microcathéter seul pendant que le microfil est de retour proximal à son extrémité. Après avoir passé le virage brusque de V2 à V3, le microcathéter passe souvent facilement à la basale ou à l’artère proximale. À ce stade, avancez le microfil et sélectionnez les artères cérébrales postérieures et cérébelleuses supérieures souhaitées, car les injections de microcathéter ne sont pas recommandées en raison de la nature fragile des artères intracrâniennes.
Avancez davantage le microcathéter sur le microfil dans l’artère cible et choisissez une position proximale, car il est généralement plus sûr dans la partie postérieure de communiquer en raison de son angulation à son origine. Une position plus profonde est possible dans l’artère cérébelleuse supérieure. Répétez l’angiographie en injectant le cathéter de l’artère vertébrale gauche avec un grossissement élevé sur la tête pour confirmer l’occlusion de l’artère cible.
Pour une imagerie optimale, injectez un contraste complet, généralement pas plus d’un CC, ce qui est suffisant pour la pacification de toutes les artères intracrâniennes. Retirez délicatement le microfil du microcathéter sous visualisation fluoroscopique pour confirmer une position stable. Placez un robinet d’arrêt sur le moyeu du microcathéter et fermez le robinet d’arrêt pour empêcher la perte de sang due au flux sanguin rétrograde.
Retirez le cathéter vertébral gauche pour rendre disponible la gaine d’accès fémoral gauche. Au cours de la période d’occlusion qui s’ensuit, acquérir des images fluoroscopiques intermittentes pour confirmer la position stable du microcathéter occlusif. Retirez le microcathéter occlusif après trois heures.
Et puis continuez la mesure et la modulation de la pression artérielle pendant la période supplémentaire souhaitée. Gonflez et dégonflez le cathéter à ballonnet dans l’aorte pour surveiller la variabilité de la pression artérielle. Dans les procédures aiguës avec prélèvement immédiat du cerveau, enlever le calvarium de manière fragmentaire avec rongeurs, en commençant par la crête occipitale et en travaillant antérieurement jusqu’à ce que le cerveau puisse être récolté intact.
Placez le cerveau dans du formol ou de la congélation éclair, selon le type d’analyse tissulaire souhaité. Chez tous les animaux, le cerveau a été récolté avec succès et une analyse histopathologique a été effectuée, démontrant un infarctus dans le cervelet droit. La pression artérielle a été tracée à partir d’un cathéter à ballonnet Fogarty placé dans l’aorte infrarénale, et les données d’environ une heure de surveillance démontrent des changements de pression artérielle en temps réel avec des changements dans le gonflement du ballonnet.
Le tracé à court terme de la pression artérielle démontre les changements de pression tout au long du cycle cardiaque. De plus, de petits changements rapides ont été notés à partir de la variabilité respiratoire, qui est physiologiquement normale. Un quasi-doublement immédiat de la pression artérielle mesurée a été noté suite au gonflage du ballon.
Lors de la tentative de cette procédure, une dissection contondante méticuleuse et une goutte de lidocaïne pour prévenir le vasospasme lors de l’accès à l’angiocathéter sont essentielles. En outre, l’angiographie de l’artère vertébrale gauche fournit une feuille de route pour un accès endovasculaire efficace à l’artère intracrânienne ciblée. L’hémodynamique peut être modulée de manière pharmacologique ou en gonflant un cathéter à ballonnet dans l’aorte.
Les échantillons de cerveau récoltés peuvent être analysés avec une variété de techniques, telles que l’histopathologie ou la transcriptomique spatiale.
