Name: simultaneous ex vivo functional testing of two retinas by in vivo electroretinogram system
Uploaded: 2015-05-06T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 16 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System at JoVE.com

وأيد هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة منح EY019312 وEY021126 (VJK)، EY002687 إلى قسم العيون والعلوم البصرية في جامعة واشنطن، والبحوث للوقاية من العمى.

وكانت جميع البروتوكولات التجريبية وفقا لدليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية وتمت الموافقة من قبل لجنة الدراسات الحيوانية المؤسسية في جامعة واشنطن. 1. إعداد الإرواء وعينة حامل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد حل لشبكية العين نضح جديدة في يوم التجربة. استخدام الماء المقطر ومنزوع الأيونات. استخدام أحد الحلول الثلاثة التالية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد بيكربونات التي تحتوي على &quot;حل (1 L): 1 زجاجة من أميس &#39;أميس وسائل الإعلام و 1.9 غرام من NaHCO 3، </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يعد حل لوك (مم): 112.5 كلوريد الصوديوم، و 3.6 بوكل، 2.4 MgCl 2، 1.2 CaCl 2، 10.0 HEPES، 20.0 NaHCO 3، 3.0 نا سوسينات، و 0.5 نا الصوديوم، 0.02 EDTA، و 10.0 الجلوكوز، 0.1٪ الفيتامينات MEM والأمينية الأحماض </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد HEPES مخزنة حل قارع الأجراس (مم): 133.3 كلوريد الصوديوم، 3.3 بوكل، 2.0 MgCl 2، 1.0 CaCl 2، 10.0 الجلوكوز، 0.01 EDTA، 12.0 HEPES، ودرجة الحموضةتعديل إلى 7.5 مع ~ 5.8 مل من 1 M هيدروكسيد الصوديوم، إضافة 0،72 ز / L يبوفيتش مستنبت L-15. استخدام 20-50 ميكرومتر DL-AP4 و50-100 ميكرومتر بووتون 2 لعزل استجابة مستقبلة للضوء مع أي وسيلة إعلامية الارواء. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يعد حل لأقطاب 28 (مم): 140.0 كلوريد الصوديوم، و 3.6 بوكل، 2.4 MgCl 2، 1.2 CaCl 2، 3 HEPES، 0.01 EDTA وضبط درجة الحموضة إلى 7،4-7،5 مع هيدروكسيد الصوديوم. ويمكن تخزين الحل الكهربائي في RT لعدة أشهر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد واختبار حامل العينة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الغراء أسود / رمادي رقة الترشيح على رأس القباب من الجزء السفلي صاحب العينة (انظر الشكل 1A). نشر مركبين 5 دقائق الايبوكسي الغراء بعناية حول حواف قمم مسطحة من القباب. إذا لزم الأمر، أن تفعل ذلك تحت المجهر تشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انتظر حتى يجف الغراء تقريبا (حوالي 4 دقائق) واضغط على ورق الترشيح على القباب باستخدام عنصر ثابت. ورق الترشيح الغراء قبل التجربة بيوم واحد على الأقل. الورقة فلتر قابل للاستخدام عدة مرات ولكن يجب أن يتم استبدالها بعد شهر من التسجيلات. استخدام الايثانول 70٪ لتنظيف القباب بعناية من أي بقايا الغراء قبل تثبيت ورقة الاستبدال. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملء قنوات القطب مع الحل القطب محاولة لتجنب أي فقاعات الهواء والمسمار الأقطاب بيليه المغلقة مع محول مترابطة في قنوات القطب (أنظر الشكلين 1A و B). توصيل القطع العلوية والسفلية من صاحب العينة مع أربعة مسامير وملء خطوط نضح مع حل الكهربائي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قياس المقاومة والجهد بين الخيوط من كل زوج الكهربائي باستخدام المتعدد (الشكل 1B). يجب أن تكون مقاومة أقل من 100 Ωk والجهد أقل من 10 فولت اذا القنوات هي خالية من فقاعة والأقطاب هم في ظروف جيدة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب 400-700 مل من وسائل الاعلام نضح في زجاجة. تفصل 300 مل أخرى لاستخدامها في تشريح شبكية العين والصورةمزق بها في الثلاجة. تعيين أنابيب نضح في كتلة مبادل حراري ووضع كتلة محمى على لوحة التدفئة (انظر الشكل 1D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع زجاجة مع غطاء أن لديه اتصالات في شركة 2 / O 2 الغاز (إذا تم استخدام أميس &quot;أو لوك) ونضح أنابيب (انظر الشكل 1D). تسخين زجاجة مع وسائل الإعلام إلى 37 درجة مئوية ووضعه على لوحة التدفئة أو على رأس وحدة التحفيز الخفيفة في حمام مائي لتعيين 37-39 درجة مئوية (17). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رئيس الخطوط نضح عن طريق ملء لهم مع وسائل الاعلام نضح لبدء تدفق يحركها الجاذبية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في نظام LKC، ضع زجاجة على رأس وحدة مشجعا 17 إلى توفير تدفق الجاذبية الكبير الذي يتم بعد ذلك تعديل من قبل المنظمين معدل تدفق دون أن تتأثر مستوى خفض الحل نضح في زجاجة أثناء التجربة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في نظام Ocuscience، ضع صزجاجة erfusion داخل قفص فاراداي للحد من الضوضاء ووضع خطوط الانتاج نضح طويل من صاحب العينة (راجع الخطوة 2.8) أقل بكثير من مستوى لصاحب العينة (وزجاجة رذاذ) إلى زيادة الدافع الجاذبية من الحل. حماية هذه الخطوط الانتاج وربط الدرع إلى أرض الواقع مكبر للصوت لمنع اقتران الضجيج الكهرومغناطيسي للإشارة أرج. </li></ol></li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط نضح إلى 3-5 مل / دقيقة باستخدام المنظمين معدل التدفق. ربط 5٪ CO 2/95٪ O 2 الغاز من اسطوانة مع منظم السليم وضبط معدل تدفق لضمان محتدما مستمر من وسائل الإعلام في زجاجة من خلال حجر الهواء. </li></ol> إعداد 2. عينة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجميع أدوات تشريح نظيفة وحادة بما في ذلك microscissors البيضاء على التوالي، واحد أو اثنين 45 س ملاقط، شفرة حلاقة وقطعة مستطيلة من ورق الترشيح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب حوالي 200 مل من perfu الباردحل سيون في طبق بتري كبير بحيث يمكن أن تكون مغمورة في الجزء السفلي كله لصاحب العينة (بما في ذلك القباب) في الحل. تصبح هذه الخطوة الهامة عند تركيب شبكية العين على القباب (راجع الخطوة 2.6). على الرغم من أن تصميم بعض الحلول التي يمكن مشبعة كربوجين (5٪ CO 2/95٪ O 2)، وهذا ليس من الضروري لأغراض تشريح ولم يحدث في التجارب وصفها هنا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتجربة نموذجية، والحفاظ على الحيوانات في 12/12 ساعة مظلمة دورة / الضوء والظلام-تكييفها ل6-12 ساعة قبل التسجيلات. الموت ببطء الحيوانية CO 2 الاستنشاق تليها خلع عنق الرحم تحت ضوء أحمر خافت والقيام بكل الإجراءات التالية تحت الحمراء خافت أو ضوء الأشعة تحت الحمراء (استخدم على سبيل المثال، مرشح أحمر أمام مصدر ضوء المجهر). