Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse aus NHMRC und Stafford Fox Medical Foundation unterstützt. Die Autoren erkennen die chirurgische Hilfe von Sue McKay, Liliana Pepe, Anna Deftereos und Amanda Rixon der Experimental medizinischen und chirurgischen Einheit, St. Vincent Hospital in Melbourne. Unterstützung wird auch von der viktorianischen Staatsregierung Department of Innovation, Industrie und regionale Entwicklung operative Infrastruktur-Support-Programm zur Verfügung gestellt.

Die Protokolle hier beschrieben wurden von der Tierethikkommission von St. Vincent Hospital Melbourne, Australien, genehmigt und wurden unter strenger Einhaltung der Australian National Health und Medical Research Council-Richtlinien durchgeführt. HINWEIS: zwei Kammer Protokolle werden unten beschrieben. Die zwei verschiedenen Modelle und ihre spezifischen Kammerkonstruktionen sind in Abbildung 1 dargestellt. Kammer (1) aus Polycarbonat (Kammermodell Ratte arteriovenöse Schleife). Es ist zylindrisch mit einem Innendurchmesser 13 mm und die Höhe 4 mm. Ein Fenster an einer Stelle in der Wand erlaubt den ungehinderten Zugang für den Stiel. Im zweiten Modell (für Ratten - Flow-Through - Stiels Kammer - Modell) wird die Kammer von Polyacryl und ist rechteckig (10 x 8 x 4 mm 3 Innenmaße). Es hat zwei 1,5 mm Öffnungen auf gegenüberliegenden Seiten der Femoralarterie und Vene aufzunehmen, wie sie in die Kammer übertreten. 1. Ratte arteriovenöse Schleifenkammer Modell (Ein Chamber pro Tier) HINWEIS: Vor der Operation beginnen, stellen Sie sicher, dass alle Instrumente ordnungsgemäß sterilisiert wurden. Ebenso sorgen die übrigen Instrumente auf sterilen Tüchern und sind in einem angemessenen Abstand vom Operationsfeld Kontamination während des Verfahrens zu vermeiden. <ol><li> Vorbereitung der Tiere für Chirurgie <ol><li> Verwenden Ratten mindestens 250 g für ihre Größe der Schiffe, für die Erstellung der arteriovenöse Schleife wiegen. </li><li> Betäuben des Tieres mit 4% Isofluran Einatmen. Erhärten ausreichende Tiefe der Anästhesie durch Teilnahmslosigkeit bis Fuß-Pinch beurteilen. Nach der Anästhesie, halten das Tier ausreichend während des gesamten Verfahrens mit 2% Isofluran betäubt. </li><li> Legen Sie das Tier in Rückenlage auf einem wärmenden Kissen und steriler Schmiermittel auf die Augen Austrocknung während der Operation zu verhindern. </li><li> Mit einem elektrischen Rasierer, rasieren beide Buhnen und entfernen Sie die Haare mit einem Stück feuchten Gaze. </li><li> Bereiten Sie die Operationsstellen mit Chlorhexidin/ 70% Ethanol-Lösung und das Tier mit sterilen Tüchern drapiert. Verwalten einer Einzeldosis von Carprofen (5 mg / kg, subkutan) als Analgetikum. </li></ol></li><li> Ernte der Oberschenkelvene Graft <ol><li> Unter Verwendung eines # 15 Klinge, machen Sie eine 4 cm lange Hautschnitt auf der linken Leiste parallel zum Leistenband. Dies legt den Leistenfettpolster. </li><li> Schnitt durch das Fettpolster am Umfang mit einer Schere an den epigastrischen Gefäße es an seinem Gefäßstiel Basis zu verlassen. </li><li> Mit Mikro Schere, befreien die duftige Bindegewebe Verwachsungen zwischen Bauchdecke und die zugrunde liegenden Femoralgefäße. </li><li> Legen Sie einen Aufroller auf der Bauchdecke und ziehen medial. Dies legt das Leistenband und über die gesamte Länge des Oberschenkelgefäße. </li><li> Mit Mikropinzette und einer gebogenen Schere sezieren die epigastrische Vene und zu isolieren, es von seiner umgebenden Fett durch leichtes Ziehen und Schneiden. Diese Ader wirkt als Haltegurt, wenn die Schleife zu konstruieren. </li><li> Using Mikropinzette und gebogenen Mikro Schere öffnen Sie die perivaskuläre Hülle die Oberschenkelgefäße und Nerven den ganzen Weg von dem Leistenband zu seiner Gabelung distal der epigastric Zweig enthält. </li><li> Mit Mikropinzette, die Oberschenkelvene durch seine adventitia abholen und es vorsichtig aus dem umgebenden Gewebe trennen und begleitende Arterie. Tun Sie dies mit Mikropinzette und gebogenen Rund spitz Mikro Schere durch das Gewebe Auseinanderziehen und Schneiden durch sie. HINWEIS: Niemals die ganze Dicke der Venenwand greifen, da dies ein Trauma der Intima verursachen könnten es anfällig für Thrombose zu machen. </li><li> Ligat Seitenzweige während der Präparation mit 10/0 Nylonnaht oder gerinnen sie mit einem bipolaren Koagulator gefunden. </li><li> Mit der Oberschenkelvene völlig frei, abzubinden seinem proximalen und distalen Ende mit 4/0 Seidenfäden. Achten Sie darauf, eine Vene Graft von mindestens 10 mm Länge zu erhalten und umfassen etwa 0,5 cm Länge des epigastric Zweig als ein Halteseil Haltegurt verwendet werdendie Schleife offen in der Kammer zu halten. </li><li> Mit Mikropinzette und gerade Mikro Schere, schneiden Sie die Adventitia von den Enden des Transplantats durch leichtes Ziehen und Schneiden. Dies kann auch später durchgeführt werden, bevor mikrochirurgisches Anastomosen. </li><li> Spülen Sie das Venentransplantat mit heparinisierter Kochsalzlösung (10 U / ml Heparin) und lassen Sie es in der Lösung zur Ruhe. Schließen Sie die Wunde Dauerlauf 4/0 Seidennaht plus zwei oder drei zusätzlichen einfachen unterbrochenen Stichen. </li></ol></li><li> Erstellung von arteriovenöse Schleife und Implantierung von Kammer <ol><li> Wiederholen Sie die Schritte 1.2.1 in der exakt gleichen Art und Weise zu 1.2.4 auf der Gegen Glied. </li><li> Mit Mikropinzette, sezieren und sowohl die epigastrische Arterie und Vene isolieren die umgebende Fettpolster bilden. Tun Sie dies, indem Sie vorsichtig das Gewebe ziehen weg von den Gefäßen </li><li> Mit Mikropinzette, wählen Sie die Oberschenkelarterie durch ihre Adventitia und frei, um es aus den umliegenden Geweben. Tun Sie dies mit Mikropinzette und gebogenen runden zackigen micro Schere durch das Gewebe Auseinanderziehen und Schneiden durch sie. Abzubinden oder gerinnen ihre Seitenäste. </li><li> Ligieren der Arteria und Vena femoralis distal der Entstehung der epigastrischen Gefäße mit 4/0 Seidennaht. </li><li> Legen Sie eine einzelne Klemme proximal an jedem der Arteria und Vena femoralis. Mit einem scharfen gerade Mikro Schere, machen einen sauberen quer geschnitten in jedem Gefäß distal der Entstehung der epigastric Zweige. Legen Sie einen sterilen Plastik Kontrast Hintergrund unter den Gefäßen. </li><li> Spülen Sie die Behälter kräftig mit großzügigen Mengen von heparinisierter Kochsalzlösung, bis das gesamte Blut aus dem Lumen entfernt wird. </li><li> Bringen Sie das Venentransplantat in das Operationsfeld und entfernen Sie alle redundanten adventitia aus der Schiffsenden gemäß Schritt 1.2.10, wenn nötig. </li><li> Führen Sie beide mikrochirurgisch Anastomosen mit 10/0 Nylonfaden. Anastomosieren das proximale Ende des Venentransplantats die Oberschenkelvene und dem distalen Ende der Oberschenkelarterie. Dies ermöglicht es dem Blut zu fließen fROM mit der arteriellen zur venösen Seite ohne Widerstand von den Ventilen in der Vene Graft. