Name: using linear agarose channels to study drosophila larval crawling behavior
Uploaded: 2016-11-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 8 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior at JoVE.com

We would like to thank Chris Wreden and Michelle Bland for comments on the manuscript and for technical help.

1. הכנת הזחלים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שבוע לפני הקלטת התנהגות, להגדיר צלב (מינימום של 25 בתולות ו -5 גברים). לשמור על כל הצלבים הצאצאים של 25 מעלות צלזיוס. הערה: הטמפרטורה של תנאי תרבות ניתן לשנות, אבל קו הזמן המתואר להלן היה צריך להיות מותאם חשבון לשינויים במהירות התפתחותית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 5 ימים לפני ההקלטה, דבר ראשון בבוקר, להציב הצלב לכלוב אוסף עם כובע אגר / מיץ טיפה (0.5-1 מ&quot;ל) של רסק שמרים במרכז הכובע אגר / מיץ. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להפוך כלוב אוסף, חורים לתוך עוז 6. פוליאתילן מרובע בקבוק תסיסנית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להפוך אגר / כמוסות מיץ, לערבב 18 גרם של אגר עם מיליליטר מי 600 בבקבוק חרוטים. בתוך סוכרוז הבקבוק לערבב 20 גרם נפרד עם מיץ תפוחים 200 מ&quot;ל. מיקרוגל עד מוצקים הם מומסים. מערבבים ומערבבים, המאפשרים לתערובת להתקרר עד 60 ° C. הוסף 20 מ&quot;ל 10% מתיל-p-hydroxybenzoate באתנול 95%, ומערבבים. הוסף ~ 7מ&quot;ל החצי התחתון של צלחת פטרי עגול 10 מ&quot;מ 35 x. אפשר / מיץ אגר לגבש עבור שעה 1 ב RT. חנות ב 4 מעלות צלזיוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להפוך להדביק שמרים, מוסיף בחלקים שווים על ידי שמרים ומים יבשים נפח. חנות ב 4 מעלות צלזיוס. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבדוק את בריאותם של אוספי זחל. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בבוקר, 4 ו -3 ימים לפני ההקלטה, להסיר את הכובע למקם כובע טרי על הכלוב. שנה את הכמוסות באותו הזמן בכל יום כדי להגיע אוסף 24 שעות של ביצי זחל שזה עתה בקע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר כל כובע המוסר, לבחון את זה כדי לראות כמה ביצי הצלב היא נחת. צפו בין 500-2,000 ביצים. התאם את מספר המבוגרים, אם יש צורך בכך. הערה: כמה ביצים צריכות בוקעים רימות, ואת הזחלים שזה עתה בקעו יימצאו הרחק להדביק השמרים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> גיל כל כובע למשך 24 שעות. לבחון מחדש את הכובע כדי לקבוע אם הזחלים הם בריאים. הערה: ביצים רוב צריך בקעו רימות, ואת הזחלים צריכים זחל לתוך ye<html> הדבק אס &#39;. סימנים של בריאות לקויה כוללים מספר רב של ביצים שלא נולדו, גופי זחל מתו הרחק להדביק שמרים, וזחלים עם כתמים כהים משמעותיים בבטן, מה שמעיד על תגובה חיסונית. אם הזחלים אינם בריאים, לשנות את הכלוב, להפוך כמוסים טריים / שמרי רסק, ולבדוק את הגנוטיפ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחק את הכובעים הישנים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אסוף זחלים להקלטות התנהגותי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשני היום 2 ו 1 לפני ההקלטה, להסיר את הכובע ולהחליף עם כובע טרי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לייבל כל כובע סיר ולשמור על 25 מעלות צלזיוס. זה יהיה לייצר סדרה מבוימת של זחלים להקלטות התנהגותי. הזחלים מן-שזה עתה בקעו (posthatch hr 0-4) באמצעות instar השני (24-48 שעות posthatch) ניתן להשתמש בערוצים. שמור כמוסים להקלטות בימים עוקבים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחק את כל הכמוסות לאחר 48 שעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במידת הצורך, חזור על שלבי 1.4.1-1.4.3 עד 5 ד נוספים. אחרי זה פחות ביציות מופרות מיוצרים. </li></ol></li></ol>= &quot;Jove_title&quot;&gt; 2. הכנת ערוצים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את PDMS ערוץ ליניארי (polydimethylsiloxane, אלסטומר סיליקון) הליהוק עובש (איור 1 א). PDMS תבניות יציקה זמין ממעבדת Heckscher לפי בקשה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקו את עובש הליהוק עם אלכוהול איזופרופיל. אוויר יבש, טיפה יבשה עם מגבוני מעבדה, או להשתמש ואוויר דחוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את התבנית הליהוק לתוך מכסה צלחת 10 ס&quot;מ פטרי או מיכל אחר. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כן ויוצק פתרון agarose. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע פתרון agarose 3% במים (3 גרם ב 100 מ&quot;ל) על ידי במיקרוגל עד להמסה מלאה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מצננים 55 ° C, המאפשר בועות לעלות אל פני השטח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יוצקים את התערובת agarose לתוך צלחת פטרי שמכילה את עובש הליהוק כך העובש פשוט מכוסה. תן סט agarose עד הקרושה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את ערוצי agarose מתבנית הליהוק. חתוך את הקצוות של הדיסק agarose עם סכין גילוח. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים את הערוץים בצלחת 10 ס&quot;מ פטרי שקוע במים. הם יכולים להיות כל הזמן על 4 מעלות צלזיוס למשך 7 ימים. </li></ol></li></ol> 3. העמסת זחל לתוך ערוץ להתנהגות שיא הערה: אם אחסון ערוצים ב 4 ° C, לאפשר ערוצים לבוא RT לפני השימוש להקלטה התנהגותי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש סכין גילוח נקי לחתוך ערוץ אחד מאלה מוכנים בשלב 2 (איור 2 א). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש זוג מלקחיים להציב את מחורץ-בצד למעלה ערוץ על coverslip זכוכית (איור 2 ב). הגודל והעובי של coverslip תלוי בהיקף הספציפי המשמש הדמיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במלקחיים בסדר לבחור זחל מן הכובע אגר / המיץ מוכן בשלב 1 ומקום לתוך תעלת החתך (איור 2 ג). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אל תלחצו הזחל. תרימי אותו בעדינות עם קצה של שן מלקחיים. כמו כן ניתן לתפעל זחל עם מכחול עם נקודה בסדר. הערה: זה חשוב כמו זחלים הם מאוד sensitive לגעת. אם הם לא מטופלים בזהירות, תגובות nociceptive עלולות להשתלט התנהגותם במהלך השניות הראשונות של הניסוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שטפו את הזחלים על ידי השריית אותם בקצרה במים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר שהניח את הזחל על הערוץ לחתוך, השתמש קצה חוד המלקחיים כדי להקניט את הזחל בעדינות לתוך חורשת הערוץ. הערה: עבור מרבית יישומי הרוחב של הזחל ואת הרוחב של הערוץ צריך להתאים. רוחבו הממוצע של הזחלים בשלבים שונים של פיתוח כדלקמן: 0 hr posthatch - 140 מיקרומטר, 24 שעות posthatch - 180 מיקרומטר, 48 שעות posthatch - 320 מיקרומטר, 72 שעות posthatch - 500 מיקרומטר, 96 שעות posthatch - 750 מיקרומטר 8. ערוצים לבוא הרוחביים הבא: 100, 150, 200, 250, ו -300 מיקרומטר, וכל הערוצים 150 מיקרומטר עמוקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמשו בקצה שן מלקחיים או מכחול כדי להתאים את המיקום של הזחל בתוך הערוץ. זה יכול להיות מכוון בכל כיוון: גחוןעד, גחון למטה, גחון לצד אחד, בהתאם למבנה מה הוא להיות צלם. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מלקחיים, להעיף את הערוץ בעדינות על כך הזחל הוא עכשיו על הזכוכית המכסה. מקום אחד או שתי טיפות מים בקצות הערוץ כך שהוא מתמלא מים (2D איור). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרם בעדינות את צידי התעלה כדי להסיר בועות אוויר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשנות את הכיוון של הזחל. לשם כך, בעדינות דחיפה בערוץ אבל לא כוס הכיסוי לגלגל את הזחל. אם זה לא משנה את הכיוון, להסיר את מכסה הזכוכית ולשנות את מיקום זחל. הזחל הוא מוכן להיות צלם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תמונת הערוץ / coverslip על מיקרוסקופ הפוכה. אם הדמיה על מיקרוסקופ זקוף, פשוט להפוך את הערוץ / coverslip. </li></ol></li></ol> 4. מאפיין מדוד ענייני הקלטת התנהגות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור מבנה של עניין (למשל, זנב, CNS), למדוד תכונה של עניין (למשל, עוצמת הקרינה, מיקום) לאורך זמן. הערה: מבנים כגון הראש והזנב ניתן להוסיף הערות באופן ידני. לדוגמא, הראש ניתן לזהות כמכיל פי ווים כהים בצורת H, ואת הזנב ניתן לזהות כמכיל spiricles קנה נשימה האחורית. מאמר זה מתמקד חוט העצב. השתמש elav-GAL4 קו GAL4 העצבית לנהוג transgene כטב&quot;מ-MYR-GFP (elav&gt; GFP) 9,10 כדי fluorescently לתייג את מערכת העצבים המרכזית (CNS). מערכת העצבים המרכזית כוללת שתי האונות במוח הקדמי מחובר חוט העצב, אשר משתרע על האחורי (איור 3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מדוד את עוצמת פיקסל של חוט העצב (f (NC)) בכל נקודת זמן (t). להלן מתאר גישת ביאור ידנית, אך צעד זה יכול להיות אוטומטי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בפיג&#39;י (או תוכנה דומה) בתפריט &#39;לנתח&#39; להשתמש &quot;מדידות הגדר ...&quot; תיבת דו שיח לדווח הערך אפור מרושע slicעמדת דואר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ידני לצייר תיבה במרכז חוט העצב בפריים הראשון של הסרט (איור 3). צעד זה יכול גם להיות אוטומטי עם אלגוריתמי פילוח תמונה ורישום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בפקודה &quot;מדוד&quot; בתפריט &#39;לנתח&#39; לדווח על עוצמת פיקסל הממוצע באזור עניין התאגרף. זה מייצר חלון &quot;תוצאות&quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בפריים הבא, באופן ידני למקם את התיבה בלי שינוי גודל על ידי שימוש במקשי החיצים. השתמש בפקודה &quot;מדוד&quot; שוב. התוצאות מתעדכנות יוצגו בחלון &quot;תוצאות&quot;. חזור על שלב זה עבור כל מסגרת של עניין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור את &quot;תוצאות&quot; באמצעות &quot;שמירה בשם ...&quot; הפקודה מתוך תפריט קובץ. התוצאות תיוצאנה כקובץ .xls. </li></ol></li></ol> 5. ניתוח המדידות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נרמל כל f (NC) ערך לערך בין 0 ל -1 (z (t) &lt;/ Em&gt;). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בגיליון אלקטרוני (או תוכנה אחרת), לפתוח את קובץ Results.xls. קובץ זה יהיה שני עמודים מייצגים מספר מסגרת ועוצמת קרינה ממוצעת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך עמודה חדשה ולהשתמש בנוסחה z (t) = f (NC [t]) -min (f [NC]) / מקס (f [NC]) -min (f [NC]) כדי ליצור ערך הקרינה מנורמל מתאים בכל נקודת זמן. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קבע את תקופת צעד עבור כל פסיעה בהקלטה. הערה: מחזור פסיעה הוא יחיד של תנועה בגוף כולו חוזרת עבור קדימה (הפוך) זוחל. לפי אמנה, ומתחיל לצעוד קדימה (ומסתיים) עם התנועה קדימה של הזנב, הראש, ואיברים פנימיים אחרים כגון במעיים או CNS 1. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ידני לבדוק את ההקלטה התנהגותי ולהקליט את פעמי החניכה (i) של כל פסיעה (i (מחזור סטרייד [n])). הערה: בדוגמא הבאה, תנועה קדימהשל מערכת העצבים המרכזית כמו תחילתו של מחזור צעד שימש (איור 3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור כל פסיעה לחשב את התקופה: Δ t (מחזור סטרייד) = i (מחזור סטרייד [n + 1]) -i (מחזור סטרייד [n]). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חישוב אחוז מחזור צעד שחלף עבור כל נקודת זמן של ההקלטה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תן עמודה נוספת של קובץ הגיליון האלקטרוני מייצג הזמן שחלף מאז תחילת מחזור פסיעה (ג). זמן הגדר מאז התחלת לצעוד יתאפסו על תחילתו של כל פסיעה (ג (מחזור סטרייד [n]) = 0). התאם פעמים לאחר תחילת בהתאם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תן עמודה נוספת של קובץ הגיליון האלקטרוני המייצג שחלף מחזור צעד אחוז (מחזור צעד%) מחלקי פעמים המתואם לפי תקופת צעד ולהתרבות על ידי 100 להמיר אחוז מחזור הפסיעה שעברה:. מחזור צעד% = (ג (מחזור סטרייד [n] )) / (Δ t (מחזור סטרייד) * 100). </li></ol></li></ol> 6. צור פולאר תאם מגרשים לייצג דינמיקה של מבנים של ריבית לאורך מחזור סריקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ב MATLAB, השתמש דיאלוג &#39;יבוא הנתונים&#39; בכרטיסיית הבית כדי לייבא את Results.xls המעודכנת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ליצור מערך חדש &quot;תטא&quot; ערכי מחזור צעד המכיל אחוז (מחזור צעד%). ( &quot;תטא = var1&quot; איפה var1 מייצג מחזור צעד%). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ליצור מערך חדש &quot;רו&quot; מכיל ערכי קרינה מנורמלים (z (t)). ( &quot;רו = גרסה 2&quot; איפה גרסה 2 מייצג z (t)). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בפקודת &#39;polarplot&#39; לחרוש מזימות לתאם קוטביות עם מחזור צעד האחוזים כמו הזווית, ואת הקרינה כמו הרדיוס ( &quot;polarplot (תטא, Rho)&quot;). </li></ol>

