Name: evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model
Uploaded: 2017-05-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 31 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Evaluating the Procedure for Performing Awake Cystometry in a Mouse Model at JoVE.com

This study was funded by the Department of Surgery University of Vermont, Danish Council for Independent Research, and by the Odense University Hospital.

Hayvanlar, kurumsal kurallara göre Vermont Üniversitesi Hayvan Bakım Tesisinde barındırıldı. Tüm hayvan deneyleri, laboratuvar hayvanlarının bakımı ve kullanımı için Ulusal Sağlık Enstitüleri kılavuzuna uygun olarak yürütülmüştür. 1. İntravezikal Boru İmplantasyonu <ol><li> Cerrahi işlem için hortum ve aletlerin hazırlanması <ol><li> Kateterin implantasyona sokulması için 7 cm&#39;lik bir PE10 tüpünü kesin. </li><li> PE10 tüpünün bir ucunda, ucun açık ateşe doğru yavaş yavaş ilerleyerek bir parlama oluşturun. NOT: Ateş geliştikçe tüpü çabucak çekin. </li><li> PE10 tüpünün dışındaki alevli ucundan 4.5, 5 ve 5.5 cm&#39;lik bir tutkal tabancasındaki düşük ısı ayarını kullanarak üç damla çok amaçlı sıcak tutkal uygulayın. Bunlar, tüpün hayvan sırtında sabitlenmesine yardımcı olacaktır. ( Şekil 1 ) </li><li> Boruyu% 70 oranında ıslatarak sterilize edin.Etanol ile yıkayın ve daha sonra steril% 0.9 NaCl ile yıkayın. Sisteme hava kabarcığı girmesini önlemek için tüp dolu halde bırakılmalıdır. </li><li> PE10 kateteri ucunu, 30 gauge iğneyi göbeğe ayırarak, proksimal ucun yanına manuel olarak manipüle ederek 30 gauge fiş oluşturun. Sonuna bir damla sıcak tutkal uygulayın. Contanın su geçirmez olduğundan emin olun. ( Şekil 2 ) </li><li> Aşağıdaki iki mikro cerrahi aleti kullanın: İki çift Dumont # 7 eğri mikroforceps, iki çift Dumont # 5 kavisli mikroforceps, 21 G iğne, ultra ince düz hemostat, mikro makas, küçük diseksiyon makası ve mikro iğne tutucu. </li><li> Prosedürü başlatmadan önce tüm aletleri sterilize edin. </li></ol></li><li> Hayvanın hazırlanması <ol><li> Hayvanı anestezi ettikten sonra önce karnın alt yarısını tıraş edin, sonra hayvanı eğilip tıraş edin ve üst sırttaki alanı% 70 alkolle temizleyip betadinle temizleyin. Kurumayı önlemek için gözlere veteriner merhemi uygulayın. Ardından, scapulae&#39;ler arasında 1,5 cm&#39;lik bir cilt insizyonu yapmak için steril örtülerle kaplı bir ısıtma yastığı (37 ° C) üzerinde hayvan sırtını yerleştirmek için düz, künt bir makas çifti ve Dumont # 7 eğri mikro-forseps çifti kullanın. </li><li> Sonunda karnı alkol ve betadin ile temizleyin. </li></ol></li><li> Ameliyat prosedürü NOT: 3.15X ila 20X aralığında büyütme ile tüm cerrahi işlemleri mikroskop altında gerçekleştirin. Hayvanı steril örtüye yerleştirdikten sonra steril eldiven koyun. Tüm ameliyat boyunca steril prosedürleri kullanmaya devam edin. <ol><li> Hayvan bir indüksiyon kutusu yerleştirin ve bir oksijen taşıyıcı (1 L / dakika) ile% 2 inhale izofluran kullanarak anestezi. Hayvan kafasını bir burun konisine yerleştirerek ve oksijen taşıyıcılı (% 1 L / dakika)% 2 inhale izofluran kullanarak prosedür boyunca anestezi uygulayın. Negatif aldıktan sonra ameliyatı başlatınToe-pinch testinden ative yanıt. </li><li> Deriden 1.5 cm daha düşük, orta hatlı karın kesi yapmak için düz kör makas ve çift Dumont # 7 eğri mikro-forseps kullanın. Ardından, kubbeyi ve idrar torbasının üst yarısını ortaya çıkarmak için linea alba ve kas boyunca fascia aracılığıyla uygun bir kesi oluşturun. Bir çift Dumont # 7 kavisli mikro-forseps kullanarak her doku katmanına yukarı çekiş uygulayarak mesaneye zarar vermekten kaçının. Sıcak fizyolojik tuzlu su damlaları ekleyerek kurutmadan karın iç organını tutun. </li><li> Boynunun ağzındaki kesiğe erişmek için hayvanı yana