The authors would like to thank Autumn Peterson for assistance with mouse photography, Daniel Thoresen for assistance with mice, and Drs. Nicole Ward and Abdelmadjid Belkadi for assistance with surgical denervation. These studies were supported by funding from the National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases (grants R00AR059796 and R01AR065409); the University of Michigan Department of Dermatology; the Biological Sciences Scholars Program; the Center for Organogenesis; the University of Michigan Comprehensive Cancer Center; and the John S. and Suzanne C. Munn Cancer Fund. S.C.P. was supported by funding from the National Institute of General Medical Sciences (grant T32 GM007315). This work was also supported by the NIH Intramural Research Program, Center for Cancer Research, National Cancer Institute.

Alle in diesem Protokoll beschriebenen Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den Vorschriften von der University of Michigan Einheit für Labortiermedizin etabliert durchgeführt. 1. Induce genetische Rekombination bei Mäusen Hinweis: Die Gli1 tm3 (cre / ERT2) Alj / J - Maus - Stamm (Gli1-CreERT2) 13 ermöglicht Targeting von Tamoxifen-induzierte genetische Rekombination Epithelien TD. Überqueren Sie diesen Stamm mit B6.129S4-Gt (ROSA) 26Sor tm1Sor / J Reporter - Mäuse (LacZ) 22 Gli1 zu erzeugen; LacZ Tiere TD Zellen sichtbar zu machen , indem ganze Montage unten Färbung. <ol><li> Bereiten tamoxifen Lösung auf eine Konzentration von 12,5 mg / ml in Maisöl. <ol><li> In einem 1,5-ml-Röhrchen, in den 20 mg kristallines Tamoxifen, und dann 1 ml Maisöl. Fest mit Klebeband um das Rohr zu einem Wirbelmischer und Wirbel kontinuierlich bei der höchsten Einstellung bei RT, bis die Tamoxifen vollständig (2-4 h) gelöst hat, alsbestätigt durch das Rohr unter einem Binokular auf die Abwesenheit von Tamoxifen-Partikel zu untersuchen. </li><li> Die Lösung wird in einem 15 ml-Röhrchen und verdünne die Tamoxifen auf eine Endkonzentration von 12,5 mg / ml mit zusätzlichem Maisöl. Mischen durch Vortexen die viskose Lösung für weitere 30 sec. Bewahren Sie diese Lösung für bis zu 1 Woche bei 4 ° C im Dunkeln. </li></ol></li><li> Injizieren der Tamoxifen - Lösung intraperitoneal in Gli1; ​​LacZ Mäusen in einem Volumen von 200 &amp; mgr; l pro 20 g Mauskörpergewicht, für eine wirksame tamoxifen Dosis von 2,5 mg pro 20 g Mausgewicht. </li></ol> 2. Ernte Hautproben Hinweis: Je nach Experiment Ernte Hautbiopsien mehrere Tage bis Wochen nach einer Tamoxifen-Induktion. Für alle Operationen, folgen Standardprotokolle zur Bekämpfung von Nagetieren Chirurgie, einschließlich sterile Handschuhe verwenden, eine chirurgische Maske oder Haarnetz tragen, und bedeckt das Tier mit einem sterilen Operationstuch während des Verfahrens. <ol><li> Bereiten Sie 10fach Betäubungslösung durch Mischen von 90 mg / ml Ketamin und 6,5 mg / ml Xylazin in Wasser. Verdünnen dieser Stammlösung 01.10 in sterile PBS unmittelbar vor der Verwendung und Speicherung bei RT im Dunkeln für bis zu 8 Monaten. <ol><li> Alternativ anästhesieren Mäusen durch Isofluran-Inhalations, mit einer Gaskonzentration von 4% mit Sauerstoff beginnen vollständig das Tier zu betäuben, und dann anschließend das für die Dauer des Verfahrens auf 1-2% zu senken. </li></ol></li><li> Injizieren Sie die Anästhesielösung intraperitoneal bei einer Dosis von 200 &amp; mgr; l pro 20 g Körpergewicht der Maus. Überprüfen Sie, ob das Tier die richtige Ebene der Sedierung durch Zehe Prise Test erreicht hat, und bestätigen, dass die Herz- und Atemfrequenz sind normal (etwa 600 Schläge und 160 Atemzüge pro Minute, jeweils). </li><li> Verwenden Sie einen elektrischen Klipper das Haar von der Stelle der Biopsie an der dorsalen Rückenhaut, wobei darauf geachtet, nicht zu nick oder beschädigen die darunter liegende Haut zu entfernen. </li><li> Bereiten Sie die Operationsstelle durch die Rasur Abwischend Bereich in einer anterioren-to-posterior mit Betadine und Alkoholtupfer. Sicherstellen, dass alle Haarabschnitte von der Website entfernt werden. </li><li> Skizzieren Sie die Biopsiestelle eine schwarze Markierung, legen Sie das Tier auf eine wärmende Unterlage in einem aseptischen OP-Bereich mit und decken mit einem sterilen Operationstuch (zu Demonstrationszwecken wurde sterile Abdeckung weggelassen Sichtbarkeit zu erhöhen). Hinweis: Um die Längsschnitte der Haarfollikel zu erhalten, die längere Kante der Biopsie (die Kante werden für die Histologie geschnitten, ~ 1 cm) in einer anterior-posterioren Richtung laufen soll (parallel zur Richtung der Haarfollikel), parasagital zu der dorsalen Mittellinie (1A). </li><li> Verwenden Sie eine sterile # 11 Skalpell eine vollständige Dicke Exzision entlang des markierten Bereichs zu machen, ohne die zugrunde liegende Muskelfaszie zu beschädigen. Hinweis: Die ausgeschnittene Hautgewebe enthält die Epidermis, Dermis, subkutanes Fett und panniculus carnosus. Bluten ist in der Regel minimal. </li><li> Flatten ter Hautprobe auf einem trockenen Papiertuch ausgeschnitten, Seite Dermis nach unten, schneiden Sie das überschüssige Papiertuch, und speichern Sie die Probe in kaltem PBS für bis zu 1 Stunde weg, wenn andere Proben gesammelt werden müssen. Wenn Sie fertig sind, gehen Sie zu den Schritten 3.1 oder 3.2 Proben für die Histologie zu verarbeiten, oder Schritt 4 für ganze Montage β-Galactosidase (LacZ) Färbung. </li><li> Suture schließen Sie die Biopsiestelle mit 6-0 Nylonnaht, in einem einfachen unterbrochenen Muster etwa 3 mm voneinander entfernt. </li><li> Rückkehr nicht Mäuse, die Chirurgie in den gleichen Käfig wie andere Tiere durchlaufen, bis nach vollständiger Genesung haben. </li><li> Überwachen Tiere unmittelbar nach der Operation, bis sie wieder zu Bewusstsein, und auch täglich, bis die OP-Bereich verheilt ist, in der Regel innerhalb von 1 Woche. Verwenden Sie Analgetika entsprechend bezeichneten institutionellen Tierpflege und Richtlinien zur Verwendung, wenn Mäuse Anzeichen von Schmerzen oder Leiden aufweisen. Entfernen Nähte innerhalb von 7-10 Tagen nach der Operation. Hinweis: Bei Bedarf vorbereiten Analgetikum Lösung von Carprofen Verdünnung (50 mg / ml Stamm solutIon) 1: 100 in sterilem Wasser. Injizieren Sie die Lösung subkutan zwischen die Schulterblätter in der Nähe der Genick, in einer Dosis von 200 &amp; mgr; l pro 20 g Körpergewicht (5 mg / kg Maus Körpergewicht). </li></ol> 3. Verfahren Die Proben für die Histologie Hinweis: Um das zu beheben und verarbeiten, um die ausgeschnittenen Gewebe, entweder Methode unten, je nach Anwendung. <ol><li> Um in Paraffin eingebettete histologische Proben, fixieren Sie die Haut in 3,7% Formalin