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Oberschenkelgefäße und die Vene Graft-Rest in ihrer natürlichen Position ohne Wendungen. </li><li> Prüfen Sie auf Lecks an beiden Anastomosen. Lösen Sie kleine Lecks, die aussehen wie nicht pulsierendem Blut aus der Anastomose kommt, durch ein kleines Stück von Fett auf der Oberseite platziert und sanft für 5-10 min zu komprimieren. Größere pulsierende Lecks, die schnell das gesamte Feld überschwemmen zusätzliche Stiche müssen. </li><li> Überprüfen Sie die Durchgängigkeit der arteriovenöse Schleife. Sanfte Verschluss der Arteria femoralis sollte es schrumpfen, während das gleiche in die Oberschenkelvene sollte es anschwellen. </li><li> Legen Sie die Basis des Tissue Engineering Kammer unter der arteriovenöse Schleife mit dem letzteren ruht in seiner natürlichen Position ohne Drehungen oder Knicke. </li><li> Befestigen Sie den Boden der Kammer zu dem Leistenband und das darunter liegende Muskelfaszie mit 6/0 Nylonnähten. </li><li> Setzen Sie den Deckel über dieBasis, so dass die Femoralgefäße die Kammer durch eine Kerbe (Fenster in der Seite der Kammer) eingeben. Wenn Sie den Deckel schließen, stellen Sie sicher, dass es fängt die epigastric Zweige, zwischen der Kammer Boden und Deckel, die wirken als Anbindehaltung die arteriovenöse Schleife in Position zu halten. </li><li> Schließen Sie die Wunde Dauerlauf 4/0 Seidennaht plus zwei oder drei zusätzlichen einfachen unterbrochenen Stichen. </li><li> Lassen Sie das Tier aus der Narkose auf eine wärmende Unterlage zu erholen. </li><li> Nicht das Tier unbeaufsichtigt lassen, bis es genügend Bewusstsein zu halten Brustlage wiedergewonnen hat. Ebenso kehren nicht ein Tier, dass eine Operation für das Unternehmen von anderen Tieren unterzogen wurde, bis sie vollständig erholt. 24 Stunden später, zu verwalten eine weitere Einzeldosis von Carprofen (5 mg / kg, subkutan) als Analgetikum. </li><li> Behandeln Sie die Wunde mit topischen antibiotischen Salbe für 5 Tage. Wenn die Wunde geöffnet wird, betäuben das Tier, wie in Schritt 1.1.2 bis 1.1.5 und schließen Sie die Wunde wie in 1.3.14. Überwachen Sie die Gesundheit von Tier täglich. Euthanize das Tier eine tödliche Dosis intraperitoneale lethabarb Injektion unter Verwendung von (163 mg / kg in 0,25 ml von 23 G-Nadel), wenn das Tier mehr als eine moderate Anzeichen von inacitivity zeigt, Appetitlosigkeit, Gewichtsverlust und Verlust der Farbe. </li></ol></li></ol> 2. Durchfluss Pedicle Kammer (zwei Kammern pro Tier) <ol><li> Vorbereitung der Tiere für Chirurgie <ol><li> Wiederholen Sie die Schritte 1.1.1 bis 1.1.4. Zwei Kammern in beide Leistenbereiche eines einzelnen Ratte implantiert werden. </li></ol></li><li> Isolierung von Femoralgefäße und Insertion der Kammer <ol><li> Wiederholen Sie die Schritte 1.2.1 bis 1.2.8. </li><li> Mit beiden Arterie und Vene vollständig befreit Gewebe umgibt, und ihre Äste ligiert, bringen die Kammer in das Operationsfeld. </li><li> Platzieren Sie jede der intakten Femoralgefäße auf den entsprechenden Schlitz des Kammerbodens sicherstellen, dass es keine Drehungen oder Knicke. </li><li> Schließen Sie die Kammer von attaching des Deckels an der Basis. Schließen Sie die Wunde mit Dauerlauf 4/0 Seidennaht plus zwei oder drei zusätzliche einfache unterbrochene Stiche und lassen Sie das Tier, wie zuvor beschrieben zu erholen. </li></ol></li></ol> 3. Ernte der Kammern und Gewebeverarbeitung <ol><li> Sobald die Zeitpunkte Experiment (4-6 Wochen nach der Implantation) erreicht sind, betäuben das Tier, wie in Schritt 1.1.2 und 1.1.3 Schritte durch 1.1.5 wiederholen. </li><li> Öffnen Sie die Wunde einer # 15 Klinge und schneiden durch die Gewebe mit einer Schere, bis die Kammer vollständig ausgesetzt ist. </li><li> Setzen Sie die Femoralgefäße proximal zu dem Konstrukt und Test für die Gefäßdurchgängigkeit: sanft, das Schiff mit zwei microforceps verschließen, dann melken das Blut in eine distale Richtung und lassen schließlich die proximalen Zange. Wenn das Schiff wieder mit Blut füllt, bestätigt dies die Durchgängigkeit. Ligieren die Oberschenkelgefäße proximal in dem Fall der arteriovenöse Schleife und sowohl proximal und distal in dem Fall the Flow-Through - Konfiguration, und entfernen Sie en bloc die Kammern mit dem haltigen Gewebe. </li><li> Am Ende des Experiments euthanize das Tier eine tödliche Dosis intraperitoneal lethobarb Injektion unter Verwendung von (163 mg / kg in 0,25 ml von 23 G Nadel). </li><li> Fix Gewebe in 4% Paraformaldehyd bei Raumtemperatur für 24 Std. Teilen Sie Gewebe in mehrere Querschnitte (1-2 mm dick) und in Paraffinwachs oder optimale Schnitttemperatur Verbindung für Paraffinschnitte (5 &amp; mgr; m) oder Gefrierschnitten (10 &amp; mgr; m) einzubetten sind. 3,4,8,17,22, 24 </li><li> Eine regelmäßige histologischen Färbung wie Hämatoxylin und Eosin die allgemeine Morphologie der Gewebe zu untersuchen. Führen Sie immunhistochemischen Färbung mit spezifischen Antikörper Zelltyp von Interesse zu identifizieren, 3,4,8,17,22,24,29 zum Beispiel kardiales Troponin T - Immunfärbung für Kardiomyozyten. </li></ol>

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Die Autoren erklären, keine Interessenkonflikte.

