Name: a computational method to quantify fly circadian activity
Uploaded: 2017-10-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 5 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Computational Method to Quantify Fly Circadian Activity at JoVE.com

Nous sommes reconnaissants à Stanislav Lazopulo pour obtenir de l’aide du contenu vidéo.

1. mesurant Fly Locomotion utilisant drosophile activité moniteur (DAM) Remarque : pour plus de détails, voir référence 5.
<ol><li>Prepare individuel voler des tubes avec de la nourriture à une extrémité et de coton sur l’autre. La fin avec les aliments doit être étanches pour éviter que les aliments ne se dessèchent pas.
	<ol><li>Mettre 5-6 g d’aliment mouche dans un bécher de 50 mL. Coupez les aliments en petits morceaux pour qu’il soit plus facile à fondre it.</li>
		<li>32 raccorder des tubes de verre individuels avec une bande élastique.</li>
		<li>Fondre les aliments dans le bol en le chauffant dans un four à micro-ondes pour 10-15 s. Stop au micro-ondes tous les 5 s et agiter prudemment le bécher pour assurer la fusion égal de nourriture.</li>
		<li>Alors que la nourriture est encore liquide, mettre les tubes individuels disposés dans le bécher avec de la nourriture. Les tubes de monter et descendre donc ils sont tout aussi remplis.</li>
		<li>Autoriser la nourriture de refroidir et se solidifier pour environ 1 h.</li>
		<li>Une fois les aliments solides, retirer les tubes avec la nourriture du bécher.</li>
		<li>Sceller la fin contenant de la nourriture à l’aide de cire. Tout d’abord, nettoyer soigneusement un tube à l’aide d’une serviette en papier, puis appuyez sur le tube contre la cire. Visuellement vérifier la qualité du joint et le cas échéant, répétez l’étanchéité nouveau.</li>
		<li>Fermer l’autre extrémité du tube avec du coton, coton permettra de traverser tout en gardant une mouche enfermée dans le tube de l’air.</li>
	</ol></li> <li>Placer une mouche unique dans chaque tube individuel et placer les tubes dans le barrage de.</li>
	Moniteurs de <li>Place dans un incubateur qui maintient l’humidité et température constante. Basé sur l’expérience, définir les bonnes conditions de lumière/obscurité comme suit.
	<ol><li>Pour des expériences de lumière/obscurité Gardez les mouches dans cycle lumière/obscurité pour l’expérience entière. N’utilisez pas le premier jour des mesures dans l’analyse.</li>
		<li>Pour des expériences de l’obscurité totale, tout d’abord garder les mouches pendant deux jours dans des conditions de lumière/obscurité pour l’entraînement et la synchronisation des horloges et passera ensuite à l’obscurité totale. Ne pas utiliser les mesures dès le premier jour de l’obscurité totale dans l’analyse.</li>
	</ol></li> <li>Recueillir au moins quatre jours de données qui peuvent être utilisées dans l’analyse. 
	Remarque : Le système de barrage va afficher un seul fichier avec un enregistrement de locomotion de toutes les mouches dans le moniteur de.</li>
</ol> 2. Analyse des données <ol><li>Split fichier de sortie de l’écran en plusieurs fichiers de la seule activité de mouche, chaque fichier doit être une colonne unique &#39; .txt &#39; fichier avec une mesure individuelle de locomotion mouche.</li>
	<li>Run &#39; ModelFitPS3.m &#39; fonction dans une fenêtre de commande de Matlab avec les paramètres d’entrée suivants : <ol><li>pour samplingrate, définissez l’intervalle d’échantillonnage des données en quelques secondes. Par exemple, si l’activité a été mesurée à chaque minute, entrez 60 comme le samplingrate.</li>
		<li>Pour bin_interval, définissez l’intervalle de temps en minutes auquel les données vont être mis en cellule pour meilleure visualisation ; l’intervalle bin recommandée est de 20-30 min.</li>
