Technik zur Isolierung und Kultivierung von mesenchymalen Stammzellen aus dem Kieferknochenmark von Ratten

Mesenchymale Stammzellen aus dem Kieferknochenmark haben wichtige Funktionen bei der vielfältigen Differenzierung, Selbsterneuerung und Immunmodulation. Sie haben sich als wichtiges Reservoir für Vorläuferzellen in der Gentherapie, im Tissue Engineering und in der regenerativen Medizin erwiesen. Hier stellen wir eine einzigartige Methode zur Isolierung von mesenchymalen Stammzellen des Kieferknochenmarks bei Ratten vor.

Mesenchymale Stammzellen (BMMSCs) des Knochenmarks sind eine Stammzellart mit multidirektionalem Differenzierungspotenzial. Im Vergleich zu BMMSCs, die aus Blinddarmknochen gewonnen werden, haben BMMSCs aus dem Kiefer eine größere proliferative und osteogene Differenzierungsfähigkeit und werden allmählich zu wichtigen Samenzellen für die Reparatur von Kieferdefekten. Der Unterkiefer hat jedoch eine komplexe knöcherne Struktur und einen geringeren spongiösen Gehalt als Blinddarmknochen. Es ist schwierig, mit herkömmlichen Methoden eine große Anzahl hochwertiger mesenchymaler Stammzellen aus dem Kiefermark zu gewinnen. Diese Studie stellt einen "nischenbasierten Ansatz zur Stammzelle" für die Isolierung und Kultivierung von mesenchymalen Stammzellen (JBMMSCs) aus dem Kieferknochenmark der Ratte vor. Primäre JBMMSCs der Ratte wurden isoliert und unter Verwendung der gesamten Knochenmark-Adhärent-Methode in Kombination mit der Knochenschnitt-Verdauungsmethode kultiviert. Die isolierten Zellen wurden durch Beobachtung der Zellmorphologie, Nachweis von Zelloberflächenmarkern und multidirektionale Differenzierungsinduktion als JBMMSCs identifiziert. Die auf diese Weise extrahierten Zellen weisen eine "fibroblastenähnliche" Spindelform auf. Die Zellen sind lang, spindelförmig und fibroblastenartig. Die durchflusszytometrische Analyse zeigt, dass diese Zellen positiv für CD29, CD44 und CD90 sind, aber negativ für CD11b/c, CD34 und CD45, was mit den Eigenschaften von BMMSCs kongruent ist. Die Zellen weisen eine starke Proliferationsfähigkeit auf und können osteogene, adipogene und chondrogene Differenzierung durchlaufen. Diese Studie bietet eine effektive und stabile Methode, um in kurzer Zeit genügend qualitativ hochwertige JBMMSCs mit starker Differenzierungsfähigkeit zu erhalten, was weitere Studien zur Erforschung der biologischen Funktion, der regenerativen Medizin und der damit verbundenen klinischen Anwendungen erleichtern könnte.

Mesenchymale Stammzellen (MSCs) wurden zuerst im Knochenmark entdeckt, die in Kultur die Fähigkeit zur Bildung von Adhäsionskolonien und ein starkes osteogenes Potenzial zeigten¹. Pittinger et ^al.2 fanden außerdem ihr multidirektionales Differenzierungspotenzial in Richtung Knochen, Fett und Knorpel. Obwohl alle mesenchymalen Stammzellen aus unterschiedlichen Quellen das Potenzial für eine multidirektionale Differenzierung aufweisen, haben mesenchymale Stammzellen des Knochenmarks im Vergleich zu mesenchymalen Stammzellen, die aus anderen Geweben gewonnen werden, das stärkste chondrogene Differenzierungspotenzial, was sie zu den besten Kandidatenzellen für das Bone Tissue Engineering macht³. Viele Studien haben jedoch gezeigt, dass BMMSCs unterschiedlicher Herkunft ortsspezifische Merkmale und Eigenschaften aufweisen, wie z. B. osteogene Differenzierungsfähigkeit und zelluläre proliferative Aktivität ^4,5. Dies kann auf unterschiedliche Keimblätter zwischen Kiefer- und Blinddarmknochen oder dem Beckenkamm^{zurückzuführen sein 6}.