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب العينين من خلال استخدام ملاقط ووضعها في وسائل الإعلام. وضع العين في وقت واحد على قطعة صغيرة من الورق (على سبيل المثال، بعض ورق الترشيح العادية) وكما جعلمضاءة تقريبا على مستوى أورا مشرشر حين الضغط على العين مع ملاقط (يتم ذلك خارج من الحل هنا). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع على طول مشرشر أورا (أو أقرب إلى خط الاستواء من العين) مع microscissors وإزالة القرنية والعدسة. ضع الكأس العين في وسائل الإعلام البارد في طبق بتري كبير وكرر نفس الإجراء مع العين الأخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع شق صغير من أعلى الكوب العين نحو العصب البصري عن طريق الحفاظ على مقص بين شبكية العين والصلبة من اجل الحفاظ على شبكية العين كما سليمة قدر الإمكان. قبضة الصلبة من كلا الجانبين من شق طريق استخدام اثنين من ملاقط وسحب ملاقط بعيدا عن بعضها البعض لفصل شبكية العين. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع العصب البصري ومحاولة لعزل شبكية العين مع الحد الأدنى من الاتصال الجسدي إلى السطح البعيدة. سوف RPE فصل في الغالب تلقائيا من شبكية العين أثناء عملية التشريح. هو أكثر أهمية لتجنب اضطراب الميكانيكي للشبكية العين من لأداءتشريح بسرعة، وعادة شبكية العين يمكن تحضين 30 دقيقة على الأقل في حل من دون آثار كبيرة على خصائص الاستجابة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تركيب شبكية العين على القباب لصاحب العينة (الشكل 1C). تزج الجزء السفلي من صاحب العينة في طبق بيتري مع شبكية العين تشريح. حرك الشبكية، جنبا مبصرة (السطح المحدب للشبكية العين معزولة) صعودا، فوق القبة ورفع صاحب العينة بحيث تعلق شبكية العين على ورقة الترشيح. كرر الإجراء لشبكية العين الأخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجف لوحة حامل بعناية لمنع تداخل الإشارات الكهربائية بين شبكية العين وكذلك الضوضاء وإشارة تحويلة. حامل العينة ديه O حلقات حول القباب الجزء السفلي لمنع تسرب حل بين الجزء السفلي وأجزاء العليا للحامل وكذلك للمساعدة في العزل الكهربائي من الجانبين مستقبلة للضوء والخلايا العقدية للشبكية العين الفردية. نعلق الجزء العلوي من حامل مع المسامير الأربعة (انظر الشكل 1B) وملء القنوات نضح مع حل نضح باستخدام حقنة وإبرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل صاحب العينة المقبل للحرارة كتلة المبادلات وربط المدخلات والمخرجات نضح خطوط لصاحب العينة (1D الشكل). توصيل الأقطاب الكهربائية إلى مكبر للصوت أرج (أعلى أقطاب الاتصال على الأرض / ناقص دبوس في مكبر للصوت) ونعلق وحدة مشجعا / السيطرة على حامل العينة باستخدام محول أو الانزلاق وسادة التدفئة في وحدة التحفيز والتشجيع واعتمادا على أي في الجسم الحي ويستخدم نظام أرج. </li></ol> 3. تسجيلات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تكوين إعدادات مكبر للصوت والتحفيز باستخدام برنامج نظام في الجسم الحي. ضبط وتيرة اكتساب إلى قيمة تتراوح بين 1 و 10 كيلو هرتز والمنخفضة تمرير تصفية إلى 300 هرتز. لا تستخدم عالية تمرير التصفية. استخدام 60 هرتز (أو 50 هرتز في أوروبا) الشق فلتر إذا لزم الأمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سجل خط الأساس دون التحفيز الخفيفة والطرافةح التحفيز خافت (على سبيل المثال، الضوء الأخضر من -35 ديسيبل أو 0.3 MCD SM -2) لاختبار الربط الكهربائي جيد بين الأقطاب وعينة شبكية العين. الانتظار 10-20 دقيقة قبل البدء في جمع البيانات بحيث درجة حرارة الشبكية وظيفة وصول إلى حالة مستقرة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اختيار المعلمات التحفيز وفقا لأية تجربة محددة والبدء في جمع البيانات. على سبيل المثال، استخدم الضوء الأخضر من -40 إلى 0 ديسيبل أو من 0.1 إلى 1000 MCD SM -2 لأسرة استجابة ظلامية. استخدام حوالي 2 إلى 3 وحدات سجل أكثر إشراقا ومضات في التسجيلات فوتوبيك حيث لها قضبان ليتم قمعها من قبل ضوء الخلفية (3-30 آلية التنمية النظيفة -2) أو التحقيق فلاش (حوالي 1.3 سم الكادميوم -2 = 1 ديسيبل، انظر الشكل 3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ومع ذلك، تذكر أن القيم شدة الضوء الدقيق قد يعتمد إلى حد ما على معايرة النظام الخاص بك والظروف التجريبية. وكقاعدة عامة من الإبهام، وشدة على نطاق وبنسبة 5-10 أضعاف مقارنة في الجسم الحي </eم&gt; التسجيلات عند استخدام الضوء الأخضر 17. A غطاء أسود مع فتحات فوق شبكية العين (المدرجة في نظام محول التجاري) يمكن استخدامها للحد من تشتت الضوء في حامل العينة وتسهيل التحفيز متجانس وعلى قدم المساواة على حد سواء شبكية العين من قبل فريق Ganzfeld المجال للالتجارية في الجسم الحي النظم. ملاحظة: للحصول على تسجيلات من شبكية العين الظلام تكييفها، وشدة ومضات الاختبار المستخدمة في التبييض تجربة نموذجية سوى جزء ضئيل من صبغة ذلك أن عدم وجود يحركها RPE تجديد ليست قضية. وبالإضافة إلى ذلك، فقد ثبت سابقا أن مخروط الصباغ تجديد لا تزال تجري في شبكية العين معزولة عن طريق خلية مولر دورة البصرية 20. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كما التجارب تستمر عادة من 30 دقيقة تصل إلى عدة ساعات، ومراقبة الانجراف خط الأساس، ومستوى الضجيج والاستقرار استجابة أثناء التجربة على أنها تغييرات في هذه قد يشير إلى مشاكل فنية. ملاحظة: زيادة الضوضاء أو نقصانقد يشير سعة د استجابة فقاعات الهواء في القنوات نضح أو الكهربائي، ودرجة حرارة منخفضة جدا أو مرتفعة، حل تسرب / تسرب أو تشريد شبكية العين. </li></ol> 4. تنظيف <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل حامل عينة من خطوط نضح، فتحه ومسح شبكية العين من ورقة الترشيح. إزالة الأقطاب وشطف لهم بالماء المقطر (لا تستخدم الإيثانول). تنظيف حامل العينة (بما في ذلك قنوات نضح) مع الإيثانول و / أو الماء المقطر. تدفق نضح أنابيب بعناية مع&gt; 70٪ من الإيثانول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف الزجاجة نضح بالماء المقطر (لا تستخدم المنظفات). الإيثانول يمكن أن تستخدم أيضا لتنظيف زجاجة. </li></ol>