		<li>Pour la tendance, entrez &#34; 1 &#34; si les données montrent l’évolution de base et &#34; 0 &#34; autrement ; données avec tendance vont être redressées tout d’abord par montage un polynôme de second ordre et il en soustrayant ensuite les données.</li>
	</ol></li> <li>Dans la fenêtre contextuelle, sélectionnez un fichier de seule activité mouche. 
	Remarque : La première parcelle est spectre de puissance de données et pas le tracé de l’activité familière. Dans le spectre de puissance tracés, déterminer la période primaire T 0 : cliquez avec le bouton gauche de la souris sur le pic du rythme circadien, ou avec le bouton droit de la souris sur le second pic harmonique (autour de T 0 / 2).</li>
	<li>Sur le tracé de données ouvert, vérifiez si le matin et les sommets de la soirée sont bien visualisées. Si ce n’est pas le cas, modifiez la valeur de bin_interval par un clic droit n’importe où sur le graphique et l’entrée de la nouvelle valeur de bin_interval dans la boîte de dialogue. Le programme va redessiner les données avec la nouvelle valeur de l’intervalle. Pour accepter la valeur de bin_interval, à gauche cliquez n’importe où sur le graphe.</li>
	<li>Le programme va redessiner les données à nouveau et montrer les cinq premiers jours d’activité. Sur ce terrain, cliquez sur le premier pic de M qui est utilisé dans l’analyse (parfois il est nécessaire de sauter une ou deux journées). 
	NOTE : Le programme va redessiner le graphique à partir de la pointe du matin cueillies. Les lignes bleues et rouges indique la position approximative de la E PIC et de la prochaine journée M pic, respectivement, selon la période déterminée à l’étape 2.4.</li>
	<li>Sur le même graphique, choisir les données pour un ajustement préliminaire des données avec le modèle : cliquez sur les points suivants (dans cet ordre ; Notez que l’emplacement du clic sera indiquée avec une étoile rouge sur le fond) : le sommet de (i) haut de M ; (ii) la fin du sommet de la M ; (iii) début du pic E ; (iv) haut de la crête E ; (v) la fin du sommet de la E ; (vi) Sommet du pic du lendemain M.</li>
	<li>Notez que le programme présente maintenant le spectre de puissance. 
	Remarque : L’axe des x est maintenant donné en fréquence.
	<ol><li>Dans la fenêtre ouverte avec le spectre de puissance, choisir les points qui seront utilisés pour le montage de l’expression analytique pour le spectre de puissance de modèle. La période détectée à l’étape 2.4 est marquée par une ligne rouge. Pour sélectionner des points de fixation, tout d’abord déterminer approximativement la période primaire, semblable à l’étape 2.4. Puis en utilisant le glisseur, peaufiner la période primaire de valeur pour que le raccord pointe (montré avec les cercles rouges, apparaîtra après avoir déplacé le curseur) sont fermés à des valeurs crête.</li>
	</ol></li> <li>Après la sélection visuelle maximale, cliquez sur &#34; Accept &#34; et le programme s’adaptera à des points choisis avec l’expression analytique pour calculer les paramètres du modèle.</li>
	<li>Notez que les paramètres et l’erreur de forme spectrale sont enregistrés dans le fichier &#34; model_fit_parameters.txtŔ le programme permettra en outre d’économiser 2 chiffres avec des ajustements des données locomotrices et son spectre de puissance.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Pittendrigh, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+systems:+general+perspective.">Circadian systems: general perspective.</a> Biological Rhythms. II, 57-80 (1981).