Name: measurement of larval activity in the drosophila activity monitor
Uploaded: 2015-04-30T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 30 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor at JoVE.com

This work was supported by NIH P20GM103643 to I. Meng.

1. إعداد يرقات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتحليل يرقة المطلوب للتحرك أو موقف تفضيل، وتنمو اليرقات في ظل ظروف قياسية لعمر المطلوبة لفحص 10 باستخدام ذبابة الغذاء القياسية 11. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء التصفية شبكة التي تمتد الشاشة الحريرية الصف النايلون شبكة فوق قمع. تأمين شبكة في الرقبة قمع مع الشريط المطاطي. وضع قمع في كوب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لجمع اليرقات لتحليلها، مغرفة ملعقة-كاملة من الأغذية التي تحتوي على يرقات تستخدم علفا من زجاجة الثقافة ويغسل بالماء RT الصنبور على تصفية شبكة، وجمع اليرقات الفردية مباشرة من شبكة مع الرسام 10. </li></ol> 2. إعداد الفحص أنابيب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الاستعداد لتوصيل أنابيب الاختبار، وتغلي بعناية 4٪ هلام أجار وتصب في طبق بتري على عمق 1.5 سم. هذا وسوف توفر المكونات لجانبي الأنبوب عندما يتم وضع الحيوان. الحل 4٪ كثيفة بما فيه الكفاية لمنع اليرقات من صenetrating المقابس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التأكد من أن أنابيب نظيفة واضحة قبل إدخال اليرقة. إذا لم تكن كذلك، وهذا قد منع الحركات من يجري تسجيلها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لضمان اليرقات لديها ما يكفي من الرطوبة للحركة، وإعداد زجاجة ضغط تحتوي على كمية صغيرة من الماء الساخن. قلب الزجاجة، توجيه بعناية منفذ نحو بالوعة والضغط برفق لطرد الماء من أنبوب صغيرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج منفذ زجاجة في أنبوب الاختبار. ضغط على زجاجة لتقديم بخار الماء في أنبوب الاختبار حتى تظهر طبقة رقيقة من التكثيف على جدار الأنبوب. الفيديو 1 يظهر يرقة تتحرك في أنبوب مع كمية مناسبة من الرطوبة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لاغلاق اليرقة في الأنبوب، وإزالة هلام أجار 1.5 سم سميكة من طبق بتري ومكان على سطح شبكة لتسمح بتدفق الهواء تحت آغار بحيث يمكن إدراج قابس أجار في أنبوب. اضغط احدة من نهاية أنبوب الاختبار في هلام مرتين لإدراج اثنين من المقابس من هلام إلى نهاية واحدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع paintbالاندفاع، ضع يرقة واحدة في أنبوب ما يقرب من 1.5 بوصة العميق وختم الأنبوب عن طريق الضغط على نهاية أقرب اليرقة إلى هلام أجار. فإن الضغط الناتج طرد المكونات الثاني من هلام أجار من الطرف المقابل وختم الحيوان داخل الأنبوب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أنابيب مكان في الجهاز MB5 متعدد شعاع ذبابة الفاكهة مراقبة النشاط (DAM)، وتعديل المواقف الأنابيب &#39;حتى أن الحيوانات لا يمكن أن تتحرك خارج نطاق من أجهزة الاستشعار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للتأكد من أن فحص الأنابيب لا تنزلق من تحت الحمراء إطار القراءة للجهاز أثناء النقل، وعقد أنبوب في مكان بواسطة الربط حلقة من المعجون حول كل أنبوب حيث إنها تجري اتصالات مع جهاز تسجيل. </li></ol> 3. قياس آخر <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سجل النشاط في حاضنة لمنع قراءات دقيقة التي قد تحدث بسبب الظلال، ومصابيح الفلورسنت أو لتغيرات درجة الحرارة في المختبر. انظر الشكل 5 لترتيب المقترح للنظام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مجموعة حاضنة إلى 20 درجة مئوية (انظر الشكل 1). لتجنب تسجيلات كاذبة بسبب تدخل من مصادر الضوء ساطع أثناء التسجيل، إطفاء الأنوار حاضنة الفلورسنت واستخدام مصدر مستقل ضوء LED أثناء التسجيل في الحاضنة. إجراء المحاكمة دون أي الحيوانات لضمان ظروف الإضاءة لا تثير aberrantly أجهزة الاستشعار. يجب أن تكون هناك أية بيانات حركة سجلت بعد هذا الاختبار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح اليرقات حتى يتأقلم إلى 20 ° C إعدادات الحاضنة لمدة 5 دقائق قبل بدء الفحص. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لضبط النظام DAM لفترات التسجيل المطلوب (على سبيل المثال، 1 دقيقة)، تأكد من تحميل DAM برنامج تسجيل نظام لاستضافة الكمبيوتر 12 وفتح ملف النظام DAM قبل ربط غرفة تسجيل واجهة PSIU. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لضبط التردد التسجيل المطلوب الذي سيتم حفظ البيانات، حدد تفضيلات ثم انقر فوق أو تحت خيار الفاصل الزمني القراءة لتحديد الأطر الزمنية المختلفة التي البياناتسيتم تخزين. على سبيل المثال، حدد القراءة الأوقات الفاصلة من 1 ثانية إلى 1 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتحديد المعلمة متفاوتة لتسجيل البيانات، اختر تفضيلات ثم حدد المربعات المقابلة تحت نوع بيانات الناتج (التهم، والتحركات والمواقف ويسكن، انظر الجدول 1). توفر كل معلمة تحليلا فريدا للنشاط اليرقات داخل الأنبوب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لبدء التسجيل، توصيل جهاز العرض إلى وحدة واجهة التيار الكهربائي (PSIU) باستخدام كابل الهاتف CAB6. ربط PSIU إلى التيار الكهربائي. وهناك ضوء أخضر تشير الاتصال المناسب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ربط PSIU من خلال الناقل التسلسلي العالمي (USB) برقية إلى ماكنتوش أو جهاز كمبيوتر ويندوز لتسجيل البيانات. فتح برنامج DAM SystemMB1v6x على الكمبيوتر لبدء تلقائيا تسجيل البيانات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد وقت جمع المطلوبة كاملة، حدد إنهاء، ثم قم بإنهاء الآن على الشاشة النشاط DAM. وبعد ذلك يتم حفظ البيانات تلقائيا تحت DAM بيانات النظام. خذ هذا الملف البيانات (على سبيل المثال، مراقبة 1) واسحب<html> في مجلد منفصل. وسوف تخزن البيانات الأولية من برنامج DAM بحيث يمكن بعد ذلك تتم معالجتها. </li></ol> 4. إعداد بيانات للتجهيز (DAM FileScan) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لمعالجة البيانات الخام إلى صيغة مفهومة فتح التطبيق DAM FileScan واختر تحديد مجلد بيانات الإدخال. ثم اختر مجلد البيانات والملف المطلوب، وحدد الخيار المسح الضوئي. وأخيرا تحديد طول بن لفترة القراءة المطلوبة. وهذا تنظيم البيانات الخام إلى المعايير المحددة من قبل المشغل وهذا البرنامج سوف يقدم تقريرا البيانات التي تم جمعها في هذا النطاق معين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حدد نوع بيانات الناتج لتحليل وضع الحركة المطلوبة (مراقبة التهم، والتحركات، يسكن). ضمن القائمة قراءات إضافية، حدد المبلغ إلى بن (هذا إذا كان طول بن أكبر من نظام الفاصل الزمني للقراءة مختارة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اسم الملف بشكل مناسب وحفظها. سيتم تخزين الملف في نفس الموقع مثل مجلد من الخطوة 3.9. </li></ol>_title &quot;&gt; 5. الوصول إلى البيانات لتحليل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> من أجل جمع متوسط ​​التحركات، عملية البيانات الخام الناتجة عن الخطوة 4. لإنشاء جدول في برنامج جداول البيانات، فتح ملف تم حفظه سابقا (الخطوة 4.3)، وعندما تظهر نافذة معالج استيراد النص، حدد النهاية لفتح ملفات البيانات في شكل جداول. ملاحظة: اعتمادا على نوع البيانات التي تم تحليلها، وسيتم قراءة جدول البيانات بشكل مختلف. عادة لقياس تحركات الشاشة أو التهم الموجهة إليه، وسوف يتم تسجيل الفترة الزمنية للدراسة من الناحية العددية، في حين أن كل أنبوب القراءة الفردية سيحصل بريد إلكتروني معين. عند عرض البيانات في جدول البيانات، والأعمدة KZ تمثل فتحات الأنابيب فحص 16/01 على التوالي. الصفوف تمثل نقاط البيانات التي تم جمعها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> على سبيل المثال، إذا تم جمع التحركات لمدة 20 دقيقة في 1 دقيقة فترات، ومتوسط ​​20 الصفوف لحساب متوسط ​​عدد التحركات / دقيقة وقياسات أخرى. </li></ol>

