This work was partially supported by National Institute of Deafness and Other Communications Disorders Awards R03-DC-012125 to D. A. Llano and F31-DC-013501 to B. J. Slater as well as the Carver Foundation.
The authors would like to thank Jason MacLean and Matthew Banks for technical advice with calcium imaging.

Todos los procedimientos fueron aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales Institucional de la Universidad de Illinois. Todos los animales fueron alojados en las instalaciones de cuidado de los animales aprobados por la Asociación Americana para la Acreditación del Laboratorio Animal Care. Cada intento se hizo para reducir al mínimo el número de animales utilizados y reducir el sufrimiento en todas las etapas del estudio. 1. Preparación y Extracción de cerebro de ratón para rebanar <ol><li> Prepárese para la perfusión y la incubación rebanada. <ol><li> Aproximadamente 30 minutos antes de cortar, preparar alta solución de corte sacarosa y baja LCRa calcio para la incubación de la rebanada antes de la grabación o imágenes. </li><li> Coloque todas las herramientas necesarias (grandes tijeras romas finales, pequeñas tijeras de primavera, pinzas anatómicas, grandes tijeras o guillotina, iris tijeras, joyeros fórceps, 10 jeringas ml con aguja 27G x 1/2 pulgadas, pequeña pieza de 1 cm x 2 cm de filtro papel, y una punta de pipeta de Pasteur roto por sltransferencia de hielo) para la perfusión y corte en rodajas, y preparar la bandeja de perfusión. </li><li> Configurar la incubación de cámara con oxigenada LCRa en un baño de agua C ​​32 o y una placa de cultivo lleno de solución de corte. </li></ol></li><li> Preparar corte escenario para rebanar. <ol><li> Corte un pedazo pequeño de 3% de agar de aproximadamente 1 cm 3 para usar como respaldo para el cerebro y 1,5 cm x 1,5 mm x 3 mm para un bulto que se utilizará para apuntalar la IC. </li><li> Pegue el tope en el escenario con el adhesivo de cianoacrilato, así como la protuberancia en el lado derecho del tope de tal manera que forman un ángulo de 80 °. </li></ol></li><li> Retire el cerebro. <ol><li> Profundamente anestesiar a-p20 p12 (idealmente p14-18) ratón con ketamina 100 mg / kg y xylaxine 3 mg / kg (o comité de ética comparables procedimiento aprobado). Nota: Confirme el nivel de anestesia adecuado a través de la falta de respuesta a la pizca dedo del pie. Como el animal está bajo anestesia brevemente, pomada oftálmica es innecesaria. </li><li> Usando romoterminar tijeras, exponer la caja torácica de la apófisis xifoides hasta el cuello. <ol><li> Encuentra el proceso xifoides, y hacer un corte horizontal de aproximadamente 1,5 cm. </li><li> Hacer dos cortes verticales de los extremos del corte horizontal anterior a los hombros, aproximadamente 1,5 cm cada uno. </li></ol></li><li> Cortar a través del diafragma y las uniones costocondrales para exponer el corazón. </li><li> Con pequeñas tijeras de primavera, hacer un pequeño, 2-5 cortar en la aurícula derecha mm, desde el ventral a dorsal lado del corazón. </li><li> Usando una jeringa de 10 ml con una aguja 27G x 1/2 pulgadas, inyectar el ventrículo izquierdo y perfundir rápidamente el animal con alta solución de corte sacarosa. </li><li> Una vez que la sangre salga clara, utilizar tijeras grandes para quitar de la cabeza. Nota: No hemos evaluado sistemáticamente la utilidad de la perfusión. Sin embargo, en nuestra experiencia, la perfusión transcardíaca en ratones jóvenes esta se puede hacer con casi el 100% de éxito, y no tienen el beneficio de eliminar bl rojaood células, que pueden emitir fluorescencia e interferir con las imágenes. </li><li> Cortar la piel hacia abajo de la línea media para exponer el cráneo. </li><li> Usando iris dobladas tijeras, cortar el cráneo entre los ojos, y luego a partir de la corte entre los ojos, cuidadosamente cortado de anterior a posterior a lo largo de la línea media de la sutura con cuidado de no dañar el cerebro debajo. Nota: La dura por lo general, se corre con el cráneo. Si es necesario, retire la duramadre antes de retirar cuidadosamente el cerebro. </li><li> Usando joyeros fórceps, palanca abrir el cráneo y retire con cuidado el cerebro, a continuación, coloque el cerebro en una solución de corte. Tenga cuidado de no dañar las cortezas. </li></ol></li></ol> 2. Preparación del cerebro para rebanar <ol><li> Preparación del cerebro para el montaje en vibratome etapa. <ol><li> Usando una diapositiva marcado con dos líneas a 90 o y una línea diagonal a los 17 o desde la parte superior izquierda a la inferior derecha, intersección donde las dos líneas se encuentran, coloque la cara dorsal del cerebro hasta, utilizandouna hoja de afeitar, retire 2-4 mm del cerebro extremo rostral la creación de una superficie plana. </li><li> Coloque el lado caudal del cerebro en la superficie plana de nueva creación, y alinear la superficie dorsal del cerebro con la horizontal y la línea media del cerebro con la línea vertical. </li><li> Alinear la cuchilla de afeitar con la línea 17 o, incline la navaja en un ángulo de 30 ° y quite aproximadamente 3 mm de la corteza justo en un corte diagonal doble (17 o desde el plano horizontal y 60 ° de la corona). </li></ol></li><li> Montaje cerebro en vibratome etapa. <ol><li> Coloque un pequeño trozo de papel de filtro de 1 cm x 2 cm en la parte ventral del cerebro para que la dimensión larga es perpendicular a la línea media. </li><li> Con cuidado aplique una pequeña cantidad de adhesivo de cianoacrilato a la zona delante del antirretorno (y a la izquierda de la protuberancia). </li><li> Coloque el cerebro en diagonal de corte doble en el pegamento de manera que la parte caudal del cerebro y el rombencéfalo son prel op a la