</li><li>Zhang, E. E., Kay, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clocks+not+winding+down:+unravelling+circadian+networks.">Clocks not winding down: unravelling circadian networks.</a> Nat Rev Mol Cell Biol. 11 (11), 764-776 (2010).</li><li>Tataroglu, O., Emery, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+molecular+ticks+of+the+Drosophila+circadian+clock.">The molecular ticks of the Drosophila circadian clock.</a> Curr Opin Insect Sci. 7, 51-57 (2015).</li><li>Plautz, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+analysis+of+Drosophila+period+gene+transcription+in+living+animals.">Quantitative analysis of Drosophila period gene transcription in living animals.</a> J Biol Rhythms. 12 (3), 204-217 (1997).</li><li>Chiu, J. C., Low, K. H., Pike, D. H., Yildirim, E., Edery, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assaying+locomotor+activity+to+study+circadian+rhythms+and+sleep+parameters+in+Drosophila.">Assaying locomotor activity to study circadian rhythms and sleep parameters in Drosophila.</a> J Vis Exp. (43), e2157 (2010).</li><li>Helfrich-F&#246;rster, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+control+of+morning+and+evening+components+in+the+activity+rhythm+of+Drosophila+melanogaster--sex-specific+differences+suggest+a+different+quality+of+activity.">Differential control of morning and evening components in the activity rhythm of Drosophila melanogaster--sex-specific differences suggest a different quality of activity.</a> J Biol Rhythms. 15 (2), 135-154 (2000).</li><li>Dautzenberg, F. M., Neysari, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Irreversible+binding+kinetics+of+neuropeptide+Y+ligands+to+Y2+but+not+to+Y1+and+Y5+receptors.">Irreversible binding kinetics of neuropeptide Y ligands to Y2 but not to Y1 and Y5 receptors.</a> Pharmacology. 75 (1), 21-29 (2005).</li><li>Lazopulo, A., Syed, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mathematical+model+provides+mechanistic+links+to+temporal+patterns+in+Drosophila+daily+activity.">A mathematical model provides mechanistic links to temporal patterns in Drosophila daily activity.</a> BMC Neuroscience. 17 (1), 14 (2016).</li><li>Donelson, N., Kim, E. Z., Slawson, J. B., Vecsey, C. G., Huber, R., Griffith, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+positional+tracking+for+long-term+analysis+of+Drosophila+sleep+and+locomotion+using+the+&amp;#34;tracker&amp;#34;+program.">High-resolution positional tracking for long-term analysis of Drosophila sleep and locomotion using the &amp;#34;tracker&amp;#34; program.</a> PloS ONE. 7 (5), e37250 (2012).</li><li>Schlichting, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Neural+Network+Underlying+Circadian+Entrainment+and+Photoperiodic+Adjustment+of+Sleep+and+Activity+in+Drosophila.">A Neural Network Underlying Circadian Entrainment and Photoperiodic Adjustment of Sleep and Activity in Drosophila.</a> J Neurosci. 36 (35), 9084-9096 (2016).</li><li>Guo, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+neuron+feedback+controls+the+Drosophila+sleep-activity+profile.">Circadian neuron feedback controls the Drosophila sleep-activity profile.</a> Nature. 536 (7616), 292-297 (2016).</li></ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Cet ouvrage présente des instructions pour l’utilisation d’un outil de calcul qui fournit une description quantitative du motif de locomotion mouche. L’outil adapté locomotion données avec un modèle mathématique consistant en quatre termes exponentiels qui ensemble décrivent la forme et la taille des sommets M et E. Les valeurs finales pour les paramètres du modèle sont obtenus à partir de montage les spectres de puissance des données, où l’utilisation des données brutes peut éviter des effets artéf...