<ol>
	<li>Tracey, W. D., Wilson, R. I., Laurent, G., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=painless,+a+Drosophila.gene+essential+for+nociception.">painless, a Drosophila.gene essential for nociception.</a> Cell. 113, 261-273 (2003).</li><li>Ainsley, J. A., Kim, M. J., Wegman, L. J., Pettus, J. M., Johnson, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensory+mechanisms+controlling+the+timing+of+larval+developmental+and+behavioral+transitions+require+the+Drosophila.DEG/ENaC+subunit.">Sensory mechanisms controlling the timing of larval developmental and behavioral transitions require the Drosophila.DEG/ENaC subunit.</a> Pickpocket1. Dev. Biol. 322 (1), 46-55 (2008).</li><li>Pandey, U. B., Nichols, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+disease+models+in+Drosophila.+melanogaster.and+the+role+of+the+fly+in+therapeutic+drug+discovery.">Human disease models in Drosophila. melanogaster.and the role of the fly in therapeutic drug discovery.</a> Pharmacol. Rev. 63 (2), 411-436 (2011).</li><li>Cattaert, D., Birman, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blockade+of+the+central+generator+of+locomotor+rhythm+by+noncompetitive+NMDA+receptor+antagonists+in+Drosophila.larvae.">Blockade of the central generator of locomotor rhythm by noncompetitive NMDA receptor antagonists in Drosophila.larvae.</a> J. Neurobiol. 48 (1), 58-73 (2001).</li><li>Caldwell, J. C., Miller, M. M., Wing, S., Soll, D. R., Eberl, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+analysis+of+larval+locomotion+in+Drosophila.+hordotonal+organ+mutants.">Dynamic analysis of larval locomotion in Drosophila. hordotonal organ mutants.</a> PNAS. 100 (26), 16053-16058 (2003).</li><li>Nichols, C. D., Bechnel, J., Pandey, U. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+to+assay+Drosophila+behavior.">Methods to assay Drosophila behavior.</a> J. Vis. Exp. (61), (2012).</li><li>Godoy-Herrera, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+and+genetics+of+digging+behavior+in+Drosophila.+arvae.">The development and genetics of digging behavior in Drosophila. arvae.</a> Heredity. 56, 33-41 (1986).</li><li>Sinadinos, C., Cowan, C. M., Wyttenbach, A., Mudher, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+throughput+assays+of+locomotor+dysfunction+in+Drosophila.+larvae.">Increased throughput assays of locomotor dysfunction in Drosophila. larvae.</a> Journal of Neuroscience Methods. 203 (2), 325-334 (2012).</li><li>Homyk, T., Sheppard, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+mutants+of+Drosophila+melanogaster.+I.+Isolation+and+mapping+of+mutations+which+decrease+flight+ability.">Behavioral mutants of Drosophila melanogaster. I. Isolation and mapping of mutations which decrease flight ability.</a> Genetics. 87 (1), 95-104 (1977).</li><li>Chattopadhyay, A., Gilstrap, A. V., Galko, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+and+global+methods+of+assessing+thermal+nociception+in+Drosophila.+larvae.">Local and global methods of assessing thermal nociception in Drosophila. larvae.</a> J. Vis. Exp. (63), e3837 (2012).</li><li>Model Organisms I: yeast, Drosophila and C. elegans. Science Education Database Available from: <a target="_blank" href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/science-education-database/3/essentials-of-biology-1-yeast-drosophila-and-c-elegans">https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/science-education-database/3/essentials-of-biology-1-yeast-drosophila-and-c-elegans</a> (2015)</li><li>Woods, J. K., Kowalski, S., Rogina, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+the+spontaneous+locomotor+activity+in+Drosophila+melanogaster.">Determination of the spontaneous locomotor activity in Drosophila melanogaster.</a> J. Vis. Exp. (86), e51449 (2014).</li><li>Troncoso, B., Godoy-Herrera, R., Waldo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+larval+movement+patterns+in+Drosophila).">The development of larval movement patterns in Drosophila).</a> Heredity. 58 (1), 321-329 (1987).</li><li>Helfrich, C., Engelmann, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+rhythm+of+the+locomotor+activity+in+Drosophila.+melanogaster.and+its+mutants+&#8216;sine+oculis&#8217;+and+&#8216;small+optic+lobes.">Circadian rhythm of the locomotor activity in Drosophila. melanogaster.and its mutants &#8216;sine oculis&#8217; and &#8216;small optic lobes.</a> Physiological Entomology. 8 (3), 257-272 (1983).</li><li>Johnson, A. W., Carder, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila,+ociceptors+mediate+larval+aversion+to+dry+surface+environments+utilizing+both+the+painless+TRP+channel+and+the+DEG/ENaC+subunit,+PPK1.">Drosophila, ociceptors mediate larval aversion to dry surface environments utilizing both the painless TRP channel and the DEG/ENaC subunit, PPK1.</a> PLoS ONE. 7 (3), (2012).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