protuberancia y el lado derecho del cerebro está en contra del tope trasero. </li><li> Delicadamente presione hacia abajo en el cerebro, lo que garantiza que toda la superficie está en contacto con la cámara de corte. </li></ol></li></ol> 3. La obtención de la Colliculo-tálamo-cortical Slice <ol><li> Tomar rápidamente la etapa de corte y el lugar en el vibratome, llenar el escenario con una solución de corte. </li><li> Alinear la cuchilla con la parte superior (lado ventral) del cerebro. </li><li> Retire 1-1.5 mm de la parte superior del cerebro, retire 300-500 micras rodajas y evaluar a fondo después de la eliminación. Nota: Cuando la IC, el MGB, y el núcleo geniculado lateral (LGN) son visibles, y el giro dentado forma una forma de &#39;C&#39; tomar de una a dos 600 micras rodajas. Véase la Figura 3A. </li><li> Coloque las rebanadas en caliente (32 ° C) que sostiene la cámara. </li></ol> 4. Obtención de imágenes de la rebanada <ol><li> Preparación para la formación de imágenes autofluorescencia flavoproteína. <ol> &lt;li&gt; Prepare LCRa para la perfusión de la rebanada en una cámara estándar de registro electrofisiológico, LCRa burbuja con 95% de O2 / 5% de CO 2. </li><li> Tire electrodo de vidrio para la estimulación. Tenga en cuenta que varios diferentes electrodos estimulantes y configuraciones (vidrio, tungsteno, fibra de carbono, monopolar, bipolar) todo el trabajo muy bien en conjunto con imágenes autofluorescencia flavoproteína. </li><li> Encienda el ordenador, cámara, micromanipulador, fuente de luz, el software de estimulación, el software de captura de imágenes. </li><li> Perfundir la cámara de grabación con oxigenada LCRa, coloque el puente personalizado (diseño disponible en Materiales Suplementarios) para elevar la rebanada en la cámara. Nota: tasa de perfusión puede variar con cualquier individuo establecido; 5-15 ml / min se utiliza aquí. </li><li> Coloque la rebanada en la cámara, bajar el nivel de líquido en la cámara para evitar el corte de la elevación del puente mientras se coloca arpa especialmente construido sobre rebanada, teniendo cuidado de evitar la colocación de cuerdas del arpa sobre vías de interest (Figura 1A). Aumentar el nivel de líquido de aproximadamente 1-2 mm por encima de la rebanada para mantener el flujo LCRa encima y debajo de la rebanada. Nota: Si el reposicionamiento es necesario, utilice el final pipeta Pasteur roto o permita que el nivel LCRa a subir y utilizar fórceps con extremo cuidado. </li><li> Inserte electrodo de cloruro de plata en el electrodo de vidrio lleno de LCRa, inserte el electrodo de vidrio en micromanipulador y conectarse a los estímulos del aislador, y coloque cuidadosamente electrodo de vidrio en IC / sustancia blanca que lleva a tálamo (ver Figura 1). </li></ol></li><li> Flavoproteína adquisición de imágenes de autofluorescencia. <ol><li> Recoge imágenes a 4 Hz (utilizando un 2X macro objetivo infinito corregido (NA 0.13)) y una cámara de 105 seg, mientras que la estimulación eléctrica (cada estimulación consiste en 1 seg de 40 Hz 2 ms pulsos tejido en 0,05 Hz cinco veces), mientras que ilumina el tejido con azul claro desde 470 hasta 490 nm y por encima de la captura de 515 nm. Asegúrese de que la imagen no es ni dever o oscuro, ni apagada Figura 3 dejó la columna de referencia. Nota: El tiempo de recolección, la frecuencia de recogida, y la frecuencia de estimulación se pueden cambiar para adaptarse a la experiencia, el programa personalizado incluido en materiales complementarios se pueden modificar como tal. </li><li> Exportar imágenes a Matlab, y utilizando el programa escrito de encargo disponible en materiales complementarios para analizar la energía espectral de las imágenes a 0,05 Hz. La imagen resultante mostrará las vías conectados. Nota: El programa personalizado utiliza una transformada rápida de Fourier de los valores de los píxeles de la serie temporal para producir la imagen. </li></ol></li><li> Preparación para la imagen de calcio. <ol><li> Preparar pequeña cámara de incubación utilizando una placa de cultivo de 3 cm y la membrana cultura elevada para permitir LCRa para alcanzar la parte superior e inferior de la rebanada, y colóquelo sobre una almohadilla térmica para mantener la temperatura a aproximadamente 32 ° C </li><li> Rellene pequeña cámara de incubación con LCRa cálido y poco a poco la burbuja con un 95% de O2/5% de CO 2. </li><li> Mezclar 2 l de Pluronic F-127 ácido y 50 g de Fura-2AM disuelto en 48 l de DMSO. </li><li> Lugar rebanada en la pequeña cámara de incubación de la membrana elevada y con cuidado utilizando una micropipeta añadir mezcla de tinción directamente encima del MGB (u otra estructura de interés). </li><li> Cubra las rebanadas para prevenir la decoloración antes de la proyección de imagen, y que permiten rebanadas incubar durante 45 min - 1 hora. </li><li> Retire rebanadas a cámara de retención calentado durante 10-15 minutos para lavar el exceso de material. </li><li> Siga los pasos 4.1.1 al 4.1.6 para la preparación de estimular y la imagen de la rebanada-colliculo tálamo-cortical. </li></ol></li><li> Adquisición de imágenes de calcio. <ol><li> Recoge imágenes a 10 Hz (con un objetivo de inmersión 20X agua) durante 25 segundos, mientras que la estimulación eléctrica (cada estimulación consiste en un impulso de 2 ms) tejido en 0,2 Hz cinco veces mientras que ilumina el tejido con 365 nm de luz y la captura de fluorescencia por encima de 510 nm. </li&gt; <li> Exportar imágenes a Matlab y utilizando el programa escrito de encargo disponible en materiales complementarios para analizar la energía espectral de las imágenes a 0,2 Hz. La imagen resultante mostrará células activas. </li></ol></li></ol>