L’horloge circadienne est un oscillateur endogène biochimique avec une période d’environ 24 heures et est presque omniprésent chez les animaux et plantes1,2. L’horloge permet de synchroniser les processus internes de l’organisme et le comportement au cycle noir lumière externe. La structure génétique de l’horloge circadienne a été largement étudiée depuis les années 1960 à l’aide de la mouche à fruit, d. melanogaster. Chez cet insecte, le noyau de l’horloge circadienne est constitué de quatre protéines : période, TIMELESS, horloge et CYCLE. Ces éléments de base ainsi que d’autres molécules forment une boucle de rétroaction qui produit des oscillations sinusoïdales près horloge gènes3,4. L’horloge circadienne chez les mouches est largement étudié en utilisant des enregistrements de locomotrices plusieurs jours où l’activité mouche est détectée avec un seul faisceau infrarouge traverse au milieu de chaque tube5. Une mouche typique d’enregistrement a un patron bimodal complexe avec deux pics bien distinctes : de pointe du matin (M) qui commence à la fin de la nuit et a un maximum lorsque les lumières s’allument ; et le pic de soir (E) qui commence à la fin de la journée et a un maximum lorsque lumières coupe6. Fait intéressant, la forme de cet enregistrement comportemental est très différente des oscillations sinusoïdales simples observées à l’échelle moléculaire, ce qui suggère l’action d’autres mécanismes qui contribuent aux tendances temporelles observées. Pour mieux comprendre ces mécanismes cachés, nous avons développé un outil de calcul qui fournit une description quantitative des tendances temporelles.
Dans notre travail, rythmes locomoteurs sont définis par une forme d’onde qui imite le modèle d’activité mouche. Étant donné que les ondes sinusoïdales simples ne peuvent servir à modéliser les changements rythmiques observés en activité, nous avons testé différentes formes de signaux pour sélectionner le plus simple qui capture toutes les caractéristiques saillantes dans les enregistrements. Mouche des fruits circadienne comportement est contrôlé par l’activité des neurones d’horloge qui ont souvent des modèles exponentiels de l’activation et la désactivation7. La dynamique exponentielle et l’analyse visuelle des données nous motivés pour construire un modèle avec des termes exponentiels consistant en quatre exposants avec neuf paramètres indépendants et ressemblant étroitement à l’activité fly modèle8. En plus des données locomotrices, nous analysons également son spectre de puissance. Spectre d’activité mouche typique montre plusieurs pics harmoniques T02, T03, etc., en plus du pic fondamentaux attendu à la période circadienne T0. Selon le théorème de Fourier, seulement une onde sinusoïdale pure produit un seul pic dans les spectres de puissance, alors que les signaux plus complexes présentent plusieurs pics spectraux aux harmoniques de la période primaire (Figure 1). Par conséquent, étant donné le modèle temporel non sinusoïdale en activité mouche8, un spectre de puissance multi-pointe des données devrait mathématiquement et n’implique pas nécessairement la présence de multiples périodes d’oscillation. Ce qui est important, le spectre de puissance de l’onde du modèle proposé montre également pics à toutes les harmoniques de la période primaire, semblable aux mouches enregistrements locomotrices, soulignant ainsi la haute fidélité avec laquelle notre modèle décrit les données mouches en temps et en fréquence.
Avec des résolutions de temps de quelques minutes ou moins, l’activité mouche données semble bruyantes, rendant difficile d’extraire les paramètres directement à partir de données brutes. Binning données dans des intervalles de temps plus longs peuvent réduire le niveau de bruit, mais, peuvent modifier les données d’une manière qui peut influer sur l’estimation des paramètres du modèle. Nous obtenons donc les paramètres des spectres de puissance des relevés, à l’aide d’une expression analytique pour les spectres de puissance prévue, calculées à partir de la transformée de Fourier de la fonction modèle8 (voir fiche supplémentaire 1 de référence8). Cette approche d’obtenir paramètres à partir des spectres de puissance donne des valeurs de paramètre précise sans aucune manipulations supplémentaires, tels que binning ou de filtrage, des données brutes de l’activité. Des détails mathématiques du modèle et des applications aux données de type sauvage et les mutantes sont décrites dans référence8. Le protocole présenté ici se concentre sur les étapes à suivre pour utiliser l’outil informatique.

