Name: using linear agarose channels to study drosophila larval crawling behavior
Uploaded: 2016-11-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 8 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior at JoVE.com

We would like to thank Chris Wreden and Michelle Bland for comments on the manuscript and for technical help.

1. إعداد يرقات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل أسبوع واحد تسجيل السلوك، وإنشاء الصليب (لا يقل عن 25 من الحور العين و 5 ذكور). الحفاظ على جميع الصلبان وآله عند 25 درجة مئوية. ملاحظة: درجة الحرارة من الظروف والثقافة يمكن أن تتغير، إلا أن خط الزمن هو موضح أدناه تحتاج إلى تعديل لمراعاة التغيرات في سرعة النمو. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 5 أيام قبل التسجيل، وأول شيء في الصباح، ووضع الصليب في قفص جمع مع غطاء أجار / عصير والداب (0.5-1 مل) من عجينة الخميرة في وسط غطاء أجار / عصير. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لجعل قفص جمع وكزة ثقوب في أوقية 6. البولي ايثيلين مربع ذبابة الفاكهة زجاجة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لجعل القبعات أجار / عصير، خلط 18 غراما من أجار بالماء 600 مل في دورق مخروطي. في منفصلة مزيج قارورة 20 غرام السكروز مع 200 مل من عصير التفاح. وحل الميكروويف حتى المواد الصلبة. الجمع بين ويحرك، والسماح الخليط ليبرد إلى 60 درجة مئوية. إضافة 20 مل 10٪ ميثيل ف hydroxybenzoate في 95٪ من الإيثانول، ويقلب. إضافة ~ 7مل إلى النصف السفلي من 35 × 10 ملم جولة طبق بتري. السماح للاجار / عصير ليصلب لمدة 1 ساعة على RT. تخزينها في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لجعل عجينة الخميرة، إضافة أجزاء متساوية من حيث الحجم الخميرة الجافة والمياه. تخزينها في 4 درجات مئوية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق من صحة مجموعات اليرقات. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في الصباح، قبل 4 أيام و 3 تسجيل، وإزالة الغطاء ووضع سقف جديد على القفص. تغيير القبعات في نفس الوقت كل يوم للحصول على جمع 24 ساعة من البيض واليرقات حديثة الفقس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد إزالة كل كأب، وفحصها لمعرفة عدد البيض الصليب هو زرع. توقع بين 500-2،000 البيض. ضبط عدد من البالغين، إذا لزم الأمر. ملاحظة: يجب أن تحاك عدد قليل من البيض إلى يرقات، وسيتم العثور على اليرقات حديثة الفقس بعيدا من معجون الخميرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العمر كل غطاء لمدة 24 ساعة. إعادة النظر في الحد الأقصى لتحديد ما إذا اليرقات السليمة. ملاحظة: يجب أن تحاك معظم البيض إلى يرقات، واليرقات يجب أن زحف إلى انتم<html> معجون است. وتشمل علامات سوء الحالة الصحية لعدد كبير من البيض لم يفقس والهيئات اليرقات الميتة بعيدا عن عجينة الخميرة، واليرقات مع بقع داكنة كبيرة في البطن، مما يشير إلى رد فعل جهاز المناعة. إذا اليرقات غير صحية، تغيير القفص، جعل القبعات جديدة / معجون الخميرة، والتحقق من النمط الجيني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجاهل قبعات القديمة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع اليرقات للتسجيلات السلوكية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في كل من 2 و 1 يوم قبل تسجيل، وإزالة الغطاء واستبدالها مع غطاء جديد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسمية كل غطاء إزالة والحفاظ على درجة حرارة 25 درجة مئوية. هذا وسوف تنتج سلسلة مراحل اليرقات للتسجيلات السلوكية. اليرقات من حديثا دبرت (0-4 ساعة posthatch) من خلال الطور الثاني (24-48 ساعة posthatch) يمكن استخدامها في القنوات. حفظ القبعات للتسجيلات في أيام متتالية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجاهل كل مباراة دولية بعد 48 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا لزم الأمر، كرر الخطوات 1.4.1-1.4.3 لمدة تصل إلى 5 د إضافية. بعد أن أقل وتنتج البويضات المخصبة. </li></ol></li></ol>= &quot;jove_title&quot;&gt; 2. إعداد القنوات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد PDMS قناة الخطية (ثنائي ميثيل بولي سيلوكسان، والمطاط الصناعي السيليكون) قالب الصب (الشكل 1A). تتوفر PDMS قوالب الصب من المختبر Heckscher عند الطلب. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيف العفن الصب مع ايزوبروبيل. الهواء الجاف والجاف الداب مع مناديل المختبر، أو استخدام الهواء المعلب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع قالب الصب إلى 10 سم بيتري غطاء الطبق أو حاوية أخرى. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد وتصب حل الاغاروز. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل حل 3٪ الاغاروز في الماء (3 غ في 100 مل) من خلال الميكروويف حتى يذوب تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بارد إلى 55 درجة مئوية، مما يسمح فقاعات ان يصعد الى السطح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يصب الخليط الاغاروز في طبق بتري تحتوي على صب القالب بحيث تغطي القالب فقط. السماح مجموعة الاغاروز حتى عزز. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة القنوات الأغاروس من صب القالب. تقليم حواف القرص الاغاروز بشفرة حلاقة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع القناةالصورة في طبق بتري 10 سم مغمورة في الماء. ويمكن أن تظل عند 4 درجة مئوية لمدة 7 أيام. </li></ol></li></ol> 3. تحميل اليرقة إلى قناة لسلوك سجل ملاحظة: إذا تخزين القنوات في 4 درجات مئوية، تسمح القنوات للمجيء إلى RT قبل استخدام لتسجيل السلوكي. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام شفرة حلاقة نظيفة لقطع قناة واحدة من تلك التي أعدت في الخطوة 2 (الشكل 2A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام زوج من ملقط لوضع قناة مخدد جنبا حتى على الزجاج ساترة (الشكل 2B). حجم وسمك ساترة يعتمد على نطاق محدد المستخدمة في التصوير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ملقط غرامة لتحديد اليرقة من الحد الأقصى للاجار / عصير أعدت في الخطوة 1 ووضع في قناة قطع (الشكل 2C). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لا تضغط على يرقة. يستلم بلطف مع غيض من طينة ملقط. ومن الممكن أيضا للتلاعب يرقة مع الرسام مع غرامة نقطة. ملاحظة: هذا أمر مهم لأن اليرقات صن جداsitive للمس. إذا لم يتم التعامل معها بحذر، قد تهيمن الردود مسبب للألم سلوكهم خلال الثواني القليلة الأولى من التجربة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل اليرقات التي غمر بها لفترة وجيزة في الماء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد وضع اليرقة على قناة قطع، استخدم غيض من طينة ملقط لندف بلطف اليرقة إلى بستان القناة. ملاحظة: بالنسبة لمعظم التطبيقات يجب أن يتطابق مع عرض لليرقة وعرض القناة. متوسط العرض من اليرقات في مراحل مختلفة من التنمية يلي: 0 ساعة posthatch - 140 ميكرون، 24 ساعة posthatch - 180 ميكرون، 48 ساعة posthatch - 320 ميكرون، 72 ساعة posthatch - 500 ميكرون، 96 ساعة posthatch - 750 ميكرون 8. قنوات تأتي في الاعراض التالية: 100، 150، 200، 250، و 300 ميكرون، وجميع القنوات هي 150 ميكرون عميقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام غيض من طينة ملقط أو الفرشاة لضبط الموقف من اليرقة داخل القناة. ويمكن أن تكون موجهة في أي اتجاه: بطنيتصل، أسفل بطني، الجانب بطني واحد، اعتمادا على ما هو هيكل للتصوير. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط، والوجه بلطف القناة على مثل تلك اليرقة هي الآن على الغطاء الزجاجي. مكان واحد أو اثنين من قطرات من الماء في نهايات القناة بحيث تملأ بالماء (الشكل 2D). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رفع بلطف على جانبي القناة لإزالة أي فقاعات الهواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط اتجاه اليرقة. للقيام بذلك، دفع بلطف القناة ولكن ليس غطاء زجاجي للفة اليرقة. إذا كان هذا لا يغير من اتجاه، وإزالة الغطاء الزجاجي وضبط الموقف اليرقات. اليرقة هي جاهزة للتصوير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صورة قناة / ساترة على مجهر مقلوب. إذا التصوير على المجهر تستقيم، ببساطة عكس قناة / ساترة. </li></ol></li></ol> 4. قياس الميزة الاهتمام في تسجيل السلوكي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لبنية من الفائدة (على سبيل المثال، والذيل، CNS)، وقياس سمة من الفائدة (على سبيل المثالوكثافة مضان، الموقع) مع مرور الوقت. ملاحظة: لمحات عن مثل الرأس والذيل ويمكن المشروح يدويا. على سبيل المثال، يمكن التعرف على الرأس والتي تحتوي على الظلام على شكل H السنانير الفم، ويمكن التعرف على الذيل كما تحتوي على spiricles القصبة الهوائية الخلفية. وتركز هذه الورقة على الحبل العصبي. استخدام الخلايا العصبية خط GAL4 elav-GAL4 لقيادة التحوير UAS-MYR-GFP (elav&gt; GFP) 9،10 لتسمية fluorescently الجهاز العصبي المركزي (CNS). الجهاز العصبي المركزي يحتوي على اثنين من فصوص المخ الأمامية تعلق على الحبل العصبي، التي تمتد إلى الخلفي (الشكل 3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قياس كثافة بكسل من الحبل العصبي (و (NC)) في كل نقطة زمنية (ر). يصف أدناه نهج الشرح اليدوي، ولكن يمكن أن يكون آليا هذه الخطوة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في فيجي (أو برامج مماثلة) في القائمة &quot;تحليل&quot; استخدام &quot;القياسات تعيين ...&quot; مربع الحوار لتقرير قيمة رمادي متوسط ​​وSLICه موقف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رسم يدويا مربع في وسط الحبل العصبي في الإطار الأول من الفيلم (الشكل 3). ويمكن أيضا أن يكون آليا هذه الخطوة مع تجزئة الصور وتسجيل الخوارزميات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام &quot;القياس&quot; الأمر في قائمة &#39;تحليل&#39; للإبلاغ عن متوسط ​​كثافة بكسل في المنطقة محاصر من الفائدة. هذا يولد &quot;نتائج&quot; نافذة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في الإطار التالي، يدويا إعادة مربع دون تغيير حجم باستخدام مفاتيح الأسهم. استخدام &quot;القياس&quot; الأمر مرة أخرى. وسيتم عرض نتائج المحدثة في إطار &quot;نتائج&quot;. كرر هذه الخطوة لكل إطار من الفائدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حفظ &quot;نتائج&quot; باستخدام &quot;حفظ باسم ...&quot; الأوامر من القائمة ملف. وسيتم تصدير النتائج على النحو ملف .xls. </li></ol></li></ol> 5. تحليل القياسات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيع كل و (NC) القيمة إلى قيمة تتراوح بين 0 و 1 (ض (ر) &lt;/ م&gt;). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في جدول (أو برنامج آخر)، فتح ملف Results.xls. سيكون هذا الملف واثنين من أعمدة تمثل عدد الإطار ومتوسط ​​كثافة مضان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل عمود جديد واستخدام ض صيغة (ر) = و (NC [ر]) -min (و [NC]) / ماكس (و [NC]) -min (و [NC]) لإنشاء قيمة مضان تطبيع المقابلة لكل نقطة زمنية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد فترة اسعة لكل خطوة في التسجيل. ملاحظة: دورة خطوة هي وحدة المتكررة حركة الجسم كله للأمام (والعكس) الزحف. من خلال اتفاقية ويبدأ إلى الأمام خطوة (وينتهي) مع حركة إلى الأمام من الذيل والرأس وغيرها من الأعضاء الداخلية مثل الأمعاء أو الجهاز العصبي المركزي 1. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تفقد يدويا تسجيل السلوكي وتسجيل الأوقات بدء (ط) من كل خطوة (ط (برايد دورة [ن])). ملاحظة: في المثال التالي، حركة إلى الأماممن الجهاز العصبي المركزي كما تم استخدام بدء دورة خطوة (الشكل 3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لكل خطوة تحسب الفترة: ر Δ (دورة برايد) = ط (برايد دورة [ن + 1]) -i (برايد دورة [ن]). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حساب النسبة المئوية للدورة خطوة المنقضي للكل نقطة زمنية للتسجيل. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل عمود إضافي في ملف جدول يمثل الوقت الذي انقضى منذ بداية دورة برايد (ج). ضبط الوقت منذ بدء خطوة خطوة من الصفر في بدء كل خطوة (ج (برايد دورة [ن]) = 0). ضبط مرات بعد بدء وفقا لذلك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل عمود إضافي في ملف جدول البيانات تمثل دورة في المئة خطوة انقضت (٪ دورة خطوة) تقسيم الأوقات المعدلة حسب الفترة خطوة وضرب من قبل 100 إلى اعتناق النسبة المئوية للدورة خطوة المنقضي: دورة٪ خطوة = (ج (برايد دورة [ن] )) / (Δ ت (دورة برايد) * 100). </li></ol></li></ol> 6. توليد القطبية تنسيق مؤامرات لتمثيل ديناميات الهياكل الاهتمام خلال دورة الزحف <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في MATLAB، واستخدام الحوار &quot;استيراد البيانات&quot; في علامة التبويب الصفحة الرئيسية لاستيراد Results.xls المحدثة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل مجموعة جديدة &quot;ثيتا&quot; التي تحتوي على المئة القيم دورة خطوة (٪ دورة خطوة). ( &quot;ثيتا = VAR1&quot; حيث يمثل VAR1 دورة خطوة٪). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل مجموعة جديدة &quot;رو&quot; تحتوي على قيم مضان تطبيع (ض (ر)). ( &quot;رو = Var2&quot; حيث يمثل Var2 ض (ر)). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام &#39;polarplot &quot;الأمر لجعل تنسيق المؤامرات القطبية مع دورة في المئة خطوة مثل زاوية، ومضان كما في دائرة نصف قطرها (&quot; polarplot (ثيتا، رو) &quot;). </li></ol>