<ol>
	<li>Armington, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Electroretinogram. , (1974).</li><li>Einthoven, W., Jolly, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+form+and+magnitude+of+the+electrical+response+of+the+eye+to+stimulation+by+light+at+various+intensities.">The form and magnitude of the electrical response of the eye to stimulation by light at various intensities.</a> Q J Exp Physiol. 1, 43 (1908).</li><li>Granit, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+components+of+the+retinal+action+potential+in+mammals+and+their+relation+to+the+discharge+in+the+optic+nerve.">The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve.</a> J. Physiol. 77, 207-239 (1933).</li><li>Penn, R. D., Hagins, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Signal+transmission+along+retinal+rods+and+the+origin+of+the+electroretinographic+a-wave.">Signal transmission along retinal rods and the origin of the electroretinographic a-wave.</a> Nature. 223, 201-204 (1969).</li><li>Stockton, R. A., Slaughter, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=B-wave+of+the+electroretinogram.+A+reflection+of+ON+bipolar+cell+activity.">B-wave of the electroretinogram. A reflection of ON bipolar cell activity.</a> J. Gen. Physiol. 93, 101-122 (1989).</li><li>Robson, J. G., Frishman, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Response+linearity+and+kinetics+of+the+cat+retina:+the+bipolar+cell+component+of+the+dark-adapted+electroretinogram.">Response linearity and kinetics of the cat retina: the bipolar cell component of the dark-adapted electroretinogram.</a> Vis. Neurosci. 12, 837-850 (1995).</li><li>Green, D. G., Kapousta-Bruneau, N. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+dissection+of+the+electroretinogram+from+the+isolated+rat+retina+with+microelectrodes+and+drugs.">A dissection of the electroretinogram from the isolated rat retina with microelectrodes and drugs.</a> Vis. Neurosci. 16, 727-741 (1999).</li><li>Steinberg, R. H., Schmidt, R., Brown, K. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+responses+to+light+from+cat+pigment+epithelium:+origin+of+the+electroretinogram+c-wave.">Intracellular responses to light from cat pigment epithelium: origin of the electroretinogram c-wave.</a> Nature. 227, 728-730 (1970).</li><li>Wilson, W. S., Shahidullah, M., Millar, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+bovine+arterially-perfused+eye:+an+in+vitro+method+for+the+study+of+drug+mechanisms+on+IOP,+aqueous+humour+formation+and+uveal+vasculature.">The bovine arterially-perfused eye: an in vitro method for the study of drug mechanisms on IOP, aqueous humour formation and uveal vasculature.</a> Curr. Eye Res. 12, 609-620 (1993).</li><li>Frank, R. N., Dowling, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rhodopsin+photoproducts:+effects+on+electroretinogram+sensitivity+in+isolated+perfused+rat+retina.">Rhodopsin photoproducts: effects on electroretinogram sensitivity in isolated perfused rat retina.</a> Science. 161, 487-489 (1968).</li><li>Donner, K., Hemila, S., Koskelainen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature-dependence+of+rod+photoresponses+from+the+aspartate-treated+retina+of+the+frog+(Rana+temporaria).">Temperature-dependence of rod photoresponses from the aspartate-treated retina of the frog (Rana temporaria).</a> Acta Physiol. Scand. 134, 535-541 (1988).</li><li>Green, D. G., Kapousta-Bruneau, N. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+properties+of+a+new+isolated+rat+retina+preparation.">Electrophysiological properties of a new isolated rat retina preparation.</a> Vision Res. 39, 2165-2177 (1999).</li><li>Hamasaki, D. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+sodium+ion+concentration+on+the+electroretinogram+of+the+isolated+retina+of+the+frog.">The effect of sodium ion concentration on the electroretinogram of the isolated retina of the frog.</a> J. Physiol. 167, 156-168 (1963).</li><li>Luke, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+isolated+perfused+bovine+retina--a+sensitive+tool+for+pharmacological+research+on+retinal+function.">The isolated perfused bovine retina--a sensitive tool for pharmacological research on retinal function.</a> Brain Res. Brain Res. Protoc. 16, 27-36 (2005).</li><li>Bastian, B. L., Fain, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light+adaptation+in+toad+rods:+requirement+for+an+internal+messenger+which+is+not+calcium.">Light adaptation in toad rods: requirement for an internal messenger which is not calcium.</a> J. Physiol. 297, 493-520 (1979).</li><li>Arden, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Voltage+gradients+across+the+receptor+layer+of+the+isolated+rat+retina.">Voltage gradients across the receptor layer of the isolated rat retina.</a> J. Physiol. 256, 333-360 (1976).</li><li>Vinberg, F., Kolesnikov, A. V., Kefalov, V. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+ERG+analysis+of+photoreceptors+using+an+in+vivo+ERG+system.">Ex vivo ERG analysis of photoreceptors using an in vivo ERG system.</a> Vision Res. 101, 108-117 (2014).</li><li>Nymark, S., Heikkinen, H., Haldin, C., Donner, K., Koskelainen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light+responses+and+light+adaptation+in+rat+retinal+rods+at+different+temperatures.">Light responses and light adaptation in rat retinal rods at different temperatures.</a> J. Physiol. 567, 923-938 (2005).</li><li>Heikkinen, H., Nymark, S., Koskelainen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+cone+photoresponses+obtained+with+electroretinogram+from+the+isolated+retina.">Mouse cone photoresponses obtained with electroretinogram from the isolated retina.</a> Vision Res. 48, 264-272 (2008).</li><li>Wang, J. S., Kefalov, V. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+alternative+pathway+mediates+the+mouse+and+human+cone+visual+cycle.">An alternative pathway mediates the mouse and human cone visual cycle.</a> Curr. Biol. 19, 1665-1669 (2009).</li><li>Bolnick, D. A., Walter, A. E., Sillman, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Barium+suppresses+slow+PIII+in+perfused+bullfrog+retina.">Barium suppresses slow PIII in perfused bullfrog retina.</a> Vision Res. 19, 1117-1119 (1979).</li><li>Newman, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potassium+conductance+block+by+barium+in+amphibian+Muller+cells.">Potassium conductance block by barium in amphibian Muller cells.</a> Brain Res. 498, 308-314 (1989).</li><li>Oakley, B., Katz, B. J., Xu, Z., Zheng, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+buffering+of+extracellular+potassium+by+Muller+(glial)+cells+in+the+toad+retina.">Spatial buffering of extracellular potassium by Muller (glial) cells in the toad retina.</a> Exp. Eye Res. 55, 539-550 (1992).</li><li>Nymark, S., Haldin, C., Tenhu, H., Koskelainen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+for+measuring+free+drug+concentration:+retinal+tissue+as+a+biosensor.">A new method for measuring free drug concentration: retinal tissue as a biosensor.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 47, 2583-2588 (2006).</li><li>Walter, P., Luke, C., Sickel, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antibiotics+and+light+responses+in+superfused+bovine+retina.">Antibiotics and light responses in superfused bovine retina.</a> Cell. Mol. Neurobiol. 19, 87-92 (1999).</li><li>Luke, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+safety+profile+of+alkylphosphocholines+in+the+model+of+the+isolated+perfused+vertebrate+retina.">The safety profile of alkylphosphocholines in the model of the isolated perfused vertebrate retina.</a> Graefes Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 248, 511-518 (2010).</li><li>Januschowski, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+toxicity+testing+of+VEGF+Trap-Eye+in+an+isolated+perfused+vertebrate+retina+organ+culture+model.">Electrophysiological toxicity testing of VEGF Trap-Eye in an isolated perfused vertebrate retina organ culture model.</a> Acta Ophthalmol. 92, e305-e311 (2014).</li><li>Kolesnikov, A. V., Kefalov, V. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transretinal+ERG+recordings+from+mouse+retina:+rod+and+cone+photoresponses.">Transretinal ERG recordings from mouse retina: rod and cone photoresponses.</a> J Vis Exp. , (2012).</li><li>Koskelainen, A., Hemila, S., Donner, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectral+sensitivities+of+short-+and+long-wavelength+sensitive+cone+mechanisms+in+the+frog+retina.">Spectral sensitivities of short- and long-wavelength sensitive cone mechanisms in the frog retina.</a> Acta Physiol. Scand. 152, 115-124 (1994).</li><li>Lyubarsky, A. L., Falsini, B., Pennesi, M. E., Valentini, P., Pugh, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=UV-+and+midwave-sensitive+cone-driven+retinal+responses+of+the+mouse:+a+possible+phenotype+for+coexpression+of+cone+photopigments.">UV- and midwave-sensitive cone-driven retinal responses of the mouse: a possible phenotype for coexpression of cone photopigments.</a> J. Neurosci. 19, 442-455 (1999).</li><li>Lyubarsky, A. L., Daniele, L. L., Pugh, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+candelas+to+photoisomerizations+in+the+mouse+eye+by+rhodopsin+bleaching+in+situ+and+the+light-rearing+dependence+of+the+major+components+of+the+mouse+ERG.">From candelas to photoisomerizations in the mouse eye by rhodopsin bleaching in situ and the light-rearing dependence of the major components of the mouse ERG.</a> Vision Res. 44, 3235-3251 (2004).</li><li>Azevedo, A. W., Rieke, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+protocols+alter+phototransduction:+the+implications+for+retinal+processing+at+visual+threshold.">Experimental protocols alter phototransduction: the implications for retinal processing at visual threshold.</a> J. Neurosci. 31, 3670-3682 (2011).</li><li>Carter-Dawson, L. D., LaVail, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rods+and+cones+in+the+mouse+retina.+I.+Structural+analysis+using+light+and+electron+microscopy.">Rods and cones in the mouse retina. I. Structural analysis using light and electron microscopy.</a> J. Comp. Neurol. 188, 245-262 (1979).</li><li>Fain, G. L., Matthews, H. R., Cornwall, M. C., Koutalos, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adaptation+in+vertebrate+photoreceptors.">Adaptation in vertebrate photoreceptors.</a> Physiol. Rev. 81, 117-151 (2001).</li><li>Calvert, P. D., Strissel, K. J., Schiesser, W. E., Pugh, E. N., Arshavsky, V. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-driven+translocation+of+signaling+proteins+in+vertebrate+photoreceptors.">Light-driven translocation of signaling proteins in vertebrate photoreceptors.</a> Trends Cell Biol. 16, 560-568 (2006).</li><li>Schneeweis, D. M., Schnapf, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+photovoltage+of+macaque+cone+photoreceptors:+adaptation,+noise,+and+kinetics.">The photovoltage of macaque cone photoreceptors: adaptation, noise, and kinetics.</a> J. Neurosci. 19, 1203-1216 (1999).</li><li>Heikkinen, H., Vinberg, F., Nymark, S., Koskelainen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mesopic+background+lights+enhance+dark-adapted+cone+ERG+flash+responses+in+the+intact+mouse+retina:+a+possible+role+for+gap+junctional+decoupling.">Mesopic background lights enhance dark-adapted cone ERG flash responses in the intact mouse retina: a possible role for gap junctional decoupling.</a> J. Neurophysiol. 105, 2309-2318 (2011).</li><li>Gouras, P., MacKay, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+in+amplitude+of+the+human+cone+electroretinogram+with+light+adaptation.">Growth in amplitude of the human cone electroretinogram with light adaptation.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 30, 625-630 (1989).</li><li>Peachey, N. S., Goto, Y., al-Ubaidi, M. R., Naash, M. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Properties+of+the+mouse+cone-mediated+electroretinogram+during+light+adaptation.">Properties of the mouse cone-mediated electroretinogram during light adaptation.</a> Neurosci. Lett. 162, 9-11 (1993).</li></ol>