<table><tbody><tr><td>Drosophila Activity Monitor</td><td>TriKinetics</td><td>DAM2, DAM5</td><td>Measures fly locootion using single infrared beam</td></tr><tr><td>MatLab</td><td>Mathworks</td><td></td><td>Computing environment and programming language, MatLab should include Optimization and Symbolic Math toolboxes</td></tr><tr><td>Drosophila melanogaster&amp;nbsp;</td><td></td><td>per[S], per[L], iso31(wild type)</td><td>Our analysis can be performed with fly mutants of any circadian period</td></tr></tbody></table>

a computational method to quantify fly circadian activity

Dans la plupart des animaux et des plantes, horloges circadiennes orchestrent les processus comportements et moléculaires et les synchronisent au quotidien cycle lumière-obscurité. Les mécanismes fondamentaux qui sous-tendent ce contrôle temporel sont largement étudiés à l’aide de la drosophile Drosophila melanogaster comme un organisme modèle. Chez les mouches, l’horloge est généralement étudié en analysant plusieurs jours enregistrement locomotrice. Une telle inscription montre un schéma complexe bimodal avec deux pics d’activité : une pointe du matin qui se passe autour de l’aube et un pic de la soirée qui se passe autour de crépuscule. Ces deux pics forment une forme d’onde qui est très différent des oscillations sinusoïdales observée dans les gènes de l’horloge, ce qui suggère que les mécanismes en plus de l’horloge ont des effets profonds en produisant les tendances observées dans les données comportementales. Ici nous fournissent des instructions sur l’utilisation d’une méthode de calcul développée récemment que mathématiquement décrit les tendances temporelles dans l’activité de mouche. La méthode s’adapte à des données d’activité avec une forme d’onde du modèle qui se compose de quatre termes exponentiels et neuf paramètres indépendants qui décrivent parfaitement la forme et la taille du matin et les soirée pics d’activité. Les paramètres extraits peuvent aider à élucider les mécanismes cinétiques des substrats qui sous-tendent les patrons d’activité bimodal fréquemment observés dans les rythmes locomotrices mouches.

La méthode présentée ici permet la quantification des principales caractéristiques en jacquard de locomotion mouche. La quantification est réalisée en ajustant les données d’activité avec un modèle qui se compose de quatre termes exponentiels :
<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/55977/55977eq1.jpg">
Le modèle a neuf paramètres indépendants qui ...

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A Computational Method to Quantify Fly Circadian Activity

Une méthode de calcul pour quantifier l’activité circadienne mouche

On présente une méthode pour quantifier les principales caractéristiques temporelles vus voler rythmes locomotrice circadienne. La quantification est réalisée par montage mouche activité avec une forme d’onde modèle multi paramétrique. Les paramètres du modèle décrivent la forme et la taille du matin et les sommets de la soirée de l’activité quotidienne.

In most animals and plants, circadian clocks orchestrate behavioral and molecular processes and synchronize them to the daily light-dark cycle. ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Behavior

5.9K vues.  University of Miami. On présente une méthode pour quantifier les principales caractéristiques temporelles vus voler rythmes locomotrice circadienne. La quantification est réalisée par montage mouche activité avec une forme d’onde modèle multi paramétrique. Les paramètres du modèle décrivent la forme et la taille du matin et les sommets de la soirée de l’activité quotidienne.

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Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

Dosage activité locomotrice d&#39;étudier les rythmes circadiens et le sommeil dans les paramètres Drosophile</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Recherche

Neurosciences

Measuring Circadian and Acute Light Responses in Mice using Wheel Running Activity

Circadian rhythms are physiological functions that cycle over a period of approximately 24 hours (circadian- circa: approximate and diem: day)1, 2. They are responsible for timing our sleep/wake cycles and hormone secretion. Since this timing is not precisely 24-hours, it is synchronized to the solar day by light input. This is accomplished via photic input from the retina to the suprachiasmatic nucleus (SCN) which serves as the master pacemaker synchronizing peripheral clocks in other regions of the brain and peripheral tissues to the environmental light dark cycle3-7. The alignment of rhythms to this environmental light dark cycle organizes particular physiological events to the correct temporal niche, which is crucial for survival8. For example, mice sleep during the day and are active at night. This ability to consolidate activity to either the light or dark portion of the day is referred to as circadian photoentrainment and requires light input to the circadian clock9. Activity of mice at night is robust particularly in the presence of a running wheel. Measuring this behavior is a minimally invasive method that can be used to evaluate the functionality of the circadian system as well as light input to this system. Methods that will covered here are used to examine the circadian clock, light input to this system, as well as the direct influence of light on wheel running behavior.

This article will review methods that can be used to determine circadian function and light responsiveness in mice.