Technik der Mikrozirkulation wird derzeit im Wesentlichen durch zwei Ansätze untersucht. Die erste umfasst innerhalb des Konstrukts in vitro eine hoch vernetzte vaskuläre Netzwerk entwickeln , so dass , wenn es implantiert, Kapillaren vom Host Gefäßbett mit denen das durch einen Prozess namens inosculation konstruieren transplantierten verbinden, wodurch die Lieferung von Nährstoffen nicht nur an die Peripherie zu gewährleisten , aber auch auf den Kern. 21,32,33 Dies wird pre-Vaskularisierung genannt. Der zweite Ansatz versucht die Host-eigenen Gefäßen direkt in vivo zu verbessern, so dass Kapillare sprießen entweder vor oder gleichzeitig mit implantierten Zelldifferenzierung und Gewebewachstum auftritt. 17,34 Die in vivo Tissue Engineering Kammer Protokoll präsentiert hier nutzt das letztere Konzept durch eine Arterie und eine Vene platziert, entweder als arteriovenöse Schleife oder einem Durchfluss pedicle Konfiguration,in einem geschützten leeren Raum, so dass signifikante Sprießen und Bildung neuer Kapillaren über die Zeit 3 Vorteile der Kammer umfassen (1) das Fehlen von in vitro - Manipulationen. (2) die Erzeugung eines vollständig autologe Gefäßnetz, das nicht durch den Host abgelehnt werden; und (3) die Tatsache , dass es keine inosculation Zeit braucht , die zwischen 1 bis 7 Tage beträgt das Gewebe konstruieren anfällig für Ischämie zu nehmen. 35,36 Dennoch ist zu beachten, dass es etwa 3-7 Tage signifikante Kapillare nimmt einen Zeitraum auftreten keimen, während der das implantierte Gewebe wird auch schlecht versorgt. 3 Verzögerte Zellimplantation , sobald die Kammer ausreichend ist vaskularisiert tatsächlich verbesserten Überleben gezeigt. 17 Ein weiterer Vorteil umfasst die Biokompatibilität und nicht-Immunogenität der Kammern &#39;Material (dh Polycarbonat und Polyacryl). Darüber hinaus ist die starre nicht-kollabierbaren chamber stellt einen geschützten Raum für das Gewebe und Gefäße ohne Zusammenführung und Integration mit der Umgebung zu wachsen, die andernfalls Expansions behindern würde und der Ernte des neu gebildeten Gewebes erschweren. Im Gegensatz dazu sind die Tatsache, dass die Kammern geschlossen können Gewebewachstum begrenzen. Dies jedoch ist in der arteriovenöse Schleife Modell angesprochen, die nun eine perforierte Kammer verwendet , die gezeigt worden ist , Gewebe effektiver als die geschlossene einem wachsen. 37 Die Gewebe-Engineering-Kammer-Protokolle hier vorgestellten sind in hohem Maße reproduzierbar, aber es sollte betont werden, dass die Kammern selten vollständig zu füllen, in der Regel auf etwa 70% der Kapazität. Konsistente Ergebnisse werden erzielt, vorausgesetzt, dass einige kritische Schritte und technischen Fragen berücksichtigt werden. Pedicle Durchgängigkeit ist das ultimative Ziel, wenn sie mit Blutgefäßen arbeiten, besonders wenn mikrochirurgisch Anastomosen durchgeführt werden. Wir haben festgestellt, konsequent kein Gewebe wächst, wenn der vascdere pedicle Thrombosen früh nach der Operation. Faktoren, die Durchgängigkeit beeinflussen lassen sich grob in vier Kategorien eingeteilt werden, nämlich chirurgische Technik, Durchblutung, Thrombose und Krampf. Zuerst wird eine empfindliche chirurgische Technik ist der Schlüssel zum Erfolg. In diesem Sinne sollte beachtet werden, dass diese Verfahren, insbesondere die, die Schaffung eines arteriovenöse Schleife erfordern ein gewisses Maß an chirurgische Geschicklichkeit denen, die ohne weiteres durch das Praktizieren ersten in nicht-lebenden Modelle und anschließend in der Ratte Femoralgefäße erworben werden können folgende die Prinzipien und Techniken , die hier und an anderer Stelle beschrieben. 38 Schäden an der Gefäßwand, insbesondere der Intima, muss jederzeit durch die richtige Handhabung der Gefäße vermieden werden, die die volle Dicke der Gefäßwand greifen schließt nie, übermäßige verhindert Stretching, vernünftige Verwendung der bipolaren Koagulator, und im Fall der arteriovenösen loop, Leistung sorgfältige und atraumatische mikrochirurgisches Anastomosen. Obwohl mit heparinisierter Kochsalzlösung gespült Blutgerinnung verhindern hilft, wird es nie eine feine chirurgische Technik zu ersetzen. Zweitens beziehen Blutfluss Faktoren hauptsächlich und Stase zu Turbulenzen. Turbulente Strömung sekundär zu Verdrehungen, Biegungen oder Knicke der Schiffe fördert Thrombusbildung. Daher ist eine Stromlinie uneingeschränkte Strömung muss sowohl in der arteriovenöse Schleife sichergestellt werden, und die Flow-Through-Modelle. In diesem Sinne ist die Anbindehaltung Wirkung der epigastric Filialen in der arteriovenöse Schleife Modell Biegen zu verhindern, wesentlich ist; wenn aus irgendeinem Grund diese Zweige nicht verwendet werden kann, einfach 10/0 Nylonmaschen von der Gefäßwand in die umliegenden Gewebe sollten sorgfältig statt platziert werden. Statische Blut an der Anastomose während des Verfahrens arteriovenöse Schleife ist auch hoch thrombogenen und muss durch Spülen des Gefäßes kräftig mit heparinisierter Kochsalzlösung vor und während der Anastomose verhindert werden. Drittens pro-thrombotischen Faktoren wie Schadstoffe aus dem operativen Bereich und die meisten importantly das Vorhandensein von Stücken von Adventitia innerhalb der Anastomose sind zu vermeiden. das Gefäß vorbereiten endet richtig vor mikrochirurgisch Vernähen und das Feld und Anastomose sauber zu halten, indem sie regelmäßig wichtige Aspekte sind Spülung zu berücksichtigen, wenn die arteriovenöse Schleife zu konstruieren. Last but not least gibt es das Problem der Gefäßkrampf. Obwohl die Pathophysiologie von Gefäßspasmen nicht vollständig aufgeklärt wurde, ist es wahrscheinlich aufgrund sowohl lokale als auch systemische Faktoren. Lokale Faktoren gehören Gefäßtrauma, das Vorhandensein von Blut in das Operationsfeld und Gewebeaustrocknung. Die systemische Faktoren, auf der anderen Seite, umfassen niedrige Kerntemperatur, Blutdruckabfall und sympathische Reaktion auf Schmerz. 38 So wird in beiden arteriovenöse Schleife und Flow-Through-Modelle, die richtige Handhabung und Vorbereitung des Tieres zusammen mit einem empfindlichen OP-Technik kann nicht genug betont werden. Strategien Krampf umfassen Bewässerung mit warmem Salzlösung zu lösen oder unverdünnt1% Xylocain und eine Ruhezeit von 5-10 min. Gefäßerweiterung und Strippen des adventitia kann auch helfen , Spasmus aufgrund seiner lokalen sympathectomy Wirkung zu entlasten. 38 die Notwendigkeit zu umgehen mikrochirurgisch Anastomosen durchzuführen und die technische Herausforderung es bedeutet, kann die Manschette Technik , wie an anderer Stelle beschrieben eingesetzt werden. 39 Diese Technik besteht eines des Schiffes Einsetzen in einer Manschette endet, stülpen, und es mit einer umlauf 6/0 Nylonnaht sichern. Als nächstes wird das andere Gefäß Ende über die Manschette geschoben und in ähnlicher Weise gesichert. Das Gewebe-Engineering-Kammer hat ein neues Fenster der Möglichkeiten in der experimentellen Forschung eröffnet und ist stetig in Richtung einer möglichen klinischen Zweck voran. Bislang stellte die Modelle hier sind vor allem für die Erzeugung von Geweben verschiedener Abstammungslinien verwendet. 4,7,8,17,22, 24,25,27-29,37,40 Trotzdem haben sie eine Reihe von weitere mögliche Anwendungen. Zum Beispiel, ha wirhabe die Durchflusskammer als effektive und vergleichsweise schnelles Modell für teratoma Bildung nach der Implantation von humanen induzierten pluripotenten Stammzellen verwendet. 41,42 So kann dieser Ansatz als &quot;Qualitätskontrolle&quot; Werkzeug zu erreichen tumorfreien Tissue Engineering verwendet mit pluripotenten Stammzellen. Auch Drogen toxikologischen Studien konnte in menschlichen Geweben im Inneren der Kammer angebaut werden erforscht. Ebenso kann die Erzeugung von pathologischen Gewebe könnte einen interessanten Ansatz in Richtung Krankheit Modellierung und Drogentests ergeben. Schließlich könnte das Gewebe-Engineering - Kammer auch ein mögliches Modell zu studieren Wachstum von Gewebe und Verfolgung von Zellschicksal in vivo werden. Zusammenfassend haben wir ein Protokoll denen die Platzierung einer subkutanen Kammer in Tieren durch zwei verschiedene Ansätze beschrieben: ein mikrochirurgisches arteriovenöse Schleife oder eine Durchfluss Pedikel-Konfiguration. Die Technik ist sehr gut reproduzierbar und liefert konsistente Ergebnisse. Seine Verwendung hwie bisher auf dem Gebiet des Tissue Engineering ausgebeutet hauptsächlich worden ist, gibt es jedoch andere Forschungspotenzial Felder, für die diese Kammern von großer Anwendung sein könnte.