<ol>
	<li>Heckscher, E. S., Lockery, S. R., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+Drosophila+larval+crawling+at+the+level+of+organism,+segment,+and+somatic+body+wall+musculature.">Characterization of Drosophila larval crawling at the level of organism, segment, and somatic body wall musculature.</a> J Neurosci. 32 (36), 12460-12471 (2012).</li><li>Marder, E., Calabrese, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+rhythmic+motor+pattern+generation.">Principles of rhythmic motor pattern generation.</a> Physiol rev. 76 (3), 687 (1996).</li><li>Mullins, O. J., Hackett, J. T., Buchanan, J. T., Friesen, W. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+control+of+swimming+behavior:+Comparison+of+vertebrate+and+invertebrate+model+systems.">Neuronal control of swimming behavior: Comparison of vertebrate and invertebrate model systems.</a> Prog Neurobiol. 93 (2), 244-269 (2011).</li><li>Ohyama, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+multilevel+multimodal+circuit+enhances+action+selection+in+Drosophila.">A multilevel multimodal circuit enhances action selection in Drosophila.</a> Nature. 520 (7549), 633-639 (2015).</li><li>Landgraf, M., Thor, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+Drosophila+motoneurons:+specification+and+morphology.">Development of Drosophila motoneurons: specification and morphology.</a> Semin cell devl bio. 17 (1), 3-11 (2006).</li><li>Heckscher, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Even-Skipped(+)+Interneurons+Are+Core+Components+of+a+Sensorimotor+Circuit+that+Maintains+Left-Right+Symmetric+Muscle+Contraction+Amplitude.">Even-Skipped(+) Interneurons Are Core Components of a Sensorimotor Circuit that Maintains Left-Right Symmetric Muscle Contraction Amplitude.</a> Neuron. 88 (2), 1-16 (2015).</li><li>Green, C. H., Burnet, B., Connolly, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+and+patterns+of+inter-and+intraspecific+variation+in+the+behaviour+of+Drosophila+larvae.">Organization and patterns of inter-and intraspecific variation in the behaviour of Drosophila larvae.</a> Anim Behav. 31 (1), 282-291 (1983).</li><li>Graf, S. A., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rover/Sitter+Drosophila+melanogaster+Larval+Foraging+Polymorphism+as+a+Function+of+Larval+Development,+Food-Patch+Quality,+and+Starvation.">Rover/Sitter Drosophila melanogaster Larval Foraging Polymorphism as a Function of Larval Development, Food-Patch Quality, and Starvation.</a> J Insect Behav. 2 (3), 301-313 (1989).</li><li>Lee, T., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mosaic+analysis+with+a+repressible+cell+marker+for+studies+of+gene+function+in+neuronal+morphogenesis.">Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis.</a> Neuron. 22 (3), 451-461 (1999).</li><li>Rebay, I., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Yan+Functions+as+a+General+Inhibitor+of+Differentiation+and+Is+Negatively+Regulated+by+Activation+of+the+Rasl+/+MAPK+Pathway.">Yan Functions as a General Inhibitor of Differentiation and Is Negatively Regulated by Activation of the Rasl / MAPK Pathway.</a> Cell. 81 (6), 857-866 (1995).</li><li>Chen, T. -. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrasensitive+fluorescent+proteins+for+imaging+neuronal+activity.">Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity.</a> Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).</li><li>Tufte, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The visual display of quantitative information. , (2004).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