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	<li>Llano, D. A., Slater, B. J., Lesicko, A. M., Stebbings, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+auditory+colliculothalamocortical+brain+slice+preparation+in+mouse.">An auditory colliculothalamocortical brain slice preparation in mouse.</a> J. Neurosci. 111, 197-207 (2014).</li><li>Agmon, A., Connors, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thalamocortical+responses+of+mouse+somatosensory+(barrel)+cortex+in+vitro.">Thalamocortical responses of mouse somatosensory (barrel) cortex in vitro.</a> Neuro. 41, 365-379 (1991).</li><li>Cruikshank, S. J., Rose, H. 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The authors have nothing to disclose.

This protocol describes improvements upon a previously described colliculo-thalamocortical brain slice in p12-20 mouse to study information flow in the auditory system1. This method has a number of advantages over other, similar, brain slice preparations by retaining connections between more brain areas in a single slice, which gives investigators new tools to understand the interaction and interplay between auditory nuclei in the forebrain. There have been a few key modifications in this protocol, compared to our previous work1, which increase the yield of connected slices. These modifications include a slightly different cutting angle in the horizontal plane 17o compared to 20o, an added angle in the coronal plane, 60o from coronal and a smaller bump under the IC 1.5 mm compared to 2 mm. While small, these modifications greatly improve the yield and reliability of the method, with practice slices should be obtained 80-100% of the time. Along with obtaining the colliculo-thalamocortical slice, the protocol also describes rapid assessment of the connectivity of the slice ensuring that the slice is connected before further experimentation is done. With the enhanced reliability of the slice, it will be easier to use in conjunction with disease models to understand changes in the auditory system in the diseased state.
There are a few critical steps to optimize obtaining the colliculo-thalamocortical slice. While it is possible to use mice from postnatal day 12 through postnatal day 22, the highest rates of obtaining full connectivity in the slice are between postnatal day 14 and 18. Another critical step is rapid removal of the mouse brain, this will help ensure the health of the tissue providing for a better experiment. After removing the brain from the mouse and removing the frontal cortex, the double angled cut is the most critical step; a clean, fluid motion of the cut as well as maintaining the appropriate angles is necessary to align the appropriate brain structures. If the angled cuts are performed incorrectly, it is likely the connections from the MGB to the AC will not be maintained. If the 17 o angled cut is off by more than a few degrees, the connections from the IC to the MGB will be lost as well. Similarly, if the step underneath the IC is too large, the IC and MGB will be out of alignment. Using flavoprotein autofluorescence imaging, it is easy to quickly determine slice connectivity. If the slice is not fully connected, the stimulator can be moved around the slice to quickly determine which parts of the slice are connected so corrections can be made in future experiments. 
While this slice provides a method to explore information flow through the auditory system, there are some limitations. One of the major strengths of this method is the control of inputs to the nuclei of study, however many connections are severed in the slice. The functions are more complex in vivo so the modeling of this system would be incomplete. Similarly, the stimulation paradigms currently available will be different than the signals generated from sensory perception. Though these limitations are inherent in this in vitro system, the preparation is useful to understand information flow in the auditory system. Though onset of hearing in mice is approximately p1212,13the central auditory system is not yet fully developed at the time that these slices are prepared. This lack of full maturity of these slices may limit the generalizability of the findings derived from this slice.
The use of three-dimensional printing for specialized hardware for preserving and maintaining the slice's connections allows the experimenter to customize these pieces to their needs. Advances in three-dimensional printing allow for a highly customizable set of harps and bridges using materials better suited for placement of strings to hold down the slice at more precise tensions as well as holding up the slice and allowing for better fluid perfusion. These designs are easily customizable to the individual setup without the need for expensive or difficult to make pieces of equipment.