in PBS O / N bei RT und Speicher in 70% Ethanol für bis zu 2 Wochen generieren. Entfernen Sie das Papiertuch, bevor sie in Paraffin eingebettet wird. </li><li> Für gefrorene histologischen Proben zu erzeugen, um das Gewebe in kaltem 4% Paraformaldehyd in PBS versenken und sanft für 1 Stunde schütteln. Entfernen Sie die Lösung und waschen Sie die Probe mit 3 Änderungen von PBS, etwa jeweils 5 Minuten. Als nächstes wird die Probe in 30% Saccharose in PBS überschwemmen das Gewebe ( &quot;Sucrose Versenken&quot;) zu cryoprotect. </li><li> Inkubieren unter leichtem O / N bei 4 ° C schütteln. Am nächsten Tag, entfernen Sie das Papier Schlepptauel und überschüssiges Fettgewebe von der Hautseite der Haut wegschneiden. Einbetten des Gewebes direkt in Oktober und lagern Sie den gefrorenen Block bei -80 ° C. Hinweis: Nach dem Schneiden, entweder Paraffin oder gefrorenen Proben können durch Immunhistochemie gefärbt werden TDs zu identifizieren, Merkel - Zellen und Nerven Antikörper gegen Keratin 17, Keratin 8 und Neurofilament mit jeweils wie vorstehend beschrieben 5,19. </li></ol> 4. Visualize Proben von Whole-mount LacZ-Färbung <ol><li> Bereiten Sie X-gal-Färbung Lösung. <ol><li> Kombinieren 0,94 g monobasisches Natriumphosphat und 2,6 g dibasisches Natriumphosphat in 250 ml sterilem Wasser. Der pH-Wert auf 7,3. Dazu werden 0,5 ml 1 M Magnesiumchlorid, 0,528 g Kalium-Ferrocyanid und 0,412 g Kaliumferricyanid. In 250 ul octylphenyl-Polyethylenglykol und 125 mg Deoxycholat. Die Basislösung kann für bis zu 6 Monate im Dunkeln bei 4 ° C gelagert werden. </li><li> Bereiten 50x Lager X-gal solution von Dimethylformamid zur X-gal Vorratsflasche Zugabe einer 50 mg / ml Lösung zu erzeugen. Bewahren Sie diese Lösung bei -20 ° C im Dunkeln. </li><li> Unmittelbar vor der Verwendung, Lager X-gal-Lösung 01.50 in X-gal Basenlösung verdünnen Färbelösung zu erzeugen. Für kleinere Biopsien (&lt;1 cm 2), aliquoten 1-2 ml Färbelösung pro Probe. </li></ol></li><li> Befestigen Sie die Hautprobe in Schritt gesammelt 2,7 in einer Lösung, die 2% Paraformaldehyd / 0,2% Glutaraldehyd in kaltem PBS für 30 min auf Eis sanft schütteln. Für kleinere Biopsien (&lt;1 cm 2), 1-2 ml Fixierungslösung pro Probe verwenden. Hinweis: Alternativ fixieren Proben in 2-4% Paraformaldehyd nur, oder nur in 0,5% Glutaraldehyd. Optimale Fixierung Bedingungen hängen von dem Gewebe, dem Grad der LacZ-Expression und Anwendung. </li><li> Entfernen Sie die Fixierungslösung und Spülen Proben mit 3 Änderungen der PBS, 5 min jeweils auf einem Schüttler bei RT. </li><li> Entfernen Sie das Papiertuch unterhalb der Probe und wegschneiden excess Fettgewebe von der dermalen Seite der Haut durch das Fett mit stumpfen Pinzette greifen und Trimmen mit Dissektionsscheren. </li><li> Tauchen Sie die Probe in X-gal-Färbung Lösung und Inkubation bei 37 ° CO / N. LacZ - Expression wird als blauer Fleck unter einem Binokular (Abbildung 1B) sichtbar sein. Hinweis: Wenn die Signalstärke schwach ist, ersetzen Sie die Färbelösung am nächsten Tag und wiederholen Sie die O / N Inkubation. Wenn die Hintergrundfärbung zu intensiv ist, reduzieren die Zeit der Färbung oder der Probe bei RT inkubieren anstelle von 37 ° C. </li><li> Entfernen Sie die Färbelösung und waschen Sie die Proben in drei Änderungen von PBS für ca. 5 min 3% DMSO enthält, vorsichtig bei RT schütteln. </li><li> Wasch Proben in 2-3 Änderungen von 70% Ethanol für jeweils 5 Minuten. Store Proben in 70% Ethanol. </li></ol> 5. Chirurgische Denervation <ol><li> Anesthetize das Tier, wie in Schritt 2.2 und rasieren die gesamte Rückenhaut. </li><li> Bereiten Sie den OP-Bereich of der Rückseite Haut mit Betadine und Alkoholtupfer, und das Tier mit einem sterilen Operationstuch abdecken (zu Demonstrationszwecken wurde sterile Abdeckung zu erhöhen Sichtbarkeit weggelassen). Halten Sie das Tier warm und ein Heizkissen mit, während in einem aseptischen OP-Bereich arbeitet. </li><li> Einen Einschnitt ein steriles Skalpell # 11 entlang der dorsalen Mittellinie von der Basis des Halses etwa 0,5 cm oberhalb des Schwanzes verwenden. </li><li> Mit stumpfen Pinzette, reflektieren die Haut sanft auf der linken Seite von der Flanke entfernt das darunter liegende Gewebe aus den Skapulier Fettpolstern in der Nähe des Halses zu visualisieren über dem Hinterbein nur. Hinweis: dorsale Hautnerven als weiße Stränge erscheinen , die kaudal durch die transluzente Faszie des Rumpfwand reisen , bevor scharfe Kurven machen und das lockere Bindegewebe unter der Haut eintritt (Abbildung 2). </li><li> Mit ultra-feinen Pinzette unter einem Lichtmikroskop seziert, entfernen Sie die Nerven ausschließlich von der linken Seite der Animal liegt an anatomischen Stellen T3-12 durch Zupfen von wo die Segmente Biegung an der Rumpfwand an ihren Eintrittsstellen in die Haut (Abbildung 2). <ol><li> Orient Zange vertikal und die Nerven zu entfernen um etwa 0,5 cm unterhalb ihrer bend Seiten Greifen und Ziehen nach oben, wodurch die Nerven zu dehnen und zu trennen von dem umgebenden Gewebe (2C - E). Achten Sie darauf, zu vermeiden benachbarte Blutgefäße zerreißen. </li><li> Weiter, bis alle Nerven von der Rumpfwand an der Haut verlauf entfernt werden. Sie nicht die Nerven innerhalb der dichten Faszie des Rumpfwand stören. Halten Sie das Gewebe feucht während des gesamten Verfahrens durch periodisches Tropfen steriler 0,9% Salzlösung anwenden. </li><li> Alternativ entfernen Nerven durch ihre proximalen Enden in der Nähe der Rumpfwand mit einer Pinzette greifen und schnippeln mit einer feinen Schere. Danach trennen die distalen Enden in der Nähe der Haut (2F - H). Schließlich entfernen Sie die intervening Nervensegmente (Abbildung 2i). </li></ol></li><li> Entfernen Sie alle Nerven von der Hautlappen ausgesetzt in Schritt 5.4. Diese Fasern umfassen , um die distalen Zweige der dorsalen Hautnerven und erscheinen als weiße verzweigenden Stränge angeordnet sporadisch im Bindegewebe auf der dermalen Seite der Haut Klappe (Figuren 2J - K). <ol><li> Um diese feinen Zweige zu entfernen, positionieren Sie die feinen Pinzette auf die Hautoberfläche in etwa parallel, greifen die Nerven und zupfen nach oben zu vermeiden, Blutgefäße zu stören und Stechen der Haut. Fortfahren, bis alle sichtbaren Nerven entfernt wurden. </li></ol></li><li> Mit stumpfen Dissektion, spiegeln die Haut auf der rechten Seite der Rückenmittellinie Schnitt, aber nicht entfernen Sie die Nerven. Dies wird als der Gegenscheinoperierten Kontrolle dienen. </li><li> Suture entlang der dorsalen Mittellinie in einer einfachen unterbrochenen Muster den Schnitt zu schließen. Überwachen Sie das Tier während der Wiederherstellung und