Die Herstellung von funktionellen bluteten Gewebe ein Tissue - Engineering - Ansatz ist eine neue Paradigma in der regenerativen Medizin. 1,2 Viele Ansätze zu konstruieren neue und gesunde Gewebe für den Ersatz von verletztem Gewebe oder defekte Organe entwickelt, 3-6 experimentell in kleinen Tiermodellen mit vielversprechende klinische Potenzial. 7,8 jedoch Vaskularisierung bleibt eine der großen Herausforderungen für das Tissue Engineering sein Potenzial zu begrenzen Gewebe klinisch relevanter Größe zu wachsen. 9 Aktuelle Ansätze Gewebe folgen entweder eine extrinsische Weg zu vaskularisieren wo neue Schiffe von der Empfängergefäßbett wachsen und dringen überall in das implantierte Gewebe konstruiert 10 oder eine intrinsische Vaskularisierung Weg , wo das Gefäßsystem wächst und dehnt sich im Einklang mit dem neu entstehenden Gewebes. 11 Der extrinsische Ansatz traditionell beinhaltet Seeding Zellen auf ein Gerüstin vitro und das vollständige Konstrukt in das lebende Tier mit der Erwartung , Implantieren , die Nährstoffe, die zuvor von Kulturmedien zugeführt wird , wird aus dem Kreislauf stammen. 12,13 Das Konzept vereinfachend als vaskuläre Einwachsen zu langsam und nur sehr dünne Implantate (&lt; 1-2 mm dick) wird lebensfähig bleiben. Bereitstellung von Nährstoffen und Sauerstoff durch eine schnelle und ausreichende Vaskularisierung im Herzen eines jeden erfolgreichen Versuche ist komplexer und größer Tissue-Engineering - Ersatzstoffe wie Knochen, Muskeln, Fett und soliden Organen zu wachsen. 14,15 Intrinsic Vaskularisierung bietet das Potenzial für größere Konstrukte durch progressive Gewebewachstum, die seinem wachsenden Blutversorgung zu entwickeln. Ein Design ist die in vivo - Implantation in eine Kammer eines Gefäßstiel mit oder ohne einer Zelle seeded Gerüst. 5,6 dies der Weg zu neuen Verfahren zur Erzeugung von dickeren intrinsisch vaskularisierten Geweben geebnet. 16,17 &lt;/ P&gt; vorab vaskularisieren Gewebetransplantate, vor der Implantation in jüngster Zeit wurden Strategien entwickelt. Diese integriert Blutgefäßnetze zielen darauf ab , mit dem Host - Schiffen bei der Implantation zu inosculate so dass für die schnelle Bereitstellung einer vollständigen Blutversorgung das Überleben aller Teile eines transplantierten dicken Gewebetransplantats zu verbessern. 18 Wir waren die ersten in vivo eine gefäß Tissue Engineering Modell in Kleintiere , die eine subkutan implantierte halbstarre geschlossene Kammer , die einen durchbluteten Gefäßstiel und zellhaltigen Biomaterialien umfasst. Die Kammer schafft eine ischämische Umgebung , die von den implantierten Gefäße angiogenen Sprießen stimuliert. 3 Der Gefäßstiel kann entweder eine rekonstruierte arteriovenöse Schleife oder eine intakte Durchfluss Arterie und Vene sein. 3-6,19 Diese Gefäßstiel Sprossen eine funktionierende und umfassende arterio -capillary-venöse Netzwerk, das sowohl auf Kunst verbindeteriole und venöse endet mit dem Gefäßstiel. 3,20 Darüber hinaus ist die umgebende hohle Stützkammer schützt die Entwicklung von Gewebe vor potenziell mechanischen Kräften verformt und verlängert die ischämische Antrieb Vaskularisierung zu verbessern. 3,21,22 Wenn das Schiff pedicle einfach in implantiert normales Gewebe und nicht innerhalb des geschützten Raum der Kammer, hört angiogenen Sprießen entlang der gleichen Zeitachse wie eine normale Wunde und kein neues Gewebe wird um den Stiel akkumulieren. Forscher haben diese in vivo - Konfiguration verwendet dreidimensionalen Funktions vaskularisierten Gewebekonstrukte mit unterstützenden Vaskulatur zu produzieren und klinisch relevanter Größe. 4,23 Weiteren die gentechnisch vaskularisierten Gewebekonstrukte mit seiner intakten Gefäßstiel kann zur anschließenden Transplantation an der Verletzungsstelle geerntet . Eine klinisch machbar Szenario die Kammer für den Wiederaufbau s 24,25 im Rahmen der endgültigen Standort erschaffen würdeuch als die Brust. Somit könnte diese de novo Tissue Engineering Ansatz haben klinische Potenzial eine neue Quelle der funktionellen Zielgewebe für die rekonstruktive Chirurgie bereitzustellen. 26-28 Das folgende Protokoll wird eine allgemeine Anleitung geben einen in vivo vaskularisierten Gewebetechnik Kammer in der Ratte zu konstruieren, die in verschiedenen Tiermodellen und eingesetzt angepasst werden, um die komplizierten Prozesse der Angiogenese, der Matrixproduktion und zelluläre Migration und Differenzierung zu untersuchen.