En el sistema auditivo, aunque hay una transformación sustancial de información entre la periferia sensorial y el colículo inferior, hay una considerable procesamiento adicional antes de que alcance la corteza auditiva. Sabemos muy poco acerca de cómo ese proceso se hace y por lo tanto poco acerca de cómo esa transformación permite que el cerebro interpreta la información sensorial entrante. Con la excepción del olfato, cada uno de los sentidos tiene una organización muy similar con señales periféricas inicialmente siendo retransmitido con alta fidelidad que disminuye a medida que la señal asciende a la corteza. La corteza envía proyecciones a las estructuras inferiores para modular aún más la información entrante. Este complejo sistema ha sido estudiado en una variedad de maneras in vivo, así como en un número de preparaciones in vitro. En el primero, todas las conexiones están intactas, lo que permite al investigador para investigar cualquier conjunto de conexiones, mientras que el control de la entrada sensorial y la medición desalida en un área determinada. Con este enfoque, hay poco o ningún control de la gran variedad de otros insumos, incluyendo otros estímulos sensoriales, la excitación y la atención, dando lugar a una salida intensamente compleja. In vitro, rodajas de cerebro han sido cortadas para capturar ya sea un único conjunto de las proyecciones, o dos áreas cerebrales conectados, que permiten a los investigadores para estimular y evaluar los aferentes o áreas cerebrales diferentes. Estos son a menudo ya sea rebanadas thalamocortical o tectothalamic donde ya sea la entrada al tálamo o el tálamo y su salida a la corteza se conservan 2-5. Estas preparaciones permiten una amplia variedad de manipulaciones farmacológicas, eléctricas y optogenética. Sin embargo, con sólo dos regiones del cerebro, que evalúan principalmente la transferencia de información y carecen de la capacidad de evaluar la transformación de la información a medida que pasa a través del tálamo. También la proyección retículo-talámico, que puede desempeñar un papel en la modulación de la atención 6-9 es prESENT en este segmento. Aquí se demuestra mejoras sobre nuestra preparación previa 1, que permite el control investigador de varias entradas al tálamo para dar una perspectiva única de cómo las puertas tálamo y filtros de información. Nos pareja esta nueva preparación rebanada con imágenes de autofluorescencia flavoproteína para evaluar la conectividad rebanada y el análisis de activación a gran escala, imágenes de calcio en el tálamo para el análisis de la población neuronal, y la grabación de una sola célula para medir el impacto de las diversas entradas en un solo nivel celular. Para ayudar en el mantenimiento de estas conexiones generalizadas también hemos desarrollado una serie de modificaciones del ancla rebanada normal (también conocido como &quot;arpa&quot;) para la celebración de la corte de cerebro en su lugar y un puente para elevar la rebanada para mejorar la perfusión. El arpa está diseñado en forma de herradura modificada para rodear el corte y permitir puntos de fijación personalizables para las cuerdas del arpa. Tres cadenas sonadjunta de tal manera que i) se tiende horizontalmente a lo largo del borde medial de la rebanada, ii) Se extiende desde el extremo caudal del IC hasta el extremo caudal de la AC y iii) un extiende diagonalmente desde el borde medial de la rebanada a un área rostral a la AC (ver Figura 1 A). Muescas pequeñas en el marco de pegar (con pegamento de cianoacrilato) del arpa cadenas permiten una disminución en la cantidad de presión sobre el sector para ayudar a mantener la integridad de la rebanada (véase la Figura 1B). Mediante el uso de la impresión tridimensional, somos capaces de arpas de diseño personalizado a nuestras especificaciones únicas, así como los puentes que permiten el flujo ideal de líquido cefalorraquídeo artificial (LCRa) encima y debajo del tejido. Esto también mantiene grandes áreas de luz para penetrar en el tejido de la electrofisiología de pinzamiento zonal.

<table><tbody><tr><td>High sucrose cutting solution</td><td></td><td></td><td>in mM: 206 sucrose, 10.0 MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 11.0 glucose, 1.25 NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;, 26 NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;, 0.5 CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 2.5 KCl, pH 7.4</td></tr><tr><td>Low calcium aCSF</td><td></td><td></td><td>in mM: 126 NaCl, 3.0 MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 10.0 glucose, 1.25 NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;, 26 NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;, 1.0 CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 2.5 KCl, pH 7.4</td></tr><tr><td>aCSF</td><td></td><td></td><td>in mM: 126 NaCl, 2.0 MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 10.0 glucose, 1.25 NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;, 26 NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;, 2.0 CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 2.5 KCl, pH 7.4</td></tr><tr><td>Stimulus Isolator</td><td>World Precision Instruments</td><td>A360</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Life Technologies</td><td>D12345</td><td>Lot: 1572C502</td></tr><tr><td>Fura-2AM</td><td>Life Technologies</td><td>F1201</td><td>Lot: 144912</td></tr><tr><td>Pluronic F-127</td><td>Life Technologies</td><td>P3000MP</td><td>Lot: 1499369</td></tr><tr><td>Large culture dish</td><td>Fisherbrand</td><td>08-757-13</td><td>100 x 15 mm culture dish</td></tr><tr><td>Small culture dish</td><td>Falcon</td><td>353001</td><td>35 x10 mm culture dish</td></tr><tr><td>Raised culture membrane</td><td>Millicell</td><td>PICMORG50</td><td>Used to maintain oxygenated fluid perfusion on both sides of slice.</td></tr><tr><td>Flavoprotein imaging fluorescence cube</td><td>Olympus</td><td>UMNIB</td><td>470&amp;ndash;490 nm excitation, 505 nm dichroic, 515 nm emission long pass.&amp;nbsp; We have found that virtually any green fluorescence protein filter cube will work here.</td></tr><tr><td>Calcium imaging fluorescence cube</td><td>Omega Optical</td><td>BX-18</td><td>XF1005 365 nm exitation, XF2001 400 nm dichroic, XF3080 510 nm emission</td></tr><tr><td>Agar for blocking brain</td><td></td><td></td><td>3% by weight in water</td></tr><tr><td>Viper si Stereo Lithography Apparatus</td><td>3D Systems</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

modification of a colliculo-thalamocortical mouse brain slice, incorporating 3-d printing of chamber components and multi-scale optical imaging