Mesurant les réponses Lumière circadiens et aiguë chez la souris en utilisant l&#39;activité roue qui tourne

Circadian rhythms are physiological functions that cycle over a period of approximately 24 hours (circadian- circa: approximate and diem: day)1, 2.  They ...

Quantitative Measurement of the Immune Response and Sleep in Drosophila

A complex interaction between the immune response and host behavior has been described in a wide range of species. Excess sleep, in particular, is known to occur as a response to infection in mammals 1 and has also recently been described in Drosophila melanogaster2. It is generally accepted that sleep is beneficial to the host during an infection and that it is important for the maintenance of a robust immune system3,4. However, experimental evidence that supports this hypothesis is limited4, and the function of excess sleep during an immune response remains unclear. We have used a multidisciplinary approach to address this complex problem, and have conducted studies in the simple genetic model system, the fruitfly Drosophila melanogaster. We use a standard assay for measuring locomotor behavior and sleep in flies, and demonstrate how this assay is used to measure behavior in flies infected with a pathogenic strain of bacteria. This assay is also useful for monitoring the duration of survival in individual flies during an infection. Additional measures of immune function include the ability of flies to clear an infection and the activation of NF&kappa;B, a key transcription factor that is central to the innate immune response in Drosophila. Both survival outcome and bacterial clearance during infection together are indicators of resistance and tolerance to infection. Resistance refers to the ability of flies to clear an infection, while tolerance is defined as the ability of the host to limit damage from an infection and thereby survive despite high levels of pathogen within the system5. Real-time monitoring of NF&kappa;B activity during infection provides insight into a molecular mechanism of survival during infection. The use of Drosophila in these straightforward assays facilitates the genetic and molecular analyses of sleep and the immune response and how these two complex systems are reciprocally influenced.

Quantitative Measurement of the Immune Response and Sleep in Drosophila

To understand a link between the immune response and behavior, we describe a method to measure locomotor behavior in Drosophila during bacterial infection as well as the ability of flies to mount an immune response by monitoring survival, bacterial load, and real-time activity of a key regulator of innate immunity, NF&kappa;B.

Mesure quantitative de la réponse immunitaire et le sommeil en<em&gt; Drosophila</em

A complex interaction between the immune response and  host behavior has been described in a wide range of species. Excess sleep, in  particular, is known ...

Immunologie et infection

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Détermination de l&#39;activité locomotrice spontanée,<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

A Low-cost Method for Analyzing Seizure-like Activity and Movement in Drosophila

Video tracking systems have been used widely to analyze Drosophila melanogaster movement and detect various abnormalities in locomotive behavior. While these systems can provide a wealth of behavioral information, the cost and complexity of these systems can be prohibitive for many labs. We have developed a low-cost assay for measuring locomotive behavior and seizure movement in D. melanogaster. The system uses a web-cam to capture images that can be processed using a combination of inexpensive and free software to track the distance moved, the average velocity of movement and the duration of movement during a specified time-span. To demonstrate the utility of this system, we examined a group of D. melanogaster mutants, the Bang-sensitive (BS) paralytics, which are 3-10 times more susceptible to seizure-like activity (SLA) than wild type flies. Using this novel system, we were able to detect that the BS mutant bang senseless (bss) exhibits lower levels of exploratory locomotion in a novel environment than wild type flies. In addition, the system was used to identify that the drug metformin, which is commonly used to treat type II diabetes, reduces the intensity of SLA in the BS mutants.

A Low-cost Method for Analyzing Seizure-like Activity and Movement in Drosophila

Using a webcam and a combination of free and inexpensive software programs, locomotive patterns in Drosophila melanogaster can be analyzed to detect differences in the speed, distance, and time of various motor activities.

Une méthode peu coûteuse pour l&#39;analyse de la saisie-comme activité et de mouvement dans<em&gt; Drosophila</em

Video tracking systems have been used widely to analyze Drosophila melanogaster movement and detect various abnormalities in locomotive behavior. While ...