جامعة واشنطن في سانت لويس لديها اتفاق ترخيص مع Xenotec، وشركة قد تتلقى إتاوة من بيع محول خارج الحي.

<html> علينا أن نظهر هنا الخطوات الحاسمة للحصول على جودة عالية السابقين التسجيلات الحية أرج في وقت واحد من اثنين من شبكية العين الماوس المعزولة باستخدام المكونات في الجسم الحي نظام أرج جنبا إلى جنب مع فيفو السابقين أرج محول. في هذه الدراسة نحن perfused لكلا شبكية العين من الحيوان مع نفس الحل (إما أميس &quot;، لوك أو قارع الأجراس) ولكن من الممكن أيضا أن يروي كل شبكية العين مع حل مختلف على سبيل المثال، لأغراض الاختبار المخدرات. أهم الخطوات للحصول على بيانات عالية الجودة يحمون من الضجيج الكهرومغناطيسي، وتشريح دقيق لشبكية العين وثابتة وتدفق نضح السريع نسبيا باستخدام متقدمة مبنية خصيصا صاحب العينة، والقيام بجميع إجراءات إعداد العينة تحت الحمراء خافت (أو IR) ضوء. الطريقة الموصوفة هنا يسمح استخدام الفوري لكل من شبكية العين والاستخدام المزدوج للفي الجسم الحي أرج الإعداد لأداء في الجسم الحي وخارج الحي تسجيلات أرج. _content &quot;&gt; وخارج الحي أرج حامل العينة مبنية خصيصا صممت مؤخرا من قبلنا 17، والآن متاحة تجاريا، ويحسن SNR عن طريق العزل الكهربائية كفاءة القريبة والبعيدة أجزاء من شبكية العين ويحسن تدفق نضح فوق (سعر الصرف حل ارتفاع شبكية العين .) يسمح غياب بطيئة مكونات الضوضاء تردد في إشارة خارج الحي أرج التحليل الكمي حتى من الردود صغيرة جدا ومع ذلك، وجدنا أن التسجيل خارج الجسم الحي هو أكثر عرضة للتدخل من ضجيج خط AC-الطاقة (60 هرتز في الولايات المتحدة؛ 50 هرتز في أوروبا) مما كانت عليه في التجارب المجراة. هذا الضجيج بالإضافة إلى إشارة بشكل رئيسي من خلال خط التروية، ويمكن إزالتها في الغالب السلامة (والتأريض) جميع مكونات التروية (زجاجة والأنابيب) المقيمين خارج قفص فاراداي أو فريق Ganzfeld المجال وبالإضافة إلى ذلك، في بعض الأحيان 60 هرتز الضوضاء يقترن إلى خارج الجسم الحي إشارة أرج من خلال المبادل الحراري ويمكن أيضا إزالة هذه الضوضاء عن طريق التأريض. &lt;/ P&gt; نحن لشرح كيفية إزالة مكونات إشارة أرج محددة عن طريق إضافة حاصرات الدوائية في نضح خلال التجربة السماح تشريح وظيفة من أنواع مختلفة من الخلايا في نفس شبكية العين / تجربة مع ثلاثة مختلف وسائل الاعلام نضح الفسيولوجية (الشكل 2). أظهرت دراسة حديثة أن اختيار وسائل الاعلام نضح يؤثر فسيولوجيا مستقبلة للضوء في تسجيلات خلية واحدة (32). نحن هنا تستخدم أميس &quot;، لوك و&quot; وسائل الاعلام HEPES-قارع الأجراس &quot;لتسجيل استجابات فلاش الظلام تكييفها في غياب وجود الكواشف الدوائية تهدف إلى عزل المكون مبصرة للإشارة أرج (الشكل 2). أعطت الحلول مخزنة بيكربونات أكبر سعة A و B موجة، وتصل إلى 1 بالسيارات. مبصرة خافت الردود فلاش تحت المتوسطة لوك مع حاصرات الواردة الموجي الانتعاش معقدة (انظر أقحم من الشكل 2D) التي لم يكن ينظر مع AmesR17؛ أو قارع الأجراس الارواء. عند استعمال خارج الحي أرج يصبح تكييفها من قبل المزيد من مختبرات أنه سيكون من المفيد استخدام وسائل الإعلام نضح نفسها والأساليب القياسية لعزل مكونات إشارة مختلفة. في هذه المرحلة يبدو أن الخيار الأكثر تنوعا هو أميس &quot;المتوسطة لأنها تعطي أ ب الموجة سعة مستقرة وكبيرة. وبالإضافة إلى ذلك، فإن الاستجابة مبصرة، دواء معزولة في هذا الحل، ويبدو ان هناك الموجي بسيط يذكرنا التي سجلت من خلايا مستقبلة للضوء واحدة (الشكل 2E). ومع ذلك لا تزال هناك بعض الأسئلة المفتوحة حول وجود عناصر إشارة أرج أخرى لوحظ في ظل ظروف في الجسم الحي. على سبيل المثال، في المجراة سابقا ظروفنا تسجيل لم نر إمكانات متذبذبة بارزة، 100 - 150 هرتز الموجات المتذبذبة التي لوحظت عادة في مرحلة طلوع ب الموجة لفي الجسم الحي أرج استجابة. بالتالي فمن الممكن أن وظيفة الشبكية الداخلية في منطقتنا خارج الجسم الحي </eتم المساس م&gt; الظروف على الرغم كبيرة خارج الحي ب موجات تورط القابلة للحياة على وظيفة خلايا القطبين. ينبغي أن الدراسات المستقبلية لحل ما إذا كان إدخال تعديلات على البروتوكولات التجريبية هو موضح هنا (التشريح، ونضح الخ) من شأنه أن يسمح لنا لتسجيل الإمكانات متذبذبة في ظل ظروف خارج الحي. وظيفة مخروط أمر حيوي لرؤيتنا. ومع ذلك، يتم إعاقة التحقيق في الأقماع التي كتبها صغر حجمها وقلة خصوصا في الماوس شبكية العين 33. عزل وظيفة مخروط تعقيدا في الماوس أرج التسجيلات بسبب تعرض M-الأقماع وقضبان حساسيات الطيفية متطابقة تقريبا 30. البروتوكولات القياسية الاستفادة من العديد من الفرق وحدة سجل بين قضيب ومخروط الحساسيات باستخدام ضوء خلفية قمع قضيب. ولكن من المعروف ضوء خلفية ثابتة لتوعي قضبان 34،35 وتؤثر على وظيفة مخروط ربما من خلال تعديل الفجوة موصلي اقتران بين قضبان ومخاريط &lt;سوب&gt; 36،37. وبالتالي، فمن الصعب العثور على شدة الضوء الخلفية الذي هو مشرق بما فيه الكفاية للحفاظ على قضبان المشبعة دون أن يؤثر ذلك المخاريط. نحن هنا لشرح طريقة فلاش مزدوج البديل الذي يستفيد من كل من أقل حساسية وحركية الانتعاش بشكل أسرع من المخاريط 19،29،30. بهذه الطريقة أنه من الأسهل لعزل الردود بوساطة مخروط داكنة تكييفها حقا. لاحظنا أنه في أميس &quot;أو حلول لوك دون أي معوقات، وتفاصيل الموجي الانتعاش تأثرت إلى حد ما خلال التجربة عن طريق استخدام مشرق التحقيق واختبار ومضات. هذا تعقيد التحليل الطرح لعزل الردود مخروط. ومع ذلك، إزالة المكون الدبقية التي كتبها الباريوم ساعد على تحقيق الاستقرار في ذيل الردود مشيرا إلى أن التباين يرجع إلى عنصر الخلية مولر. وبهذه الطريقة كان من الممكن الحصول على استجابات مدفوعة مخروط الظلام تكييفها في WT الفئران (الشكل 3). ردود مخروط المعزولة فلاش مزدوجتقنية من WT الفئران ظهرت أصغر بالمقارنة مع تلك التي تم تسجيلها من WT الفئران باستخدام ضوء الخلفية لقمع النشاط قضيب 17،37. هذا الاختلاف يمكن تفسير تأثير-تتميز بشكل جيد للضوء الخلفية التي ببطء (في غضون 10 دقيقة) يعزز سعة استجابة مخروط ربما يرجع ذلك إلى إزالة قمع بوساطة قضيب الردود مخروط 37-39. وباختصار، فإن الأسلوب هو موضح هنا يجعل الممكنة التسجيلات خارج الحي الكهربية لدراسة وظيفة شبكية العين. في المستقبل، ونحن نأمل أن العديد من المختبرات ستتكيف مع هذا سيلة قوية لدراسة علم وظائف الأعضاء وعلم الأمراض من شبكية العين الحيوانية والبشرية وتطوير فهمنا من وظيفة الشبكية وتطوير علاجات أفضل للعمى الأمراض.