<table><tbody><tr><td>1 15 Blade Scalpel</td><td>Braun</td><td>BB515</td><td></td></tr><tr><td>1 Toothed Adson Forceps</td><td>Braun</td><td>BD527R</td><td></td></tr><tr><td>1 Needle Holder</td><td>Braun</td><td>BM201R</td><td></td></tr><tr><td>1 Bipolar Coagulator&amp;nbsp;</td><td>Braun</td><td>US335</td><td></td></tr><tr><td>1 Micro Needle Holder B-15-8.3</td><td>S &amp;amp; T</td><td>00763</td><td></td></tr><tr><td>1 Micro Dilator Forceps D-5a.2</td><td>S &amp;amp; T</td><td>00125</td><td></td></tr><tr><td>1 Micro Jeweler&#039;s Forceps JF-5</td><td>S &amp;amp; T</td><td>00108</td><td></td></tr><tr><td>1 Micro Scissors - Straight SAS-11</td><td>S &amp;amp; T</td><td>00098</td><td></td></tr><tr><td>1 Micro Scissors - Curved SDC-11</td><td>S &amp;amp; T</td><td>00090</td><td></td></tr><tr><td>2 Single Clamps B-3</td><td>S &amp;amp; T</td><td>00400</td><td></td></tr><tr><td>2 10/0 nylon suture</td><td>S &amp;amp; T</td><td>03199</td><td></td></tr><tr><td>1 6/0 nylon suture</td><td>Braun</td><td>G2095469</td><td></td></tr><tr><td>2 4/0 Silk Sutures</td><td>Braun</td><td>C0760145</td><td></td></tr><tr><td>Xilocaine 1%</td><td>Dealmed</td><td>150733</td><td>10 mg/ml</td></tr><tr><td>Heparin Sodium</td><td>Dealmed</td><td>272301</td><td>5,000 UI/ml</td></tr><tr><td>Ringer Lactate</td><td>Baxter</td><td>JB2323</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>1 dome-shaped tissue engineering chamber</td><td>custom made</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 flow-through chamber</td><td>custom made</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lectin I, Griffonia Simplicifolia&amp;nbsp;</td><td>Vector Laboratories</td><td>B-1105</td><td>1.67 &amp;mu;g/ml</td></tr><tr><td>Troponin T antibody</td><td>Abcam</td><td>Ab8295</td><td>4 &amp;mu;g/ml</td></tr><tr><td>Human-specific Ku80 antibody</td><td>Abcam</td><td>Ab80592</td><td>0.06 &amp;mu;g/ml</td></tr><tr><td>Desmin antibody</td><td>Dako</td><td>M0760</td><td>2.55 &amp;mu;g/ml</td></tr><tr><td>Cell Tracker CM-DiI dye</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>C-7000</td><td>3 mg/10&lt;sup&gt;6&lt;/sup&gt; cells</td></tr><tr><td>Lethabarb (sodium pentobarbitone)</td><td><a href="www.virbac.com.au" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Virbac Animal Health</a></td><td>LETHA450</td><td>325 mg/ml</td></tr><tr><td>Heat pad flexible</td><td><a href="http://www.redzoneheating.com.au" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Redzone Heating</a></td><td>RZ/Medium</td><td></td></tr></tbody></table>

tissue engineering by intrinsic vascularization in an in vivo tissue engineering chamber

In der rekonstruktiven Chirurgie gibt es einen klinischen Bedarf nach einer Alternative zu den derzeitigen Methoden der autologe Rekonstruktion, die komplex, teuer und Handel ein Defekt für einen anderen. Tissue Engineering hält das Versprechen dieser steigenden Nachfrage zu begegnen. Allerdings scheitern die meisten Tissue-Engineering-Strategien stabile und funktionelle Gewebeersatz zu erzeugen, wegen der schlechten Vaskularisierung. Dieses Dokument konzentriert sich auf ein in vivo Tissue Engineering Kammer Modell intrinsischen Vaskularisierung wo eine perfundiert Arterie und eine Vene entweder als arteriovenöse Schleife oder einer Durchfluss Pedikel Konfiguration innerhalb einer geschützten Hohlkammer gerichtet ist. In dieser Kammer-basierten System tritt angiogenen Sprießen von den arteriovenöse Gefäße und dieses System zieht ischämischen und entzündlichen endogene Zellmigration angetrieben, die den Kammerraum mit Fibro-Gefäßgewebe allmählich füllt. Exogene Zell / Matrix-Implantation bei der Kammerkonstruktion verbessert Zelle surVival und bestimmt die Spezifität der engineered Gewebe, die zu entwickeln. Unsere Studien haben gezeigt, dass diese Kammer Modell erfolgreich verschiedene Gewebe wie Fett, Herzmuskel, Leber und andere erzeugen kann. Allerdings sind Änderungen und Verbesserungen erforderlich Zielgewebe, um sicherzustellen, Bildung konsistent und reproduzierbar ist. Dieser Artikel beschreibt ein standardisiertes Protokoll für die Herstellung von zwei verschiedenen vaskularisierten Gewebetechnik Kammer Modelle in vivo.