Mesenchymale Stammzellen des Kieferknochenmarks (JBMMSCs) stammen aus Neuralleistenzellen des Neuroektoderms, während aus Femuren stammende BMMSCs aus dem Mesoderm stammen⁷. Im Vergleich zu BMMSCs, die aus langen Knochen und dem Beckenkamm gewonnen werden, weisen JBMMSCs eine höhere Proliferationsrate, ALP-Aktivität und ein höheres osteogenes Potenzial^{auf 8}. Außerdem kann die Anwendungswirkung von BMMSCs in Geweben und Organen je nach Zelltyp und Umgebung variieren⁹. Die Reparatur von Kieferdefekten hängt hauptsächlich von der Rekrutierung von mesenchymalen Stammzellen aus dem Kiefer ab. Daher kann die Untersuchung von JBMMSCs eine experimentelle Grundlage für ihre klinische Anwendung im Kieferknochengewebe-Engineering bieten¹⁰. Die Grundlagenforschung und die klinische Anwendung konzentrieren sich jedoch hauptsächlich auf BMMSCs, die aus Blinddarm- und Axialknochen gewonnen werden¹¹. Die Forschung zu JBMMSCs ist begrenzt, und dies könnte auf den geringen Gehalt an spongiösem Knochen im Unterkiefer und die Tatsache zurückzuführen sein, dass der Kiefer von Ratten einen noch geringeren Gehalt an spongiösen Knochen aufweist¹². Daher ist es schwierig, aus dem Kieferknochenmark stammende mesenchymale Stammzellen mit der gewöhnlichen Knochenmarkspülungsmethode zu trennen, die üblicherweise bei der Isolierung von BMMSCs aus Blinddarmknochen oder dem Beckenkamm verwendet wird¹³. Basierend auf den Methoden von Hong et ^al.14 und Cheng et ^al.15 stellten wir die Hypothese auf, dass die Kombination aus dichter Knochenverdauung und der Knochenmarkspülmethode JBMMSCs von Ratten effizient isolieren könnte.

Ziel dieser Studie ist es, eine effiziente Methode zur Isolierung von Ratten-JBMMSCs zu etablieren und ausreichende Samenzellquellen für das Kieferknochen-Tissue Engineering bereitzustellen.

Das Protokoll wurde von der Institutionellen Tierethikkommission des chinesischen Allgemeinen Krankenhauses der Volksbefreiungsarmee genehmigt. Für das Experiment wurden dreizehn Wochen alte männliche Wistar-Ratten verwendet. Details zu den Tieren, Reagenzien und Geräten sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Vorbereitung der Versuche

1. Sterilisieren Sie alle chirurgischen Instrumente, einschließlich Augenscheren, Pinzetten und Knochenrongeure, bei hoher Temperatur und hohem Druck.
2. Bereiten Sie Nährmedien im Voraus vor.
   1. Bereiten Sie α-MEM-Komplettmedium vor, das 10 % fötales Rinderserum (FBS) und 1 % Penicillin-Streptomycin enthält.
   2. Bereiten Sie 0,1 % Typ-II-Kollagenase in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) vor.
   3. Bereiten Sie 50 ml PBS mit 1 % Penicillin-Streptomycin in einem sterilen Einweg-Zentrifugenröhrchen mit 50 ml vor.

