Nous avons développé une méthode simple pour la mesure de lipophilicity des composés frénétiques utilisant le NMR de fluor qui est âcre assez pour reproduire nous mesurons de petites différences dans la lipophilicité. Cette méthode peut être utilisée pour étudier systématiquement l’impact de la formation de composés organiques sur les changements résolus de lipophilicité changeante, qui est d’intérêt dans la chimie médicinale générale. Les avantages de cette méthode incluent que les composés n’ont pas besoin d’être réactifs, et ils n’ont pas besoin d’être complètement purs.
Il n’est pas nécessaire de mesurer la masse ou les volumes exacts, et il n’est pas nécessaire d’établir des courbes d’étalonnage. Un composé de référence approprié doit être choisi, et la contamination croisée de l’aliquot doit être évitée pendant la phase d’échantillonnage. Dans cette vidéo, nous démontrerons les compétences pratiques appropriées pour l’échantillonnage, l’étanchéité des tubes NMR et l’utilisation correcte du logiciel NMR pour le traitement des données.
Ajouter 6,0 milligrammes de composé X et 3,0 milligrammes du composé de référence à un flacon en forme de poire de 10 millilitres. Dissoudre les composés dans environ deux millilitres de hplc-grade n-Octanol, et ajouter deux millilitres d’eau de qualité HPLC. Placez les flacons à l’intérieur d’un réceptacle à température contrôlée au-dessus d’une plaque de remue-remuer et connectez-vous à un refroidisseur recirculant.
Remuer le mélange biphasique à 25 degrés Celsius pendant deux heures, avec une vitesse d’agitation fixée à 600 RPM. Equilibrer le mélange à 25 degrés Celsius pendant la nuit pour permettre une séparation complète de la phase. Fixer le flacon sur un support de riposte avec une pince.
Prenez un aliquot d’environ 0,70 à 0,85 millilitres des couches d’eau et de n-Octanol en utilisant des seringues en plastique jetables d’un millilitre avec de longues aiguilles. Pour prendre l’aliquot d’eau, dessiner environ 0,02 millilitres d’air dans la seringue avant de mettre l’aiguille dans le mélange. Tout en déplaçant l’aiguille à travers la couche supérieure n-Octanol dans la couche d’eau, poussez doucement l’air pour empêcher la solution n-Octanol d’entrer dans l’aiguille.
Retirer la longue aiguille du mélange. Jetez une petite quantité d’échantillon d’eau, laissant environ 0,6 millilitres d’échantillon laissé dans la seringue. Essuyez soigneusement l’aiguille avec du tissu sec et injectez environ 0,5 millilitres de l’échantillon d’eau dans un tube NMR propre.
Fermez rapidement le tube NMR avec un bouchon. Pour l’échantillon n-Octanol, retirez la longue aiguille de la couche n-Octanol. Jetez une petite quantité d’échantillon de n-Octanol, laissant environ 0,6 millilitres d’échantillon laissé dans la seringue.
Après avoir soigneusement essuyé l’aiguille avec du tissu sec, injecter environ 0,5 millilitres de l’échantillon n-Octanol dans un tube NMR propre. Fermez rapidement le tube NMR avec un bouchon. Inspectez visuellement les échantillons de n-Octanol et d’eau pour déceiller toute contamination de l’autre phase.
À chaque tube NMR, ajouter 0,1 millilitres d’un solvant NMR déréflé qui est miscible avec n-Octanol et de l’eau, pour permettre le verrouillage du signal lors de l’acquisition de NMR. Pour les composés à faibles points d’ébullition, sceller les tubes NMR à l’aide d’un chalumeau, et après refroidissement inverser le tube pour vérifier les fuites. Inversez soigneusement les tubes NMR scellés ou non scellés 20 fois pour obtenir une solution homogène pour les expériences F19 NMR.
Exécuter des expériences de NMR au fluor découplé par proton pour identifier les changements chimiques du composé X et du composé de référence dans les échantillons de N-Octanol et de NMR d’eau. Utilisez les paramètres NMR standard listés dans le protocole texte. Mesurez le temps de relaxation en treillis spin, ou T1, pour les noyaux de fluor diagnostique en utilisant une séquence de récupération de l’inversion.
Évaluer le niveau de temps de retard d’impulsion approprié à partir des valeurs T1 obtenues pour une intégration quantitative précise de la NMR. Exécutez un spectre F19 H1 rapide pour configurer les paramètres initiaux. Mesurez la largeur d’impulsion de 90 degrés, puis définissez le paramètre de l’expérience de mesure T1 et exécutez l’expérience de mesure T1 à l’aide d’une séquence de récupération de l’inversion.