تم بناء جهاز ميكروفلويديك لجعل قنوات الاغاروز الخطية التي يمكن أن تستوعب يرقات ذبابة الفاكهة (الشكل 1). عندما توضع يرقات ذبابة الفاكهة في هذه القنوات الأغاروس الخطية ذخيرتهم السلوكي يقتصر على الزحف، والذي يسمح للمراقبة تفصيلية لديناميات هياكل اليرقات خلال دورة الزحف. يحدث تسجيل ناجحة عندما يرقة تنفيذ سلسلة من الخطوات الإيقاعية (الشكل 3). إذا كان هذا لا يحدث، والتحقق من العقبات مثل فقاعة الهواء في القناة، والتحقق من صحة اليرقة. هناك عنصر آخر مهم من تسجيل الناجح هو أن اليرقة هو التوجه الأمثل لتصور هياكل الفائدة. إذا لم يتم الموجهة اليرقة بشكل صحيح، أو إذا كان يرقة يزحف خارج القناة، ببساطة إزالة ساترة وقم بإعادة تحميل يرقة. في تجربتنا، ~ 20٪ من اليرقات التي شنت في البداية العائد تسجيلات السلوكية ممتازة withouر التعديل. في الماضي، أخذت قياسات في هياكل اليرقات مثل ربط الفم، القناة الهضمية، وشرائح البطن أثناء الزحف السلوك. لتصور الحركة من هذه الهياكل على مدى دورة خطوة الزحف، تم إنشاء القطبية تنسيق المؤامرات. في هذه الورقة، وقد تم قياس كثافة مضان من الحبل العصبي والقطبية تنسيق المؤامرات استخدامها لتصور ديناميات مضان خلال دورة خطوة الزحف (الشكل 4). وهناك العديد من المزايا لتمثيل البيانات في تنسيق المؤامرات القطبية: أنه يقضي على سرعة الزحف كمتغير، فإنه يمكن تلخيص البيانات من العديد من الحيوانات والعديد من خطوات، ويسمح التصور كل الاتجاهات العامة والاختلاف في البيانات 11. والجدير بالذكر، أنه من الممكن لقياس ديناميكية من أي هيكل fluorescently المسمى من الفائدة. من حيث المبدأ، وهذا التحليل ينطبق على تتبع أي نوع من التغيرات الديناميكية التي تحدث خلال دورة الزحف. </P&gt; هناك مجموعة واسعة من التطبيقات لأساليب وصفها في هذه الورقة. في الماضي، استخدمت قنوات الأغاروس الخطية لتسجيل سلوك اليرقات في الحي كله، شريحة والعضلات الفردية مستويات 1. وأظهرت هذه البيانات أن اليرقات تستخدم &quot;الحشوية-pistoning&quot; آلية لكل من الأمام وعكس الزحف، وسمحوا الآلية العصبية والعضلية القيادة على حد سواء إلى الأمام وعكس الزحف يتحدد 1. في المستقبل، يمكن للباحثين استخدام القنوات لدراسة الزحف في خلفيات وراثية مختلفة. وبالإضافة إلى ذلك، فإنه ينبغي أن يكون من الممكن استخدام القنوات لتحليل نشاط الخلايا العصبية اليرقات باستخدام التصوير الكالسيوم أثناء الزحف. ومن المتوقع أن يؤدي إلى فهم منها الخلايا العصبية النار في المرحلة مع حركات معينة من دورة الزحف. وأخيرا، لا يوجد سبب أن القنوات يجب أن تتبع تصميم خطي المقدمة في هذه الورقة. وذلك باستخدام قنوات ذات أبعاد مختلفة تساعد بلا شك الإجابة على فارiety من سؤال حول ذبابة الفاكهة تنقل اليرقات والتحكم في المحركات ككل.