2. Isolierung und Kultivierung von JBMMSC der Ratte

1. Isolieren Sie den Rattenunterkiefer mit den folgenden Schritten:
   HINWEIS: Um die Sterilität der Probe aufrechtzuerhalten, müssen alle chirurgischen Instrumente aus Metall vor der Verwendung mindestens drei Sekunden lang bei hoher Temperatur auf einer Alkohollampenflamme desinfiziert werden.
   1. Betäuben Sie die Ratte mit 2% Pentobarbital-Natrium (2 ml/kg) durch intraperitoneale Injektion.
   2. Opfern Sie die anästhesierte Ratte durch eine Luxation der Halswirbel (gemäß den institutionell anerkannten Protokollen), nachdem ihre Atemfrequenz abnimmt und sich die Muskeln vollständig entspannen.
   3. Tauchen Sie die Ratte 30 Minuten lang in 75%iges Ethanol, um sie zu desinfizieren, und bringen Sie sie dann auf den ultrasauberen Tisch.
   4. Legen Sie die Ratte auf ein steriles Einwegtuch oder in einen sterilen Behälter und halten Sie sie in Rückenlage.
   5. Schneiden und trennen Sie die Haut und den Muskel vom Angulus oris bis zum Gelenk entlang des Ramus und trennen Sie dann den Kondylus von der Fossa glenoidal, indem Sie die Bandscheibe des Kiefergelenks und die beidseitigen peripheren Bänder horizontal mit einer Augenschere durchtrennen.
      HINWEIS: Bestimmen Sie die Position des Kiefergelenks, indem Sie den Unterkiefer bewegen und die Position des Kondylus nach außen beobachten.
   6. Schneiden und trennen Sie die Muskeln und das Bindegewebe des lateralen Unterkiefers mit einer Schere von der vestibulären Furche auf der bukkalen Seite der unteren Schneidezähne nach links und rechts.
   7. Die Zungenmuskulatur des Unterkiefers vom Zungenfrenum bis zum hinteren Bereich des Unterkiefers einschneiden.
   8. Entferne den Unterkiefer vom Schädel.
   9. Teilen Sie den Unterkiefer in zwei Hälften, indem Sie die Symphyse zwischen den unteren Schneidezähnen mit einer Augenschere durchschneiden.
   10. Entfernen Sie die verbleibenden anhaftenden Muskeln, Faszien und anderen Weichteile am Unterkiefer vorsichtig mit einer Augenschere und einer Pinzette.
2. Isolieren Sie JBMMSCs.
   1. Den Schnabel des Rongeurs an die Verbindung der Schneidezähne mit dem mesialen Teil des ersten Backenzahns legen, die Verbindung zwischen den unteren Schneidezähnen und dem Unterkiefer mit dem Rongeur abschneiden und die unteren Schneidezähne vollständig herausziehen.
   2. Entfernen Sie alle Backenzähne mit einem Knochenrongeur.
   3. Entfernen Sie den Unterkieferast mit einem Knochenrongeur und legen Sie die Markhöhle frei, indem der mittlere Teil des Unterkiefers entlang des distalen Randes des letzten Molaren¹⁶ abgetrennt wird.
   4. Saugen Sie α-MEM-Komplettmedium mit einer sterilen 1-ml-Einwegspritze. Führen Sie die Nadel in die Knochenmarkhöhle ein und spülen Sie das Knochenmark wiederholt mit α-MEM-Komplettmedium in die Kulturschale, bis der Knochen weiß wird.
   5. Sammeln Sie die Knochenmarkspüllösung in einem 15 mL Zentrifugenröhrchen und zentrifugieren Sie sie bei 800 x g für 3 min bei Raumtemperatur.
   6. Entsorgen Sie den Überstand mit einer Pipette, resuspendieren Sie die Zellen mit 10 ml α-MEM-Komplettmedium und geben Sie sie in eine neue 10-cm-Kulturschale.
   7. Teilen Sie den gespülten Unterkiefer mit einem Rongeur in 1-3 mm³ Knochenscheiben und verdauen Sie diese mit 3 mL 0,1% Typ-II-Kollagenase für 90 min in einem 200 U/min/min-Shaker bei 37 °C.
   8. Der verdaute Unterkiefer wird bei 800 x g 3 min bei Raumtemperatur zentrifugiert und der Überstand wird verworfen.
   9. Kultivieren Sie die entnommenen Zellen und verdauten Knochenschnitte mit α-MEM-Komplettmedium bei 37 °C in einem 5 % CO₂ -befeuchteten Inkubator.
   10. Wechseln Sie die Hälfte des Nährbodens nach 72 h durch frisches Medium und wechseln Sie ihn dann alle 2 Tage vollständig.
       HINWEIS: Bewegen Sie die Kulturschale in den ersten drei Tagen nicht.
   11. Passieren Sie die adhärenten Zellen in einem Verhältnis von 1:2, wenn sie eine Konfluenz von 80 % bis 90 % erreichen. Entfernen Sie Knochenscheiben während der zweiten Subkultur. Verwenden Sie die Zellen der Generationen P2 oder P3 für Experimente.

3. Durchflusszytometrie zur Identifizierung von Zelloberflächenmarkern

1. Resuspendieren Sie JBMMSCs der P2-Generation in einem Durchflusszytometrie-Puffer. Zählen Sie die Zellen mit einem automatisierten Zellzähler und stellen Sie die Konzentration auf 3 × 10⁶ Zellen/ml ein.
2. Geben Sie 100 μl Zellsuspension und 2 μl monoklonale Antikörper (CD11b/c, CD29, CD34, CD44, CD45 und CD90) in jedes Mikrozentrifugenröhrchen. 30 min bei 4 °C^17,18 inkubieren.
3. Waschen Sie die Probe zweimal mit 200 μl Durchflusszytometrie-Puffer und zentrifugieren Sie sie 5 min lang bei 250 x g bei Raumtemperatur. Entfernen Sie den Überstand.
4. Geben Sie 100 μl Durchflusszytometriepuffer und 2 μl PE-markierten fluoreszierenden Sekundärantikörper in jedes Röhrchen. 30 min bei 4 °C inkubieren.
5. Wiederholen Sie Schritt 3.3.
6. Resuspendieren Sie JBMMSCs in 300-500 μl Durchflusszytometrie-Puffer pro Röhrchen.
7. Führen Sie die durchflusszytometrische Analyse mit einem Durchflusszytometer durch.
   HINWEIS: Verwenden Sie homologe Antikörper als Negativkontrollen, um Hintergrundverfärbungen zu vermeiden, die durch die unspezifische Kombination von Antikörpern verursacht werden.