The ability of the brain to process sensory information relies on both ascending and descending sets of projections. Until recently, the only way to study these two systems and how they interact has been with the use of in vivo preparations. Major advances have been made with acute brain slices containing the thalamocortical and cortico-thalamic pathways in the somatosensory, visual, and auditory systems. With key refinements to our recent modification of the auditory thalamocortical slice1, we are able to more reliably capture the projections between most of the major auditory midbrain and forebrain structures: the inferior colliculus (IC), medial geniculate body (MGB), thalamic reticular nucleus (TRN), and the auditory cortex (AC). With portions of all these connections retained, we are able to answer detailed questions that complement the questions that can be answered with in vivo preparations. The use of flavoprotein autofluorescence imaging enables us to rapidly assess connectivity in any given slice and guide the ensuing experiment. Using this slice in conjunction with recording and imaging techniques, we are now better equipped to understand how information processing occurs at each point in the auditory forebrain as information ascends to the cortex, and the impact of descending cortical modulation. 3-D printing to build slice chamber components permits double-sided perfusion and broad access to networks within the slice and maintains the widespread connections key to fully utilizing this preparation.

Un ejemplo de cortes de cerebro de ratón colliculo talamocortical obtenido en P15 ratón se muestra en la figura 2. El corte ideal deberá contener los cuatro grandes estructuras auditivas del cerebro medio y cerebro anterior IC, MGB, TRN, y CA, los cuales están activados cuando el IC es estimulada (Figura 2A). Utilizando el análisis de Fourier, la potencia espectral se mide en la frecuencia de estimulación eléctrica, con las regiones del cerebro que muestran conectados actividad que es periódica y arrastrado a la frecuencia de estimulación 10. Este protocolo permite el estudio del flujo ascendente de la información en particular en el tálamo como nexo entre el cerebro medio y la corteza. Si bien esta ayudas de protocolo en la producción de la rodaja-colliculo talamocortical conectado, así como proporcionar un conjunto más fácilmente personalizable de hardware con la incorporación de la impresión 3D, que incluye son un ejemplo de una rebanada no está conectado desde el tálamo a la corteza (Figura 2B ), la<html> s así como un patrón de conectividad donde el tálamo no muestra actividad con imágenes de autofluorescencia flavoproteína (Figura 2C). Esto es probablemente debido a la conexión de ser interna a la rebanada de tal manera que la activación no está en la superficie de la rebanada y por lo tanto no puede ser visto con la formación de imágenes autofluorescencia flavoproteína. Es posible, aunque poco probable que esta es la activación antidrómica. No hemos visto la activación antidrómica al estimular la sustancia blanca de las proyecciones thalamocortical 11, y con esta estimulación sináptica paradigma de bloqueo en el tálamo provoca una eliminación reversible de la señal cortical 1. El uso de este rebanada, también es posible mirar a la actividad población de células en el tálamo con la estimulación eléctrica del IC. Un experimento de imágenes de calcio ejemplo muestra la actividad spiking de una pequeña población de neuronas talámicas en respuesta a un estímulo del cerebro medio (Figura 3). <html> ent &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/53067/53067fig1.jpg" /> Figura 1. Representación de los materiales impresos en 3D. (A) Imagen rendida de la rebanada que se sienta en el puente con el arpa impresa en su lugar. La flecha indica el flujo de LCRa. (B) Imagen rendida destacando ranuras para las cuerdas del arpa que permitan la rebanada más gruesa (círculos). <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53067/53067fig2.jpg" /> Figura 2. Cortar el cerebro para cortar. (A) Agar posicionamiento en el escenario de corte. (B) Deslice para el posicionamiento del cerebro. (C) Posición del cerebro para el corte anterior. (D) Posición del cerebro y la maquinilla de afeitar de doble corte en ángulo. (E) de bloqueo Final del cerebro para rebanar . <html> /ftp_upload/53067/53067fig3.jpg &quot;/&gt; Figura 3. flavoproteína imágenes autofluorescencia de cortes de cerebro-colliculo tálamo-cortical. (A) Conectado cortes de cerebro colliculo-tálamo-cortical como confirmó flavoproteína autofluorescencia. La estimulación eléctrica a 0,05 Hz de IC proyectado en 4 Hz y Fourier procesa para mostrar potencia a la frecuencia de estimulación. Nota activación de MGB, TRN y, AC, así como el cuerpo estriado (CS). (B) rebanada sin conectar. La estimulación eléctrica de IC sólo con la activación de MGB. Toda vía no fue capturado debido probablemente a 17 o ángulo ligeramente demasiado empinada. (C) la activación atípica de AC. La estimulación eléctrica de IC con la activación de CA sin señal visible en el MGB o TRN. Pathway probable intacta sin embargo, las células activas en la MGB es probable en el otro lado del tejido. ad / 53067 / 53067fig4.jpg &quot;/&gt; Imagen RAW 20X del MGB figura de imágenes 4. El calcio. (A) Imagen Raw de ejemplo rebanada iluminada por imágenes de calcio. (B), los puntos brillantes son células. Barra de escala 100μm. (C) de la señal de calcio con la estimulación eléctrica del IC. Procesamiento de Fourier muestra la activación de ambas células flechas blancas y neuropil punta de flecha negro. Inserción, evolución temporal de la señal promediada (barra de escala inserción cambio 0,5% de la fluorescencia, 1 seg).