<ol>
	<li>Heckscher, E. S., Lockery, S. R., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+Drosophila+larval+crawling+at+the+level+of+organism,+segment,+and+somatic+body+wall+musculature.">Characterization of Drosophila larval crawling at the level of organism, segment, and somatic body wall musculature.</a> J Neurosci. 32 (36), 12460-12471 (2012).</li><li>Marder, E., Calabrese, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+rhythmic+motor+pattern+generation.">Principles of rhythmic motor pattern generation.</a> Physiol rev. 76 (3), 687 (1996).</li><li>Mullins, O. J., Hackett, J. T., Buchanan, J. T., Friesen, W. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+control+of+swimming+behavior:+Comparison+of+vertebrate+and+invertebrate+model+systems.">Neuronal control of swimming behavior: Comparison of vertebrate and invertebrate model systems.</a> Prog Neurobiol. 93 (2), 244-269 (2011).</li><li>Ohyama, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+multilevel+multimodal+circuit+enhances+action+selection+in+Drosophila.">A multilevel multimodal circuit enhances action selection in Drosophila.</a> Nature. 520 (7549), 633-639 (2015).</li><li>Landgraf, M., Thor, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+Drosophila+motoneurons:+specification+and+morphology.">Development of Drosophila motoneurons: specification and morphology.</a> Semin cell devl bio. 17 (1), 3-11 (2006).</li><li>Heckscher, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Even-Skipped(+)+Interneurons+Are+Core+Components+of+a+Sensorimotor+Circuit+that+Maintains+Left-Right+Symmetric+Muscle+Contraction+Amplitude.">Even-Skipped(+) Interneurons Are Core Components of a Sensorimotor Circuit that Maintains Left-Right Symmetric Muscle Contraction Amplitude.</a> Neuron. 88 (2), 1-16 (2015).</li><li>Green, C. H., Burnet, B., Connolly, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+and+patterns+of+inter-and+intraspecific+variation+in+the+behaviour+of+Drosophila+larvae.">Organization and patterns of inter-and intraspecific variation in the behaviour of Drosophila larvae.</a> Anim Behav. 31 (1), 282-291 (1983).</li><li>Graf, S. A., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rover/Sitter+Drosophila+melanogaster+Larval+Foraging+Polymorphism+as+a+Function+of+Larval+Development,+Food-Patch+Quality,+and+Starvation.">Rover/Sitter Drosophila melanogaster Larval Foraging Polymorphism as a Function of Larval Development, Food-Patch Quality, and Starvation.</a> J Insect Behav. 2 (3), 301-313 (1989).</li><li>Lee, T., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mosaic+analysis+with+a+repressible+cell+marker+for+studies+of+gene+function+in+neuronal+morphogenesis.">Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis.</a> Neuron. 22 (3), 451-461 (1999).</li><li>Rebay, I., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Yan+Functions+as+a+General+Inhibitor+of+Differentiation+and+Is+Negatively+Regulated+by+Activation+of+the+Rasl+/+MAPK+Pathway.">Yan Functions as a General Inhibitor of Differentiation and Is Negatively Regulated by Activation of the Rasl / MAPK Pathway.</a> Cell. 81 (6), 857-866 (1995).</li><li>Chen, T. -. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrasensitive+fluorescent+proteins+for+imaging+neuronal+activity.">Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity.</a> Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).</li><li>Tufte, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The visual display of quantitative information. , (2004).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