4. Bestimmung der Zellproliferation

1. JBMMSCs der P3-Generation werden in eine 96-Well-Platte mit einer Dichte von 5 × 10³ Zellen pro Well geseedet.
2. Geben Sie 10 μl CCK-8-Lösung in jede Vertiefung.
3. Legen Sie die 96-Well-Platte für 2 h in den Inkubator und messen Sie die Extinktion (OD-Wert bei 450 nm) mit einem Mikroplatten-Reader.
   HINWEIS: Führen Sie den Test an sieben aufeinanderfolgenden Tagen jeden Tag zur gleichen Zeit durch.

5. Fähigkeit zur Koloniebildung

1. 1000 JBMMSC aus dem Durchgang 3 in 10 cm große Kulturschalen aussäen und bei 37 °C mit 5 % CO₂ züchten.
2. Wechseln Sie das Kulturmedium alle 3 Tage.
3. Führen Sie eine Kristallviolettfärbung nach kontinuierlicher Kultivierung für 15 Tage durch.
4. Anschließend die Zellen 5 min lang mit Methanol fixieren und 5 min mit 2% Kristallviolett färben.

6. Multilineage-Differenzierung von JBMMSCs

HINWEIS: Verwenden Sie JBMMSCs der P3-Generation für die Unterscheidung mehrerer Linien. Die Kontrollgruppe wurde mit α-MEM-Komplettmedium kultiviert.

1. Führen Sie eine osteogene Differenzierung durch.
   1. 1 × 10⁵ JBMMSCs pro Vertiefung in einer Sechs-Well-Platte impfen.
   2. Wenn die Zellkonfluenz 70% erreicht, wechseln Sie das Medium zu osteogenem Induktionsmedium.
      HINWEIS: Wechseln Sie das osteogene Induktionsmedium alle 3 Tage.
   3. Führen Sie nach 7 Tagen osteogener Induktion eine Färbung mit alkalischer Phosphatase (ALP) durch.
   4. Nehmen Sie das Medium von der Sechs-Well-Platte, fixieren Sie die Zellen 30 Minuten lang mit 4 % Paraformaldehyd bei Raumtemperatur und waschen Sie sie dann dreimal mit PBS.
   5. Die Zellen 30 min bei Raumtemperatur mit ALP-Färbelösung einfärben und vor Licht schützen.
   6. Spülen Sie die Zellen, bis keine Färbelösung mehr übrig ist, und betrachten Sie die Proben unter einem Mikroskop.
   7. Führen Sie nach 21 Tagen osteogener Induktion eine Alizarinrotfärbung durch.
   8. Färben Sie die Zellen 5 Minuten lang mit Alizarinrot-Färbelösung, nachdem Sie die Zellen 30 Minuten lang mit 4% Paraformaldehyd fixiert haben.
   9. Waschen Sie die Zellen mit PBS, bis keine Alizarinrot-Färbelösung mehr übrig ist.
   10. Beobachten Sie die Anzahl der Kalziumknötchen unter dem Mikroskop.
2. Führen Sie eine adipogene Differenzierung durch.
   1. 1 × 10⁵ JBMMSCs pro Vertiefung in einer Sechs-Well-Platte impfen.
   2. Wenn die Zellkonfluenz 70% erreicht, wechseln Sie das Medium zu einem adipogenen Induktionsmedium.
      HINWEIS: Wechseln Sie das adipogene Induktionsmedium alle drei Tage.
   3. Führen Sie nach 14 Tagen adipogener Induktion eine Ölrot-O-Färbung durch.
   4. Entfernen Sie das Medium von der Sechs-Well-Platte, fixieren Sie die Zellen 20-30 Minuten lang mit Oil Red O Fixierlösung und waschen Sie sie dann dreimal mit PBS.
   5. Entfernen Sie die Fixierlösung und waschen Sie die Zellen zweimal mit destilliertem Wasser.
   6. Tauchen Sie die Zellen 20-30 s lang in 60% Isopropanol.
   7. Entfernen Sie 60% Isopropanol und färben Sie die Zellen 20-30 Minuten lang mit Öl rot O.
   8. Entfernen Sie die Färbelösung, spülen Sie die Zellen 20-30 s lang mit 60% Isopropanol und waschen Sie sie dann mit destilliertem Wasser.
   9. Färben Sie den Zellkern 1-2 Minuten lang mit Hämatoxylinlösung.
   10. Entfernen Sie die Hämatoxylinlösung und waschen Sie die Zellen 2-3 Mal mit destilliertem Wasser. Fügen Sie Oil Red O Buffer für 1 min hinzu und entfernen Sie es.
   11. Beobachten Sie die Anzahl der Lipidtröpfchen unter einem Mikroskop.
3. Führen Sie eine chondrogene Differenzierung durch.
   1. 1 × 10⁵ JBMMSCs pro Vertiefung in einer Sechs-Well-Platte impfen.
   2. Wenn die Zellkonfluenz 70% erreicht, wechseln Sie das Medium zu chondrogenem Induktionsmedium.
      HINWEIS: Wechseln Sie das chondrogene Induktionsmedium alle 3 Tage.
   3. Führen Sie die Alcianblau-Färbung nach 21 Tagen chondrogener Induktion durch.
   4. Nehmen Sie das Medium von der Sechs-Well-Platte, fixieren Sie die Zellen 30 Minuten lang mit 4 % Paraformaldehyd bei Raumtemperatur und waschen Sie sie dann dreimal mit PBS.
   5. Die Zellen 1 h lang bei 37 °C mit Alcianblau-Färbung färben.
   6. Spülen Sie die Zellen aus, bis keine Färbelösung mehr übrig ist, und betrachten Sie sie unter einem Mikroskop.