ويتأثر النشاط من يرقات ذبابة الفاكهة من قبل مجموعة متنوعة من العوامل بما في ذلك النمط الجيني 8، سن 13 ودرجة الحرارة المحيطة 2. على الرغم من أن وسائل videographic قوية قادرة على تحليل مفصل للغاية تم تطويرها من قبل أولئك الذين يدرسون الحركة 5، هذا المستوى من التفصيل قد تكون زائدة عن الحاجة لأولئك الذين يرغبون في تحديد المعايير الأساسية للنشاط. الطريقة الموصوفة هنا يستخدم الجهاز الذي يتوفر في العديد من المختبرات، من السهل أن تعمل، يولد نتائج استنساخه للغاية، وغير معقول حتى بالنسبة لأولئك الذين البحوث الأولية التركيز ليس الحركة. وتبين نتائج سبيل المثال أن هذا الاختبار يمكن أن تستخدم للكشف عن تغيرات كبيرة في الحركة في اليرقات يتعرض لدرجات حرارة مختلفة (الشكل 1)، والأنماط الجينية المختلفة (الشكل 2). عندما تم قياس اليرقات في درجات حرارة تتراوح بين 5 ° C - 35 ° C، علىزيادة النشاط مع درجة الحرارة، باستثناء فترة انقطاع في التيار بين 20 درجة مئوية و 25 درجة مئوية (الشكل 1). وقد تبين من قبل أينسلي وزملاء العمل التي تستخدم علفا أوائل الثالثة يرقات العمر تفضل درجات الحرارة داخل +/- 2 ° C من النمطية 25 ° درجة الحرارة ثقافة C. ومع ذلك، عندما تدخل اليرقات تجول منتصف الثالثة مرحلة الطور أنهم يفضلون برودة بعض الشيء درجات الحرارة 2. تلك النتيجة يتسق مع ملاحظة أن النشاط الحركي لليرقات الطور الثالث، هو أكبر عند 20 درجة مئوية من 25 درجة مئوية، مما يشير إلى أن جزءا من الحيوانات يعاير كانت في مرحلة التيه وأكثر نشاطا في انخفاض درجات الحرارة، وأقل من ذلك في درجة الحرارة العادية للثقافة 25 ° C. يوفر هذا الأسلوب البساطة والموضوعية والإنتاجية قوية، ولكن هناك قيود. التطبيقات المذكورة أعلاه تمثل المقايسات التي تحدث خلال فترة زمنية قصيرة نسبيا، ويرجع ذلك جزئيا الحالي مجموعة المتابعة لا العلاقات العامةأوفيد اليرقات مع مصدر الغذاء. ان ضمان التغذية الكافية من الضروري دراسة التغيرات في النشاط على مدى فترات طويلة من الزمن أو لقياس إيقاع الساعة البيولوجية على المدى الطويل. المقابس أجار 4٪ قد تقيد تبادل الغازات بين الغرفة والبيئة الخارجية، مما قد يؤدي إلى اليرقات التي تعاني من ظروف نقص الأوكسجين. ولكن هذا لا يبدو أن تؤثر على النشاط خلال فترة الاختبار 20 دقيقة، لأنه عندما تم تحليل متوسط ​​التحركات في الدقيقة اليرقات خلال كل دقيقة من هذه الفترة، اليرقات لم تظهر لإظهار أي تغيير في النشاط خلال فترة التسجيل (الشكل 4) . لأن الموقف سجلات الجهاز باستمرار أنه يمثل تحسنا في التقاط المزيد من الحركة مقارنة مع الطرق غير الآلية المذكورة، ولكن بعض الحركة يفعل الهروب الكشف. حركات صغيرة جدا من الحيوانات قد لا يؤدي الى رد من هذا الجهاز، واليرقات يمكن أن تتحرك بطريقة كفافي داخل التحتية واحدةشعاع أحمر دون كسر الحزم المجاورة، مما أدى إلى قراءات منخفضة بشكل غير دقيق. ومع ذلك، منذ أن من المتوقع أن تحدث في جميع الفئات العلاج هذا النوع من الخطأ، فمن غير المحتمل أن تسبب نتائج مضللة. على الرغم من يرقات العمر الثالثة هي التركيز الرئيسي لهذا التحليل، فإن الجهاز قادر على قياس حركة أصغر بكثير يرقات العمر الأول والثاني وكذلك (الشكل 3). كما هو متوقع، وعدد من التحركات المسجلة في الدقيقة الواحدة في الحيوانات الأصغر سنا أقل من ذلك من أكبر الحيوانات الطور الثالث. على الرغم من أن مجموعة كاملة من الاستخدامات لهذا الجهاز لم يتم بعد تظاهر، وهناك مجموعة متنوعة من التعديلات الأخرى التي يمكن أن تنويع استخدامات هذا الجهاز للدراسات التي تنطوي على اليرقات. على سبيل المثال، فإن الجهاز يسمح للقياس &quot;يسكن&quot;، الذي يمثل الوقت الذي يقضيه في منطقة العزم من الأنبوب. قد توفر هذه المعلومات القيمة عندما يعملون في مختلف ذبابة الفاكهة اليرقات سيارات الاجره في لssays. عن طريق وضع الجهاز على جانبها بحيث يتم الموجهة الأنابيب عموديا بدلا من أفقيا، يمكن للمرء أن قياس انجذاب بالجاذبية اليرقات. لقياس انجذاب ضوئي، يمكن إنشاء التدرج الضوء في أنابيب، واختبار ما إذا كانت اليرقات لديها تفضيل للضوء أو غيابها. لدراسة الكيميائي، ويمكن وضع مادة كيميائية اختبار على واحد من المقابس أجار والموقف من اليرقات ثم قد تكشف عن تحديد تفضيلهم لأو تجنب هذه المادة الكيميائية. نظام مراقبة يسمح تحليل مختلف المعلمات الحركة، وتلخيصها في الجدول 1. عن طريق اختيار جميع المعلمات أثناء الإعداد المسبق فحص (راجع الخطوة 3.6)، المجرب يمكن أن تختار المعلمة التي لتحليل بعد الفحص. ومع ذلك، إذا لم يتم تحديد أي مكان، أن البيانات لن تكون متاحة للالتحليل اللاحق. وتجدر الإشارة إلى أنه بعد كل فترة محددة من الوقت، يتم تجميد البيانات في التهم الحالية وحفظها في الكمبيوتر المضيف. جمع البيانات ثم إعادة تعيين لصفر بعد هذه الفترة، ويبدأ مرة أخرى، تقديم سلسلة من نقاط البيانات الفاصل الزمني. لا بد من إنهاء يدويا لإنهاء تسجيل البيانات. وستركز الدراسات المستقبلية التي تنطوي هذه الطريقة على استخدام المعلمة يسكن وتطبيقاتها المختلفة. كما أنه قد يكون من الممكن وضع بروتوكول من شأنه أن يسمح للدراسات تحدث على مدى فترة أطول من الزمن، مثل الدراسات الإيقاعية، من خلال توفير المواد الغذائية وتبادل المقابس أجار على مزيد من المواد المنفذة للغازات 14. سيحتاج مستويات الرطوبة التي تخضع للرقابة أيضا، كما الظروف الجافة تمنع تنقل 15. حاليا، هذا البروتوكول يوفر، طريقة فعالة من حيث التكلفة بسيطة دقيق لتقييم المعايير الأساسية لنشاط اليرقات في إطار مجموعة من الظروف التجريبية.