Post-opertiv wie zuvor gezeigt (Schritte 2,8-10). Entfernen Nähte innerhalb von 7-10 Tagen nach der Operation. </li><li> Um funktionell beurteilen stabil Denervierung bis zu mehreren Wochen nach der Operation, entfernen Sie die Haare aus der Rückenhaut eine elektrische Klipper verwenden. </li><li> stechen Sie vorsichtig die denervierten Hautbereich eine Injektionsnadel, und beachten Sie, ob das Tier, in der Regel durch Schaudern oder den Kopf drehen reagiert. Wenn der Hautbereich stabil denervierten wurde, wird das Tier zeigen wenig oder keine Antwort. </li><li> Mit einem schwarzen Marker, umreißen die Fläche keine Antwort, sowie eine Fläche von ähnlicher Größe und Lage auf der Gegenseite Schein. </li><li> Sammeln Sie Biopsien von diesen Seiten, wie in den Schritten 2.1-2.9 für die Analyse. Hinweis: Alternativ kann die gesamte dorsale Rückenhaut, einschließlich denervierten und scheinoperierten Regionen können für ganze-mount-Färbung ähnlich wie ein einzelnes Blatt entfernt werden, wie in Schritt 4 beschrieben. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Nerves dienen wichtige Funktionen nicht nur in der Empfindung, sondern auch in Säugetierorgan Entwicklung, Pflege und Regeneration 13,24-27. Wie Nerven kürzlich verwickelt in verschiedenen Hautkrankheiten haben, werden die hier beschriebenen Techniken kann die Anforderung für Innervation in einer Vielzahl von Tierkrankheitsmodellen zur Untersuchung verwendet werden. Tatsächlich erlaubt die einseitige Denervierung Technik für den direkten Vergleich der Haut mit entweder intakten oder gestört Nerven aus der gleichen Maus. Dies ist eine ideale interne Kontrolle für die zum Ausgleich von Tier zu Tier Unterschiede mit anschließender Datenanalysen Verwendung eines gepaarte t-Test zu machen. Während die hier beschriebenen Verfahren weitgehend die LacZ - Reportergen verwenden, können diese Experimente angepasst werden , so dass das Gli1-CreERT2 Allel mit anderen fluoreszierenden Reporter oder bedingte Allele kombiniert Genexpression in der TD zu modifizieren. Zum Beispiel kann Gli1-CreERT2 Mäusen gekreuzt werden ,mit Tieren bedingte Allele Patched1 (B6N.129-Ptch1 tm1Hahn / J) 28 beherbergt , Mäuse zu erzeugen , die TD-abgeleiteten Tumoren nach einer Tamoxifen - Induktion 5 bilden. Es ist wichtig , dass die Gli1-CreERT2 Stamm Rekombination Haarfollikelstammzellen in einer Untergruppe von Gli1 + zu beachten , die physisch getrennt sind , 13 in der TD von denjenigen auch induziert. Folgende Denervierung, Nerven in der Haut verbleiben mehrere Monate (3C) 5,19 stabil abgetragenen. In anderen Studien hat jedoch einige Reinnervation berichtet über die Zeit 6 auftreten. Die perdurance des denervierten Phänotyp kann auf der Gründlichkeit der Nerven Entfernung abhängen, da es absolut entscheidend ist Nervensegmente zwischen ihrem Austritt aus der Brustwand zu einem Punkt nahe den Orten der Einführung in die Dermis der Haut auszuschneiden. komplett Removing das Haar von der Haut vor der Biopsie kann die Fähigkeit verbessern , um anschließend TDs durch ganze-mount - Färbung (Abbildung 1B) zu visualisieren. Dies wird für 2 Minuten durch die Anwendung Enthaarungscreme clipped Haut erreicht, und dann wischte das Haar in einer anterior-to-posterioren Richtung Wattebäusche verwenden. Bitte beachten Sie, dass Enthaarung kann durch die Förderung der Eintritt in die Anagen Wachstumsphase Haarzyklus Kinetik beeinflussen. Alternativ kann das Haar vollständig mit einer Rasierklinge entfernt werden. Außerdem montieren ganze Immunhistochemie kann von der Dermis getrennt TD und Merkel - Zellen auf Epithelschichten zu visualisieren, wie bereits zuvor 23 beschrieben , durchgeführt werden. Es bleibt die Möglichkeit, dass die chirurgische Denervierung Entzündung an der Operationsstelle führen kann, die möglicherweise alle beobachteten Phänotypen Verwechselung. Nach unserer Erfahrung haben wir eine deutliche Entzündung nach Denervation nicht beobachtet, wahrscheinlich, weil die Sicherheiten Gewebe in der sk entstandenen Schadenin ist gering, wenn das Verfahren richtig gemacht wird. Um die Möglichkeit zu minimieren, dass die Entzündung Ergebnisse beeinflussen können, können zusätzliche Kontrollen in das Experiment einbezogen werden. So beobachteten wir , dass Denervierung TD-abgeleiteten Tumoren spezifisch gehemmt, aber nicht neben Haar Läsionen in der gleichen Hautproben Follikel-assoziierte, mit dem Argument , dass die Denervierung-und nicht eine allgemeine wundinduzierten Entzündungsreaktion-wahrscheinlich gehemmt tumorigenesis am TD - 5. Es ist wichtig zu beachten , dass die chirurgische Denervierung alle Hautnerven abträgt, einschließlich sensorischen und sympathischen Fasern 5, und stellt somit eine allgemeine allgemeine Bewertung des Einflusses dieser Nerven auf entweder normal oder erkrankter Haut. Andere experimentelle Ansätze, zum Beispiel pharmacologics wie Botulinum Neurotoxin mit Neurotransmission zu blockieren, detailliertere mechanistische Erkenntnisse 7 kann ergeben, obwohl es unklar ist , ob diese Mittel rückläufig hemmenSekretion von Cytokinen, wie Hedgehog-Liganden. Alternativ können Verbindungen, wie 6-Hydroxydopamin verwendet wurden 9 sympathischen Nerven in der Haut abzutragen. Zusätzlich Nerven abgeleitete die Rezeptoren für das Targeting Faktoren wie Calcitonin - Gen-verwandtes Peptid und Substanz P kann zum Abfragen spezifischen Wechselwirkungen zwischen Nerven und den umgebenden Zellen innerhalb ihrer Nische 6 nützlich sein. zu identifizieren oder zumindest auszuschließen, potentielle Signalmechanismen letztlich können mehrere Strategien in Kombination verwendet werden. Schließlich gezielte genetische Deletion von Nerven abgeleitete Faktoren in der neuronalen Linie entweder Wnt1-Cre oder Advillin-Cre kann den Goldstandard für die Aufklärung , die Signale repräsentieren , die 19 zwischen Nerven und ihre Nische ausgetauscht werden. Da weder dieser Stämme jedoch Tamoxifen-induzierbare sind, muss eine gewisse Vorsicht, dass eine Unterbrechung dieser Signale sichergestellt werden soll, nicht Nerven Entwicklung oder die richtige ta beeinträchtigenrgeting von neuralen Afferenzen. Die Verwendung einer Tamoxifen-induzierbare Cre wie Advillin-CreERT2 können diese Probleme 29 helfen umgehen. Insgesamt beschriebenen Techniken hier-eine Kombination von Linienverfolgung, Zell Visualisierung und chirurgische Denervierung-Angebot leistungsstarke Ansätze für den Einfluss der Nerven auf normalen und erkrankten Haut studieren. Mit zunehmender Erfahrung können diese Verfahren durchgeführt werden routinemäßig und zuverlässig, während verursachen minimale Qualen des Tieres-oder des Prüfers.