مخطط كهربية (أرج) هي تقنية راسخة والتي يمكن استخدامها لتسجيل النشاط الكهربائي للشبكية العين الناجم عن الضوء. يتم إنشاء إشارة أرج أساسا من تغيرات الجهد الناجم عن التيارات شعاعي (على طول محور مبصرات وخلايا ثنائية القطب) المتدفقة في الفضاء خارج الخلية مقاوم للشبكية. وسجلت أول إشارة أرج في عام 1865 من قبل هولمغرين من سطح العين الأسماك 1. آينتهوفن وجولي 1908 2 تقسيم استجابة ERG إلى ظهور الضوء إلى ثلاث موجات مختلفة، ودعا أ، ب، ج-الأمواج، والتي هي معروفة الآن لتعكس أساسا على نشاط خلايا مستقبلة للضوء، ON خلايا ثنائية القطب، والظهارة الصبغية الخلايا على التوالي 3-8. أرج يمكن تسجيلها من عيون الحيوانات تخدير أو البشر (في الجسم الحي)، من إعداد معزولة العين 9، عبر شبكية العين سليمة المعزولة (خارج الجسم الحي) 3،10-15 أو عبر طبقات الشبكية محددة مع الميكروية (المحليةأرج) 4،16. هذه، في الجسم الحي أرج حاليا الوسيلة الأكثر استخداما على نطاق واسع لتقييم وظيفة الشبكية. وهو أسلوب موسع التي يمكن استخدامها لأغراض التشخيص أو لمتابعة تطور أمراض شبكية العين في الحيوانات أو المرضى. ومع ذلك، في الجسم الحي تسجيلات أرج تنتج إشارة معقدة مع العديد من المكونات متداخلة، غالبا ما تكون ملوثة بسبب الضوضاء خارج العين الفسيولوجية (على سبيل المثال، في التنفس ونشاط القلب). أرج المحلية يمكن استخدامها لتسجيل إشارة عبر طبقات محددة من شبكية العين ولكنه هو الأكثر الغازية ويحتوي على نسبة أدنى إشارة إلى الضوضاء (SNR) بالمقارنة مع تكوينات أخرى تسجيل أرج. أرج المحلي هو أيضا يتطلب تقنية عالية وتتطلب معدات مكلفة (على سبيل المثال، المجهر وmicromanipulators). Transretinal أرج من سليمة، وشبكية العين معزولة (خارج الحي أرج) تقدم حلا وسطا بين في الجسم الحي وطرق أرج المحلية السماح مستقرة والمهزومةالتسجيلات ح SNR من شبكية العين سليمة من الحيوانات أو البشر 17. في الآونة الأخيرة، وقد استخدمت هذه الطريقة بنجاح لدراسة قضيب والمخروط مبصرة وظيفة في الثدييات، الرئيسيات والإنسان شبكية العين 18-20. بالإضافة إلى ذلك، نظرا لعدم وجود الظهارة الصبغية في شبكية العين خارج الحي، تتم إزالة عنصر ج الموجة الإيجابية للإشارة أرج وكشف سلبي بطيئة مكون PIII بارز في خارج الحي التسجيلات. وقد تبين المكون PIII بطيء أن تنشأ من نشاط الخلايا الدبقية مولر في شبكية العين 21-23. وبالتالي، يمكن أن تستخدم أيضا خارج الحي طريقة أرج لدراسة الخلايا مولر في الشبكية سليمة. وقد أظهرت العديد من الدراسات يمكن أن تستخدم أيضا أن خارج الجسم الحي تسجيلات أرج لقياس تركيز كلاء الدوائية في جميع أنحاء شبكية العين 24 واختبار سلامة وفعالية الأدوية 25-27. هم تجارية متعددة في أنظمة الجسم الحي المتاحة وتستخدم في العديد من المختبرات التي ليس لها بالضرورة خلفية الكهربية واسعة النطاق. في المقابل، والأجهزة فيفو السابقين لم تكن متاحة حتى وقت قريب 17 ونتيجة لذلك إلا عدد قليل جدا من المختبرات تجري حاليا الاستفادة من هذه التقنية قوية. وسيكون من المفيد لجعل التسجيلات خارج الحي أرج متاحة لمزيد من المختبرات من أجل المضي قدما معرفتنا علم وظائف الأعضاء وعلم الأمراض شبكية العين، وإلى تطوير علاجات جديدة للأمراض المسببة للعمى. علينا أن نظهر هنا جهاز بسيط وبأسعار معقولة خارج الحي أرج 17 وإظهار كيف يمكن أن تستخدم في تركيبة مع عدة متاحة تجاريا في أنظمة الجسم الحي أرج لتسجيل إشارات rod- وبوساطة مخروط (أ ب موجات) وظيفة خلايا مولر (بطيء PIII) من سليمة من النوع البري شبكية العين الماوس.

<table><tbody><tr><td>&lt;i&gt;In vivo&lt;/i&gt; ERG system</td><td>OcuScience</td><td>HMsERG</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.ocuscience.us/id77.html&quot;&gt;www.ocuscience.us/id77.html&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>&lt;i&gt;In vivo&lt;/i&gt; ERG system</td><td>LKC Technologies</td><td>UTAS-E 3000</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.lkc.com/products/UTAS/bigshot.html&quot;&gt;www.lkc.com/products/UTAS/bigshot.html&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>&lt;i&gt;Ex vivo&lt;/i&gt; adapter</td><td>OcuScience</td><td>Ex VIVO ERG adapter</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.ocuscience.us/id107.html&quot;&gt;www.ocuscience.us/id107.html&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Dissection microscope</td><td>North Central Instruments</td><td>Leica M80</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.ncimicro.com/store/ListProduct.asp?bSub=T&amp;amp;idCategory=27&quot;&gt;May use any brand&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>IR emitter</td><td>Opto Diode Corp.</td><td>OD-50L</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.optodiode.com/&quot;&gt;www.optodiode.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Prowler Night Vision Scopes</td><td>B.E. Meyers Electro Optics</td><td>D4300-I</td><td>Military grade product.</td></tr><tr><td>Red filter</td><td>Rosco Laboratories</td><td>Roscolux #27 Medium Red</td><td>May be used instead of IR system</td></tr><tr><td>Red head light</td><td>OcuScience</td><td>ERGX011</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.ocuscience.us/catalog/i29.html&quot;&gt;www.ocuscience.us/catalog/i29.html&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Microscissors</td><td>WPI, Inc.</td><td>500086</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.wpiinc.com/&quot;&gt;www.wpiinc.com/&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Dumont tweezers #5</td><td>WPI, Inc.</td><td>14101</td><td></td></tr><tr><td>Razor blades</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>72000</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.emsdiasum.com/&quot;&gt;www.emsdiasum.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Scale</td><td>Metler Toledo</td><td>AB54-S/FACT</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.sigmaaldrich.com/&quot;&gt;May use any brand&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>pH meter and electrode</td><td>Beckman Coulter</td><td>pHI 350</td><td>May use any brand</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7653</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.sigmaaldrich.com/&quot;&gt;May use any brand&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>60129</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.sigmaaldrich.com/&quot;&gt;May use any brand&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>63020</td><td>1.0 M solution</td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>21114</td><td>1.0 M solution</td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>431788</td><td>May use any brand</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3375</td><td>May use any brand</td></tr><tr><td>Sodium Bicarbonate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S6297</td><td>May use any brand</td></tr><tr><td>Ames medium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A1420</td><td>May use any brand</td></tr><tr><td>BaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B0750</td><td>May use any brand</td></tr><tr><td>DL-AP4</td><td>Tocris Bioscience</td><td>101</td><td>May use any brand</td></tr><tr><td>Succinic acid disodium salt</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>224731</td><td>May use any brand</td></tr><tr><td>L-Glutamic acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G2834</td><td>May use any brand</td></tr><tr><td>D-(+)-Glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G7528</td><td>May use any brand</td></tr><tr><td>Leibovitz culture medium L-15</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L4386</td><td>May use any brand</td></tr><tr><td>MEM vitamins</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M6895</td><td></td></tr><tr><td>MEM amino acids</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M5550</td><td></td></tr><tr><td>Carbogen</td><td>Airgas</td><td>UN3156</td><td>5% CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td></tr></tbody></table>

simultaneous ex vivo functional testing of two retinas by in vivo electroretinogram system