מכשיר microfluidic נבנה כדי להפוך את ערוצי agarose ליניארי שיכול להכיל זחלים תסיסנית (איור 1). כאשר זחלים תסיסנית ממוקמים ערוצי agarose הליניאריות האלה הרפרטואר ההתנהגותי שלהם מוגבל זחילה, המאפשרת תצפית מפורטת של הדינמיקה של מבנים הזחל על פני מחזור הזחילה. הקלטה מוצלחת מתרחשת כאשר זחל לבצע שורה של צעדים קצובים (איור 3). אם זה לא קורה, לבדוק מכשולים כמו בועת אוויר בערוץ, ולבדוק את בריאותו של הזחל. אלמנט חשוב נוסף של הקלטה מוצלחת הוא כי הזחל מכוון בצורה אופטימלית לדמיין מבנים של עניין. אם הזחל הוא לא בכיוון הנכון, או אם הזחל זוחל מתוך התעלה, פשוט להסיר את coverslip ולעלות הזחל. מניסיוננו, ~ 20% של זחלים בתחילה רכובים קלטות התנהגותית מעולות תשואת withouהתאמת t. בעבר, מדידות נלקחו עמדת מבנים הזחל כגון קרס בפה, מעיים, ואת קטעי בטן במהלך סריקת התנהגות. כדי להמחיש את התנועה של מבנים אלה על פני מחזור צעד הזחילה, מגרש לתאם קוטב נוצרו. במאמר זה, את עוצמת הקרינה של חוט העצב נמדדה ומגרשים לתאם קוטב להשתמש כדי להמחיש את הדינמיקה של קרינה לאורך מחזור הצעד הזוחל (איור 4). ישנם מספר יתרונות המייצגים את הנתונים על מגרשים לתאם קוטב: זה מבטל מהירות זחילה כמשתנה, זה יכול לסכם נתונים מבעלי חיים רבים וצועד רב, וזה מאפשר הדמית שתי מגמות הכוללות וריאצית נתונים 11. יש לציין, אפשר למדוד את הדינמיקה של כל מבנה fluorescently שכותרתו עניין. באופן עקרוני, ניתוח זה הוא ישים מעקב כל סוג של שינויים דינמיים המתרחש במהלך מחזור זחילה. </p&gt; יש מגוון רחב של יישומים עבור השיטות המתוארות במאמר זה. בעבר, ערוצי agarose ליניארי שמשו להקליט התנהגות זחל על האורגניזם כולו, מגזר שרירים בודדים רמות 1. נתונים אלה מראים כי זחלים משתמשים במנגנון &quot;הקרבי-pistoning&quot; הוא קדימה הפוך זחילה, והם הניחו מנגנון תוקפת מניע גם קדימה לאחור בזחילה שייקבע 1. בעתיד, חוקרים יכולים להשתמש בערוצים ללמוד זחילת רקע גנטי שונה. בנוסף, זה צריך להיות אפשרי להשתמש בערוצים לנתח את הפעילות של נוירונים זחל באמצעות הדמית סידן במהלך סריקה. זה אמור להוביל להבנה של אשר עצב משגר בשלב בתנועות מסוימות של מחזור הזחילה. לבסוף, אין שום סיבה שערוצים חייבים לבצע את העיצוב ליניארי מוצג במאמר זה; באמצעות ערוצים עם ממדים שונים ספק לא יעזור לענות variety של שאלה לגבי תנועת זחל תסיסנית ושליטה מוטורית בכללותה.