çevirin. İnsizyona rağmen dar bir hemostatı subkütan yönde itin. Deri altı kanalı arkadan başlamalı ve yana doğru ilerlemelidir. </li><li> Aletin ucu göğüs kafesinin alt kısmına eriştiğinde, ucu orta hatta ve karın içine doğru çevirin (karın duvarındaki kasları deldiğinde hafif bir pop olacaktır). İğne, kas tabakası altındaki karın kesisine maruz kalana kadar hemostatı ilerletmeye devam edin. ( Şekil 3 ) </li><li> Hortumun &quot;alevsiz&quot; ucunu hemostatla tutun ve borunun ucunu boynun arka kısmındaki kesiğin içinden çekerek yavaşça aleti geri çekin. Hortumun alevlenen ucunu, mesanenin kubbesinin hemen üzerinde olacak şekilde ayarlayın. </li><li> 6-0 monofilament sütürden (absorbe edilemeyen) gevşek bir bağ oluşturun ve mesane kubbesinin üzerine yerleştirin. Bu kravat tüpün mesaneye sabitlenmesi için daha sonra kullanılacaktır. </li><li> Karın ve mesanenin arkasında küçük bir tüysüz doku yerleştirin ve stabilize etmeye ve yükseltmeye yardımcı olun. </li><li> PE10 kateterinin alevli ucunu mesaneye sokmaya hazırlayın. <ol><li> Hakim olmayan elinde mesanenin kubbesini Dumont # 7 eğri mikroforce ile tutun ve kateter mesaneye yerleşene kadar tutun. </li><li> 21 metrelik bir iğne kullanın tO kubbenin tepesinde bir sistotomi yapın. Kateterin delikten kolaylıkla geçebildiğinden emin olmak için nazikçe sistotomiyi kapalı kavitili # 5 kavisli mikroflepses çifti ile muayene edin. </li><li> Mesane kubbesini egemen olmayan elinde tutmaya devam ederken, PE10 kateterinin alevlenen ucunu mesaneye yerleştirin (parlamayı, mesane boynuna aşağı itin, böylece emniyete alınmaz). </li><li> 6-0 monofilament sütürü, mesanenin kubbesi etrafına bağlayın ve hortumun önüne yerleştirilen bağ ile bağlayın. Mesane kapasitesini yapay olarak azaltmaktan kaçınmak için dikiş makinesini mümkün olduğunca yukarı doğru bağladığınızdan emin olun. ( Şekil 4 ) </li><li> Alternatif olarak, kateteri aşağıdaki gibi bir çanta dize dikişi kullanarak sabitleyin. 6-0 monofilament kullanarak mesanenin kubbesinde gevşek bir çanta dikiş dikişi yapın. Sistotomi yapmak ve kateteri takmak için 1.3.8.1 - 1.3.8.3 adımlarını takip edin. Torbayı, cüzdan dikiş dikişini bağlayarak sabitleyin. ( Şekil 5 )</li></ol></li><li> Tüpün distal ucuna 30-gauge iğne ile 0.5 mL&#39;lik bir insülin şırınga takarak mesanedeki tüpün açıklığını ve mühürünü test edin. Üretra deliğinde bir damla görünene kadar mesaneyi 0.1-0.2 mL% 0.9 NaCl ile yavaşça doldurun, daha sonra mesaneyi aspirasyonla boşaltın. Mesanenin doldurulup boşaltılması önemlidir. </li><li> Kubbe sızıntısı olmazsa, mesaneyi bir çift kavisli mikro-forseps ile tutun ve ateş parmakları mesane kubbesinin içine yaslanana kadar hortumu hafifçe çekin. </li><li> Kapanmadan önce küçük doku rulolarını çıkarın ve mesanenin normal konumunda olduğundan emin olun. </li><li> Karın duvarını iki kat halinde (kas ve deri) 6-0 koşu sütürüyle kapatın. Rektus abdominis kasının anterior abdominal fasya kenarlarını dikenleyerek (rektus kılıfının ön duvarı) yaklaşık olarak bulunması tercih edilir. </li><li> Hayvanlardaki tüpleri emniyet altına almak için, nazikçe roHayvanı karnına yatırın. Metal ankrajın subkütan kısmını interkapüler kesi içine sokun. ( Şekil 12 ) Tüpü sabitlemek için bir 6-0 dikiş kullanın ve dikey bir şilte dikişiyle onları çevreleyerek tutturun. </li><li> Tüpün dışarı çıkmasını önlemek için cildin üstünde ve altında bir tutkal baloncuğu kalmasını sağlayın. Tüp cildin yaklaşık 2 cm üzerinde kesilir. </li><li> İdrarın dışarı sızmasını önlemek için, 30 gauge fişini (adım 1.1.5) tüpün sonuna hafifçe yerleştirin. </li></ol></li><li> Hidrasyon için 0.5 mL% 0.9 NaCl subkutanöz enjekte edin. Ameliyattan hemen sonra ameliyat sonrası analjezi uygulayın ve 48 saat boyunca koruyun. <ol><li> Hayvanı bir