ويتمثل الهدف العام من هذه الطريقة هو دراسة ذبابة الفاكهة الزحف اليرقات في التفاصيل. وقد لعبت التجارب على الحركة دورا هاما في تطوير واختبار النظريات حول التحكم في المحركات 2. تقليديا وقد تمت دراسة الحركة في الحيوانات المائية (على سبيل المثال، علقة، امبرى، الشرغوف) 3. وقد سمح للطبيعة المتكررة للتنقل في هذه الحيوانات لدراسة rhythmogenesis، لتحليل الأحداث الفيزيائية الحيوية تحرك القيادة، ورصد أنماط اطلاق العصبية التي ترافق الحركة. استخدام يرقات ذبابة الفاكهة لدراسات الحركة يقدم مزيجا فريدا من المزايا أكثر من النظم نموذج الأخرى: علم الوراثة السطحية والتنمية تتميز جيدا، والهيئة التي هي واضحة بصريا في الأطوار الأولى والثانية، والمستمر انتقال الإلكترون إعادة الإعمار المجهري كامل الجهاز العصبي 4-6. ومع ذلك، ذبابة الفاكهة اليرقات مقامالحركة على أسطح مستوية معقدة إلى حد ما بما في ذلك توقف، تتحول، والتعرجات يزحف 7. يقدم هذا الكتاب وسيلة لاستخدام قنوات الاغاروز الخطية لتوجيه ذبابة الفاكهة السلوك الحركي اليرقات مثل أن اليرقات يقمن مستمرة، على التوالي، والسلوك الزحف الإيقاعي. دراسة ذبابة الفاكهة سلوك اليرقات في قنوات الأغاروس، بدلا من السلوك على أسطح مستوية، لديها العديد من المزايا. أولا، فإنه يسمح للباحثين لتحديد على وجه التحديد الزحف السلوك من العديد من الحركات التي هي جزء من الذخيرة السلوكية اليرقات. ثانيا، عن طريق ضبط عرض القناة مقابل حجم الجسم اليرقات، سرعة الزحف يمكن تعديلها. ثالثا، تسمح القنوات لليرقة ليتم عرضه من ظهري، بطني، أو الجانب الوحشي اعتمادا على كيفية تحميل يرقة وتوجها داخل القناة. هذا براعة في التوجه اليرقات يسمح لأي هيكل تهم تكون مرئية بشكل مستمر خلال الزحف. رابعا،قنوات قابلة للاستخدام مع مجموعة واسعة من المجاهر والأهداف. على سبيل المثال، وقنوات خطية يمكن استخدامها لمنخفضة الدقة التصوير على المجسامات مشرق الميدان و / أو عالية الدقة التصوير على القرص الغزل المجاهر مبائر 1. خامسا، هذه الطريقة يمكن استخدامها في تركيبة مع / التلاعب العصبية توليد الحرارة علم البصريات الوراثي في ​​أي خلفية وراثية. وأخيرا، لأن كلا من الجسم اليرقات (في الطور الأول والثاني) وقنوات الأغاروس واضحة بصريا، وقنوات يمكن استخدامها عند دراسة الحركات الديناميكية، أو التغيرات في كثافة الفلورسنت هياكل اليرقات وصفت من قبل تحقيقات الفلورسنت المشفرة وراثيا. وصف الأسلوب المناسب للدراسات حركية مفصلة من الأول والثاني الطور ذبابة الفاكهة سلوك اليرقات. هذا المنشور يحلل التغيرات الديناميكية في كثافة الفلورسنت من الجهاز العصبي المركزي خلال الزحف اليرقات إلى الأمام للتدليل على استخدام القنوات وتمهيدا لنويالتصوير الكالسيوم رونالد.

<table><tbody><tr><td>6 oz square Drosophila bottle</td><td>Scimart</td><td>DR-103</td><td></td></tr><tr><td>agar</td><td>sigma</td><td>A1296</td><td></td></tr><tr><td>sucrose</td><td>sigma</td><td>S9378</td><td></td></tr><tr><td>apple juice</td><td></td><td></td><td>not from concentrate</td></tr><tr><td>Tegosept</td><td>Fisher</td><td>T2300</td><td>methyl-p-hydroxybenzoate</td></tr><tr><td>35 x 10 mm round petri dish</td><td>Fisher</td><td>351008</td><td></td></tr><tr><td>baker&#039;s yeast</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PDMS casting mold</td><td>FlowJem</td><td></td><td>can be requested from authors</td></tr><tr><td>Isopropyl alcohol</td><td>Fisher</td><td>A417-1</td><td></td></tr><tr><td>laboratory wipes</td><td>Fisher</td><td>06-666-11</td><td></td></tr><tr><td>canned air</td><td>Fisher</td><td>18-431</td><td></td></tr><tr><td>10 cm petri dish</td><td>BioPioneer</td><td>GS82-1473-001</td><td></td></tr><tr><td>agarose</td><td>Fisher</td><td>50-444-176</td><td></td></tr><tr><td>razor blade</td><td>Fisher</td><td>12-640</td><td></td></tr><tr><td>forceps</td><td>FST</td><td>11241-40</td><td></td></tr><tr><td>22 x 40 cover glass, #1.5</td><td>Fisher</td><td>50-365-605</td><td></td></tr><tr><td>Fiji (version 1.51d)</td><td>NIH</td><td></td><td>fiji.sc</td></tr><tr><td>Excel 2016</td><td>Microsoft</td><td></td><td>www.microsoftstore.com</td></tr><tr><td>MATLAB R2016</td><td>Mathworks</td><td></td><td>www.mathworks.com</td></tr></tbody></table>

using linear agarose channels to study drosophila larval crawling behavior

ذبابة الفاكهة الزحف اليرقات يبرز بوصفه نموذجا قويا لدراسة التحكم العصبي في السلوك الحسي. ومع ذلك، سلوك الزحف اليرقات على أسطح مستوية معقدة، بما في ذلك: التوقف، وتحول، والتعرجات. هذا التعقيد في جعبته من حركة يعوق تحليل مفصل للأحداث التي تحدث خلال دورة الزحف خطوة واحدة. للتغلب على هذه العقبة، أدلى قنوات الأغاروس الخطية التي تقيد سلوك اليرقات على التوالي، مستمرة، الزحف الإيقاعي. من حيث المبدأ، لأن قنوات الأغاروس والجسم اليرقات ذبابة الفاكهة على حد سواء واضحة بصريا، يمكن رصد حركة هياكل اليرقات وصفت من قبل تحقيقات الفلورسنت المشفرة وراثيا في حالها، التي تتحرك بحرية اليرقات. في الماضي، وضعت اليرقات في القنوات الخطية والزحف على مستوى الحي كله، الجزء، وتم تحليل العضلات 1. في المستقبل، اليرقات الزحف في قنوات يمكن أن تستخدم في التصوير الكالسيوم لمراقبة العصبيةالنشاط نال. وعلاوة على ذلك، وهذه الأساليب يمكن استخدامها مع يرقات أي الوراثي ومع أي قناة مصممة الباحث. وهكذا بروتوكول الواردة أدناه لا ينطبق على نطاق واسع للدراسات باستخدام يرقة ذبابة الفاكهة نموذجا لفهم التحكم في المحركات.