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise from extra-retinal sources. Ex vivo ERG provides an efficient method to dissect the function of retinal cells directly from an intact isolated retina of animals or donor eyes. In addition, ex vivo ERG can be used to test the efficacy and safety of potential therapeutic agents on retina tissue from animals or humans. We show here how commercially available in vivo ERG systems can be used to conduct ex vivo ERG recordings from isolated mouse retinas. We combine the light stimulation, electronic and heating units of a standard in vivo system with custom-designed specimen holder, gravity-controlled perfusion system and electromagnetic noise shielding to record low-noise ex vivo ERG signals simultaneously from two retinas with the acquisition software included in commercial in vivo systems. Further, we demonstrate how to use this method in combination with pharmacological treatments that remove specific ERG components in order to dissect the function of certain retinal cell types.

سجلنا الردود فلاش من الظلام تكييفها البرية من نوع (WT) C57BL / 6 شبكية العين الماوس عن طريق اتباع البروتوكولات التجريبية المذكورة أعلاه وموضح في الشكل 1 باستخدام مختلف الحلول نضح القياسية (الشكل 2). ويبدو أن الطول الموجي استجابة وحركية وكذلك حساسية المستقبلات الضوئية قضيب مماثلة في أميس &quot;وسائل الإعلام لوك (الشكل 2A و B). من ناحية أخرى، تحت HEPES مخزنة حل قارع الأجراس (لا بيكربونات أو 5٪ CO 2/95٪ O 2) سعة الاستجابة كانت أصغر بكثير. كما وجدنا أنه في هذه الظروف تعرض للخطر الاستقرار ب الموجة. إزالة مضيفا 40 ميكرومتر APB (DL-AP4) إيجابية ب الموجة بكفاءة في جميع وسائل الإعلام الثلاث (أرقام 2D-F). إزالة ب الموجة كشفت بطيئة موجة سلبية كبيرة (الشكل 2D) التي نسبت إلى نشاط الخلايا مولر 21. بإضافة 100 &amp;# 956؛ M من الباريوم إلغاء هذا المكون، وكشف عن استجابة مستقبلة للضوء من خارج الحي ERG إشارة (أرقام 2D-F). نحن يمكن تسجيل ما يصل إلى 1 ردود مبصرة بالسيارات المشبعة في أميس &quot;ولوك بينما كانت أقصى قدر من الردود عادة حوالي 200 μV تحت قارع الأجراس الارواء. وقد تم عزل ردود مبصرة مخروط من قبل ما يسمى تقنية فلاش مزدوج حيث يتبع التحقيق مضة مشرقة تشبع قضبان من خلال اختبار فلاش في وقت استعادت المخاريط دولتهم الظلام تكييفها ولكن تظل قضبان مشبعة 19،29. نحن هنا معزولة بوساطة مخروط الردود أرج (التي تحتوي على كل من أ و ب الموجة) في وسائل الإعلام أميس &quot;تستكمل مع 100 ميكرومتر من الباريوم ولكن ليس DL-AP4 باستخدام تقنية فلاش مزدوجة (الشكل 3). تم استخدام الباريوم لإزالة مكون الدبقية البطيء الذي ظهر لجعل جزء تأخر الردود المزيد من متغير خصوصا أثناء الاستخدام المتكرر لمشرقار ومضات. استخدمنا التحقيق فلاش المستمر لتشبع قضبان ومضات اختبار متغير 300 ميللي ثانية بعد فلاش التحقيق إلى الحصول على ردود مخروط. ويرد الأسرة استجابة مخروط الحصول عليها عن طريق طرح استجابة فلاش المسبار من &quot;مسبار + اختبار فلاش&quot; الردود في الشكل 3B. <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/52855/52855fig1.jpg" /> الشكل 1. استخدام خارج الحي أرج صاحب العينة. (A) ملء قنوات القطب والمتصاعدة من الأقطاب الكهربائية. (B) اختبار لصاحب العينة تجميعها قبل تشريح عن طريق قياس المقاومة والجهد بين أزواج الكهربائي. (C) تركيب من شبكية العين على ورقة الترشيح في حامل العينة. (D) صاحب العينة متصلا خطوط نضح ومكبر للصوت أرج في أرج سي التجاريالجذعية. يشار إلى مسار تدفق نضح بها السهام الزرقاء. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52855/52855fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الرقم 2" src="/files/ftp_upload/52855/52855fig2.jpg" /> الرقم الأسر استجابة 2. فلاش المسجلة من شبكية العين الظلام تكييفها WT الماوس مع perfused لوك (A)، أميس &#39;(B)، وHEPES مخزنة الرنين (C) متوسطة. سلمت ومضات 3، 40، 130، 390 و 1400 الفوتونات ميكرون -2 (من -36 إلى -9 ديسيبل أو -3.6 إلى -0.9 سجل (الكادميوم SM -2) الضوء الأخضر (530 نانومتر)). آثار سوداء في (DF) عرض الردود المسجلة من شبكية العين في (AC) بعد إضافة 40 ميكرومتر APB و 100 ميكرومتر الباريوم. آثار حمراء اللون في (D) عرض الردود المسجلة من شبكية العين في (A)<html> مع perfused لوك تستكمل مع 40 ميكرومتر APB لكن ليس الباريوم. يظهر أقحم الردود على الأكثر خفوت ومضات ثلاثة في وسائل الإعلام لوك تحتوي على APB والباريوم. وتراوحت ومضات من 7 إلى 14000 الفوتونات ميكرون -2 (من -32 إلى 1 الضوء الأخضر ديسيبل) في (D)، في الفترة من 3 إلى 1400 الفوتونات ميكرون -2 (من -36 إلى -9 ديسيبل الضوء الأخضر) في (E)، والفترة من 7 إلى 1400 الفوتونات ميكرون -2 (من -32 إلى -9 ديسيبل الضوء الأخضر) في (F). رؤية Vinberg وآخرون. 2014 17 وLyubarsky وآخرون. 1999 30 و 2004 31 للاطلاع على تفاصيل تحويل الطاقة مضيئة فوتوبيك بالنظر في مؤتمر نزع السلاح SM -2 إلى الفوتونات ميكرون -2. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52855/52855fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> تحميل / 52855 / 52855fig3.jpg &quot;/&gt; الرقم 3. عزل ردود مخروط مع طريقة فلاش مزدوج في WT الماوس. (A) استجابة للتحقيق فلاش (14،000 الفوتونات ميكرون -2 أو 1 ديسيبل الضوء الأخضر والأسود) واستجابة للتحقيق فلاش يليه اختبار فلاش (81،000 الفوتونات ميكرون -2 أو 9 الضوء الأخضر ديسيبل، أحمر). (B) ردود فلاش مخروط لاختبار ومضات تتراوح ما بين 360 إلى 81000 الفوتونات ميكرون -2 (-14 إلى 10 الضوء الأخضر ديسيبل) معزولة عن طريق طرح استجابة التحقيق فلاش من &quot; مسبار + اختبار فلاش &quot;استجابة. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52855/52855fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System at JoVE.com

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Ex vivo ERG can be used to record electrical activity of retinal cells directly from isolated intact retinas of animals or humans. We demonstrate here how common in vivo ERG systems can be adapted for ex vivo ERG recordings in order to dissect the electrical activity of retinal cells.

متزامنة<em&gt; فيفو السابقين</em&gt; اختبار وظيفي اثنين من شبكية العين من قبل<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; نظام مخطط كهربية

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise ...

simultaneous-ex-vivo-functional-testing-two-retinas-vivo

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

9.1K Views.  Washington University in St. Louis. Ex vivo ERG can be used to record electrical activity of retinal cells directly from isolated intact retinas of animals or humans. We demonstrate here how common in vivo ERG systems can be adapted for ex vivo ERG recordings in order to dissect the electrical activity of retinal cells.