Die mikro Schaffung von Tissue-Engineering-Kammern wurde in dem Protokoll, wie oben beschrieben, durchgeführt. Die Gewebe innerhalb der Kammern erzeugt wird, kann in Protokollschritt 3. Verschiedene Gewebetypen erfolgreich unter Verwendung der in - vivo - gefäßKammer entwickelt wurden histologisch als beschreiben untersucht werden (Abbildung 2). Diese schließen Herzgewebe mit neonatalen Cardiomyocyten der Ratte (2A), Muskelgewebe mit Ratten Skelettmyoblasten (2B), und Fettgewebe mit einem Hydrogel aus Fettgewebe abgeleitete extrazelluläre Matrix (Abbildung 2C). Morphometrische Auswertung der Gewebe kann entweder mit einem Stereo Investigator Systems oder ImageJ Software durchgeführt werden. 3,4,8,17,22,29 Neben qualitative Beurteilung der verschiedenen Gewebekomponenten, die stereology System ermöglicht auch unvoreingenommene quantifizierung von bestimmten Gewebevolumens. Beispielsweise Lectin (ein Marker für rodent Endothelzellen) gefärbt Querabschnitte (3) verwendet werden kann , das Gefäßvolumen der geernteten Gewebekonstrukte mit stereology System mittels Videomikroskopie abzuschätzen. Ähnliche Quantifizierungsmethoden können die Lautstärke anderer Gewebetypen zu beurteilen, angewendet werden. Die Tissue - Engineering - Kammern können auch in vivo Implantation eingesetzt werden folgende Zellschicksal zu verfolgen. Die Zellen können mit Fluoreszenzfarbstoffen wie Dil, PKH26 oder Quantenpunkte vor der Implantation vorge markiert werden. Zum Beispiel können neonatale Cardiomyocyten der Ratte vormarkiert mit DiI in den Gewebekonstrukten an 3 Tage nach der Implantation (4A) geerntet werden detektiert. Wir haben auch implantierten Zellen erfolgreich verfolgt, die für bis zu 4 Wochen nach der Implantation mit DiI vormarkiert wurden. Alternativ speziesspezifische Antikörper können an i verwendet werdenimplantierten Zellen in der Xenotransplantation Studien ekb.html. Zum Beispiel menschlichen induzierten pluripotenten Stammzellen innerhalb des Tissue Engineering Kammern in immunsupprimierten Ratten implantiert kann durch Immunfärbung mit humanspezifischen Ku80 - Antikörper (4B) in den geernteten Gewebekonstrukte identifiziert werden. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54099/54099fig1.jpg" /> Abbildung 1: Cardiac Tissue Engineering mit der in vivo gefäß Kammer Intrinsic Vaskularisierung Ansatz mit arteriovenöse Schleifenkammer Modell und Durchfluss pedicle Kammer - Modell.. Die Kammern wurden aus entweder Polycarbonat oder Polyacryl, wurden diese Materialien in vivo zu sein , nicht-entzündliche und ungiftig getestet. Maßstabsbalken = 5 mm. Re-gedruckt mit freundlicher Genehmigung von 30. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54099/54099fig1large.jpg" target="_blank">Plea</a><html> se hier klicken, um eine größere Version dieser Figur zu sehen. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/54099/54099fig2.jpg" /> Abbildung 2:. Gewebe aus den in vivo gefäßKammern entwickelt (A) Herzgewebe mit neonatalen Ratten Kardiomyozyten. Kardiomyozyten wurden mit Troponin T Antikörper (braun) immunhistochemisch. (B) Muskelgewebe mit Ratten - Skelett-Myoblasten. Muskelzellen wurden mit Desmin-Antikörper (braun) immungefärbt. (C) Fettgewebe mit einem Hydrogel aus dem Fettgewebe extrazellulären Matrix abgeleitet. 31 Hämatoxylin und Eosin - Färbung. Maßstabsbalken = 50 &amp; mgr; m. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54099/54099fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54099/54099fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> /files/ftp_upload/54099/54099fig3.jpg &quot;/&gt; Abbildung 3: Vaskularität eines Gewebekonstrukten bei 4 Wochen nach Implantierung geerntet repräsentative Bilder von Lektin-gefärbten Schnitten.. Die Blutgefäße aus der Femoralarterie sprießen (*) wurden mit Lektin (braun) markiert. Maßstabsbalken = 200 &amp; mgr; m (links) und 100 &amp; mgr; m (rechts). <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54099/54099fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54099/54099fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/54099/54099fig4.jpg" /> Fig . 4: Identifizierung von transplantierten Zellen in den Gewebekonstrukten (A) DiI-label neonatalen Cardiomyocyten der Ratte (rote und weiße Pfeile) in einem Konstrukt Rattengewebe bei 3 Tage nach der Implantierung geerntet. (B) ein Vertreter humanspezifischen Ku80 gefärbten histologischen Bild eines Gewebekonstrukt aus einer Ratte tissu geerntete Ingenieurkammer mit menschlichen induzierten pluripotenten Stammzellen 28 Tage nach der Implantation implantiert. Menschliche Kerne wurden Immuno-markiertem braun und immunsupprimierten Ratten verwendet wurde Abstoßung menschlicher Zellen zu verhindern. Maßstabsbalken = 50 &amp; mgr; m. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54099/54099fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54099/54099fig4large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

This is a guideline for constructing in vivo vascularized tissue using a microsurgical arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration inside a tissue engineering chamber. The vascularized tissues generated can be employed for organ regeneration and replacement of tissue defects, as well as for drug testing and disease modeling.

Tissue Engineering von Intrinsic Vaskularisation in ein<em&gt; In Vivo</em&gt; Tissue Engineering Chamber

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

8.8K Aufrufe.  St Vincent's Institute of Medical Research. This is a guideline for constructing in vivo vascularized tissue using a microsurgical arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration inside a tissue engineering chamber. The vascularized tissues generated can be employed for organ regeneration and replacement of tissue defects, as well as for drug testing and disease modeling. 

Serie: Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

Engineering Biological-Based Vascular Grafts Using a Pulsatile Bioreactor

Much effort has been devoted to develop and advance the methodology to regenerate functional small-diameter arterial bypasses. In the physiological environment, both mechanical and chemical stimulation are required to maintain the proper development and functionality of arterial vessels1,2.
Bioreactor culture systems developed by our group are designed to support vessel regeneration within a precisely controlled chemo-mechanical environment mimicking that of native vessels. Our bioreactor assembly and maintenance procedures are fairly simple and highly repeatable3,4. Smooth muscle cells (SMCs) are seeded onto a tubular polyglycolic acid (PGA) mesh that is threaded over compliant silicone tubing and cultured in the bioreactor with or without pulsatile stimulation for up to 12 weeks. There are four main attributes that distinguish our bioreactor from some predecessors. 1) Unlike other culture systems that simulate only the biochemical surrounding of native blood vessels, our bioreactor also creates a physiological pulsatile environment by applying cyclic radial strain to the vessels in culture. 2) Multiple engineered vessels can be cultured simultaneously under different mechanical conditions within a controlled chemical environment. 3) The bioreactor allows a mono layer of endothelial cells (EC) to be easily coated onto the luminal side of engineered vessels for animal implantation models. 4) Our bioreactor can also culture engineered vessels with different diameter size ranged from 1 mm to 3 mm, saving the effort to tailor each individual bioreactor to fit a specific diameter size. 
The engineered vessels cultured in our bioreactor resemble native blood vessels histologically to some degree. Cells in the vessel walls express mature SMC contractile markers such as smooth muscle myosin heavy chain (SMMHC)3. A substantial amount of collagen is deposited within the extracellular matrix, which is responsible for ultimate mechanical strength of the engineered vessels5. Biochemical analysis also indicates that collagen content of engineered vessels is comparable to that of native arteries6. Importantly, the pulsatile bioreactor has consistently regenerated vessels that exhibit mechanical properties that permit successful implantation experiments in animal models3,7. Additionally, this bioreactor can be further modified to allow real-time assessment and tracking of collagen remodeling over time, non-invasively, using a non-linear optical microscopy (NLOM)8. To conclude, this bioreactor should serve as an excellent platform to study the fundamental mechanisms that regulate the regeneration of functional small-diameter vascular grafts.