توضح هذه المقالة طريقة لتوجيه ذبابة الفاكهة سلوك اليرقات باستخدام قنوات الأغاروس ولقياس ديناميكية هياكل اليرقات خلال دورة الزحف. اليرقات في القنوات الخطية أداء نوبات متواصلة من الزحف الإيقاعي (الشكل 3). لأن كلا من اليرقات وقنوات واضحة بصريا، وقنوات يمكن استخدامها مع يرقات معربا عن تحقيقات الفلورسنت التي أعرب عنها في أي هيكل من الفائدة. سجلنا اليرقات معربا عن GFP في جميع الخلايا العصبية (elav-GAL4 / +، UAS-MYR-GFP / +) ورصد التغيرات الدينامية في كثافة مضان في الحبل العصبي خلال دورة الزحف. وتبين لنا أن يتحرك الجهاز العصبي المركزي إلى الأمام في نفس الوقت تقريبا على رأس اليرقات والذيل (الشكل 4A-B). ونتيجة لموجة من تقلص العضلات يمر على طول محور الجسم، ينتقل الجهاز العصبي المركزي ويخرجون من الطائرة من التركيز مما تسبب في مضان من الحبل العصبي لتغيير (الشكل 4). لتحديد تشان<html> غيس في الحبل العصبي كثافة مضان لعدة خطوات واسعة في العديد من الحيوانات قمنا بتمثيل البيانات على القطبية تنسيق مؤامرة (الشكل 4C). بالتآمر البيانات على قطع القطبية تنسيق يدل على أن ديناميات مضان الحبل العصبي خلال دورة خطوة يتبع نمطا استنساخه. <img alt="شكل 1" src="/files/ftp_upload/54892/54892fig1.jpg" /> الشكل 1: تصميم قنوات الخطي لتوجيه ذبابة الفاكهة اليرقات الزحف السلوك (أ) ويظهر تصميم الجهاز ميكروفلويديك تستخدم لجعل قنوات الاغاروز الخطية. تختلف الاعراض من القنوات في هذا الجهاز 100-300 ميكرون بزيادات من 50 ميكرون. عمق 150 ميكرون. يتم تحميل (ب) يرقة ذبابة الفاكهة في قناة الاغاروز. ويرد عرض الظهرية مع الأمامي (الرأس) إلى اليمين. شريط مقياس = 200 ميكرون.4892 / 54892fig1large.jpg &quot;الهدف =&quot; _ فارغة &quot;&gt; الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/54892/54892fig2.jpg" /> الشكل 2: رسم بياني يوضح كيفية تحميل واليرقة إلى قناة قسم البروتوكول 3 لمزيد من التفاصيل راجع <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54892/54892fig2large.jpg" target="_blank">من فضلك انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل (3)" src="/files/ftp_upload/54892/54892fig3.jpg" /> الرقم 3: هو يرقة ذبابة الفاكهة Fluorescently المسمى يؤدي أداء المستدام، إيقاعي، خطي الزحف عندما وضعت إلى الاغاروز القناة في اليسار، تخطيطي من يرقة معربا عن GFP في جميع الخلايا العصبية ويرد (elav&gt; GFP). يظهر مربع في المنطقة حيث كثافة مضان من الحبل العصبي (تمييزها من قبل لمورفولوجيا ممدود) يمكن قياسها. على اليمين هو مثال على يرقة الزحف من خلال قناة واحدة في فترات الثانية. ويرد عرض الظهرية مع الأمامي حتى. تشير الأسهم إلى البدء في خطوة. مقياس شريط = 200 ميكرون. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54892/54892fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل (4)" src="/files/ftp_upload/54892/54892fig4.jpg" /> الشكل (4): يتم عرض ديناميات التغيرات الإسفار في الحبل العصب خلال دورة الزحف على القطبية تنسيق مؤامرات (A) رسم تخطيطي لخطوة واحدة. النسب تشير إلى في المئة من دورة خطوة تكتمل. قبل اتفاقية الحركة إلى الأمام من الذيل والرأس والأعضاء الداخلية مثل الجهاز العصبي المركزي يصادف بدء خطوة (أو 0٪ من دورة خطوة). لاحظ أن الجهاز العصبي المركزي (أبيض) يتحرك إلى الأمام والخلف، وكذلك صعودا وهبوطا. والجانب تتنافسيظهر ث مع الأمامي إلى اليمين. (ب) ويظهر مخطاط التموج حركة الرأس والذيل، والجهاز العصبي المركزي. لاحظ أن كثافة مضان من الحبل العصبي خلال دورة خطوة الحيوية. معارض (C) مؤامرة القطبية تنسيق التغيرات الدينامية في كثافة مضان تطبيع من الحبل العصبي خلال دورة خطوة. وتمثل كل نقطة كثافة مضان تطبيع لليرقة واحدة عند نقطة زمنية واحدة (ن = 3 اليرقات، 3 خطوات لكل منها). <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54892/54892fig4large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior at JoVE.com

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

يرقة ذبابة الفاكهة هو نظام نموذج قوي لدراسة التحكم العصبي في السلوك. يصف هذا المنشور استخدام القنوات الاغاروز خطية للحصول نوبات متواصلة من الزحف والأساليب الخطية لقياس ديناميكية هياكل اليرقات خلال سلوك الزحف المتكرر.

عن طريق القنوات الخطي الاغاروز لدراسة<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; اليرقات الزحف السلوك

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...

using-linear-agarose-channels-to-study-drosophila-larval-crawling

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

7.4K Views.  University of Chicago.  يرقة ذبابة الفاكهة هو نظام نموذج قوي لدراسة التحكم العصبي في السلوك. يصف هذا المنشور استخدام القنوات الاغاروز خطية للحصول نوبات متواصلة من الزحف والأساليب الخطية لقياس ديناميكية هياكل اليرقات خلال سلوك الزحف المتكرر. 