Video: Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Multifocal Electroretinograms

A limitation of traditional full-field electroretinograms (ERG) for the diagnosis of retinopathy is lack of sensitivity. Generally, ERG results are normal unless more than approximately 20% of the retina is affected. In practical terms, a patient might be legally blind as a result of macular degeneration or other scotomas and still appear normal, according to traditional full field ERG. An important development in ERGs is the multifocal ERG (mfERG). Erich Sutter adapted the mathematical sequences called binary m-sequences enabling the isolation from a single electrical signal an electroretinogram representing less than each square millimeter of retina in response to a visual stimulus1.
Results that are generated by mfERG appear similar to those generated by flash ERG. In contrast to flash ERG, which best generates data appropriate for whole-eye disorders. The basic mfERG result is based on the calculated mathematical average of an approximation of the positive deflection component of traditional ERG response, known as the b-wave1. Multifocal ERG programs measure electrical activity from more than a hundred retinal areas per eye, in a few minutes. The enhanced spatial resolution enables scotomas and retinal dysfunction to be mapped and quantified.
In the protocol below, we describe the recording of mfERGs using a bipolar speculum contact lens.
Components of mfERG systems vary between manufacturers. For the presentation of visible stimulus, some suitable CRT monitors are available but most systems have adopted the use of flat-panel liquid crystal displays (LCD). The visual stimuli depicted here, were produced by a LCD microdisplay subtending 35 - 40 degrees horizontally and 30 - 35 degrees vertically of visual field, and calibrated to produce multifocal flash intensities of 2.7 cd s m-2. Amplification was 50K. Lower and upper bandpass limits were 10 and 300 Hz. The software packages used were VERIS versions 5 and 6.

The development of the multifocal electroretinogram (mfERG) is an important advance in the diagnosis and characterization of retinopathy. Multifocal electroretinograms are a mathematical average of an approximation of a b-wave. Software programs can derive ERGs from more than a hundred retinal areas in a few minutes per eye. Scotomas and retinal dysfunction can be mapped and quantified.

متعدد البؤر Electroretinograms

A limitation of traditional full-field electroretinograms (ERG) for the diagnosis of retinopathy is lack of sensitivity.  Generally, ERG results are ...

Medicine

Transretinal ERG Recordings from Mouse Retina: Rod and Cone Photoresponses

There are two distinct classes of image-forming photoreceptors in the vertebrate retina: rods and cones. Rods are able to detect single photons of light whereas cones operate continuously under rapidly changing bright light conditions. Absorption of light by rod- and cone-specific visual pigments in the outer segments of photoreceptors triggers a phototransduction cascade that eventually leads to closure of cyclic nucleotide-gated channels on the plasma membrane and cell hyperpolarization. This light-induced change in membrane current and potential can be registered as a photoresponse, by either classical suction electrode recording technique1,2 or by transretinal electroretinogram recordings (ERG) from isolated retinas with pharmacologically blocked postsynaptic response components3-5. The latter method allows drug-accessible long-lasting recordings from mouse photoreceptors and is particularly useful for obtaining stable photoresponses from the scarce and fragile mouse cones. In the case of cones, such experiments can be performed both in dark-adapted conditions and following intense illumination that bleaches essentially all visual pigment, to monitor the process of cone photosensitivity recovery during dark adaptation6,7. In this video, we will show how to perform rod- and M/L-cone-driven transretinal recordings from dark-adapted mouse retina. Rod recordings will be carried out using retina of wild type (C57Bl/6) mice. For simplicity, cone recordings will be obtained from genetically modified rod transducin &alpha;-subunit knockout (T&alpha;-/-) mice which lack rod signaling8.

We describe a relatively simple method of transretinal electroretinogram (ERG) recordings for obtaining rod and cone photoresponses from intact mouse retina. This approach takes advantage of the block of synaptic transmission from photoreceptors to isolate their light responses and record them using field electrodes placed across the isolated flat-mounted retina.

Transretinal تسجيلات ERG من شبكية العين الفأر: ورود Photoresponses المخروط

There are two distinct classes of image-forming photoreceptors in the vertebrate retina: rods and cones. Rods are able to detect single photons of light ...

Electrophysiological Characterization of GFP-Expressing Cell Populations in the Intact Retina

Studying the physiological properties and synaptic connections of specific neurons in the intact tissue is a challenge for those cells that lack conspicuous morphological features or show a low population density. This applies particularly to retinal amacrine cells, an exceptionally multiform class of interneurons that comprise roughly 30 subtypes in mammals1. Though being a crucial part of the visual processing by shaping the retinal output2, most of these subtypes have not been studied up to now in a functional context because encountering these cells with a recording electrode is a rare event.
Recently, a multitude of transgenic mouse lines is available that express fluorescent markers like green fluorescent protein (GFP) under the control of promoters for membrane receptors or enzymes that are specific to only a subset of neurons in a given tissue3,4. These pre-labeled cells are therefore accessible to directed microelectrode targeting under microscopic control, permitting the systematic study of their physiological properties in situ. However, excitation of fluorescent markers is accompanied by the risk of phototoxicity for the living tissue. In the retina, this approach is additionally hampered by the problem that excitation light causes appropriate stimulation of the photoreceptors, thus inflicting photopigment bleaching and transferring the retinal circuits into a light-adapted condition. These drawbacks are overcome by using infrared excitation delivered by a mode-locked laser in short pulses of the femtosecond range. Two-photon excitation provides energy sufficient for fluorophore excitation and at the same time restricts the excitation to a small tissue volume minimizing the hazards of photodamage5. Also, it leaves the retina responsive to visual stimuli since infrared light (&gt;850 nm) is only poorly absorbed by photopigments6.
In this article we demonstrate the use of a transgenic mouse retina to attain electrophysiological in situ recordings from GFP-expressing cells that are visually targeted by two-photon excitation. The retina is prepared and maintained in darkness and can be subjected to optical stimuli which are projected through the condenser of the microscope (Figure 1). Patch-clamp recording of light responses can be combined with dye filling to reveal the morphology and to check for gap junction-mediated dye coupling to neighboring cells, so that the target cell can by studied on different experimental levels.

This article depicts the recording of individual cells from fluorescently tagged neuronal populations in the intact mouse retina. By using two-photon infrared excitation transgenetically labeled cells were targeted for patch-clamp recording to study their light responses, receptive field properties, and morphology.

توصيف بالسكان خلية كهربية من GFP - يعرب عن السليمة في الشبكية

Studying the physiological properties and synaptic connections of specific neurons in the intact tissue is a challenge for those cells that lack ...

Direct-Coupled Electroretinogram (DC-ERG) for Recording the Light-Evoked Electrical Responses of the Mouse Retinal Pigment Epithelium

The retinal pigment epithelium (RPE) is a specialized monolayer of cells strategically located between the retina and the choriocapillaris that maintain the overall health and structural integrity of the photoreceptors. The RPE is polarized, exhibiting apically and basally located receptors or channels, and performs vectoral transport of water, ions, metabolites, and secretes several cytokines.
In vivo noninvasive measurements of RPE function can be made using direct-coupled ERGs (DC-ERGs). The methodology behind the DC-ERG was pioneered by Marmorstein, Peachey, and colleagues using a custom-built stimulation recording system and later demonstrated using a commercially available system. The DC-ERG technique uses glass capillaries filled with Hank&#8217;s buffered salt solution (HBSS) to measure the slower electrical responses of the RPE elicited from light-evoked concentration changes in the subretinal space due to photoreceptor activity. The prolonged light stimulus and length of the DC-ERG recording make it vulnerable to drift and noise resulting in a low yield of useable recordings. Here, we present a fast, reliable method for improving the stability of the recordings while reducing noise by using vacuum pressure to reduce/eliminate bubbles that result from outgassing of the HBSS and electrode holder. Additionally, power line artifacts are attenuated using a voltage regulator/power conditioner. We include the necessary light stimulation protocols for a commercially available ERG system as well as scripts for analysis of the DC-ERG components: c-wave, fast oscillation, light peak, and off response. Due to the improved ease of recordings and rapid analysis workflow, this simplified protocol is particularly useful in measuring age-related changes in RPE function, disease progression, and in the assessment of pharmacological intervention.

Direct-Coupled Electroretinogram DC-ERG for Recording the Light-Evoked Electrical Responses of the Mouse Retinal Pigment Epithelium

Here, we present a method for recording light-evoked electrical responses of the retinal pigment epithelium (RPE) in mice using a technique known as DC-ERGs first described by Marmorstein, Peachey, and colleagues in the early 2000s.