Over the past few years, there has been a widening appreciation for the influence of nerves on diseases not typically regarded as classical neuropathies1-4. In the skin, recent experimental evidence has suggested that sensory nerves can modulate diverse pathologies ranging from psoriasis to cancer5-9. This has been demonstrated using techniques such as surgical denervation and pharmacological inhibition of neural function in rodents. In the case of psoriasis, these studies have provided a mechanistic framework for understanding why human psoriatic plaques regress following loss of neural function7,10-12.
Cutaneous nerves can also affect gene expression13,14 and are critical for mechanosensing in normal skin15. In particular, touch dome (TD) epithelia are comprised of a patch of columnar epidermal cells in juxtaposition with neuroendocrine Merkel cells innervated by slowly adapting type 1 (SA1) nerve fibers16-18. TDs mediate light touch sensation and have been shown to display Hedgehog pathway activity5,19. TD maintenance depends on innervation20,21, as nerves secrete Hedgehog ligands to sustain normal TDs and their associated Merkel cells19. In addition, innervation promotes Hedgehog-dependent tumor formation from TD epithelia5. Together, these studies reinforce the notion that intricate molecular interactions occurring between nerves and the surrounding cells in their niche are crucial for normal TD physiology as well as disease.
To interrogate the nature of these interactions, we describe here a series of in vivo techniques for manipulating gene expression in the TD, as well as for harvesting skin biopsies for TD visualization after lineage tracing. Finally, we describe procedures for performing unilateral surgical denervation, wherein nerves are removed from one side of the mouse dorsal skin, while leaving the contralateral side intact as a sham internal control. Several weeks after surgery, denervated and sham control skin are compared to assess changes that occur when nerves are ablated. Although these techniques are described in the context of normal TDs, the denervation procedure has been used to examine the requirement for nerves in mouse models of psoriasis6, wound healing13 and tumorigenesis5. Finally, since the skin is amenable to repeated biopsies, this provides an opportunity to monitor the long-term fates of labeled cells or to assess disease progression over multiple time points.