Our group has developed a bioreactor culture system that mimics the physiological pulsatile stresses of the cardiovascular system to regenerate implantable small-diameter vascular grafts.

Engineering Biological-Based Gefäßprothesen Mit einem Pulsatile Bioreaktor

Much effort has been devoted to develop and advance the methodology to regenerate functional small-diameter arterial bypasses. In the physiological ...

Forschung

Biotechnik

Procedure for the Development of Multi-depth Circular Cross-sectional Endothelialized Microchannels-on-a-chip

Efforts have been focused on developing in vitro assays for the study of microvessels because in vivo animal studies are more time-consuming, expensive, and observation and quantification are very challenging. However, conventional in vitro microvessel assays have limitations when representing in vivo microvessels with respect to three-dimensional (3D) geometry and providing continuous fluid flow. Using a combination of photolithographic reflowable photoresist technique, soft lithography, and microfluidics, we have developed a multi-depth circular cross-sectional endothelialized microchannels-on-a-chip, which mimics the 3D geometry of in vivo microvessels and runs under controlled continuous perfusion flow. A positive reflowable photoresist was used to fabricate a master mold with a semicircular cross-sectional microchannel network. By the alignment and bonding of the two polydimethylsiloxane (PDMS) microchannels replicated from the master mold, a cylindrical microchannel network was created. The diameters of the microchannels can be well controlled. In addition, primary human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) seeded inside the chip showed that the cells lined the inner surface of the microchannels under controlled perfusion lasting for a time period between 4 days to 2 weeks.

A microchannels-on-a-chip platform was developed by the combination of photolithographic reflowable photoresist technique, soft lithography, and microfluidics. The endothelialized microchannels platform mimics the three-dimensional (3D) geometry of in vivo microvessels, runs under controlled continuous perfusion flow, allows for high-quality and real-time imaging&#160;and can be applied for microvascular research.

Verfahren für die Entwicklung von Multi-Tiefe rundem Querschnitt endothelialisierten Mikrokanäle-on-a-Chip

Efforts have been focused on developing in vitro assays for the study of microvessels because in vivo animal studies are more time-consuming, expensive, ...

A Full Skin Defect Model to Evaluate Vascularization of Biomaterials In Vivo

Insufficient vascularization is considered to be one of the main factors limiting the clinical success of tissue-engineered constructs. In order to evaluate new strategies that aim at improving vascularization, reliable methods are required to make the in-growth of new blood vessels into bio-artificial scaffolds visible and quantify the results. Over the past couple of years, our group has introduced a full skin defect model that enables the direct visualization of blood vessels by transillumination and provides the possibility of quantification through digital segmentation. In this model, one surgically creates full skin defects in the back of mice and replaces them with the material tested. Molecules or cells of interest can also be incorporated in such materials to study their potential effect. After an observation time of one&#8217;s own choice, materials are explanted for evaluation. Bilateral wounds provide the possibility of making internal comparisons that minimize artifacts among individuals as well as of decreasing the number of animals needed for the study. In comparison to other approaches, our method offers a simple, reliable and cost effective analysis. We have implemented this model as a routine tool to perform high-resolution screening when testing vascularization of different biomaterials and bio-activation approaches.

A Full Skin Defect Model to Evaluate Vascularization of Biomaterials In Vivo

Vascularization is key to approaches in successful tissue engineering. Therefore, reliable technologies are required to evaluate the development of vascular networks in tissue-constructs. Here we present a simple and cost-effective method to visualize and quantify vascularization in vivo.

Ein Vollhautdefekt Modell zur Vaskularisierung von Biomaterialien Bewerten<em&gt; In Vivo</em

Insufficient vascularization is considered to be one of the main factors limiting the clinical success of tissue-engineered constructs. In order to ...

An In Vitro 3D Model and Computational Pipeline to Quantify the Vasculogenic Potential of iPSC-Derived Endothelial Progenitors

Induced pluripotent stem cells (iPSCs) are a patient-specific, proliferative cell source that can differentiate into any somatic cell type. Bipotent endothelial progenitors (EPs), which can differentiate into the cell types necessary to assemble mature, functional vasculature, have been derived from both embryonic and induced pluripotent stem cells. However, these cells have not been rigorously evaluated in three-dimensional environments, and a quantitative measure of their vasculogenic potential remains elusive. Here, the generation and isolation of iPSC-EPs via fluorescent-activated cell sorting are first outlined, followed by a description of the encapsulation and culture of iPSC-EPs in collagen hydrogels. This extracellular matrix (ECM)-mimicking microenvironment encourages a robust vasculogenic response; vascular networks form after a week of culture. The creation of a computational pipeline that utilizes open-source software to quantify this vasculogenic response is delineated. This pipeline is specifically designed to preserve the 3D architecture of the capillary plexus to robustly identify the number of branches, branching points, and the total network length with minimal user input.

Endothelial progenitors derived from induced pluripotent stem cells (iPSC-EPs) have the potential to revolutionize cardiovascular disease treatments and to enable the creation of more faithful cardiovascular disease models. Herein, the encapsulation of iPSC-EPs in three-dimensional (3D) collagen microenvironments and a quantitative analysis of these cells&#8217; vasculogenic potential are described.

Ein In-Vitro-3D-Modell und eine Computational Pipeline zur Quantifizierung des vaskulogenen Potenzials von iPSC-derived endotheliaalen Vorläufern

Induced pluripotent stem cells (iPSCs) are a patient-specific, proliferative cell source that can differentiate into any somatic cell type. Bipotent ...

Entwicklungsbiologie

Micropatterning and Assembly of 3D Microvessels

In vitro platforms to study endothelial cells and vascular biology are largely limited to 2D endothelial cell culture, flow chambers with polymer or glass based substrates, and hydrogel-based tube formation assays. These assays, while informative, do not recapitulate lumen geometry, proper extracellular matrix, and multi-cellular proximity, which play key roles in modulating vascular function. This manuscript describes an injection molding method to generate engineered vessels with diameters on the order of 100 &#181;m. Microvessels are fabricated by seeding endothelial cells in a microfluidic channel embedded within a native type I collagen hydrogel. By incorporating parenchymal cells within the collagen matrix prior to channel formation, specific tissue microenvironments can be modeled and studied. Additional modulations of hydrodynamic properties and media composition allow for control of complex vascular function within the desired microenvironment. This platform allows for the study of perivascular cell recruitment, blood-endothelium interactions, flow response, and tissue-microvascular interactions. Engineered microvessels offer the ability to isolate the influence from individual components of a vascular niche and precisely control its chemical, mechanical, and biological properties to study vascular biology in both health and disease.