7. Echtzeit-PCR

1. Extrahieren Sie die Gesamt-RNA mit dem RNA-Extraktionskit und messen Sie die RNA-Konzentration mit einem Enzymmarker (gemäß den Anweisungen des Herstellers).
2. Synthetisieren Sie cDNA mit 500 ng RNA¹⁹.
3. Führen Sie die qRT-PCR auf einem Echtzeitsystem mit 10 μl qRT-PCR-Mix durch, der 1 μl cDNA, 3,5 μl doppelt destilliertes Wasser, 5 μl SYBR und 0,5 μl Primer-Mix (0,1 μM) enthält.
   HINWEIS: Die Primersequenzen sind in Tabelle 1 aufgeführt. Die Temperaturwechselbedingungen sind wie folgt: 50 °C für 2 min, 95 °C für 2 min, gefolgt von 40 Zyklen von 95 °C für 15 s, 60 °C für 2 min und dann Inkremente von 0,5 °C für 5 s von 60 °C auf 95 °C für die Schmelzkurve.
4. Verwenden Sie GAPDH als interne Kontrolle¹⁶.

Nach 72 Stunden Zellinokulation waren die meisten Zellen suspendiert und rund, wobei nur sehr wenige an der Wand hafteten (Abbildung 1B). Am fünften Tag erschienen adhärente Zellkolonien, die Spindeln oder fibroblastenähnliche Formen aufwiesen (Abbildung 1C). Am siebten Tag erreichten die adhärenten Zellen eine Konfluenz von 90 % und bildeten eine "Fischschwarm"-Form mit einer kleinen Anzahl intermittierender suspendierter Zellen (Abbildung 1D). Die passageierten Zellen wuchsen schnell und wurden alle 3 Tage durchgelassen. Die Zellmorphologie war relativ homogen, überwiegend spindelförmig und nach der Konfluenz in einem wirbelartigen Muster angeordnet (Abbildung 1E-G).

Die durchflusszytometrische Analyse ergab eine hohe Expression der mesenchymalen Stammzelloberflächenmarker CD90, CD29 und CD44 mit positiven Raten von 97,2 %, 97,7 % bzw. 95,7 %. Umgekehrt zeigten die hämatopoetischen Stammzelloberflächenmarker CD45, CD34 und CD11b/c eine geringe Expression mit positiven Raten von 1,37 %, 0,66 % bzw. 1,49 % (Abbildung 2A). Nach 2-wöchiger Kultivierung zeigten JBMMSCs eine Besiedlung, die durch Kristallviolett-Färbung belegt wurde (Abbildung 2B). In vitro zeigten sie eine stabile Expansionsfähigkeit, wobei die Zellwachstumskurve einem typischen "S-ähnlichen" Muster folgte (Abbildung 2C). Der Zellproliferationsprozess umfasste eine Latenzperiode, eine logarithmische Wachstumsphase und eine Plateauphase. Nach zwei Tagen setzte ein schnelles Wachstum ein, gefolgt von einer Verlangsamung nach sechs Tagen. Einzelne Zellen zeigten Merkmale der Selbstreplikation und Proliferation.