המטרה הכללית של שיטה זו היא ללמוד זחילת זחל תסיסנית בפירוט. ניסויים על תנועה שחקו תפקיד חשוב בפיתוח ובדיקת תאוריות על שליטה מוטורית 2. באופן מסורתי תנועת נחקרת בעלי חיים ימיים (למשל, עלוקה, צמד, ראשן) 3. האופי החוזר והנשנה של תנועה אצל בעלי חיים אלה אפשר לחקר rhythmogenesis, לניתוח של אירועי biophysical נהיגת תנועה, ולצורך מעקב את דפוסי הירי העצביים שמלווים תנועה. שימוש זחלים תסיסנית ללימודים של תנועה מציג שילוב ייחודי של יתרונות על פני מערכות מודל אחרות: גנטיקה קלילה, פיתוח היטב מאופיין, גוף ברור אופטי ב instars הראשון והשני, וכן שחזור מיקרוסקופי אלקטרוני שידור מתמשכים של כל מערכת העצבים 4-6. עם זאת, זחל תסיסנית לוקותנועה על משטחים שטוחים פתוחים מעט מורכבת כולל הפסקות, מסתובבת, המתפתל זוחל 7. פרסום זה מציג שיטה להשתמש בערוצי agarose ליניארי להנחות התנהגות של תנועת זחל תסיסנית כך זחלים מבצעים מתמשכים, ישר, התנהגות סריקה קצבית. לימוד התנהגות זחל תסיסנית בערוצי agarose, במקום התנהגות על משטחים פתוחים שטוחים, יש מספר יתרונות. ראשית, הוא מאפשר לחוקרים לבחור זוחל התנהגות במיוחד מתנועות רבות שהן חלק מהרפרטואר ההתנהגותי הזחל. שנית, על ידי התאמת הרוחב של הערוץ אל מול גודל גוף הזחל, מהירות זחילה יכולה להיות מותאמת. שלישית, ערוצי לאפשר הזחל כדי שיוצג מן הגב, הגחון, או צד לרוחב תלוי איך הזחל טעון אוריינטציה בתוך הערוץ. רבגוניות זו באורינטצית זחל מאפשרת לכל מבנה העניין להיות גלוי ללא הרף במהלך סריקה. רביעי,ערוצים ניתנים לשימוש עם מגוון רחב של מיקרוסקופים ויעדים. לדוגמא, ניתן להשתמש בערוצים ליניארית הדמיה ברזולוציה נמוכה על stereoscopes שדה בהיר ו / או הדמיה ברזולוציה גבוהה על מיקרוסקופי confocal-דיסק מסתובב 1. החמישית, בשיטה זו ניתן להשתמש בשילוב עם optogenetic / מניפולציות עצביות thermogenetic בכל רקע גנטי. לבסוף, כי הן גוף הזחל (ב instars הראשון והשני) וערוצי agarose ברורים אופטי, ערוצים ניתן להשתמש כאשר לומדים את התנועות הדינמיות, או שינויים בעוצמת פלורסנט מבנים הזחל שכותרתו ידי בדיקות ניאון גנטית בקידוד. השיטה המתוארת היא מתאימה ללימודי קינמטיקה מפורטים של instar הראשון ושני התנהגות תסיסנית זחל. פרסום זה מנתח את השינויים הדינמיים עוצמת פלורסנט של מערכת העצבים המרכזית במהלך זחילה הזחל קדימה כדי להדגים את השימוש של ערוצים כמבשר neuהדמית סידן רונאל.

<table><tbody><tr><td>6 oz square Drosophila bottle</td><td>Scimart</td><td>DR-103</td><td></td></tr><tr><td>agar</td><td>sigma</td><td>A1296</td><td></td></tr><tr><td>sucrose</td><td>sigma</td><td>S9378</td><td></td></tr><tr><td>apple juice</td><td></td><td></td><td>not from concentrate</td></tr><tr><td>Tegosept</td><td>Fisher</td><td>T2300</td><td>methyl-p-hydroxybenzoate</td></tr><tr><td>35 x 10 mm round petri dish</td><td>Fisher</td><td>351008</td><td></td></tr><tr><td>baker&#039;s yeast</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PDMS casting mold</td><td>FlowJem</td><td></td><td>can be requested from authors</td></tr><tr><td>Isopropyl alcohol</td><td>Fisher</td><td>A417-1</td><td></td></tr><tr><td>laboratory wipes</td><td>Fisher</td><td>06-666-11</td><td></td></tr><tr><td>canned air</td><td>Fisher</td><td>18-431</td><td></td></tr><tr><td>10 cm petri dish</td><td>BioPioneer</td><td>GS82-1473-001</td><td></td></tr><tr><td>agarose</td><td>Fisher</td><td>50-444-176</td><td></td></tr><tr><td>razor blade</td><td>Fisher</td><td>12-640</td><td></td></tr><tr><td>forceps</td><td>FST</td><td>11241-40</td><td></td></tr><tr><td>22 x 40 cover glass, #1.5</td><td>Fisher</td><td>50-365-605</td><td></td></tr><tr><td>Fiji (version 1.51d)</td><td>NIH</td><td></td><td>fiji.sc</td></tr><tr><td>Excel 2016</td><td>Microsoft</td><td></td><td>www.microsoftstore.com</td></tr><tr><td>MATLAB R2016</td><td>Mathworks</td><td></td><td>www.mathworks.com</td></tr></tbody></table>