The use of Drosophila as a genetic tool has transformed scientific knowledge of biological systems. Drosophila larvae have been used in a variety of studies including nociception1, development2 and as a model for the study of human disease genes3. Drosophila activity encompasses a range of behaviors that vary under different conditions including temperatures2, exposure to drugs4 and amongst different genotypes. Yet, despite the significant use of the larva as a model organism, a simple, standardized method to analyze larval activity has not been available. Presently, many larval locomotion studies employ sophisticated video analysis software5. While powerful, the complexity of such automated tools may discourage labs that are not already equipped to study locomotion from including analysis of informative activity parameters in their studies. In other current non-automated methods, such as the grid crawling analysis, motion is scored by a human observer, which introduces the possibility of subjectivity and limits throughput to one animal at a time6-7. A similar study used a 5-lane crawling assay, which measured the time it took larvae to travel a certain linear distance8. In such non-automated assays, displacement is measured but this does not account for non-linear travel between the start and end points. As discussed below, the method described here accounts for more of the actual larval movement, is objective, easy to operate, and offers robust throughput.
To easily study larval activity behavior without the compromise of accuracy, efficiency, or cost, this method employs the TriKinetics Drosophila Activity Monitor (DAM), a device often used to study adult activity. Using one device to study both adult and larval activity is cost-effective, and allows direct comparison of motion by animals at these two life stages. The system, featuring the manufacturer&#8217;s highest level of resolution, makes use of 17 infrared detection beams per assay tube, which record larval activity when sensor beams are broken within the 16 individual tubes. The system then automatically saves recorded information to a computer, making it available for manipulation with basic graphing software. The data obtained represents the beams that were broken by individual larvae (which can be converted into a rate), movement when a larva stays within a detector beam and the position of the animals within the assay chambers during a recording period (allowing one to calculate position preference). The system is efficient and relatively simple to operate, and brings highly reproducible basic activity analysis within the reach of any laboratory studying Drosophila larvae.
To demonstrate the power of this assay, data are presented that show its use to verify differences in activity resulting from varying ambient temperatures, as well as through the comparison of a mutant previously described as hypoactive (iav1)9 with a widely analyzed control (w1118).