<table><tbody><tr><td>Alcohol prep pads</td><td>PDI</td><td>B339</td><td></td></tr><tr><td>AnaSed (Xylazine)</td><td>Lloyd</td><td>NADA 139-236</td><td></td></tr><tr><td>Antibody, anti-Keratin 8</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td><td>TROMA-I</td><td>rat antibody, use at 1:500 concentration</td></tr><tr><td>Antibody, anti-Keratin 17</td><td>Cell Signaling</td><td>#4543</td><td>rabbit antibody, use at 1:1,000 concentration</td></tr><tr><td>Antibody, anti-Neurofilament</td><td>Cell Signaling</td><td>C28E10</td><td>rabbit antibody, use at 1:500 concentration</td></tr><tr><td>Betadine prep pads</td><td>Medline</td><td>MDS093917</td><td></td></tr><tr><td>Carprofen (Rimadyl)</td><td>Zoetis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cordless rechargable clipper</td><td>Wahl</td><td>trimmer model 8900</td><td></td></tr><tr><td>Corn Oil</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C8267</td><td></td></tr><tr><td>Cryostat</td><td>Leica</td><td>CM1860</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>D1306</td><td>use at 1:1,000 concentration</td></tr><tr><td>Deoxycholate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D6750</td><td></td></tr><tr><td>Depilatory Cream</td><td>Nair</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Dimethylforamide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>319937</td><td></td></tr><tr><td>Dimethyl Sulfoxide (DMSO)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D8418</td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldehyde</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G5882</td><td></td></tr><tr><td>ImmEdge Pen</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-4000</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine HCl</td><td>Hospira</td><td>NDC 0409-2051-05</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium chloride</td><td>Sigma</td><td>M8266</td><td></td></tr><tr><td>Micro cover glass</td><td>VWR</td><td>48404-454</td><td></td></tr><tr><td>Micro Slides</td><td>VWR</td><td>48311-703</td><td></td></tr><tr><td>10% Neutral Buffered Formalin</td><td>VWR</td><td>BDH0502-4LP</td><td></td></tr><tr><td>6-0 nylon sutures</td><td>DemeTECH</td><td>NL166012F4P</td><td></td></tr><tr><td>Octylphenyl-polyethylene glycol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I8896</td><td></td></tr><tr><td>O.C.T. Compound</td><td>Sakura Tissue-Tek</td><td>4583</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>158127</td><td></td></tr><tr><td>Pottasium ferrocyanide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9387</td><td></td></tr><tr><td>Pottasium ferricyanide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>702587</td><td></td></tr><tr><td>Sodium phosphate monobasic</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9791</td><td></td></tr><tr><td>Sodium phosphate dibasic</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5136</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>84097</td><td></td></tr><tr><td>Tamoxifen</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T5648-1G</td><td></td></tr><tr><td>Ultra fine forceps</td><td>Dumont</td><td>0103-5-PO</td><td></td></tr><tr><td>Vectashield</td><td>Vector Laboratories</td><td>H1000</td><td></td></tr><tr><td>X-gal</td><td>Roche</td><td>10 651 745 001</td><td>Disolve in dimethylforamide to create 50x stock prior to use</td></tr></tbody></table>