using linear agarose channels to study drosophila larval crawling behavior

זחילה הזחל תסיסנית מתגלה כמודל רב עוצמה כדי לחקור את השליטה העצבית של התנהגות הסנסורית. עם זאת, התנהגות סריקה זחל על משטחים שטוחים פתוחים היא מורכבת, כולל: נעצר, מסתובב, ואת המתפתל. מורכבות זו ברפרטואר של התנועה מעכבת ניתוח מפורט של האירועים המתרחשים במהלך מחזור צעד לזחול יחיד. כדי להתגבר על מכשול זה, ערוצי agarose ליניארי נעשו מגבילי התנהגות זחל ישר, מתמשך, זחילה קצבית. באופן עקרוני, כי ערוצי agarose ואת גוף זחל תסיסנית הם ברורים אופטי, התנועה של מבנים הזחל שכותרתו ידי בדיקות ניאון-מקודדים גנטיים ניתן לנטר ללא פגע, זחלים-לנוע בחופשיות. בעבר, הזחלים הונחו ערוצים ליניאריים וזחילה ברמת האורגניזם השלם, לפלח שריר נותחו 1. בעתיד, זחלי זחילה בתעלות יכולים לשמש הדמית סידן לפקח נוירופעילות סופית. יתר על כן, שיטות אלה יכולים לשמש עם זחלים של כל גנוטיפ ועם כל ערוץ מעוצב חוקר. כך הפרוטוקול המובא להלן הוא ישים נרחבת ללימודים באמצעות זחל תסיסנית כמודל להבין שליטה מוטורית.

מאמר זה מתאר שיטת מנחת התנהגות זחל תסיסנית באמצעות ערוצי agarose ו למדידת הדינמיקה של מבנים הזחל על פני מחזור זחילה. זחלי ערוצים ליניאריים לבצע התקפים מתמשכים של זחילה קצבית (איור 3). מכיוון שגם זחלים וערוצי ברורים אופטיים, ניתן להשתמש בערוצים עם זחלים להביע בדיקות ניאון מבוטאות בכל מבנה של עניין. הקלטנו הזחלים להביע GFP בכל נוירונים (elav-Gal4 / +; כטב&quot;מ-MYR-GFP / +) וליווה את השינויים הדינמיים עוצמת הקרינה ב חוט העצב על פני מחזור זחילה. אנו מראים כי CNS נע קדימה בערך באותו הזמן כמו ראש וזנב זחל (איור 4 א-ב). כגל של התכווצות שרירים עובר לאורך ציר הגוף, מערכת העצבים המרכזית נעה פנימה והחוצה של המטוס של המוקד גורמת הקרינה של חוט העצב לשנות (איור 4). כדי לכמת צ&#39;אן<html> GES בעוצמת הקרינה חוט העצב במשך כמה צעדים בחיות כמה ייצגנו את הנתונים על מגרש לתאם קוטבי (איור 4C). התוויית הנתונים על לתאם מגרשי קוטב מראה כי הדינמיקה של קרינת חוט עצב על פני מחזור הצעד כדלקמן דפוס לשחזור. <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/54892/54892fig1.jpg" /> איור 1: עיצוב של ערוצים ליניאריים מדריך התנהגות תסיסנית הזחל זחילה (א) העיצוב של המכשיר microfluidic המשמש לייצור ערוצי agarose ליניארי מוצג.. הרוחבי של ערוצים שבמכשיר זה נע בין 100-300 מיקרומטר במרווחים של 50 מיקרומטר. העומק הוא 150 מיקרומטר. (ב) הזחל תסיסנית הוא נטען לתוך ערוץ agarose. מבט הגבה מוצג עם קדמי (ראש) לימין. סרגל קנה מידה = 200 מיקרומטר.4892 / 54892fig1large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו. <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/54892/54892fig2.jpg" /> איור 2:. תרשים סכמטי המתאר כיצד טען זחל לתוך ערוץ ראה סעיף פרוטוקול 3 לפרטים <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54892/54892fig2large.jpg" target="_blank">נא ללחוץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/54892/54892fig3.jpg" /> איור 3:. זחל תסיסנית שכותרתו fluorescently מניב ביצועים מתמשכים, אומנותי, ליניארי זחילה כאשר הניח לתוך ערוץ Agarose בצד השמאל, סכמטית של זחל להביע GFP בכל נוירונים (elav&gt; GFP) מוצג. תיבה מציגה את האזור שבו עוצמת קרינה של חוט העצב (מזוהה לפימורפולוגיה מוארכת) ניתן למדוד. בשעה הנכונה הוא דוגמא של זחל זוחל דרך ערוץ באחד מרווחים שניים. מבט הגבה מוצג עם עד קדמי. החצים מצביעים על התחלת לצעוד. סרגל קנה מידה = 200 מיקרומטר. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54892/54892fig3large.jpg" target="_blank">לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 4" src="/files/ftp_upload/54892/54892fig4.jpg" /> איור 4: דינמיקה של שינויי קרינת החוט עצב במהלך מחזור הסריקה מוצגת על פולאר תאם מגרשים (א) תרשים של בפסיעה אחת.. אחוזים מתייחסים אחוז מחזור הצעד הושלם. באמצעות תנועות כנס קדימה של הזנב, הראש, ואיברים פנימיים כגון CNS מסמן את תחילתו של צעד (או 0% מכלל מחזור פסיעה). ראוי לציין, כי מערכת העצבים המרכזית (לבן) נע קדימה ואחורה, כמו גם למעלה ולמטה. צד view מוצג עם הקדמי בצד ימין. (ב) רשם גלים מראים את תנועת הראש, הזנב, ואת מערכת העצבים המרכזית. ראוי לציין, כי עוצמת הקרינה של החוט העצב במהלך מחזור הצעד הוא דינמית. (ג) לתאם קוטב עלילה מציגה את השינויים הדינמיים עוצם קרינה מנורמלת של חוט העצב על פני מחזור הפסיעה. כל נקודה מייצגת עוצמת קרינה מנורמלת של זחל אחד בנקודת זמן אחת (n = 3 זחלים, 3 צעדים כל אחד). <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54892/54892fig4large.jpg" target="_blank">נא ללחוץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior at JoVE.com