This manuscript presents an injection molding method to engineer microvessels that recapitulate physiological properties of endothelium. The microfluidic-based process creates patent 3D vascular networks with tailorable conditions, such as flow, cellular composition, geometry, and biochemical gradients. The fabrication process and examples of potential applications are described.

Mikrostrukturierung und Montage von 3D-Micro-Ader

In vitro platforms to study endothelial cells and vascular biology are largely limited to 2D endothelial cell culture, flow chambers with polymer or glass ...

Erstellung eines mikrofluidikbasierten vaskularisierten humanen Mikrotumormodells

Establishing a Physiologic Human Vascularized Micro-Tumor Model for Cancer Research

A lack of validated cancer models that recapitulate the tumor microenvironment of solid cancers in vitro remains a significant bottleneck for preclinical cancer research and therapeutic development.&#160;To overcome this problem, we have developed the vascularized microtumor (VMT), or tumor chip, a microphysiological system that realistically models the complex human tumor microenvironment. The VMT forms de novo within a microfluidic platform by co-culture of multiple human cell types under dynamic, physiological flow conditions. This tissue-engineered micro-tumor construct incorporates a living perfused vascular network that supports the growing tumor mass just as newly formed vessels do in vivo. Importantly, drugs and immune cells must cross the endothelial layer to reach the tumor, modeling in vivo physiological barriers to therapeutic delivery and efficacy. Since the VMT platform is optically transparent, high-resolution imaging of dynamic processes such as immune cell extravasation and metastasis can be achieved with direct visualization of fluorescently labeled cells within the tissue. Further, the VMT retains in vivo tumor heterogeneity, gene expression signatures, and drug responses. Virtually any tumor type can be adapted to the platform, and primary cells from fresh surgical tissues grow and respond to drug treatment in the VMT, paving the way toward truly personalized medicine. Here, the methods for establishing the VMT and utilizing it for oncology research are outlined. This innovative approach opens new possibilities for studying tumors and drug responses, providing researchers with a powerful tool to advance cancer research.

Autor im Rampenlicht: Schaffung humaner vaskularisierter Mikrotumoren als Modelle für die translationale Krebsforschung 

This protocol presents a physiologically relevant tumor-on-a-chip model to perform high-throughput basic and translational human cancer research, advancing drug screening, disease modeling, and personalized medicine approaches with a description of loading, maintenance, and evaluation procedures.

Etablierung eines physiologischen humanen vaskularisierten Mikrotumormodells für die Krebsforschung

A lack of validated cancer models that recapitulate the tumor microenvironment of solid cancers in vitro remains a significant bottleneck for preclinical ...

Krebsforschung

The Arteriovenous (AV) Loop in a Small Animal Model to Study Angiogenesis and Vascularized Tissue Engineering

A functional blood vessel network is a prerequisite for the survival and growth of almost all tissues and organs in the human body. Moreover, in pathological situations such as cancer, vascularization plays a leading role in disease progression. Consequently, there is a strong need for a standardized and well-characterized in vivo model in order to elucidate the mechanisms of neovascularization and develop different vascularization approaches for tissue engineering and regenerative medicine.
We describe a microsurgical approach for a small animal model for induction of a vascular axis consisting of a vein and artery that are anastomosed to an arteriovenous (AV) loop. The AV loop is transferred to an enclosed implantation chamber to create an isolated microenvironment in vivo, which is connected to the living organism only by means of the vascular axis. Using 3D imaging (MRI, micro-CT) and immunohistology, the growing vasculature can be visualized over time. By implanting different cells, growth factors and matrices, their function in blood vessel network formation can be analyzed without any disturbing influences from the surroundings in a well controllable environment. 
In addition to angiogenesis and antiangiogenesis studies, the AV loop model is also perfectly suited for engineering vascularized tissues. After a certain prevascularization time, the generated tissues can be transplanted into the defect site and microsurgically connected to the local vessels, thereby ensuring immediate blood supply and integration of the engineered tissue. By varying the matrices, cells, growth factors and chamber architecture, it is possible to generate various tissues, which can then be tailored to the individual patient's needs.

The Arteriovenous AV Loop in a Small Animal Model to Study Angiogenesis and Vascularized Tissue Engineering

We describe a microsurgical approach for the generation of an arteriovenous (AV) loop as a model for analyzing vascularization in vivo in an isolated and well-characterized environment. This model is not only useful for the investigation of angiogenesis, but is also optimally suited for engineering axially vascularized and transplantable tissues.

Die arteriovenöse (AV) Loop in einem Kleintiermodell zur Untersuchung Angiogenesis und Vaskularisierte Tissue Engineering

A functional blood vessel network is a prerequisite for the survival and growth of almost all tissues and organs in the human body. Moreover, in ...

Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the spheroid cultures, a perfusable vascular network in the spheroids remains a critical challenge for long-term culture required to maintain and develop their functions, such as protein expressions and morphogenesis. The protocol presents a novel method to integrate a perfusable vascular network within the spheroid in a microfluidic device. To induce a perfusable vascular network in the spheroid, angiogenic sprouts connected to microchannels were guided to the spheroid by utilizing angiogenic factors from human lung fibroblasts cultured in the spheroid. The angiogenic sprouts reached the spheroid, merged with the endothelial cells co-cultured in the spheroid, and formed a continuous vascular network. The vascular network could perfuse the interior of the spheroid without any leakage. The constructed vascular network may be further used as a route for supply of nutrients and removal of waste products, mimicking blood circulation in vivo. The method provides a new platform in spheroid culture toward better recapitulation of living tissues.

The protocol describes how to engineer a perfusable vascular network in a spheroid. The spheroid's surrounding microenvironment is devised to induce angiogenesis and connect the spheroid to the microchannels in a microfluidic device. The method allows the perfusion of the spheroid, which is a long-awaited technique in three-dimensional cultures.

Tissue Engineering von Intrinsic Vaskularisation in ein

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Engineering Biological-Based Gefäßprothesen Mit einem Pulsatile Bioreaktor

Verfahren für die Entwicklung von Multi-Tiefe rundem Querschnitt endothelialisierten Mikrokanäle-on-a-Chip

Ein Vollhautdefekt Modell zur Vaskularisierung von Biomaterialien Bewerten

Ein In-Vitro-3D-Modell und eine Computational Pipeline zur Quantifizierung des vaskulogenen Potenzials von iPSC-derived endotheliaalen Vorläufern

Mikrostrukturierung und Montage von 3D-Micro-Ader

Etablierung eines physiologischen humanen vaskularisierten Mikrotumormodells für die Krebsforschung

Etablierung eines physiologischen humanen vaskularisierten Mikrotumormodells für die Krebsforschung

Etablierung eines physiologischen humanen vaskularisierten Mikrotumormodells für die Krebsforschung

Die arteriovenöse (AV) Loop in einem Kleintiermodell zur Untersuchung Angiogenesis und Vaskularisierte Tissue Engineering

Perfusable vaskuläre Netzwerk mit einem Gewebe-Modell in einem mikrofluidischen Gerät