cutaneous surgical denervation:  a method for testing the requirement for nerves in mouse models of skin disease

Cutaneous somatosensory nerves function to detect diverse stimuli that act upon the skin. In addition to their established sensory roles, recent studies have suggested that nerves may also modulate skin disorders including atopic dermatitis, psoriasis and cancer. Here, we describe protocols for testing the requirement for nerves in maintaining a cutaneous mechanosensory organ, the touch dome (TD). Specifically, we discuss methods for genetically labeling, harvesting and visualizing TDs by whole-mount staining, and for performing unilateral surgical denervation on mouse dorsal back skin. Together, these approaches can be used to directly compare TD morphology and gene expression in denervated as well as sham-operated skin from the same animal. These methods can also be readily adapted to examine the requirement for nerves in mouse models of skin pathology. Finally, the ability to repeatedly sample the skin provides an opportunity to monitor disease progression at different stages and times after initiation.

Durch die Erzeugung von Mäusen Tamoxifen-induzierbare Gli1-CreERT2 und einem LacZ - Reporter - Allel exprimieren , ist es möglich , TD Epithelien und verfolgen das Schicksal dieser Zellen im Laufe der Zeit sichtbar zu machen. Das gesamte Denervierung Verfahren kann in der Regel innerhalb von 1 Stunde pro Maus abgeschlossen sein und minimal Qualen des Tieres verursachen sollte. Unsere frühere Studien haben gezeigt , dass Nerven entscheidend sind für sowohl normale TDs sowie ihre zugehörigen Keratin 8 + Merkel - Zellen (3A - C) Aufrechterhalten 5,19. Nerves sind auch entscheidend für die Förderung Gli1 Expression in der TD (Figur 3D). Angesichts der relativ seltene Auftreten von TD - Clustern in der gesamten Haut (Abbildung 1B), ist es zwingend notwendig , mehrere gefrorene Abschnitte Probe genau TD Frequenz zu quantifizieren. Typischerweise beurteilen wir 15 nicht-consecutive Abschnitte (jeweils 10 &amp; mgr; m dick und ca. 1 cm lang) aus sowohl Schein und denervierten Haut von jedem Tier. Folgende Denervierung, stabile Verlust von Nerven, sowohl an der TD und in der gesamten Haut, kann entweder in gefrorenem oder Paraffinschnitten (3A und 3C und wie zuvor durch das Fehlen von immunhistochemische Färbung für Standard pan-neurale Marker, wie Neurofilament bestätigt werden berichtet 5). Alternativ Nerven können auch durch Expression von β3-Tubulin oder PGP9.5 6,9 identifiziert werden. Durch die Verwendung Gli1; ​​LacZ - Mäusen, ist es auch möglich , sowohl die Anforderung für Nerven in aktivierenden Hedgehog - Signalisierung in der TD und TD bei der Aufrechterhaltung der Zellschicksal zu bestätigen , indem die Sequenz von Tamoxifen-induzierte Rekombination und Denervierung variiert. Wenn Denervation vor der Rekombination durchgeführt wird, zum Beispiel würde testen dies die Voraussetzung für die Nerven in den Hedgehog pathwa Aktivierungy, wie durch Cre - Rekombinase - Aktivität überwacht und Ebenen, die mit Gli1 Expression in diesen Tieren korreliert sind. Auf der anderen Seite, wenn Denervation nach der Rekombination durchgeführt wird, würde dies die Voraussetzung für Nerven bei der Aufrechterhaltung der Beurteilung bereits markierten Zellen in der TD. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54050/54050fig1.jpg" /> Abbildung 1. Die Hautbiopsie und ganze-mount LacZ - Färbung von TD Epithelien. (A) (Top) Foto der Maus nach der Biopsie und vor dem Vernähen. (Unten links) vergrößertes Bild Biopsiestelle. (Unten rechts) Hautprobe aus Biopsie mit seiner Dermis Seite flach auf einem trockenen Papiertuch ausgebreitet erhalten. (B) insgesamt Montage LacZ Färbung der Haut von einem Gli1; ​​LacZ Maus, 7 Tage nach einer Tamoxifen - Induktion, enthaart kurz vor der Biopsie der Haut Visualisierung zu verbessern. Gli1 + / LacZ + TDs sind so intensiv blau - Cluster bezeichnet.Maßstabsbalken = 1 cm. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54050/54050fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54050/54050fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/54050/54050fig2.jpg" /> Abbildung 2. Zwei Ansätze für denervating Rückenhaut. (A) Cartoon Diagramm innervierten Mäusehaut. Rot gepunkteten Linien einen einzigen entlang der dorsalen Mittellinie gemacht Exzision die darunter liegende Muskulatur auf dem Kofferraumwand (lila) sowie der Dermis (grau, Sternchen) unter der Haut reflektiert zu belichten. Hautnerven Dorsaler kaudal erscheinen zu &quot;bend&quot; reisen, da sie die Rumpfwand (der schwarze Pfeil zeigt eine solche Kurve) verlassen. Nervensegmenten ausgeschnitten werden, sind durch schwarze gestrichelte Linien abgegrenzt. (B) Foto von intakten Nerven mit den Standorten der Biegung angegeben (Pfeile). Blaue Pfeile zeigen auf zwei Nervensegmente, die rem seinOved. (C - D) Fotografien Denervierung Technik zeigt. Mit ultra-feinen Pinzette, Griff die Nerven 0,5 cm unter ihren Websites Biegen und nach außen ziehen. (E) Foto zur Darstellung der Körperhöhle nach Entfernung von zwei Nervensegmente (blaue Pfeile) zeigt. Die übrigen Nerven müssen auch entfernt werden. (F - I) Ein alternativer Ansatz für die Nerven Entfernung dargestellt, wo die Nerven an ihren proximalen snipped Enden knapp unter , wo sie biegen (Pfeilspitzen) (G), und auch distal, in der Nähe ihrer Eintrittsstelle in die Haut (Pfeilspitzen) (H). Man beachte, dass die Mittellinienschnitt in diesen Bildern ist länger als typisch für die Zwecke der besseren Darstellung. (J) Fotografie der dermalen Seite des reflektierten Hautlappen auf einer Seite der Mittellinie. (K) Nerves skizziert (schwarze Linien), mit größeren Blutgefäße in rot angezeigt. Die Nerven auf der Dermis Seite des Skin Klappe müssen auch herausgeschnitten werden. Asterisk, Dermis von der reflektierten Hautlappen zu Grunde liegen. Maßstabsbalken = 1 mm. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54050/54050fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54050/54050fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/54050/54050fig3.jpg" /> Abbildung 3. Stabile Verlust von Nerven und eine Verschlechterung der TDs nach Denervation. (A) Immunhistochemie zeigt TD Epithelien mit Keratin 8 + Merkel - Zellen (K8, grün) und Neurofilament + Nerven (NF, rot) in scheinoperierten Haut. (B) Cartoon Darstellung, mit TD Epithelien in lila markiert, in grün Merkel - Zellen und sensorischen Nerven in blau. (C) Immunhistochemie zeigt denervierter Haut (den) Merkel - Zell-Neuritenkomplexen im TD - Bereich fehlt. Eine gestrichelte gelbe Linien, Haarfollikel Epithels. Asterisk, background Färbung. (D) insgesamt Montage LacZ Färbung der dorsalen Rückenhaut von Gli1 LacZ / + Maus von 2 Wochen nach einseitiger Haut Denervierung. In der Box auf der linken Seite des geheilten Mittelschnitt (Pfeil), sind reichlich beschriftet TD Epithelien scheinoperierten Haut beobachtet. Auf der rechten Seite der Mittellinie, TDs sind nicht sichtbar in denervierten Haut. Maßstabsbalken = 10 &amp; mgr; m für (A), (C); und 1 mm für (D). <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54050/54050fig3large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54050/54050fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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Cutaneous Surgical Denervation:  A Method for Testing the Requirement for Nerves in Mouse Models of Skin Disease

This article includes detailed protocols for genetic labeling of mouse skin, surgical denervation, skin biopsy and visualizing labeled epithelia by whole-mount &#946;-galactosidase staining. These methods can be used to test the requirement for nerves in mouse models of normal and pathological skin.

Kutane Surgical Denervation: eine Methode zur Prüfung der Voraussetzung für die Nerven in Maus-Modellen der Haut-Krankheit

Cutaneous somatosensory nerves function to detect diverse stimuli that act upon the skin. In addition to their established sensory roles, recent studies ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

9.7K Aufrufe.  University of Michigan. This article includes detailed protocols for genetic labeling of mouse skin, surgical denervation, skin biopsy and visualizing labeled epithelia by whole-mount β-galactosidase staining. These methods can be used to test the requirement for nerves in mouse models of normal and pathological skin.

Serie: Cutaneous Surgical Denervation:  A Method for Testing the Requirement for Nerves in Mouse Models of Skin Disease

The Spared Nerve Injury (SNI) Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

Peripheral neuropathic pain is a severe chronic pain condition which may result from trauma to sensory nerves in the peripheral nervous system. The spared nerve injury (SNI) model induces symptoms of neuropathic pain such as mechanical allodynia i.e. pain due to tactile stimuli that do not normally provoke a painful response [1]. 
The SNI mouse model involves ligation of two of the three branches of the sciatic nerve (the tibial nerve and the common peroneal nerve), while the sural nerve is left intact [2]. The lesion results in marked hypersensitivity in the lateral area of the paw, which is innervated by the spared sural nerve. The non-operated side of the mouse can be used as a control. The advantages of the SNI model are the robustness of the response and that it doesn&#x2019;t require expert microsurgical skills.
The threshold for mechanical pain response is determined by testing with von Frey filaments of increasing bending force, which are repetitively pressed against the lateral area of the paw [3], [4]. A positive pain reaction is defined as sudden paw withdrawal, flinching and/or paw licking induced by the filament. A positive response in three out of five repetitive stimuli is defined as the pain threshold. 
As demonstrated in the video protocol, C57BL/6 mice experience profound allodynia as early as the day following surgery and maintain this for several weeks.

The Spared Nerve Injury SNI Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

The Spared Nerve Injury animal model is described here as a mouse model of peripheral neuropathic pain following partial denervation of the sciatic nerve by lesioning the tibial and common peroneal nerve branches, leaving the remaining sural nerve intact. Behavioral modification resulting from mechanical allodynia is quantified by von Frey filaments.