Die Zellen zeigten am 7^. Tag blau-violette ALP-Färbepartikel und am 21^{. Tag rote} mineralisierte Knötchen. Darüber hinaus zeigten die Zellen nach 14 Tagen adipogener Induktion rote kügelchenförmige Lipidtröpfchen, während die chondrogene Differenzierungsinduktion zur Bildung von blauknorpelartigem Gewebe führte (Abbildung 3A). Darüber hinaus waren nach 7 Tagen osteogener Induktion die mRNA-Expressionsniveaus von ALP, OCN und Runx2 in JBMMSCs erhöht¹⁵ (Abbildung 3B).

Abbildung 1: Isolierung und Kultur von JBMMSCs. (A) Ein Überblick über das Protokoll. (B-D) Bilder von Zellen, die 3 Tage, 5 Tage bzw. 7 Tage lang in Primärkultur kultiviert wurden. (E-G) Bilder der Zellen P1, P2 und P3. Maßstabsbalken: 100 μm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: Identifizierung von JBMMSCs. (A) Ergebnisse der Durchflusszytometrie-Analyse von JBMMSCs bei Ratten. Die durchflusszytometrische Analyse zeigte, dass diese Zellen positiv für CD29, CD44 und CD90 waren, was mit den Eigenschaften der BMMSCs übereinstimmt. Umgekehrt waren sie negativ für CD11b/c, CD34 und CD45. (B) Repräsentative Bilder von JBMMSCs-Kolonien, die mit Kristallviolett gefärbt wurden (Maßstabsbalken: 100 μm). (C) Die Zellwachstumskurve zeigte die Zellproliferationsrate. Die Daten und die Fehlerbalken bezeichnen den Mittelwert ± Standardabweichung von n = 3. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 3: Differenzierung von JBMMSCs in mehreren Linien (osteogen, adipogen und chondrogen). (A) Nach 7 Tagen osteogener Induktion wurde eine erhöhte ALP-Aktivität beobachtet. 21 Tage nach der osteogenen Induktion waren zahlreiche mineralisierte Knötchen rot gefärbt und mit Alizarinrot gefärbt. Die Färbung von ölrotem O zeigte eine signifikante Anzahl von Lipidtröpfchen. Die Alcianblau-Färbung hob die Zellen hervor, die nach der chondrogenen Induktion in Chondrozyten induziert wurden. (B) mRNA-Expression des osteogenverwandten Gens ALP, OCN und Runx2 von JBMMSCs nach osteogener Induktion für 7 Tage. (***P < 0,001 im Vergleich zur Kontrollgruppe). Die Daten und die Fehlerbalken bezeichnen den Mittelwert ± Standardabweichung von n = 3. Maßstabsbalken: 100 μm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Tabelle 1: Primer, die in der Real-Time-PCR verwendet werden.

Mesenchymale Stammzellen (BMMSCs) des Knochenmarks stellen eine Untergruppe der nicht-hämatopoetischen Stammzellen dar, die sich im Knochenmark befinden und sich durch ihre Selbsterneuerungsfähigkeit, ihr multidirektionales Differenzierungspotenzial und ihre unterstützenden Funktionen für die Hämatopoese auszeichnen. Diese Zellen spielen eine zentrale Rolle bei verschiedenen physiologischen Prozessen wie der Geweberegeneration, der Angiogenese und der Regulation zellulärer Aktivitäten²⁰. Folglich werden BMMSCs häufig in der Gewebereparatur und im regenerativen Engineering als optimale Quelle für Samenzellzellen eingesetzt²¹.

Mesenchymale Stammzellen des Kieferknochenmarks (JBMMSCs), die 2005 von Matsubara et ^al.22 erstmals aus menschlichen Kieferknochenmarkaspiraten isoliert wurden, weisen im Vergleich zu anderen Skelettstellen charakteristische Differenzierungsmerkmale auf, die auf die einzigartige Herkunft und die Entwicklungswege des Kiefers zurückzuführen sind ^4,23. Angesichts der unterschiedlichen entwicklungsbedingten und pathologischen Mechanismen, die den kraniofazialen Knochen steuern, erscheint die Priorisierung von JBMMSCs bei der Reparatur von kraniofazialen Knochendefekten aufgrund ihrer homologen Entwicklungsmerkmale unerlässlich²³. Darüber hinaus weisen JBMMSCs aufgrund ihres gemeinsamen embryonalen Gewebeursprungs eine erhöhte Histokompatibilität mit der oralen Mikroumgebung auf ^24,25. Trotz dieser Vorteile ist ein standardisiertes und sicheres Isolationsprotokoll für JBMMSCs nach wie vor schwer fassbar, und die Forschung zu JBMMSCs ist nach wie vor relativ begrenzt.