kızılötesi lamba altında bulunan kafese geri koyun. Hayvan kafesin etrafında rahatça dolaşana kadar sürekli gözlem altında tutun. </li></ol></li><li> Hayvanı günlük olarak izleyin ve kayıttan önce 5 gün boyunca iyileşmesine izin verin. </li></ol> 2. Uyanık KistOmetri Kayıt <ol><li> Kayıt programının hazırlanması, basınç transdüseri ve infüzyon pompası. <ol><li> Hayvana anestezi vermeden önce, infüzyon pompasını, basınç transdüserini ve PE50 tüpünü kullanarak 22 G&#39;lik döndürmeyi birbirine bağlayın. ( Şekil 6 ) </li><li> Sistem basıncını ayarlamak ve kayıt için hazırlanmak için bir bilgisayarda kayıt programını açın (bir örnek için malzeme tablosuna bakın). Kalibrasyon ve kayıt sırasında aynı ayarları kullandığınızdan emin olun. <ol><li> 10 - 15 mL oda sıcaklığında% 0.9 NaCl içeren 20 mL&#39;lik bir şırınga doldurun ve infüzyon pompasına yükleyin. Pompayı, 0,6 mL / saat&#39;lik bir hızla infüze edecek şekilde programlayın. </li><li> Basınç dönüştürücüyü hayvan mesanesi ya da kayıt kafesinin alt kısmı ile aynı yükseklikte sabitleyin. </li><li> 22-mastar maki- neyi basınç transdüserinin sonuna takın (PE50 - hortum - basınç transdüseri döndürmek için) NOT: Döndürme, tüpün bükülmesini veya kıvrılmasını önlemek için kullanılırHayvan hareket ediyor. </li><li> Şırınga pompasını sistemde% 0.9 NaCl&#39;yi boşaltmak için ileri alın. Kalibre etmeden önce tüm hava kabarcıklarını kaldırdığınızdan emin olun. </li><li> Kayıt programı çalışıyorken basıncı kalibre etmek için bir cetvel kullanın (cm / H 2 O). PE50 bağlantısının ucunu 0 ile 30 cm arasında yavaşça hareket ettirin. Gerekirse sıfır ayarlayın. NOT: 0-cm işareti, kayıt kafesi ve basınç transdüseri tabanı ile aynı yükseklikte olmalıdır. </li></ol></li><li> Kayıt kafesinin merkezine 22-mastar çevirme askısını durdurun. Kafes tabanı, idrarın, kafesin altına yerleştirilmiş denge toplama cihazına düşmesine izin verdiğinden emin olun. Farenin yüksekliğini ayarlayın, böylece fare, boruyu zorlamadan veya gererek kafesin etrafında özgürce hareket edebilir. ( Şekil 7 ) </li><li> İşiniz bittiğinde, sistemin ve harici PE50 tüplerinin% 0.9 NaCl ile dolu olduğundan emin olun ve tüm hava kabarcığı çıkarın. </li></ol></li><li> HazırlıkHayvanın kayıt için aranması <ol><li> Hayvanı% 2 inhale izofluran ile anestezi altına alınız ve karnının üzerine koyunuz. 30-gauge fişini çıkartın ve PE10 tüpünü (mesane kateteri) PE50 bağlantısının ucuna kaydırın. Su geçirmez bir mühür oluşturmak için sıcak tutkal kullanınız. </li><li> Anestezi kapatın ve hayvanı, idrarın doğrudan analitik bir terazinin üzerine yerleştirilen bir toplama cihazına düşmesine izin verecek şekilde paralel tel zemin ile kayıt kasasına yerleştirin. ( Şekil 7 ) </li><li> Hayvan kafesteyken kayıt işlemine başlayın, ancak içeri sokmaya başlamayın. Anesteziden tamamen kurtarılana kadar hayvanı izleyin. Mesane basıncı stabilize olduktan sonra 0,6 mL / saat&#39;lik bir oranda% 0.9 NaCl verilir. NOT: Herhangi bir değişiklik yapılırken kayıt programında not alın. Enfüzyon başladığında, durduğunda veya düzensizliklerin ortaya çıktığı zaman bir kayıt olması önemlidir. </li><li> Sistemi sızdırmazlık açısından kontrol edin ve hayvanın kolay erişime sahip olduğundan emin olunYiyecek ve suya. </li><li> Üç tekrarlanabilir miksiyon döngüsü elde edilinceye kadar sessiz bir odada kayıt işlemine devam edin. NOT: Hayvan, kayıt boyunca tamamen rahatsız edilmemelidir. Tercihen, davranış gözlemlemek için uzaktan video izleme kullanın. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Perez, L. M., Webster, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+History+of+Urodynamics.">The History of Urodynamics.</a> Neurourol Urodyn. 11 (1), 1-21 (1992).