Video: Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

عالية الدقة قياس سلوك رائحة يحركها يرقات ذبابة الفاكهة في

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Biology

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of the Drosophila larva makes it an attractive model organism for live imaging studies. However, an important challenge for live imaging techniques is to noninvasively immobilize and position an animal on the microscope. This protocol presents a simple and easy to use method for immobilizing and imaging Drosophila larvae on a polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic device, which we call the 'larva chip'. The larva chip is comprised of a snug-fitting PDMS microchamber that is attached to a thin glass coverslip, which, upon application of a vacuum via a syringe, immobilizes the animal and brings ventral structures such as the nerve cord, segmental nerves, and body wall muscles, within close proximity to the coverslip. This allows for high-resolution imaging, and importantly, avoids the use of anesthetics and chemicals, which facilitates the study of a broad range of physiological processes. Since larvae recover easily from the immobilization, they can be readily subjected to multiple imaging sessions. This allows for longitudinal studies over time courses ranging from hours to days. This protocol describes step-by-step how to prepare the chip and how to utilize the chip for live imaging of neuronal events in 3rd instar larvae. These events include the rapid transport of organelles in axons, calcium responses to injury, and time-lapse studies of the trafficking of photo-convertible proteins over long distances and time scales. Another application of the chip is to study regenerative and degenerative responses to axonal injury, so the second part of this protocol describes a new and simple procedure for injuring axons within peripheral nerves by a segmental nerve crush.

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are an attractive model system for live imaging due to their translucent cuticle and powerful genetics. This protocol describes how to utilize a single-layer PDMS device, called the &#39;larva chip&#39; for live imaging of cellular processes within neurons of 3rd instar Drosophila larvae.

باستخدام رقائق الموائع الدقيقة للتصوير لايف ودراسة الردود الإصابات في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

Bioengineering

A Burrowing/Tunneling Assay for Detection of Hypoxia in Drosophila melanogaster Larvae

Oxygen deprivation in animals can result from exposure to low atmospheric oxygen levels or from internal tissue damage that interferes with oxygen distribution. It is also possible that aberrant behavior of oxygen-sensing neurons could induce hypoxia-like behavior in the presence of normal oxygen levels. In D. melanogaster, development at low oxygen levels results in inhibition of growth and sluggish behavior during the larval phases. However, these established manifestations of oxygen deficit overlap considerably with the phenotypes of many mutations that regulate growth, stress responses or locomotion. As result, there is currently no assay available to identify i) cellular hypoxia induced by a mutation or ii) hypoxia-like behavior when induced by abnormal neuronal behavior.
We have recently identified two distinctive behaviors in D. melanogaster larvae that occur at normal oxygen levels in response to internal detection of hypoxia. First, at all stages, such larvae avoid burrowing into food, often straying far away from a food source. Second, tunneling into a soft substratum, which normally occurs during the wandering third instar stage is completely abolished if larvae are hypoxic. The assay described here is designed to detect and quantitate these behaviors and thus to provide a way to detect hypoxia induced by internal damage rather than low external oxygen. Assay plates with an agar substratum and a central plug of yeast paste are used to support animals through larval life. The positions and state of the larvae are tracked daily as they proceed from first to third instar. The extent of tunneling into the agar substratum during wandering phase is quantitated after pupation using NIH ImageJ. The assay will be of value in determining when hypoxia is a component of a mutant phenotype and thus provide insight into possible sites of action of the gene in question.

A Burrowing/Tunneling Assay for Detection of Hypoxia in Drosophila melanogaster Larvae

The protocol describes a simple assay to identify Drosophila melanogaster larvae that are experiencing hypoxia under normal atmospheric oxygen levels. This protocol allows hypoxic larvae to be distinguished from other mutants that show overlapping phenotypes such as sluggishness or slow growth.

"مقايسة" Burrowing/النفقي "الكشف عن نقص" في اليرقات melanogaster المورفولوجية

Oxygen deprivation in animals can result from exposure to low atmospheric oxygen levels or from internal tissue damage that interferes with oxygen ...

Behavior

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

طرق الفحص ذبابة الفاكهة سلوك

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The serotonergic feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of critical importance during the development of the circuit. Using the functional output of the circuit, feeding, changes in the neuronal architecture of the stomatogastric system can be visualized. Feeding behavior can be recorded by observing the rate of retraction of the mouth hooks, which receive innervation from the brain. Locomotor behavior is used as a physiological control for feeding, since larvae use their mouth hooks to traverse across an agar substrate. Changes in feeding behavior can be correlated with the axonal architecture of the neurites innervating the gut. Using immunohistochemistry it is possible to visualize and quantitate these changes. Improper handling of the larvae during behavior paradigms can alter data as they are very sensitive to manipulations. Proper imaging of the neurite architecture innervating the gut is critical for precise quantitation of number and size of varicosities as well as the extent of branch nodes. Analysis of most circuits allow only for visualization of neurite architecture or behavioral effects; however, this model allows one to correlate the functional output of the circuit with the impairments in neuronal architecture.

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae serves a simple yet powerful model that allows changes in feeding rate to be correlated with alterations in the stomatogastric neural circuitry. This circuit is composed of central serotonergic neurons that send projections to the mouth hooks as well as the foregut.

التحليل الوظيفي للتغذية اليرقات الدائرة في ذبابة الفاكهة</i

The serotonergic  feeding circuit in Drosophila  melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of  critical importance during the ...