<table><tbody><tr><td>Drosophila Activity Monitor, Multibeam, 16 tubes, including wires</td><td>TriKinetics Inc.&amp;nbsp;</td><td>MB5</td><td></td></tr><tr><td>Power Supply Interface for Activity Monitor&amp;nbsp;</td><td>TriKinetics Inc.&amp;nbsp;</td><td>PSIU24</td><td></td></tr><tr><td>Glass 80 x 5 mm tubes for Activity Monitor (100)</td><td>TriKinetics Inc.&amp;nbsp;</td><td>PGT 5x80</td><td></td></tr><tr><td>DAMsystemMB1v6x Data Acquisitions Software for Macintonsh OSX (Intel)</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.trikinetics.com/&quot;&gt;www.trikinetics.com&lt;/a&gt;</td><td></td><td>free download</td></tr><tr><td>DAMFileScan 108x software for Macintosh</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.trikinetics.com/&quot;&gt;www.trikinetics.com&lt;/a&gt;</td><td></td><td>free download</td></tr><tr><td>USB software (PSIUdrivers.zip).</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.trikinetics.com/&quot;&gt;www.trikinetics.com&lt;/a&gt;</td><td></td><td>free download</td></tr><tr><td>DAMSystem Notes 308</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.trikinetics.com/&quot;&gt;www.trikinetics.com&lt;/a&gt;</td><td></td><td>free download</td></tr><tr><td>Zeiss Stemi 2000C- Stereo Microscope</td><td>Spectra Services</td><td>SP-STEMI2000C-BS</td><td></td></tr><tr><td>Carbon Dioxide</td><td>Maine Oxy</td><td></td><td>anaesthesia</td></tr><tr><td>Fly Pad</td><td>Genesee</td><td>59-114</td><td>surface for sorting anaesthetized flies</td></tr><tr><td>Small paint brush&amp;nbsp;</td><td>Winsor &amp;amp; Newton</td><td>#2 ROUND</td><td>or similar, used for sorting anaesthetized flies</td></tr><tr><td>Silk Screen Printing Mesh (160)</td><td>msj-gallery.com</td><td>SM160W63-3YD</td><td>pore sized used in this protocol was ~ 0.1 mm</td></tr><tr><td>Tegosept</td><td>Genesee</td><td>20-258</td><td>preservative</td></tr><tr><td>Ethanol (190proof)</td><td>Pharmco</td><td>111000190</td><td>used to dissolve Tegosept</td></tr><tr><td>6 oz Square Bottom Bottle (PP)</td><td>Genesee</td><td>32-130</td><td></td></tr><tr><td>&quot;Flugs&quot; for Plastic Fly bottles</td><td>Genesee</td><td>49-100</td><td></td></tr><tr><td>Drosophila Vials, Wide (PS)</td><td>Genesee</td><td>32-117</td><td></td></tr><tr><td>Flugs for wide plastic vials</td><td>Genesee</td><td>49-101</td><td></td></tr><tr><td>Yellow Degerminated Corn Meal</td><td>Gold Medal</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Drosophila agar</td><td>LabScientific</td><td>FLY 8020</td><td></td></tr><tr><td>Baker&#039;s Yeast - Red Star</td><td>King Arthur Flour</td><td>1270</td><td></td></tr><tr><td>Granulated Sugar - Extra Fine</td><td>Domino</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

measurement of larval activity in the drosophila activity monitor

Drosophila larvae are used in many behavioral studies, yet a simple device for measuring basic parameters of larval activity has not been available. This protocol repurposes an instrument often used to measure adult activity, the TriKinetics Drosophila activity monitor (MB5 Multi-Beam Activity Monitor) to study larval activity. The instrument can monitor the movements of animals in 16 individual 8 cm glass assay tubes, using 17 infrared detection beams per tube. Logging software automatically saves data to a computer, recording parameters such as number of moves, times sensors were triggered, and animals&#8217; positions within the tubes. The data can then be analyzed to represent overall locomotion and/or position preference as well as other measurements. All data are easily accessible and compatible with basic graphing and data manipulation software. This protocol will discuss how to use the apparatus, how to operate the software and how to run a larval activity assay from start to finish.