Die Verschont Nerve Injury (SNI) Modell induzierte mechanische Allodynie in Mäusen

Peripheral neuropathic pain is a severe chronic pain condition which may result from trauma to sensory nerves in the peripheral nervous system. The spared ...

Forschung

Medizin

Tibial Nerve Transection - A Standardized Model for Denervation-induced Skeletal Muscle Atrophy in Mice

The tibial nerve transection model is a well-tolerated, validated, and reproducible model of denervation-induced skeletal muscle atrophy in rodents. Although originally developed and used extensively in the rat due to its larger size, the tibial nerve in mice is big enough that it can be easily manipulated with either crush or transection, leaving the peroneal and sural nerve branches of the sciatic nerve intact and thereby preserving their target muscles. Thus, this model offers the advantages of inducing less morbidity and impediment of ambulation than the sciatic nerve transection model and also allows investigators to study the physiologic, cellular and molecular biologic mechanisms regulating the process of muscle atrophy in genetically engineered mice. The tibial nerve supplies the gastrocnemius, soleus and plantaris muscles, so its transection permits the study of denervated skeletal muscle composed of fast twitch type II fibers and/or slow twitch type I fibers. Here we demonstrate the tibial nerve transection model in the C57Black6 mouse. We assess the atrophy of the gastrocnemius muscle, as a representative muscle, at 1, 2, and 4 weeks post-denervation by measuring muscle weights and fiber type specific cross-sectional area on paraffin-embedded histologic sections immunostained for fast twitch myosin.

The tibial nerve transection model is a well-tolerated, validated, and reproducible model of skeletal muscle atrophy. The model surgical protocol is described and demonstrated in C57Black6 mice. &#160;

Tibialisnerv Durchtrennung - ein standardisiertes Modell für Denervation-induzierte Skelettmuskelatrophie in Mice

The tibial nerve transection model is a well-tolerated, validated, and reproducible model of denervation-induced skeletal muscle atrophy in rodents. ...

Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and either cut or crush it to induce peripheral nerve injury. Advantages of this surgery are its simplicity, high reproducibility, and the lack of effect on vital functions or mobility from the subsequent facial paralysis, thus resulting in a relatively mild surgical outcome compared to other nerve injury models. A major advantage of using a cranial nerve injury model is that the motoneurons reside in a relatively homogenous population in the facial motor nucleus in the pons, simplifying the study of the motoneuron cell bodies. Because of the symmetrical nature of facial nerve innervation and the lack of crosstalk between the facial motor nuclei, the operation can be performed unilaterally with the unaxotomized side serving as a paired internal control. A variety of analyses can be performed postoperatively to assess the physiologic response, details of which are beyond the scope of this article. For example, recovery of muscle function can serve as a behavioral marker for reinnervation, or the motoneurons can be quantified to measure cell survival. Additionally, the motoneurons can be accurately captured using laser microdissection for molecular analysis. Because the facial nerve axotomy is minimally invasive and well tolerated, it can be utilized on a wide variety of genetically modified mice. Also, this surgery model can be used to analyze the effectiveness of peripheral nerve injury treatments. Facial nerve injury provides a means for investigating not only motoneurons, but also the responses of the central and peripheral glial microenvironment, immune system, and target musculature. The facial nerve injury model is a widely accepted peripheral nerve injury model that serves as a powerful tool for studying nerve injury and regeneration.

We present a surgical protocol detailing how to perform a cut or crush axotomy on the facial nerve in the mouse. The facial nerve axotomy can be employed to study the physiological response to nerve injury and test therapeutic techniques.

Facial Nerve Axotomie bei Mäusen: Ein Modell zur Motoneuron Reaktion auf eine Verletzung Studieren

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and ...

Establishing a Mouse Model of a Pure Small Fiber Neuropathy with the Ultrapotent Agonist of Transient Receptor Potential Vanilloid Type 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to degeneration and injury of small-diameter sensory neurons, referred to as small fiber neuropathy. Present animal models of small fiber neuropathy affect both large- and small-diameter sensory fibers and thus create a neuropathology too complex to properly assess the effects of injured small-diameter sensory fibers. Therefore, it is necessary to develop an experimental model of pure small fiber neuropathy to adequately examine these issues. This protocol describes an experimental model of small fiber neuropathy specifically affecting small-diameter sensory nerves with resiniferatoxin (RTX), an ultrapotent agonist of transient receptor potential vanilloid type 1 (TRPV1), through a single dose of intraperitoneal injection, referred to as RTX neuropathy. This RTX neuropathy showed pathological manifestations and behavioral abnormalities that mimic the clinical characteristics of patients with small fiber neuropathy, including intraepidermal nerve fiber (IENF) degeneration, specifically injury in small-diameter neurons, and induction of thermal hypoalgesia and mechanical allodynia. This protocol tested three doses of RTX (200, 50, and 10 &#181;g/kg, respectively) and concluded that a critical dose of RTX (50 &#181;g/kg) is required for the development of typical small fiber neuropathy manifestations, and prepared a modified immunostaining procedure to investigate IENF degeneration and neuronal soma injury. The modified procedure is fast, systematic, and economic. Behavioral evaluation of neuropathic pain is critical to reveal the function of small-diameter sensory nerves. The evaluation of mechanical thresholds in experimental rodents is particularly challenging and this protocol describes a customized metal mesh that is suitable for this type of assessment in rodents. In summary, RTX neuropathy is a new and easily established experimental model to evaluate the molecular significance and intervention underlying neuropathic pain for the development of therapeutic agents.

This study establishes an experimental model of pure small fiber neuropathy with resiniferatoxin (RTX). A unique dose of RTX (50 &#181;g/kg) is optimal for developing a small fiber neuropathy model that mimics patient characteristics and could help investigate the nociceptive molecular significance underlying neuropathic pain.

Einrichtung ein Mausmodell eine reine kleine Faser Neuropathie mit Ultrapotent Agonisten von transienten Rezeptor Potential Vanilloid Typ 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to ...

