我们的协议可以更容易、更快速地理解生物部件之间的关系。我们可以在单个孔中测试许多比率度量组合部件的行为。该技术使研究人员能够以比传统方法更高的实验效率更全面地表征电路组件之间的复杂关系。
该方法适用于合成生物学和任何生物学问题，探测细胞中的行为变化，以响应不同水平的转染基因，其中可以通过流式细胞术测量输出。通过搁置标记为无颜色对照、mKO2 对照、TagBFP 对照、霓虹绿对照、全色对照、多转染混合物一和多转染混合物二的 1.5 毫升微量离心管，开始为每个 DNA 聚集体制备试管。向无色对照、mKO2对照、TagBFP对照、霓虹绿对照和所有颜色对照管中加入36微升还原血清培养基，然后向每个多转染混合物一个和聚转染混合物两个管中加入18微升还原血清培养基。
接下来，向无色对照管中加入 600 ng 填充质粒，向 mKO2 颜色对照管中加入 300 ng mKO2 和 300 ng 填充质粒，并向 TagBFP 颜色对照管中加入 300 ng TagBFP 和 300 ng 填充质粒。向霓虹绿色对照管中，加入300纳克组成型霓虹绿和300纳克填充质粒，然后向全色对照管中加入每个mKO2，TagBFP，组成型霓虹绿和300纳克填充质粒100纳克。向多转染混合一管中，加入150纳克mKO2、75纳克报告霓虹绿质粒和75纳克填充质粒。
向多转染混合两管中，加入150纳克TagBFP、75纳克L7Ae质粒和75纳克填充质粒。完成后，将216微升还原血清培养基与9.48微升转染试剂混合，在1.5毫升微量离心管中创建转染预混液。在将其放在一边之前，通过上下移液充分混合。
向无颜色对照、单色对照和所有颜色对照管中加入1.58微升增强剂试剂，并向每个多转染混合管中加入79微升增强剂试剂。通过剧烈移液单独混合每个试管。将37.58微升转染预混液加入无色控管、单色对照管和全色控管中，剧烈移液混合。
接下来，向每个多转染混合管中加入18.79微升转染预混液，并用剧烈移液充分混合每个试管。将无色、单色和全色对照的每种转染混合物移液65.97微升，将转染混合物分液到孔中，然后将32.98微升多转染混合物一转移到多转染孔中，并通过快速但轻柔地在紧密中旋转板来有效地分配复合物， 沿着平坦的表面绘制图案，然后移液32.98微升的多转染将两个混合到相同的多转染孔中，并以相同的方式旋转板。孵育细胞两天。
进行流式细胞术以读取转染标记物的荧光并输出每个细胞的报告基因。与视频中显示的多转染不同，执行良好的共转染显示TagBFP和EYFP之间具有紧密的相关性，表达共递送的质粒。相比之下，执行不佳的共转染显示两个质粒之间的相关性较差。
执行良好的多转染显示出良好的二维空间覆盖率，并很好地补偿了荧光蛋白之间的任何光谱渗漏。活细胞数量较少的多转染数据很难细分到足够的活细胞箱中，每个活细胞箱中都有足够数量的细胞进行分析。转染效率差的多转染导致二维分析空间覆盖稀疏。
通过将阻遏蛋白L7Ae与mKO2和输出蛋白霓虹绿与TagBFP置于单独的转染混合物中来测试输出表达的有效DNA比率。然后监测不同水平的mKO2和TagBFP的霓虹绿表达。比较了该回路的共转染和多转染结果。
将11个单独的共转染结果整理到一个数据集中，并与多转染数据进行比较。L7Ae抑制输出报告基因的剂量反应曲线比较显示，共转染和多转染数据中每仓的中位数输出水平非常相似。验证了多转染在优化细胞类型分类器方面的成功应用。
存在于HeLa细胞和非HEK细胞中的micro RNA-21会敲低BM3R1的表达，因为BM3R1抑制电路输出mKO2的产生。当细胞中存在微小RNA 21时，mKO2表达将被打开。Gal4-VP16的量在低水平的BM3R1下调节mKO2表达。
每个电路组件都与不同的荧光标记物共同交付。这种多转染量化了每个细胞接收的每个电路组件的量。mKO2在MIR21中产生，产生HeLa细胞，但不在HEK细胞中产生。
在将这些电路元件用不同的荧光报告基因在单独的转染混合物中递送后，分析mKO2输出，以指示特定细胞接收的每个电路元件的量。该子样本预测，在该比率下，共转染电路在对HEK293与HeLa细胞进行分类时具有91%的特异性，62%的灵敏度和77%的准确度。该方案中最常见的痛点是每种转染混合物中缺乏紧密的相关性。
因此，请记住在加入增强剂试剂后立即大力混合转染管，然后在加入含脂质的转染混合物后温和地混合和移液转染管该程序中的遗传成分可以用任何其他遗传成分代替，以回答有关其在各种环境中的功能性能的问题。这种方法已经迅速发展了遗传回路，例如细胞分类器，反馈和前馈控制器，双稳态基序等等。