Single-cell Resolution Fluorescence Live Imaging of Drosophila Circadian Clocks in Larval Brain Culture

The circadian pacemaker circuit orchestrates rhythmic behavioral and physiological outputs coordinated with environmental cues, such as day/night cycles. The molecular clock within each pacemaker neuron generates circadian rhythms in gene expression, which underlie the rhythmic neuronal functions essential to the operation of the circuit. Investigation of the properties of the individual molecular oscillators in different subclasses of pacemaker neurons and their interaction with neuronal signaling yields a better understanding of the circadian pacemaker circuit. Here, we present a time-lapse fluorescent microscopy approach developed to monitor the molecular clockwork in clock neurons of cultured Drosophila larval brain. This method allows the multi-day recording of the rhythms of genetically encoded fluorescent circadian reporters at single-cell resolution. This setup can be combined with pharmacological manipulations to closely analyze real-time response of the molecular clock to various compounds. Beyond circadian rhythms, this multipurpose method in combination with powerful Drosophila genetic techniques offers the possibility to study diverse neuronal or molecular processes in live brain tissue.

Single-cell Resolution Fluorescence Live Imaging of Drosophila Circadian Clocks in Larval Brain Culture

The goal of this protocol is to establish ex vivo Drosophila larval brain culture optimized to monitor circadian molecular rhythms with long-term fluorescence time-lapse imaging. The application of this method to pharmacological assays is also discussed.

Fluorescence de cellule unique résolution vivre Imaging of Drosophila horloges circadiennes dans cerveau larvaire Culture

The circadian pacemaker circuit orchestrates rhythmic behavioral and physiological outputs coordinated with environmental cues, such as day/night cycles. ...

The Sleep Nullifying Apparatus: A Highly Efficient Method of Sleep Depriving Drosophila

Sleep homeostasis, the increase in sleep observed following sleep loss, is one of the defining criteria used to identify sleep throughout the animal kingdom. As a consequence, sleep deprivation and sleep restriction are powerful tools that are commonly used to provide insight into sleep function. Nonetheless, sleep deprivation experiments are inherently problematic in that the deprivation stimulus itself may be the cause of observed changes in physiology and behavior. Accordingly, successful sleep deprivation techniques should keep animals awake and, ideally, result in a robust sleep rebound without also inducing a large number of unintended consequences. Here, we describe a sleep deprivation technique for Drosophila melanogaster. The Sleep Nullifying Apparatus (SNAP) administers a stimulus every 10s to induce negative geotaxis. Although the stimulus is predictable, the SNAP effectively prevents &#62;95% of nighttime sleep even in flies with high sleep drive. Importantly, the subsequent homeostatic response is very similar to that achieved using hand-deprivation. The timing and spacing of the stimuli can be modified to minimize sleep loss and thus examine non-specific effects of the stimulus on physiology and behavior. The SNAP can also be used for sleep restriction and to assess arousal thresholds. The SNAP is a powerful sleep disruption technique that can be used to better understand sleep function.

The Sleep Nullifying Apparatus: A Highly Efficient Method of Sleep Depriving Drosophila

Sleep deprivation is a powerful tool to investigate sleep function and regulation. We describe a protocol to sleep deprive Drosophila using the Sleep Nullifying Apparatus, and to determine the extent of rebound sleep induced by deprivation.

L’appareil d’annulation du sommeil: une méthode très efficace pour priver la drosophile du sommeil

Sleep homeostasis, the increase in sleep observed following sleep loss, is one of the defining criteria used to identify sleep throughout the animal ...

Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

Drosophila larvae are used in many behavioral studies, yet a simple device for measuring basic parameters of larval activity has not been available. This protocol repurposes an instrument often used to measure adult activity, the TriKinetics Drosophila activity monitor (MB5 Multi-Beam Activity Monitor) to study larval activity. The instrument can monitor the movements of animals in 16 individual 8 cm glass assay tubes, using 17 infrared detection beams per tube. Logging software automatically saves data to a computer, recording parameters such as number of moves, times sensors were triggered, and animals&#8217; positions within the tubes. The data can then be analyzed to represent overall locomotion and/or position preference as well as other measurements. All data are easily accessible and compatible with basic graphing and data manipulation software. This protocol will discuss how to use the apparatus, how to operate the software and how to run a larval activity assay from start to finish.

Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

This report describes a method for measuring Drosophila larval activity using the TriKinetics Drosophila Activity Monitor. The device employs infrared beams to detect movements of up to 16 individual animals. Data can be analyzed to represent motion parameters including rates and the positions of the animals within the assay chambers.

Mesure de larves activité dans le<em&gt; Drosophila</em&gt; Moniteur d&#39;activité

Drosophila larvae are used in many behavioral studies, yet a simple device for measuring basic parameters of larval activity has not been available. This ...

Biologie

Analysis of Circadian Photoresponses in Drosophila Using Locomotor Activity

Circadian rhythms are only beneficial to animals if they can be synchronized by changes of ambient conditions. Light and temperature are two dominant environmental parameters that synchronize animal circadian clocks. In Drosophila circadian photo-responses are mediated by a solely blue light photoreceptor named CRYPTOCHROME (CRY). Upon photoreception, CRY changes its conformation and initiates the proteosomal dependent degradation of TIMELESS (TIM). TIM is an important pacemaker protein, thus degradation of TIM will reset the circadian clock. Under constant light conditions (LL), wild type flies quickly become arrhythmic because of the constant degradation of TIM, while flies bearing defects with circadian photo-responses will still be rhythmic. Thus LL triggered arrhythmicity has been used for screening of components in circadian light input pathways. A brief short light pulse in the night can also dramatically shift phases of circadian rhythms. As expected, this phase shift response is reduced in flied with defects in circadian photoresponse. Thus analyzing locomotion behavior rhythmicity under LL or phase changes after short light pulse in constant darkness (DD) are two major methods to study circadian photoresponse. Here we describe how to design and analyze LL and phase response experiments. LL arrhythmicity is suitable for screening light input pathways mutants, whereas phase response validates the results and provide further information for light sensitivity.

Drosophila locomotor activity is a robust and quantitative measurement of circadian photo-responses. We describe protocols for designing behavior experiments for circadian photo-responses and analyzing the data. Studying the circadian photo-responses is important for dissecting the neuronal and molecular mechanisms of light entrainment.

Circadian rhythms are only beneficial to animals if they can be synchronized by changes of ambient conditions. Light and temperature are two dominant ...

Circadian Entrainment of Drosophila Melanogaster

Nearly universal among organisms, circadian rhythms coordinate biological activity to earth&#39;s orbit around the sun. To identify factors creating this rhythm and to understand the resulting outputs, entrainment of model organisms to defined circadian time-points is required. Here we detail a procedure to entrain many Drosophila to a defined circadian rhythm. Furthermore, we detail post-entrainment steps to prepare samples for immunofluorescence, nucleic acid, or protein extraction-based analysis.

Here, we detail how to synchronize Drosophila to a circadian day. This is the first, and most important step necessary for studying biological rhythms and chronobiology.

Formation circadienne de Drosophila Melanogaster

Nearly universal among organisms, circadian rhythms coordinate biological activity to earth&#39;s orbit around the sun. To identify factors creating this ...

Une méthode de calcul pour quantifier l’activité circadienne mouche

Résumé

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Chapitres dans cette vidéo

Dosage activité locomotrice d'étudier les rythmes circadiens et le sommeil dans les paramètres Drosophile

Mesurant les réponses Lumière circadiens et aiguë chez la souris en utilisant l'activité roue qui tourne

Mesure quantitative de la réponse immunitaire et le sommeil en

Détermination de l'activité locomotrice spontanée,

Une méthode peu coûteuse pour l'analyse de la saisie-comme activité et de mouvement dans

Fluorescence de cellule unique résolution vivre Imaging of Drosophila horloges circadiennes dans cerveau larvaire Culture

L’appareil d’annulation du sommeil: une méthode très efficace pour priver la drosophile du sommeil

Mesure de larves activité dans le

Analysis of Circadian Photoresponses in Drosophila Using Locomotor Activity

Formation circadienne de Drosophila Melanogaster