ويبين الشكل 1 نتائج من دراسة استجابة الحرارة من سيطرة الطور الثالث اليرقات، ث 1118، وذلك باستخدام جهاز مراقبة للكشف عن الاختلافات في الحركة اليرقات في سبع درجات حرارة مختلفة. تم غسلها اليرقات ووضعها في الجهاز النشاط DAM كما هو موضح أعلاه، ووضعها في حاضنة لتعيين درجة الحرارة المطلوبة. وبعد ذلك يسمح الجهاز للتأقلم مع البيئة لمدة 5 دقائق قبل بدء التسجيل. تم تحليل كل يرقة بشكل فردي لتنقل أكثر من دقيقة الفترة 20 ومتوسط ​​عدد من التحركات في الدقيقة حسبت لكل حيوان وبلغ متوسط ​​لكل مجموعة من 32 الحيوانات. وقد تم تحليل البيانات ورسوم بيانية باستخدام برنامج جدول بيانات. اليرقات أظهرت نشاطا متزايدا بشكل كبير، حيث ارتفعت درجة الحرارة في المقابل 5-35 ° C بزيادات 5 درجة، باستثناء فترة انقطاع في هذا الاتجاه عند 20 درجة مئوية و 25 درجة مئوية. للتحقق من أن الاختلافات فصول التوجيه الجامعييتم الكشف عن دينار بين السيطرة والمسخ وصفها سابقا قاصر النشاط، اليرقات الخاملة (IAV 1) تم اختبارها. وقد تم تحليل البيانات والتحركات / دقيقة لكل واحد من 32 الحيوانات وتم حساب متوسط ​​الحين. كما هو مبين في الشكل 2، وتحليل يشير إلى أن يرقات الخاملة كانت المحمول أقل بكثير من السيطرة. بينما هم أصغر بكثير من يرقات العمر الثالث، وكان آخر من الأولى والثانية يرقات العمر أيضا قابلة للقياس، كما هو مبين في الشكل (3). آخر من يرقات العمر الثالث في كل دقيقة من الفحص 20 دقيقة وقد تبين أن تبقى متسقة نسبيا طوال الفترة ( الشكل 4). <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/52684/52684fig1.jpg" /> وسجلت الرقم 1. ث 1118 تنقل اليرقات في درجات حرارة تتراوح بين 5 ° C - 35 ° C EAC<html> يمثل ح عمود متوسط ​​حركة 32 الحيوانات الطور الثالث مع التحركات الفردية في الدقيقة الواحدة في المتوسط ​​بين مجموعة. * جميع المتوسطات تختلف اختلافا كبيرا عن بعضها البعض إلا 10 ° C و 15 ° C (P = 0.116) (رسائل مختلفة تشير إلى وجود فرق كبير، طالبة اختبار t). <img alt="الرقم 2" src="/files/ftp_upload/52684/52684fig2.jpg" /> الشكل 2. الطور الثالث اليرقات السيطرة مقارنة الخاملة (IAV 1) اليرقات في 20 ° C. IAV 1 اليرقات المعرض أقل بكثير التنقل بالمقارنة مع السيطرة. <img alt="الشكل (3)" src="/files/ftp_upload/52684/52684fig3.jpg" /> الشكل 3. قياس النشاط من الأولى والثانية والثالثة يرقات العمر على مدى فترة تسجيل 20 دقيقة في 20 ° C. N = 32 لكل مرحلة اليرقات. : المحافظة على together.within صفحة = &quot;دائما&quot;&gt; <img alt="الرقم 4" src="/files/ftp_upload/52684/52684fig4.jpg" /> الرقم 4. رسم بياني عرض متوسط ​​عدد من التحركات التي تحدث في كل دقيقة من الفاصل الزمني للتسجيل 20 دقيقة. ويعاير 32 الثالثة يرقات العمر عند 20 درجة مئوية. يمثل الخط الأحمر في عدد من التحركات في الدقيقة متوسط ​​لكامل فترة 20 دقيقة. <img alt="الرقم 5" src="/files/ftp_upload/52684/52684fig5.jpg" /> ويصور الشكل 5. رسم بياني يوضح ذبابة الفاكهة مراقبة النشاط انشاء والاتصال به إلى وحدة واجهة PSIU وجهاز كمبيوتر سطح المكتب، وداخل الحاضنة، ولكن خلال تسجيل الحاضنة هو أن تغلق. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style=";text-align:right;direction:rtl"><colgroup><col span="2" /></colgroup><tbody><tr><td> وصف </td><td> معلمة </td></tr><tr><td> بيانات السجلات في كل مرةيرقة تعبر شعاع، وتسجل التهم الإضافية إذا تحرك يرقة بينما ضمن حزمة واحدة. </td><td> التهم </td></tr><tr><td> بيانات السجلات فقط عند إعادة وضع ذبابة بين الحزم منفصلة، ​​فإنه لا يسجل التنقل داخل شعاع. </td><td> التحركات </td></tr><tr><td> يسجل موقف الحيوانات في كل ثانية على الفاصل الزمني للتسجيل. يكشف هذه البيانات تفضيل موقف بوصفها وظيفة من الوقت الذي يقضيه في كل جهاز استشعار على مدى مقايسة. </td><td> كمن </td></tr><tr><td> يحلل هذا الإعداد الموقف العام الحيوان داخل أنبوب، مشيرا الذي استشعار الحيوان واثار أثناء الحركة. </td><td> موقف </td></tr><tr><td> يحدد هذا الإعداد التردد الذي يتم حفظ البيانات التي تم جمعها خلال إطار زمني محدد لكمبيوتر سطح المكتب. </td><td> تسجيل الفاصل </td></tr></tbody></table> الجدول 1. وصف measuالمعلمات rement (التهم، والتحركات، يسكن والمراكز). <img alt="الفيديو 1" src="/files/ftp_upload/52684/52684vid1.jpg" /> فيديو 1. DAM نظام فحص الأنبوب قبل الإدراج في جهاز التشغيل. يتم توفير الرطوبة بواسطة التكثيف من التنفس. هذا المستوى يكفي للحفاظ على الحركة اليرقات طوال فترة الدراسة دون التسبب في الحيوان لتعويم أو السباحة. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52684/McParlandlarvamovinginmoistassaytube.mov" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة هذا الفيديو.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor at JoVE.com

Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

This report describes a method for measuring Drosophila larval activity using the TriKinetics Drosophila Activity Monitor. The device employs infrared beams to detect movements of up to 16 individual animals. Data can be analyzed to represent motion parameters including rates and the positions of the animals within the assay chambers.

قياس اليرقات آخر في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; مراقبة النشاط

Drosophila larvae are used in many behavioral studies, yet a simple device for measuring basic parameters of larval activity has not been available. This ...

measurement-of-larval-activity-in-the-drosophila-activity-monitor

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

9.3K Views.  University of New England. This report describes a method for measuring Drosophila larval activity using the TriKinetics Drosophila Activity Monitor. The device employs infrared beams to detect movements of up to 16 individual animals. Data can be analyzed to represent motion parameters including rates and the positions of the animals within the assay chambers.