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

הזחל תסיסנית היא מערכת מודל רב עוצמה כדי לחקור את השליטה העצבית של התנהגות. פרסום זה מתאר את השימוש של ערוצי agarose ליניארי לעורר התקפים מתמשכים של זחילה ושיטות ליניארי לכמת את הדינמיקה של מבנים הזחל במהלך התנהגות זחילה חוזרת.

שימוש בערוצי Agarose לינארית ללמוד<em&gt; תסיסנית</em&gt; התנהגות זחל זחילה

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...

using-linear-agarose-channels-to-study-drosophila-larval-crawling

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

7.3K Views.  University of Chicago.  הזחל תסיסנית היא מערכת מודל רב עוצמה כדי לחקור את השליטה העצבית של התנהגות. פרסום זה מתאר את השימוש של ערוצי agarose ליניארי לעורר התקפים מתמשכים של זחילה ושיטות ליניארי לכמת את הדינמיקה של מבנים הזחל במהלך התנהגות זחילה חוזרת. 

Video: Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

ברזולוציה גבוהה מדידה של התנהגות ריח מונחה על הזחלים תסיסנית

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Biology

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of the Drosophila larva makes it an attractive model organism for live imaging studies. However, an important challenge for live imaging techniques is to noninvasively immobilize and position an animal on the microscope. This protocol presents a simple and easy to use method for immobilizing and imaging Drosophila larvae on a polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic device, which we call the 'larva chip'. The larva chip is comprised of a snug-fitting PDMS microchamber that is attached to a thin glass coverslip, which, upon application of a vacuum via a syringe, immobilizes the animal and brings ventral structures such as the nerve cord, segmental nerves, and body wall muscles, within close proximity to the coverslip. This allows for high-resolution imaging, and importantly, avoids the use of anesthetics and chemicals, which facilitates the study of a broad range of physiological processes. Since larvae recover easily from the immobilization, they can be readily subjected to multiple imaging sessions. This allows for longitudinal studies over time courses ranging from hours to days. This protocol describes step-by-step how to prepare the chip and how to utilize the chip for live imaging of neuronal events in 3rd instar larvae. These events include the rapid transport of organelles in axons, calcium responses to injury, and time-lapse studies of the trafficking of photo-convertible proteins over long distances and time scales. Another application of the chip is to study regenerative and degenerative responses to axonal injury, so the second part of this protocol describes a new and simple procedure for injuring axons within peripheral nerves by a segmental nerve crush.

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are an attractive model system for live imaging due to their translucent cuticle and powerful genetics. This protocol describes how to utilize a single-layer PDMS device, called the &#39;larva chip&#39; for live imaging of cellular processes within neurons of 3rd instar Drosophila larvae.

באמצעות שבבי מיקרופלואידיקה עבור הדמית חיה וחקר תגובות פגיעה ב<em&gt; דרוזופילה</em&gt; זחלים

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

Bioengineering

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

שיטות Assay תסיסנית התנהגות

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The serotonergic feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of critical importance during the development of the circuit. Using the functional output of the circuit, feeding, changes in the neuronal architecture of the stomatogastric system can be visualized. Feeding behavior can be recorded by observing the rate of retraction of the mouth hooks, which receive innervation from the brain. Locomotor behavior is used as a physiological control for feeding, since larvae use their mouth hooks to traverse across an agar substrate. Changes in feeding behavior can be correlated with the axonal architecture of the neurites innervating the gut. Using immunohistochemistry it is possible to visualize and quantitate these changes. Improper handling of the larvae during behavior paradigms can alter data as they are very sensitive to manipulations. Proper imaging of the neurite architecture innervating the gut is critical for precise quantitation of number and size of varicosities as well as the extent of branch nodes. Analysis of most circuits allow only for visualization of neurite architecture or behavioral effects; however, this model allows one to correlate the functional output of the circuit with the impairments in neuronal architecture.

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae serves a simple yet powerful model that allows changes in feeding rate to be correlated with alterations in the stomatogastric neural circuitry. This circuit is composed of central serotonergic neurons that send projections to the mouth hooks as well as the foregut.