تخطيط كهربائي مباشر مقرونة (DC-ERG) لتسجيل الاستجابات الكهربائية ذات الضوء المُثار من ظهارة صبغ الشبكية الماوس

The retinal pigment epithelium (RPE) is a specialized monolayer of cells strategically located between the retina and the choriocapillaris that maintain ...

Chemistry

Using the Electroretinogram to Assess Function in the Rodent Retina and the Protective Effects of Remote Limb Ischemic Preconditioning

The ERG is the sum of all retinal activity. The ERG is usually recorded from the cornea, which acts as an antenna that collects and sums signals from the retina. The ERG is a sensitive measure of changes in retinal function that are pan-retinal, but is less effective for detecting damage confined to a small area of retina. In the present work we describe how to record the &#8216;flash&#8217; ERG, which is the potential generated when the retina is exposed to a brief light flash. We describe methods of anaesthesia, mydriasis and corneal management during recording; how to keep the retina dark adapted; electrode materials and placement; the range and calibration of stimulus energy; recording parameters and the extraction of data. We also describe a method of inducing ischemia in one limb, and how to use the ERG to assess the effects of this remote-from-the-retina ischemia on retinal function after light damage. A two-flash protocol is described which allows isolation of the cone-driven component of the dark-adapted ERG, and thereby the separation of the rod and cone components. Because it can be recorded with techniques that are minimally invasive, the ERG has been widely used in studies of the physiology, pharmacology and toxicology of the retina. We describe one example of this usefulness, in which the ERG is used to assess the function of the light-damaged retina, with and without a neuroprotective intervention; preconditioning by remote ischemia.

The electroretinogram (ERG) is an electrical potential generated by the retina in response to light. This paper describes how to use the ERG to assess retinal function, in dark-adapted rats, and how it can be can be used to assess a neuroprotective intervention, in the present case remote ischemic preconditioning.

باستخدام مخطط كهربية لتقييم وظيفة في القوارض الشبكية وتأثيرات واقية من بعيد الاطراف الدماغية شروط مسبقة

The ERG is the sum of all retinal activity. The ERG is usually recorded from the cornea, which acts as an antenna that collects and sums signals from the ...

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

تسجيل وقت واحد من تخطيط كهربية الشبكية والإمكانيات البصرية مستدعى في الفئران تخدير

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...

Transpupillary Two-Photon In Vivo Imaging of the Mouse Retina

The retina transforms light signals from the environment into electrical signals that are propagated to the brain. Diseases of the retina are prevalent and cause visual impairment and blindness. Understanding how such diseases progress is critical to formulating new treatments. In vivo&#160;microscopy in animal models of disease is a powerful tool for understanding neurodegeneration and has led to important progress towards treatments of conditions ranging from Alzheimer&#39;s disease to stroke. Given that the retina is the only central nervous system structure inherently accessible by optical approaches, it naturally lends itself towards in vivo imaging. However, the native optics of the lens and cornea present some challenges for effective imaging access.
This protocol outlines methods for in vivo two-photon imaging of cellular cohorts and structures in the mouse retina at cellular resolution, applicable for both acute- and chronic-duration imaging experiments. It presents examples of retinal ganglion cell (RGC), amacrine cell, microglial, and vascular imaging using a suite of labeling techniques including adeno-associated virus (AAV) vectors, transgenic mice, and inorganic dyes. Importantly, these techniques extend to all cell types of the retina, and suggested methods for accessing other cellular populations of interest are described. Also detailed are example strategies for manual image postprocessing for display and quantification. These techniques are directly applicable to studies of retinal function in health and disease.

In vivo imaging is a powerful tool for the study of biology in health and disease. This protocol describes transpupillary imaging of the mouse retina with a standard two-photon microscope. It also demonstrates different in vivoimaging methods to fluorescently label multiple cellular cohorts of the retina.

تصوير الفوتون عبر الحدقة في الجسم الحي لشبكية العين الفأرية

The retina transforms light signals from the environment into electrical signals that are propagated to the brain. Diseases of the retina are prevalent ...

Optimizing the Setup and Conditions for Ex Vivo Electroretinogram to Study Retina Function in Small and Large Eyes

Measurements of retinal neuronal light responses are critical to investigating the physiology of the healthy retina, determining pathological changes in retinal diseases, and testing therapeutic interventions. The ex vivo electroretinogram (ERG) allows the quantification of contributions from individual cell types in the isolated retina by addition of specific pharmacological agents and evaluation of tissue-intrinsic changes independently of systemic influences. Retinal light responses can be measured using a specialized ex vivo ERG specimen holder and recording setup, modified from existing patch clamp or microelectrode array equipment. Particularly, the study of ON-bipolar cells, but also of photoreceptors, has been hampered by the slow but progressive decline of light responses in the ex vivo ERG over time. Increased perfusion speed and adjustment of the perfusate temperature improve ex vivo retinal function and maximize response amplitude and stability. The ex vivo ERG uniquely allows the study of individual retinal neuronal cell types. In addition, improvements to maximize response amplitudes and stability allow the investigation of light responses in retina samples from large animals, as well as human donor eyes, making the ex vivo ERG a valuable addition to the repertoire of techniques used to investigate retinal function.

Optimizing the Setup and Conditions for Ex Vivo Electroretinogram to Study Retina Function in Small and Large Eyes

Modification of existing multielectrode array or patch clamp equipment makes the ex vivo electroretinogram more widely accessible. Improved methods to record and maintain ex vivo light responses facilitate the study of photoreceptor and ON-bipolar cell function in the healthy retina, animal models of eye diseases, and human donor retinas.

تحسين الإعداد والظروف لمخطط كهربية الشبكية خارج الجسم الحي لدراسة وظيفة شبكية العين في العيون الصغيرة والكبيرة

Measurements of retinal neuronal light responses are critical to investigating the physiology of the healthy retina, determining pathological changes in ...

Retinal Explant of the Adult Mouse Retina as an Ex Vivo Model for Studying Retinal Neurovascular Diseases

One of the challenges in retina research is studying the cross-talk between different retinal cells such as retinal neurons, glial cells, and vascular cells. Isolating, culturing, and sustaining retinal neurons in vitro have technical and biological limitations. Culturing retinal explants may overcome these limitations and offer a unique ex vivo model to study the cross-talk between various retinal cells with well-controlled biochemical parameters and independent of the vascular system. Moreover, retinal explants are an effective screening tool for studying novel pharmacological interventions in various retinal vascular and neurodegenerative diseases such as diabetic retinopathy. Here, we describe a detailed protocol for retinal explants' isolation and culture for an extended period. The manuscript also presents some of the technical problems during this procedure that may affect the desired outcomes and reproducibility of the retinal explant culture. The immunostaining of the retinal vessels, glial cells, and neurons demonstrated intact retinal capillaries and neuroglial cells after 2 weeks from the beginning of the retinal explant culture. This establishes retinal explants as a reliable tool for studying changes in the retinal vasculature and neuroglial cells under conditions that mimic retinal diseases such as diabetic retinopathy.

Retinal Explant of the Adult Mouse Retina as an Ex Vivo Model for Studying Retinal Neurovascular Diseases

This protocol presents and describes steps for the isolation, dissection, culturing, and staining of retinal explants obtained from an adult mouse. This method is beneficial as an ex vivo model for studying different retinal neurovascular diseases such as diabetic retinopathy.

زرع شبكية العين للفأر البالغ شبكية العين كنموذج خارج الجسم الحي لدراسة أمراض الأوعية الدموية العصبية في الشبكية

One of the challenges in retina research is studying the cross-talk between different retinal cells such as retinal neurons, glial cells, and vascular ...

Two-Photon In Vivo Imaging of the Mouse Retina

<a href='https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/61970/transpupillary-two-photon-in-vivo-imaging-of-the-mouse-retina'>Source: Wang, Z., et al.&#160;Transpupillary Two-Photon In Vivo Imaging of the Mouse Retina. J. Vis. Exp.&#160;(2021).</a>This video demonstrates a technique for in vivo retinal imaging using two-photon microscopy. Anesthetized mice are prepared for imaging by securing their heads, Applying eye lubricant, and placing a coverslip over the eye. Retinal ganglion cells (RGCs) expressing fluorescent proteins are first visualized using epifluorescence for alignment. Finally, two-photon imaging is employed, allowing for high-resolution visualization of RGCs.

Source: Wang, Z., et al.&#160;Transpupillary Two-Photon In Vivo Imaging of the Mouse Retina. J. Vis. Exp.&#160;(2021).This video demonstrates a technique ...

متزامنة

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video