Bei der Isolierung und Kultivierung von BMMSCs mangelt es derzeit an Standardisierung, wobei häufig verwendete Methoden wie die Sortierung immunomagnetischer Kügelchen, die Durchflusszytometrie-Sortierung, die Dichtegradientenzentrifugation und die Adhärentkultur des gesamten Knochenmarks^{verwendet werden 26}. Unter diesen isolieren die immunmagnetische Beadsmethode und die Durchflusszytometrie-Sortiermethode Zellen, indem sie spezifische Antigene auf der Zelloberfläche erkennen. Diese Methoden sind jedoch mit umständlichen Operationen verbunden, erfordern spezielle Instrumente und können die Zellaktivität beeinträchtigen, obwohl sie hochreine Zellen liefern²⁷. Die Dichtegradientenzentrifugationsmethode trennt Zellen durch Zentrifugation und Stratifizierung, was die Zellmikroumgebung verändern kann, was zu einem langsameren Zellwachstum und einer erhöhten Zellalterung führt²⁸. Umgekehrt trennt und reinigt die Methode der adhärenten Kultur des gesamten Knochenmarks BMMSCs, indem das Medium intermittierend ersetzt und die Passage auf der Grundlage unterschiedlicher adhärenter Fähigkeiten zwischen verschiedenen Zelltypen im Knochenmark erfolgt. Diese Methode fügt den Zellen nur minimalen Schaden zu und ist einfach auszuführen¹⁶.

Im Vergleich zum Oberschenkelknochen ist der Kiefer kleiner und hat eine engere Knochenmarkhöhle, die durch Zellen im Zahn oder das Parodontalband gestört wird. Die Methode der Knochenmarkspülung und -adhäsion erfordert eine relativ größere Menge an Knochenmark und ist für große Tiere und Menschen geeignet²⁹. JBMMSCs bei Ratten, die mit der traditionellen Methode der Knochenmarkspülung extrahiert werden, sind selten, vermehren sich nur langsam und sind von schlechter Qualität^30,31. Der Gehalt an JBMMSCs im Knochenmark ist sehr gering und sie kommen hauptsächlich im kompakten Knochen und Endosteum vor. Bu-Kyu Lee et ^al.32 verwendeten die Unterkieferaspiraten zur Isolierung von JBMMSCs, während die Gesamtaspirationszeit für 10 ml Knochenmarkblut für den Unterkiefer fünfmal länger war als die für den Beckenkamm, und die anfängliche Ausbeute an MSCs aus dem Unterkiefer dreimal niedriger war als die aus dem Beckenkamm. Die Spülung des Knochenmarks allein kann die Zellen im kompakten Knochen und Endosteum nicht effektiv isolieren.

In den letzten Jahren haben Studien ergeben, dass kompakter Knochen eine neue und zuverlässige Quelle für BMMSCs ist, und es wurde eine relativ einfache Methode zur Isolierung von BMMSC abgeleitet, die Knochenschnitt-Verdauungskulturmethode³³. BMMSCs, die mit dieser Methode isoliert werden, haben eine hohe Reinheit³⁴. Guo et ^al.35haben erfolgreich mesenchymale Stammzellen aus Femuren von Mäusen mit der Methode der Knochenscheibenverdauung isoliert. Yamazaet ^al.12 und Cheng et ^al.15 wandten die Methode der Knochenschnittverdauung auf die Isolierung von mesenchymalen Stammzellen des Unterkieferknochenmarks der Maus an und verifizierten die MSC-Eigenschaften durch Zellproliferation, Immunphänotyp und Differenzierung mehrerer Linien. In diesem Experiment wurde eine Kombination aus gespülter Ganzmarkadhäsion und Knochenscheibenverdauung verwendet, um primäre JBMMSCCs der Ratte zu isolieren und zu kultivieren. Das Knochenmark wurde ohne Filtration gründlich aus der Kavität ausgewaschen, um die ursprüngliche zelluläre Zusammensetzung und die Wachstumsfaktoren im Knochenmark zu erhalten. Dann wurden die Knochenscheiben in kleine Stücke geschnitten und mit Typ-II-Kollagenase verdaut, um den Zellen das Herausklettern aus den Knochenfragmenten zu erleichtern. Schließlich wurden die Knochenscheiben auf eine Kulturschale geimpft und kultiviert, damit die Zellen aus den Knochenscheiben herauskriechen konnten. Die Kombinationsmethode bewirkt, dass das Kultursystem der Primärzelle gleichzeitig Bestandteile von hämatopoetischen Stammzellen, spongiösem Knochen und kortikalem Knochen enthält, was die Mikroumgebung von mesenchymalen Stammzellen des Knochenmarks im Körper besser simulieren kann und der Erhaltung der ursprünglichen biologischen Eigenschaften von Zellen förderlicher ist. Diese Methode wird daher als "nischenbasierter Ansatz zur Stammheit" ^bezeichnet36. Luet ^al.37 betonten ebenfalls die Bedeutung von Stammzellnischen bei der Isolierung von BMMSCs, die jedoch nur die Mikroumgebung im Knochenmark ohne kortikalen Knochen betrafen. Diese Methode wurde erfolgreich bei der Isolierung von mesenchymalen Stammzellen des Knochenmarks aus dem Kiefer von Mäusen angewendet³⁸.