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, Drosophila research lacks popularity in developing countries, possibly due to the misinformed idea that establishing a lab and performing relevant experiments with such tiny insects is difficult and requires expensive, specialized apparatuses. Here, we describe how to build an affordable flylab to quantitatively analyze a myriad of behavioral parameters in D. melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We provide protocols to build in-house vial racks, courtship arenas, apparatuses for locomotor assays, etc., to be used for general fly maintenance and to perform behavioral experiments using adult flies and larvae. We also provide protocols on how to use more sophisticated systems, such as a high resolution oxygraph, to measure mitochondrial oxygen consumption in larval samples, and show its association with behavioral changes in the larvae upon the xenotopic expression of the mitochondrial alternative oxidase (AOX). AOX increases larval activity and mitochondrial leak respiration, and accelerates development at low temperatures, which is consistent with a thermogenic role for the enzyme. We hope these protocols will inspire researchers, especially from developing countries, to use Drosophila to easily combine behavior and mitochondrial metabolism data, which may lead to information on genes and/or environmental conditions that may also regulate human physiology and disease states.

<meta charset="utf8"></head><body>منصة "محلية الصنع" ميسورة التكلفة وفعالة للدراسات السلوكية لذبابة الفاكهة ، وبروتوكول مصاحب لقياس تدفق الميتوكوندريا في اليرقات

We provide protocols for anyone with a "maker culture" mind to start building a flylab for quantitative analysis of a myriad of behavioral parameters in Drosophila melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We also describe a high resolution respirometry protocol using larvae to combine behavioral and mitochondrial metabolism data.

منصة "محلية الصنع" ميسورة التكلفة وفعالة للدراسات السلوكية لذبابة الفاكهة ، وبروتوكول مصاحب لقياس تدفق الميتوكوندريا في اليرقات

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, ...

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and diverse behavioral features. Identifying behavioral deficiency in animal models is a crucial measure of disease severity, for example, in neurodegenerative diseases where patients often experience impairments in motor function. However, with the availability of various systems to track and assess motor deficits in fly models, such as drug-treated or transgenic individuals, an economical and user-friendly system for precise evaluation from multiple angles is still lacking. A method based on the AnimalTracker application programming interface (API) is developed here, which is compatible with the Fiji image processing program, to systematically evaluate the movement activities of both adult and larval individuals from recorded video, thus allowing for the analysis of their tracking behavior. This method requires only a high-definition camera and a computer peripheral hardware integration to record and analyze behavior, making it an affordable and effective approach for screening fly models with transgenic or environmental behavioral deficiencies. Examples of behavioral tests using pharmacologically treated flies are given to show how the techniques can detect behavioral changes in both adult flies and larvae in a highly repeatable manner.

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

The present protocol assesses the locomotor activity of Drosophila by tracking and analyzing the movement of flies in a hand-made arena using open-source software Fiji, compatible with plugins to segment pixels of each frame based on high-definition video recording to calculate parameters of speed, distance, etc.

تقنية بسيطة لفحص النشاط الحركي في ذبابة الفاكهة

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and ...

Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

Drosophila larvae are used in many behavioral studies, yet a simple device for measuring basic parameters of larval activity has not been available. This protocol repurposes an instrument often used to measure adult activity, the TriKinetics Drosophila activity monitor (MB5 Multi-Beam Activity Monitor) to study larval activity. The instrument can monitor the movements of animals in 16 individual 8 cm glass assay tubes, using 17 infrared detection beams per tube. Logging software automatically saves data to a computer, recording parameters such as number of moves, times sensors were triggered, and animals&#8217; positions within the tubes. The data can then be analyzed to represent overall locomotion and/or position preference as well as other measurements. All data are easily accessible and compatible with basic graphing and data manipulation software. This protocol will discuss how to use the apparatus, how to operate the software and how to run a larval activity assay from start to finish.

Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

This report describes a method for measuring Drosophila larval activity using the TriKinetics Drosophila Activity Monitor. The device employs infrared beams to detect movements of up to 16 individual animals. Data can be analyzed to represent motion parameters including rates and the positions of the animals within the assay chambers.

قياس اليرقات آخر في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; مراقبة النشاط

Drosophila larvae are used in many behavioral studies, yet a simple device for measuring basic parameters of larval activity has not been available. This ...

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model to study animal avoidance behavior. This protocol introduces a light-spot assay to investigate larval phototactic behavior. The experimental set-up includes two main parts: a visual stimulation system that generates the light spot, and an infrared light-based imaging system that records the process of larval light avoidance. This assay allows tracking of the behavior of larva before entering, during encountering, and after leaving the light spot. Details of larval movement including deceleration, pause, head casting, and turning can be captured and analyzed using this method.

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

This protocol introduces a light-spot assay to investigate Drosophila larval phototactic behavior. In this assay, a light spot is generated as light stimulation, and the process of larval light avoidance is recorded by an infrared light-based imaging system.

الفحص الضوئي القائم علي الضوء لتحليل دروتواكسيس

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model ...

عن طريق القنوات الخطي الاغاروز لدراسة

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

عالية الدقة قياس سلوك رائحة يحركها يرقات ذبابة الفاكهة في

باستخدام رقائق الموائع الدقيقة للتصوير لايف ودراسة الردود الإصابات في

"مقايسة" Burrowing/النفقي "الكشف عن نقص" في اليرقات melanogaster المورفولوجية

طرق الفحص ذبابة الفاكهة سلوك

التحليل الوظيفي للتغذية اليرقات الدائرة في ذبابة الفاكهة

منصة "محلية الصنع" ميسورة التكلفة وفعالة للدراسات السلوكية لذبابة الفاكهة ، وبروتوكول مصاحب لقياس تدفق الميتوكوندريا في اليرقات

منصة "محلية الصنع" ميسورة التكلفة وفعالة للدراسات السلوكية لذبابة الفاكهة ، وبروتوكول مصاحب لقياس تدفق الميتوكوندريا في اليرقات

تقنية بسيطة لفحص النشاط الحركي في ذبابة الفاكهة

قياس اليرقات آخر في

الفحص الضوئي القائم علي الضوء لتحليل دروتواكسيس