</li><li>Fry, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+and+their+use+in+understanding+lower+urinary+tract+dysfunction.">Animal models and their use in understanding lower urinary tract dysfunction.</a> Neurourol Urodyn. 29 (4), 603-608 (2010).</li><li>Maggi, C. A., Santicioli, P., Meli, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+nonstop+transvesical+cystometrogram+in+urethane-anesthetized+rats:+a+simple+procedure+for+quantitative+studies+on+the+various+phases+of+urinary+bladder+voiding+cycle.">The nonstop transvesical cystometrogram in urethane-anesthetized rats: a simple procedure for quantitative studies on the various phases of urinary bladder voiding cycle.</a> J Pharmacol Methods. 15 (2), 157-167 (1986).</li><li>Malmgren, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cystometrical+evaluation+of+bladder+instability+in+rats+with+infravesical+outflow+obstruction.">Cystometrical evaluation of bladder instability in rats with infravesical outflow obstruction.</a> J Urol. 137 (6), 1291-1294 (1987).</li><li>Pandita, R. K., Fujiwara, M., Alm, P., Andersson, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cystometric+evaluation+of+bladder+function+in+non-anesthetized+mice+with+and+without+bladder+outlet+obstruction.">Cystometric evaluation of bladder function in non-anesthetized mice with and without bladder outlet obstruction.</a> J Urol. 164 (4), 1385-1389 (2000).</li><li>Chang, H. Y., Havton, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+effects+of+urethane+and+isoflurane+on+external+urethral+sphincter+electromyography+and+cystometry+in+rats.">Differential effects of urethane and isoflurane on external urethral sphincter electromyography and cystometry in rats.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 295 (4), F1248-F1253 (2008).</li><li>Matsuura, S., Downie, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+anesthetics+on+reflex+micturition+in+the+chronic+cannula-implanted+rat.">Effect of anesthetics on reflex micturition in the chronic cannula-implanted rat.</a> Neurourol Urodyn. 19 (1), 87-99 (2000).</li><li>DePaul, M. A., Lin, C. Y., Silver, J., Lee, Y. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+Nerve+Transplantation+Combined+with+Acidic+Fibroblast+Growth+Factor+and+Chondroitinase+Induces+Regeneration+and+Improves+Urinary+Function+in+Complete+Spinal+Cord+Transected+Adult+Mice.">Peripheral Nerve Transplantation Combined with Acidic Fibroblast Growth Factor and Chondroitinase Induces Regeneration and Improves Urinary Function in Complete Spinal Cord Transected Adult Mice.</a> PLoS One. 10 (10), e0139335 (2015).</li><li>Kadekawa, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+bladder+and+external+urethral+activity+in+mice+with+or+without+spinal+cord+injury--a+comparison+study+with+rats.">Characterization of bladder and external urethral activity in mice with or without spinal cord injury--a comparison study with rats.</a> Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 310 (8), R752-R758 (2016).</li><li>Uvin, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+cystometry+in+small+rodents:+a+study+of+bladder+chemosensation.">The use of cystometry in small rodents: a study of bladder chemosensation.</a> J Vis Exp. (66), (2012).</li><li>Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rodent+models+for+urodynamic+investigation.">Rodent models for urodynamic investigation.</a> Neurourol Urodyn. 30 (5), 636-646 (2011).</li><li>Smith, P. P., Kuchel, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+uroflow+cystometry+in+the+urethane-anesthetized+mouse.">Continuous uroflow cystometry in the urethane-anesthetized mouse.</a> Neurourol Urodyn. 29 (7), 1344-1349 (2010).