Video: Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

يعاير نشاط الحركي لدراسة ايقاعات كل يوم والمعلمات في النوم ذبابة الفاكهة</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Neuroscience

Measuring Exercise Levels in Drosophila melanogaster Using the Rotating Exercise Quantification System (REQS)

Drosophila melanogaster is a new model organism for studies in exercise biology. To date, two main exercise systems, the Power Tower and the Treadwheel have been described. However, a method to measure the amount of additional animal activity induced through the exercise treatment has been lacking. The Rotating Exercise Quantification System (REQS) fills this need, providing a measure of animal activity for animals experiencing rotational exercise. This protocol details how to use the REQS to assess animal activity during rotational exercise and illustrates the type of data that can be generated. Here, we demonstrate how the REQS is used to measure sex- and strain-specific differences in exercise induced activity. The REQS can also be used to evaluate the impact of various other experimental parameters such as age, diet, or population size on exercise induced activity. In addition, it can be used to compare the efficacy of different exercise training protocols. Importantly, it provides an opportunity to standardize exercise treatments between strains, allowing the researcher to achieve equal amounts of activity between groups if needed. Thus, the REQS is a notable new resource for exercise biologists working with the Drosophila model system and complements existing exercise systems.

Measuring Exercise Levels in Drosophila melanogaster Using the Rotating Exercise Quantification System REQS

The Rotating Exercise Quantification System (REQS) can induce exercise in Drosophila melanogaster through rotation while simultaneously measuring the amount of activity performed by the animals. Here, we present a point-by-point protocol detailing how to measure activity levels of animals experiencing rotational exercise treatments using the REQS.

قياس "مستويات ممارسة" في المورفولوجية melanogaster تدوير ممارسة القياس الكمي النظام (ريكس) باستخدام

Drosophila melanogaster is a new model organism for studies in exercise biology. To date, two main exercise systems, the Power Tower and the Treadwheel ...

Genetics

A Computational Method to Quantify Fly Circadian Activity

In most animals and plants, circadian clocks orchestrate behavioral and molecular processes and synchronize them to the daily light-dark cycle. Fundamental mechanisms that underlie this temporal control are widely studied using the fruit fly Drosophila melanogaster as a model organism. In flies, the clock is typically studied by analyzing multiday locomotor recording. Such a recording shows a complex bimodal pattern with two peaks of activity: a morning peak that happens around dawn, and an evening peak that happens around dusk. These two peaks together form a waveform that is very different from sinusoidal oscillations observed in clock genes, suggesting that mechanisms in addition to the clock have profound effects in producing the observed patterns in behavioral data. Here we provide instructions on using a recently developed computational method that mathematically describes temporal patterns in fly activity. The method fits activity data with a model waveform that consists of four exponential terms and nine independent parameters that fully describe the shape and size of the morning and evening peaks of activity. The extracted parameters can help elucidate the kinetic mechanisms of substrates that underlie the commonly observed bimodal activity patterns in fly locomotor rhythms.

A method to quantify the main temporal features seen in fly circadian locomotor rhythms is presented. The quantification is achieved by fitting fly activity with a multi-parametric model waveform. The model parameters describe the shape and size of the morning and evening peaks of daily activity.

طريقة حسابية لقياس النشاط الإيقاعية يطير

In most animals and plants, circadian clocks orchestrate behavioral and molecular processes and synchronize them to the daily light-dark cycle. ...

Behavior

Quantitative Measurement of the Immune Response and Sleep in Drosophila

A complex interaction between the immune response and host behavior has been described in a wide range of species. Excess sleep, in particular, is known to occur as a response to infection in mammals 1 and has also recently been described in Drosophila melanogaster2. It is generally accepted that sleep is beneficial to the host during an infection and that it is important for the maintenance of a robust immune system3,4. However, experimental evidence that supports this hypothesis is limited4, and the function of excess sleep during an immune response remains unclear. We have used a multidisciplinary approach to address this complex problem, and have conducted studies in the simple genetic model system, the fruitfly Drosophila melanogaster. We use a standard assay for measuring locomotor behavior and sleep in flies, and demonstrate how this assay is used to measure behavior in flies infected with a pathogenic strain of bacteria. This assay is also useful for monitoring the duration of survival in individual flies during an infection. Additional measures of immune function include the ability of flies to clear an infection and the activation of NF&kappa;B, a key transcription factor that is central to the innate immune response in Drosophila. Both survival outcome and bacterial clearance during infection together are indicators of resistance and tolerance to infection. Resistance refers to the ability of flies to clear an infection, while tolerance is defined as the ability of the host to limit damage from an infection and thereby survive despite high levels of pathogen within the system5. Real-time monitoring of NF&kappa;B activity during infection provides insight into a molecular mechanism of survival during infection. The use of Drosophila in these straightforward assays facilitates the genetic and molecular analyses of sleep and the immune response and how these two complex systems are reciprocally influenced.

Quantitative Measurement of the Immune Response and Sleep in Drosophila

To understand a link between the immune response and behavior, we describe a method to measure locomotor behavior in Drosophila during bacterial infection as well as the ability of flies to mount an immune response by monitoring survival, bacterial load, and real-time activity of a key regulator of innate immunity, NF&kappa;B.

قياس كمية الاستجابة المناعية والنوم في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em

A complex interaction between the immune response and  host behavior has been described in a wide range of species. Excess sleep, in  particular, is known ...

Immunology and Infection

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field. Studying locomotor behavior in Drosophila melanogaster relies on the ability to be able to quantify changes in motion during or in response to a given task. For this reason, a high-resolution video tracking system, such as the one we describe in this paper, is a valuable tool for measuring locomotion in real-time. Our protocol involves the use of an initial air pulse to break the flies momentum, followed by a thirty second filming period in a square chamber. A tracking program is then used to calculate the instantaneous speed of each fly within the chamber in 10 msec increments. Analysis software then compiles this data, and outputs a variety of parameters such as average speed, max speed, time spent in motion, acceleration, etc. This protocol will discuss proper feeding and management of flies for behavioral tasks, handling flies without anesthetization or immobilization, setting up a controlled environment, and running the assay from start to finish.

The study of complex locomotor behavior in Drosophila melanogaster is dependent upon the ability to quantify changes in a given fly's movement. This article demonstrates how to do this using a high-resolution tracking system.