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Modification of a Colliculo-thalamocortical Mouse Brain Slice, Incorporating 3-D printing of Chamber Components and Multi-scale Optical Imaging

El uso de múltiples ángulos para cortar el cerebro pup ratón, mejoramos sobre una rebanada cerebral agudo descrito previamente-que captura las conexiones entre la mayoría de las principales estructuras del mesencéfalo y el prosencéfalo auditivas.

Modificación de un Colliculo-tálamo-cortical del ratón Cerebro Loncha, incorporación de la impresión 3-D de la Cámara Componentes e Imagen óptica multi-escala

The ability of the brain to process sensory information relies on both ascending and descending sets of projections. Until recently, the only way to study ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.2K vistas.  University of Illinois Urbana-Champaign.  El uso de múltiples ángulos para cortar el cerebro pup ratón, mejoramos sobre una rebanada cerebral agudo descrito previamente-que captura las conexiones entre la mayoría de las principales estructuras del mesencéfalo y el prosencéfalo auditivas. 

Video: Modification of a Colliculo-thalamocortical Mouse Brain Slice, Incorporating 3-D printing of Chamber Components and Multi-scale Optical Imaging

Chronic Imaging of Mouse Visual Cortex Using a Thinned-skull Preparation

In vivo imaging using two-photon laser scanning microscopy (2PLSM) allows the study of living cells and neuronal processes in the intact brain. The technique presented here allows the imaging of the same area of the brain at several time points (chronic imaging) with microscopic resolution allowing the tracking of dendritic spines which are the small structures that represent the majority of postsynaptic excitatory sites in the CNS. The ability to clearly resolve fine cortical structures over several time points has many advantages, specifically in the study of brain plasticity in which morphological changes at synapses and circuit remodeling may help explain underlying mechanisms. In this video and supplementary material, we show a protocol for chronic in vivo imaging of the intact brain using a thinned-skull preparation. The thinned-skull preparation is a minimally invasive approach, which avoids potential damage to the dura and/or cortex, thus reducing the onset of an inflammatory response. When this protocol is performed correctly, it is possible to clearly monitor changes in dendritic spine characteristics in the intact brain over a prolonged period of time.

In this video and supplemental material, we show a protocol for chronic in vivo imaging of the intact brain using a thinned-skull preparation.

Imagen crónica de la corteza visual del ratón usando una preparación de Diluido-cráneo

In vivo imaging using two-photon laser scanning microscopy (2PLSM) allows the study of living cells and neuronal processes in the intact brain. The ...

Investigación

Neurociencias

Cerebrovascular Casting of the Adult Mouse for 3D Imaging and Morphological Analysis

Vascular imaging is crucial in the clinical diagnosis and management of cerebrovascular diseases, such as brain arteriovenous malformations (BAVMs). Animal models are necessary for studying the etiopathology and potential therapies of cerebrovascular diseases. Imaging the vasculature in large animals is relatively easy. However, developing vessel imaging methods of murine brain disease models is desirable due to the cost and availability of genetically-modified mouse lines. Imaging the murine cerebral vascular tree is a challenge. In humans and larger animals, the gold standard for assessing the angioarchitecture at the macrovascular (conductance) level is x-ray catheter contrast-based angiography, a method not suited for small rodents.
In this article, we present a method of cerebrovascular casting that produces a durable skeleton of the entire vascular bed, including arteries, veins, and capillaries that may be analyzed using many different modalities. Complete casting of the microvessels of the mouse cerebrovasculature can be difficult; however, these challenges are addressed in this step-by-step protocol. Through intracardial perfusion of the vascular casting material, all vessels of the body are casted. The brain can then be removed and clarified using the organic solvent methyl salicylate. Three dimensional imaging of the brain blood vessels can be visualized simply and inexpensively with any conventional brightfield microscope or dissecting microscope. The casted cerebrovasculature can also be imaged and quantified using micro-computed tomography (micro-CT)1. In addition, after being imaged, the casted brain can be embedded in paraffin for histological analysis.
The benefit of this vascular casting method as compared to other techniques is its broad adaptation to various analytic tools, including brightfield microscopic analysis, CT scanning due to the radiopaque characteristic of the material, as well as histological and immunohistochemical analysis. This efficient use of tissue can save animal usage and reduce costs. We have recently demonstrated application of this method to visualize the irregular blood vessels in a mouse model of adult BAVM at a microscopic level2, and provide additional images of the malformed vessels imaged by micro-CT scan. Although this method has drawbacks and may not be ideal for all types of analyses, it is a simple, practical technique that can be easily learned and widely applied to vascular casting of blood vessels throughout the body.

In this article, we present a simple, practical technique for cerebrovascular casting that is easy to perform and can be utilized to image the vascular tree of the adult mouse brain.

Fundición cerebrovascular del ratón adulto de imágenes en 3D y el análisis morfológico

Vascular imaging is crucial in the clinical diagnosis and management of cerebrovascular diseases, such as brain arteriovenous malformations (BAVMs). ...