ניתוח פונקציונלי של מעגל האכלת הזחל ב דרוזופילה</i

The serotonergic  feeding circuit in Drosophila  melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of  critical importance during the ...

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, Drosophila research lacks popularity in developing countries, possibly due to the misinformed idea that establishing a lab and performing relevant experiments with such tiny insects is difficult and requires expensive, specialized apparatuses. Here, we describe how to build an affordable flylab to quantitatively analyze a myriad of behavioral parameters in D. melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We provide protocols to build in-house vial racks, courtship arenas, apparatuses for locomotor assays, etc., to be used for general fly maintenance and to perform behavioral experiments using adult flies and larvae. We also provide protocols on how to use more sophisticated systems, such as a high resolution oxygraph, to measure mitochondrial oxygen consumption in larval samples, and show its association with behavioral changes in the larvae upon the xenotopic expression of the mitochondrial alternative oxidase (AOX). AOX increases larval activity and mitochondrial leak respiration, and accelerates development at low temperatures, which is consistent with a thermogenic role for the enzyme. We hope these protocols will inspire researchers, especially from developing countries, to use Drosophila to easily combine behavior and mitochondrial metabolism data, which may lead to information on genes and/or environmental conditions that may also regulate human physiology and disease states.

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

We provide protocols for anyone with a "maker culture" mind to start building a flylab for quantitative analysis of a myriad of behavioral parameters in Drosophila melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We also describe a high resolution respirometry protocol using larvae to combine behavioral and mitochondrial metabolism data.

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, ...

Behavior

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and diverse behavioral features. Identifying behavioral deficiency in animal models is a crucial measure of disease severity, for example, in neurodegenerative diseases where patients often experience impairments in motor function. However, with the availability of various systems to track and assess motor deficits in fly models, such as drug-treated or transgenic individuals, an economical and user-friendly system for precise evaluation from multiple angles is still lacking. A method based on the AnimalTracker application programming interface (API) is developed here, which is compatible with the Fiji image processing program, to systematically evaluate the movement activities of both adult and larval individuals from recorded video, thus allowing for the analysis of their tracking behavior. This method requires only a high-definition camera and a computer peripheral hardware integration to record and analyze behavior, making it an affordable and effective approach for screening fly models with transgenic or environmental behavioral deficiencies. Examples of behavioral tests using pharmacologically treated flies are given to show how the techniques can detect behavioral changes in both adult flies and larvae in a highly repeatable manner.

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

The present protocol assesses the locomotor activity of Drosophila by tracking and analyzing the movement of flies in a hand-made arena using open-source software Fiji, compatible with plugins to segment pixels of each frame based on high-definition video recording to calculate parameters of speed, distance, etc.

טכניקה פשוטה להערכת פעילות לוקומוטורית בדרוזופילה

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

פרוטוקול נתיב באורך שארגן לעצמו<em&gt; תסיסנית</em&gt; זחלים

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.

מעקב אחר התנהגות זחל דרוזופילה בתגובה Optogenetic גירוי של חוש הריח נוירונים

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a ...

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model to study animal avoidance behavior. This protocol introduces a light-spot assay to investigate larval phototactic behavior. The experimental set-up includes two main parts: a visual stimulation system that generates the light spot, and an infrared light-based imaging system that records the process of larval light avoidance. This assay allows tracking of the behavior of larva before entering, during encountering, and after leaving the light spot. Details of larval movement including deceleration, pause, head casting, and turning can be captured and analyzed using this method.

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

This protocol introduces a light-spot assay to investigate Drosophila larval phototactic behavior. In this assay, a light spot is generated as light stimulation, and the process of larval light avoidance is recorded by an infrared light-based imaging system.

שיטת האור המבוססת על ספוט לניתוח דרוזופילה זחל פוטומוניות

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model ...

Tracking Freely Walking Flies: A Method to Assess Locomotion in Drosophila

Source: Sun, M. and Chen, L. L. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/video/55602/" target="_blank">A Novel Method to Model Chronic Traumatic Encephalopathy in Drosophila</a>. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes how to track freely walking flies to assess their general locomotion ability. The featured protocol demonstrates the assay&#39;s setup and data analysis using video tracking software.

מעקב אחר זבובים מהלכים בחופשיות: שיטה להערכת תנועה בדרוזופילה

Source: Sun, M. and Chen, L. L. A Novel Method to Model Chronic Traumatic Encephalopathy in Drosophila. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes how to ...

שימוש בערוצי Agarose לינארית ללמוד

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

ברזולוציה גבוהה מדידה של התנהגות ריח מונחה על הזחלים תסיסנית

באמצעות שבבי מיקרופלואידיקה עבור הדמית חיה וחקר תגובות פגיעה ב

שיטות Assay תסיסנית התנהגות

ניתוח פונקציונלי של מעגל האכלת הזחל ב דרוזופילה

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

טכניקה פשוטה להערכת פעילות לוקומוטורית בדרוזופילה

פרוטוקול נתיב באורך שארגן לעצמו

מעקב אחר התנהגות זחל דרוזופילה בתגובה Optogenetic גירוי של חוש הריח נוירונים

שיטת האור המבוססת על ספוט לניתוח דרוזופילה זחל פוטומוניות

מעקב אחר זבובים מהלכים בחופשיות: שיטה להערכת תנועה בדרוזופילה