Neurowissenschaften

Protocol to Create Chronic Wounds in Diabetic Mice

Chronic wounds develop as a result of defective regulation in one or more complex cellular and molecular processes involved in proper healing. They impact ~6.5M people and cost ~$40B/year in the US alone. Although a significant effort has been invested in understanding how chronic wounds develop in humans, fundamental questions remain unanswered. Recently, we developed a novel mouse model for diabetic chronic wounds that have many characteristics of human chronic wounds. Using db/db-/- mice, we can generate chronic wounds by inducing high levels of oxidative stress (OS) in the wound tissue immediately after wounding, using a one-time treatment with inhibitors specific to the antioxidant enzymes catalase and glutathione peroxidase. These wounds have high levels of OS, develop biofilm naturally, become fully chronic within 20 days after treatment and can remain open more for more than 60 days. This novel model has many features of diabetic chronic wounds in humans and therefore can contribute significantly to advancing fundamental understanding of how wounds become chronic. This is a major breakthrough because chronic wounds in humans cause significant pain and distress to patients and result in amputation if unresolved. Moreover, these wounds are very expensive and time-consuming to treat, and lead to significant loss of personal income to patients. Advancements in this field of study through the use of our chronic wound model can significantly improve health care for millions who suffer under this debilitating condition. In this protocol, we describe in great detail the procedure to cause acute wounds to become chronic, which has not been done before.

Chronic wounds are developed from acute wounds on a diabetic mouse model by inducing high levels of oxidative stress after a full-thickness cutaneous wound. The wound is treated with inhibitors for catalase and glutathione peroxidase, resulting in impaired healing and biofilm development by bacteria present in the skin microbiome.

Protokoll zur Herstellung chronischer Wunden bei diabetischen Mäusen

Chronic wounds develop as a result of defective regulation in one or more complex cellular and molecular processes involved in proper healing. They impact ...

Modified Spared Nerve Injury Surgery Model of Neuropathic Pain in Mice

Spared nerve injury (SNI) is an animal model that mimics the cardinal symptoms of peripheral nerve injury for studying the molecular and cellular mechanism of neuropathic pain in mice and rats. Currently, there are two types of SNI model, one to cut and ligate the common peroneal and the tibial nerves with intact sural nerve, which is defined as SNIs in this study, and another to cut and ligate the common peroneal and the sural nerves with intact tibial nerve, which is defined as SNIt in this study. Because the sural nerve is purely sensory whereas the tibial nerve contains both motor and sensory fibers, the SNIt model has much less motor deficit than the SNIs model. In the traditional SNIt mouse model, the common peroneal and the sural nerves are cut and ligated separately. Here a modified SNIt surgery method is described to damage both common peroneal and sural nerves with only one ligation and one cut with a shorter procedure time, which is easier to perform and reduces the potential risk of stretching the sciatic or tibial nerves, and produces similar mechanical hypersensitivity as the traditional SNIt model.

<meta charset="utf8"></head><body>Modifiziertes Modell der Chirurgie der Nervenverletzung bei neuropathischen Schmerzen bei Mäusen

The modified surgery is a simplified method for mouse or rat spared nerve injury model that requires only one ligation and one cut to injure both common peroneal and sural nerves.

Modifiziertes Modell der Chirurgie der Nervenverletzung bei neuropathischen Schmerzen bei Mäusen

Spared nerve injury (SNI) is an animal model that mimics the cardinal symptoms of peripheral nerve injury for studying the molecular and cellular ...

Partial Sciatic Nerve Ligation: A Mouse Model of Chronic Neuropathic Pain to Study the Antinociceptive Effect of Novel Therapies

Management of chronic pain remains challenging to this day, and current treatments are associated with adverse effects, including tolerance and addiction. Chronic neuropathic pain results from lesions or diseases in the somatosensory system. To investigate potential therapies with reduced side effects, animal pain models are the gold standard in preclinical studies. Therefore, well-characterized and well-described models are crucial for the development and validation of innovative therapies. 
Partial ligation of the sciatic nerve (pSNL) is a procedure that induces chronic neuropathic pain in mice, characterized by mechanical and thermal hypersensitivity, ongoing pain, and changes in limb temperature, making this model a great fit to study neuropathic pain preclinically. pSNL is an advantageous model to study neuropathic pain as it reproduces many symptoms observed in humans with neuropathic pain. Furthermore, the surgical procedure is relatively fast and straightforward to perform. Unilateral pSNL of one limb allows for comparison between the ipsilateral and contralateral paws, as well as evaluation of central sensitization. 
To induce chronic neuropathic hypersensitivity, a 9-0 non-absorbable nylon thread is used to ligate the dorsal third of the sciatic nerve. This article describes the surgical procedure and characterizes the development of chronic neuropathic pain through multiple commonly used behavioral tests. As a plethora of innovative therapies are now being investigated to treat chronic pain, this article provides crucial concepts for standardization and an accurate description of surgeries required to induce neuropathic pain.

Partial sciatic nerve ligation induces long-lasting chronic neuropathic pain, characterized by exaggerated responses to thermal and mechanical stimuli. This mouse model of neuropathic pain is commonly used to study innovative therapies for pain management. This article describes in detail the surgical procedure to improve standardization and reproducibility.

Partielle Ischiasnervligatur: Ein Mausmodell für chronische neuropathische Schmerzen zur Untersuchung der antinozizeptiven Wirkung neuartiger Therapien

Management of chronic pain remains challenging to this day, and current treatments are associated with adverse effects, including tolerance and addiction. ...

Targeting von sympathischen Neuronen der Maus: Ein Ansatz zur lumbalen Sympathektomie

Surgical Lumbar Sympathectomy in Mice

Peripheral nerve injuries are common, and full functional recovery after injury is achieved in only 10% of patients. The sympathetic nervous system plays many critical roles in maintaining bodily homeostasis, but it has rarely been studied in the context of peripheral nerve injury. The extent of postganglionic sympathetic neuronal functions in distal targets in the periphery is currently unclear. To better explore the role of sympathetic innervation of peripheral targets, a surgical &#34;knock-out&#34; model provides an alternative approach. Although this can be achieved chemically, chemical destruction of postganglionic sympathetic neurons can be nonspecific and dose-dependent. The use of a surgical lumbar sympathectomy in mice, once thought to be &#34;virtually not practicable&#34; in small animals, allows for specific targeting of postganglionic sympathetic neurons that innervate the hind limbs. This manuscript describes how to surgically remove the L2-L5 lumbar sympathetic ganglia from a mouse as a survival surgery, which reliably decreases the hind paw sweat response and the number of sympathetic axons in the sciatic nerve.

Autor im Rampenlicht: Erforschung der Plastizität sympathischer Neuronen

This manuscript presents a protocol for surgically removing the postganglionic lumbar sympathetic neurons from a mouse. This procedure will facilitate a multitude of studies aimed at investigating the role of sympathetic innervation in distal tissue targets.

Chirurgische lumbale Sympathektomie bei Mäusen

Peripheral nerve injuries are common, and full functional recovery after injury is achieved in only 10% of patients. The sympathetic nervous system plays ...

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