Mit diesem nischenbasierten Ansatz haben wir auch erfolgreich Ratten-JBMMSCs isoliert und kultiviert. Zunächst wiesen die isolierten Zellen eine fibroblastenähnliche Form auf und hafteten in vitro an plastischen Kulturplatten. Zweitens exprimierten die Zellen die CD90-, CD29- und CD44-Oberflächenmarker positiv und CD45, CD34 und CD11b/c negativ. Drittens könnten sich die Zellen in Osteozyten, Adipozyten und Chondrozyten differenzieren. Die erhaltenen Zellen wiesen eine gute Morphologie, eine schnelle Proliferationsrate und eine Differenzierungsfähigkeit auf, die die von der Internationalen Gesellschaft für Zelltherapie vorgeschlagenen Mindestkriterien für die Identifizierung mesenchymaler Stammzellen menschlichen Ursprungs erfüllten¹⁷.

Die Isolierung von JBMMSCs wurde entwickelt und verwendet, um Zellen beim Menschen zu isolieren. Matsubara et ^al.22 waren die frühesten, die JBMMSCs aus humanen Alveolarknochenmarkproben während der Oralchirurgie isolierten. Während des Aspirationsprozesses des Unterkiefers können mögliche Komplikationen auftreten, einschließlich Schädigung des angrenzenden Gewebes, Infektionen aufgrund einer oralen bakteriellen Kontamination usw. Zong et ^al.39 spülten die Knochenmarkhöhle von den spongiösen Knochenprobenstücken, um humane JBMMSCs zu erhalten. Park et ^al.40 isolierten humane JBMMSCs aus Alveolarknochenspänen, die während der Implantatbohrung unter Verwendung einer sequentiellen Verdauungsmethode gewonnen wurden. Mason et ^al.41 isolierten humane JBMMSCs direkt aus den Kieferknochenmarkkernen und dem Aspirat von Patienten, die sich einer routinemäßigen Zahnimplantatinsertion unterzogen. Es gab eine hohe Erfolgsrate bei der Isolierung von Zellen aus Aspiraten oder aus dem Kern und eine höhere Erfolgsrate der Kombination. Obwohl die oben genannten Methoden JBMMSCs erfolgreich vom Menschen isoliert haben, müssen die Unterschiede in der Wirksamkeit zwischen den Methoden verglichen werden. Bisher wurde diese Methode nur bei Mäusen und Ratten angewendet, und es gibt keine Forschung zur Anwendung dieser Methode auf die Isolierung von humanen JBMMSCs. Es gibt Einschränkungen bei dieser Methode, insbesondere wenn sie auf den Menschen angewendet wird. Erstens ist diese Methode der Kombination von Knochenmarkspülung und Knochenschnittverdauung relativ kompliziert und erfordert mehr Schritte. Zweitens stellen komplexe Prozesse höhere Anforderungen an die Sterilität der Abläufe, was für das Protokoll entscheidend ist. Drittens ist es unmöglich, die gesamte Knochenmarkhöhle des menschlichen Kieferknochens zu spülen, so dass die Erforschung einiger gleichwertiger Methoden, wie z. B. das Spülen von spongiösen Knochenfragmenten, notwendig ist.

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass in dieser Studie JBMMSCs von Ratten mit einer Kombination aus Knochenmarkspülung und Knochenschnittverdauung nach dem Prinzip der "Stammzellnische" erfolgreich isoliert und kultiviert wurden. Die Ergebnisse der Zellidentifizierung bestätigten, dass mit dieser Methode ausreichend und hochreine JBMMSCs isoliert werden können, was reichlich Zellquellen für das Jawbone Tissue Engineering bietet, insbesondere bei der Reparatur von Knochendefekten, was von großer Bedeutung ist.

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Diese Studie wurde von den Gesundheitsprojekten der Logistikabteilung der Militärkommission (19BJZ22), der Beijing Natural Science Foundation (7232154) und den klinischen Forschungsprojekten der Fourth Mil Med Univ. (2021XB025) unterstützt.