عالية الدقة تعقب الفيديو للتنقل في الكبار ذبابة الفاكهة السوداء البطن

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

تحديد العفوي الحركي آخر في<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

A Low-cost Method for Analyzing Seizure-like Activity and Movement in Drosophila

Video tracking systems have been used widely to analyze Drosophila melanogaster movement and detect various abnormalities in locomotive behavior. While these systems can provide a wealth of behavioral information, the cost and complexity of these systems can be prohibitive for many labs. We have developed a low-cost assay for measuring locomotive behavior and seizure movement in D. melanogaster. The system uses a web-cam to capture images that can be processed using a combination of inexpensive and free software to track the distance moved, the average velocity of movement and the duration of movement during a specified time-span. To demonstrate the utility of this system, we examined a group of D. melanogaster mutants, the Bang-sensitive (BS) paralytics, which are 3-10 times more susceptible to seizure-like activity (SLA) than wild type flies. Using this novel system, we were able to detect that the BS mutant bang senseless (bss) exhibits lower levels of exploratory locomotion in a novel environment than wild type flies. In addition, the system was used to identify that the drug metformin, which is commonly used to treat type II diabetes, reduces the intensity of SLA in the BS mutants.

A Low-cost Method for Analyzing Seizure-like Activity and Movement in Drosophila

Using a webcam and a combination of free and inexpensive software programs, locomotive patterns in Drosophila melanogaster can be analyzed to detect differences in the speed, distance, and time of various motor activities.

وهناك طريقة منخفضة التكلفة لتحليل مثل الاستيلاء آخر والحركة في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em

Video tracking systems have been used widely to analyze Drosophila melanogaster movement and detect various abnormalities in locomotive behavior. While ...

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and diverse behavioral features. Identifying behavioral deficiency in animal models is a crucial measure of disease severity, for example, in neurodegenerative diseases where patients often experience impairments in motor function. However, with the availability of various systems to track and assess motor deficits in fly models, such as drug-treated or transgenic individuals, an economical and user-friendly system for precise evaluation from multiple angles is still lacking. A method based on the AnimalTracker application programming interface (API) is developed here, which is compatible with the Fiji image processing program, to systematically evaluate the movement activities of both adult and larval individuals from recorded video, thus allowing for the analysis of their tracking behavior. This method requires only a high-definition camera and a computer peripheral hardware integration to record and analyze behavior, making it an affordable and effective approach for screening fly models with transgenic or environmental behavioral deficiencies. Examples of behavioral tests using pharmacologically treated flies are given to show how the techniques can detect behavioral changes in both adult flies and larvae in a highly repeatable manner.

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

The present protocol assesses the locomotor activity of Drosophila by tracking and analyzing the movement of flies in a hand-made arena using open-source software Fiji, compatible with plugins to segment pixels of each frame based on high-definition video recording to calculate parameters of speed, distance, etc.

تقنية بسيطة لفحص النشاط الحركي في ذبابة الفاكهة

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and ...

<meta charset="utf8"></head><body>قياس تحمل الحرارة عالي الإنتاجية في ذبابة الفاكهة باستخدام أنظمة DAM2

Heat Tolerance Assays Using the Drosophila Activity Monitor System: A Guide to an Executable Application for Data Analysis

The study of heat tolerance in&#8239;Drosophila melanogaster has been of particular interest to researchers for decades, with a common approach to assessing heat tolerance being to monitor the time to knockdown (TKD) after exposure to an elevated temperature. Classically, flies are housed in individual vials and placed inside a heated water bath. TKD is then monitored manually by researchers. While very well-established, there remain problems of subjectivity and consistent application of a tangible definition of cessation of all movement, including muscular spasms, when implementing these manual assays. We have developed a high-throughput method for automating heat tolerance assays using the TriKinetics Drosophila Activity Monitors (DAM2). To accompany the DAM2 system, we have written a program and created an easy-use executable to automatically read the last time of movement from the activity data generated. This script then writes to a .csv file the time to heat paralysis (TKD) for each fly. Our data show that this automated DAM2 method is consistent and reliable. Meanwhile, activity profiles created from the activity count data are of interest. These activity profiles can be compiled and have the potential to expand heat tolerance assays to include the relatively unstudied behavioral components of heat tolerance. This protocol will describe in detail how to use the DAM2 system and the HoTDAM! software to estimate heat tolerance in D. melanogaster.

<meta charset="utf8"></head><body>فحوصات تحمل الحرارة باستخدام نظام مراقبة نشاط ذبابة الفاكهة : دليل لتطبيق قابل للتنفيذ لتحليل البيانات

This report describes a method for measuring adult Drosophila melanogaster time to knockdown using a Drosophila Activity Monitor (DAM2) in response to an air conduction heat stressor within an incubator chamber. The DAM2 measures activity by recording individual fly movements as they cross an infrared beam. Data analysis is facilitated by a novel executable file created by the authors.

قياس اليرقات آخر في

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

يعاير نشاط الحركي لدراسة ايقاعات كل يوم والمعلمات في النوم ذبابة الفاكهة

قياس "مستويات ممارسة" في المورفولوجية melanogaster تدوير ممارسة القياس الكمي النظام (ريكس) باستخدام

طريقة حسابية لقياس النشاط الإيقاعية يطير

قياس كمية الاستجابة المناعية والنوم في

عالية الدقة تعقب الفيديو للتنقل في الكبار ذبابة الفاكهة السوداء البطن

تحديد العفوي الحركي آخر في

وهناك طريقة منخفضة التكلفة لتحليل مثل الاستيلاء آخر والحركة في

تقنية بسيطة لفحص النشاط الحركي في ذبابة الفاكهة

فحوصات تحمل الحرارة باستخدام نظام مراقبة نشاط ذبابة الفاكهة : دليل لتطبيق قابل للتنفيذ لتحليل البيانات

فحوصات تحمل الحرارة باستخدام نظام مراقبة نشاط ذبابة الفاكهة : دليل لتطبيق قابل للتنفيذ لتحليل البيانات