Multi-layer Cortical Ca2+ Imaging in Freely Moving Mice with Prism Probes and Miniaturized Fluorescence Microscopy

In vivo circuit and cellular level functional imaging is a critical tool for understanding the brain in action. High resolution imaging of mouse cortical neurons with two-photon microscopy has provided unique insights into cortical structure, function and plasticity. However, these studies are limited to head fixed animals, greatly reducing the behavioral complexity available for study. In this paper, we describe a procedure for performing chronic fluorescence microscopy with cellular-resolution across multiple cortical layers in freely behaving mice. We used an integrated miniaturized fluorescence microscope paired with an implanted prism probe to simultaneously visualize and record the calcium dynamics of hundreds of neurons across multiple layers of the somatosensory cortex as the mouse engaged in a novel object exploration task, over several days. This technique can be adapted to other brain regions in different animal species for other behavioral paradigms.

Multi-layer Cortical Ca2+ Imaging in Freely Moving Mice with Prism Probes and Miniaturized Fluorescence Microscopy

Here, we present a procedure for performing large-scale Ca2+ imaging with cellular-resolution across multiple cortical layers in freely moving mice. Hundreds of active cells can be observed simultaneously using a miniature, head-mounted microscope coupled with an implanted prism probe.

Ca Cortical Multi-capa<sup&gt; 2+</sup&gt; Imágenes en ratones con movimientos libres con sondas de prisma y microscopía de fluorescencia miniaturizada

In vivo circuit and cellular level functional imaging is a critical tool for understanding the brain in action. High resolution imaging of mouse cortical ...

Comportamiento

A Polished and Reinforced Thinned-skull Window for Long-term Imaging of the Mouse Brain

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form a polished and reinforced thinned skull (PoRTS) window in the mouse skull that spans several millimeters in diameter and is stable for months. The skull is thinned to 10 to 15 &mu;m in thickness with a hand held drill to achieve optical clarity, and is then overlaid with cyanoacrylate glue and a cover glass to: 1) provide rigidity, 2) inhibit bone regrowth and 3) reduce light scattering from irregularities on the bone surface. Since the skull is not breached, any inflammation that could affect the process being studied is greatly reduced. Imaging depths of up to 250 &mu;m below the cortical surface can be achieved using two-photon laser scanning microscopy. This window is well suited to study cerebral blood flow and cellular function in both anesthetized and awake preparations. It further offers the opportunity to manipulate cell activity using optogenetics or to disrupt blood flow in targeted vessels by irradiation of circulating photosensitizers.

We present a method to form an imaging window in the mouse skull that spans millimeters and is stable for months without inflammation of the brain. This method is well suited for longitudinal studies of blood flow, cellular dynamics, and cell/vascular structure using two-photon microscopy.

Un pulido y reforzado Diluido cráneo-Ventana para a largo plazo de imágenes del cerebro de ratón

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form ...

Micron-scale Resolution Optical Tomography of Entire Mouse Brains with Confocal Light Sheet Microscopy

Understanding the architecture of mammalian brain at single-cell resolution is one of the key issues of neuroscience. However, mapping neuronal soma and projections throughout the whole brain is still challenging for imaging and data management technologies. Indeed, macroscopic volumes need to be reconstructed with high resolution and contrast in a reasonable time, producing datasets in the TeraByte range. We recently demonstrated an optical method (confocal light sheet microscopy, CLSM) capable of obtaining micron-scale reconstruction of entire mouse brains labeled with enhanced green fluorescent protein (EGFP). Combining light sheet illumination and confocal detection, CLSM allows deep imaging inside macroscopic cleared specimens with high contrast and speed. Here we describe the complete experimental pipeline to obtain comprehensive and human-readable images of entire mouse brains labeled with fluorescent proteins. The clearing and the mounting procedures are described, together with the steps to perform an optical tomography on its whole volume by acquiring many parallel adjacent stacks. We showed the usage of open-source custom-made software tools enabling stitching of the multiple stacks and multi-resolution data navigation. Finally, we illustrated some example of brain maps: the cerebellum from an L7-GFP transgenic mouse, in which all Purkinje cells are selectively labeled, and the whole brain from a thy1-GFP-M mouse, characterized by a random sparse neuronal labeling.

In this article we describe the full experimental procedure to reconstruct, with high resolution, the fine brain anatomy of fluorescently labeled mouse brains. The described protocol includes sample preparation and clearing, specimen mounting for imaging, data post-processing and multi-scale visualization.

Micron escala Resolución óptica tomografía de cerebro de ratón enteras con Hoja confocal Microscopía de Luz

Understanding the architecture of mammalian  brain at single-cell resolution is one of the key issues of neuroscience.  However, mapping neuronal soma and ...

Large-scale Three-dimensional Imaging of Cellular Organization in the Mouse Neocortex

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical properties, synaptic connections, and in vivo functions, but their basic functional and anatomical organization from cellular to network scale is poorly understood. Here we describe a method for the three-dimensional imaging of fluorescently-labeled neurons across large areas of the brain for the investigation of the cortical cellular organization. Specific types of neurons are labeled by the injection of fluorescent retrograde neuronal tracers or expression of fluorescent proteins in transgenic mice. Block brain samples, e.g., a hemisphere, are prepared after fixation, made transparent with tissue clearing methods, and subjected to fluorescent immunolabeling of the specific cell types. Large areas are scanned using confocal or two-photon microscopes equipped with large working distance objectives and motorized stages. This method can resolve the periodic organization of the cell type-specific microcolumn functional modules in the mouse neocortex. The procedure can be useful for the study of three-dimensional cellular architecture in the diverse brain areas and other complex tissues.