Exécutez à nouveau des expériences de NMR fluorée découplées par proton avec des paramètres ajustés. Réglez D1 et centrez le point de compensation de fréquence entre les deux signaux diagnostiques de fluor de sorte que les deux noyaux puissent être également excités. En outre, réglez la largeur spectrale comme 300 PPM, et réglez le nombre de transitoires à 64.
Ajustez ces valeurs si un rapport signal-bruit plus élevé est nécessaire. Traitez les données obtenues à l’aide de l’ACD NMR Processor Academic Edition ou d’un autre logiciel de traitement NMR personnalisé. Ouvrez le fichier de données NMR.
Ensuite, ouvrez le dossier pdata, suivi du dossier 1. Supprimez le fichier 1r. Retournez dans le fichier de données NMR et faites glisser le fichier FID dans la fenêtre processeur NMR ACD.
Cliquez sur le bouton de fonction fenêtre, sélectionnez exponentielle, définir la ligne élargissant la valeur comme deux, et cliquez sur le bouton correct. Maintenant, cliquez sur le bouton de remplissage zéro, augmenter le nombre de points à quatre fois de son nombre de points d’origine en cliquant sur un petit bouton à côté du nombre, et cliquez sur le bouton correct. Sélectionnez le bouton de transformation fourier.
Ensuite, cliquez sur le bouton de phase, puis cliquez sur le bouton de suppression progressive de la souris. Cliquez et maintenez le bouton de la souris gauche, et procédez à déplacer la souris vers l’avant ou vers l’arrière jusqu’à ce que le pic majeur du spectre soit correctement progressivement. Maintenant, cliquez et maintenez le bouton de la souris droite et déplacez la souris vers l’avant ou vers l’arrière jusqu’à ce que les autres sommets du spectre soient correctement mis en œuvre.
Ensuite, dé-cliquez sur le bouton de suppression progressive de la souris et zoomez sur la zone spectrale avec les pics de fluor. Cliquez sur réglage fin, effectuer la correction de phase si nécessaire comme décrit précédemment, puis cliquez sur le bouton de tique. Cliquez sur le bouton de base, puis sur le bouton options.
Sélectionnez la moyenne du spectre pour les modèles automatiques, ajustez le nombre de points pour la demi-largeur de la boîte si nécessaire. Cliquez bien, auto, puis cliquez sur le bouton de tique. Ensuite, cliquez sur l’intégration, intégrer les pics de fluor diagnostique, et cliquez sur le bouton de tique.
Enfin, obtenez les ratios d’intégration à partir d’échantillons n-Octanol et arrosez NMR et utilisez-les dans l’équation de calcul logP pour obtenir la valeur logP du composé X.Using 2, 2, 2-Trifluoroéthanol comme composé de référence, une valeur logP de 0,75 a été obtenue pour deux fluoroéthanol, et une valeur logP de positive 1,20 a été trouvée pour 3, 3, 3, 2, 2-pentafluoropropanol. Par la suite, la lipophilicité de deux fluoroéthanol a été déterminée encore, mais avec 3, 3, 3, 2, 2-pentafluoropropanol comme référence. La valeur mesurée du logP était de 0,76, ce qui n’avait qu’une différence de 0,01 unité logP par rapport à la valeur mesurée à l’aide du 2-2-2-trifluoroéthanol comme référence.
De même, pour cis-2, 3-difluro-1, 4-butane-diol, la différence dans les valeurs de logP mesurées en utilisant deux fluoroéthanol et son trans-isomer sont très faibles. Cela démontre une bonne reproductibilité, et que la sélection du composé de référence n’a pas d’impact sur la mesure logP. D’autres exemples sélectionnés sont affichés ici.
Tous ces composés allophatiques actifs non UV, des glucides fluorés aux fluorohydrines, peuvent être facilement mesurés avec cette méthode. D’autres méthodes proto NMR peuvent être utilisées si votre composé ne contient pas de fluor, et si le composé contient uv Chromofor, alors la mesure logP peut être effectuée en utilisant la quantification UV. La lipophilicité d’un large éventail de fluorohydrines actives non UV et de glucides déoxifluonated a été mesurée.
La bibliothèque de données obtenue a été utilisée pour établir des tendances et des règles pour l’impact de la fluoration aliphatique sur la lipophilicité. L’octanol et l’eau présentent des risques minimes pour la sécurité. Bien sûr, les dangers qui sont mesurés et le composé de référence doivent toujours être pris en considération.