Here we describe a procedure for tissue clearing, fluorescent labeling, and large-scale imaging of mouse brain tissue which, thereby, enables visualization of the three-dimensional organization of cell types in the neocortex.

Proyección de imagen tridimensional a gran escala de la organización celular en el Neocortex de ratón

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical ...

A Tissue Clearing Method for Neuronal Imaging from Mesoscopic to Microscopic Scales

A detailed protocol is provided here to visualize neuronal structures from mesoscopic to microscopic levels in brain tissues. Neuronal structures ranging from neural circuits to subcellular neuronal structures are visualized in mouse brain slices optically cleared with ScaleSF. This clearing method is a modified version of ScaleS and is a hydrophilic tissue clearing method for tissue slices that achieves potent clearing capability as well as a high-level of preservation of fluorescence signals and structural integrity. A customizable three dimensional (3D)-printed imaging chamber is designed for reliable mounting of cleared brain tissues. Mouse brains injected with an adeno-associated virus vector carrying enhanced green fluorescent protein gene were fixed with 4% paraformaldehyde and cut into slices of 1-mm thickness with a vibrating tissue slicer. The brain slices were cleared by following the clearing protocol, which include sequential incubations in three solutions, namely, ScaleS0 solution, phosphate buffer saline (&#8211;), and ScaleS4 solution, for a total of 10.5&#8211;14.5 h. The cleared brain slices were mounted on the imaging chamber and embedded in 1.5% agarose gel dissolved in ScaleS4D25(0) solution. The 3D image acquisition of the slices was carried out using a confocal laser scanning microscope equipped with a multi-immersion objective lens of a long working distance. Beginning with mesoscopic neuronal imaging, we succeeded in visualizing fine subcellular neuronal structures, such as dendritic spines and axonal boutons, in the optically cleared brain slices. This protocol would facilitate understanding of neuronal structures from circuit to subcellular component scales.

The protocol provides a detailed method of neuronal imaging in brain slice using a tissue clearing method, ScaleSF. The protocol includes brain tissue preparation, tissue clarification, handling of cleared slices and confocal laser scanning microscopy imaging of neuronal structures from mesoscopic to microscopic levels.

Un método de limpieza de tejidos para imágenes neuronales de escalas mesoscópicas a microscópicas

A detailed protocol is provided here to visualize neuronal structures from mesoscopic to microscopic levels in brain tissues. Neuronal structures ranging ...

Imágenes de calcio de dos fotones y de campo amplio en el colículo superior

Calcium Imaging in Mouse Superior Colliculus

The superior colliculus (SC), an evolutionarily conserved midbrain structure in all vertebrates, is the most sophisticated visual center before the emergence of the cerebral cortex. It receives direct inputs from ~30 types of retinal ganglion cells (RGCs), with each encoding a specific visual feature. It remains elusive whether the SC simply inherits retinal features or if additional and potentially de novo processing occurs in the SC. To reveal the neural coding of visual information in the SC, we provide here a detailed protocol to optically record visual responses with two complementary methods in awake mice. One method uses two-photon microscopy to image calcium activity at single-cell resolution without ablating the overlaying cortex, while the other uses wide-field microscopy to image the whole SC of a mutant mouse whose cortex is largely undeveloped. This protocol details these two methods, including animal preparation, viral injection, headplate implantation, plug implantation, data acquisition, and data analysis. The representative results show that the two-photon calcium imaging reveals visually evoked neuronal responses at single-cell resolution, and the wide-field calcium imaging reveals&#160;neural activity across the entire SC. By combining these two methods, one can reveal the neural coding in the SC at different scales, and such combination can also be applied to other brain regions.

Autor destacado: Desvelando la codificación neuronal y los mecanismos de procesamiento visual en el colículo superior 

This protocol details the procedure for imaging calcium responses in the superior colliculus (SC) of awake mice, including imaging single-neuron activity with two-photon microscopy while leaving the cortex intact in wild-type mice, and imaging the entire SC with wide-field microscopy in partial-cortex mutant mice.

Imágenes de calcio en el colículo superior de ratón

The superior colliculus (SC), an evolutionarily conserved midbrain structure in all vertebrates, is the most sophisticated visual center before the ...

Modificación de un Colliculo-tálamo-cortical del ratón Cerebro Loncha, incorporación de la impresión 3-D de la Cámara Componentes e Imagen óptica multi-escala

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Imagen crónica de la corteza visual del ratón usando una preparación de Diluido-cráneo

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Ca Cortical Multi-capa

Un pulido y reforzado Diluido cráneo-Ventana para a largo plazo de imágenes del cerebro de ratón

Micron escala Resolución óptica tomografía de cerebro de ratón enteras con Hoja confocal Microscopía de Luz

Proyección de imagen tridimensional a gran escala de la organización celular en el Neocortex de ratón

Un método de limpieza de tejidos para imágenes neuronales de escalas mesoscópicas a microscópicas

Imágenes de calcio en el colículo superior de ratón

Imágenes de calcio en el colículo superior de ratón

Imágenes de calcio en el colículo superior de ratón