</li><li>Aizawa, N., Homma, Y., Igawa, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+High+Fat+Diet+Feeding+for+20+Weeks+on+Lower+Urinary+Tract+Function+in+Mice.">Influence of High Fat Diet Feeding for 20 Weeks on Lower Urinary Tract Function in Mice.</a> Low Urin Tract Symptoms. 5 (2), 101-108 (2013).</li><li>Bjorling, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+voiding+assays+in+mice:+impact+of+genetic+strains+and+sex.">Evaluation of voiding assays in mice: impact of genetic strains and sex.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 308 (12), F1369-F1378 (2015).</li><li>Morikawa, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+various+drugs+on+bladder+function+in+conscious+rats.">Effects of various drugs on bladder function in conscious rats.</a> Jpn J Pharmacol. 50 (4), 369-376 (1989).</li><li>Yaksh, T. L., Durant, P. A., Brent, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micturition+in+rats:+a+chronic+model+for+study+of+bladder+function+and+effect+of+anesthetics.">Micturition in rats: a chronic model for study of bladder function and effect of anesthetics.</a> Am J Physiol. 251 (6 Pt 2), R1177-R1185 (1986).</li><li>Cornelissen, L. L., Misajet, B., Brooks, D. P., Hicks, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+genetic+background+and+gender+on+bladder+function+in+the+mouse.">Influence of genetic background and gender on bladder function in the mouse.</a> Auton Neurosci. 140 (1-2), 53-58 (2008).</li><li>Lemack, G. E., Zimmern, P. E., Vazquez, D., Connell, J. D., Lin, V. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+response+to+partial+bladder+outlet+obstruction+in+mice+lacking+inducible+nitric+oxide+synthase.">Altered response to partial bladder outlet obstruction in mice lacking inducible nitric oxide synthase.</a> J Urol. 163 (6), 1981-1987 (2000).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

İntravezikal hortumun optimum materyali ve boyutu Basınçlı kayıtlarda boru çapının etki tayini için, farklı mikroakışkan tüpleri test ettik; PE50 (0,58 mm ID), poliüretan PU027 (0,4 mm ID), PE25 (0,46 mm ID) ve PE10 (0,28 mm ID). Her tüp için basınç, tüpü 0 ila 30 cm arasında dikey olarak hızlı bir şekilde hareket ettirirken 1 mL / saat hızla infüzyon pompası ile kaydedildi. Başlangıçtaki in vivo deneyler, PE50 tüpünü kullanmayı denedi, ancak fare mesanesine kıyasla hortumun boyutu nedeniyle başarısızdı ( Şekil 4A ). Bu, bir faredeki uyanık sistometri için PE50 tüpünün kullanılması, verilerin yorumlanmasını zorlaştıran eserler yarattığını öne süren Smith ve Kuchel&#39;in bulgularını desteklerken, başkalarının PE50 tüplerini hem uyanık hem de serbestçe kullandıklarını not etmek önemlidir , Uyanık kısıtlanmış ve anestezi uygulanmış fare sistometrisi. 9 ,Sup10 = &quot;xref&quot;&gt; PE50 ile karşılaştırıldığında, PE10 daha esnektir; bu sayede fare hareket ettikçe borunun mesaneye uyguladığı gerginlik miktarını azaltır ve hareket eserlerinin azaltılması sağlanır. PE10&#39;un kesitinin mümkün olduğunca kısa olması (≤ 7cm) önemlidir. Daha uzun PE10 tüpleri basınç okumasının nemlendirileceği olasılığını artırır. Enflamatuar reaksiyonu azaltmak için intravezikal implantasyon için PU gibi daha yumuşak, daha biyolojik olarak inert bir materyal kullanmak teorik bir avantaja sahip olmakla birlikte, post-operatif mesane şişmesinde anlamlı bir farklılığa neden olmamıştır. Ayrıca, daha yumuşak PU tüplerini kullanan denemeler, bükülme ve tıkanma ile ilişkilendirildi. Cerrahinin mesane duvarında kontraktilite ve şişme üzerine etkileri Şimdiye kadar, mesane fonksiyonu ve mesane duvarında şişme, intravezikal bir tüp implant sonrası veriler sıçanlar için mevcuttu. Önceki sIşeme sonrası hacim daha düşüktü ve işeme sonrası sıklığı postoperatif 1-3 günlerde daha yüksekti.15 Ayrıca bir sıçanın mesane fonksiyonundaki değişikliklerin mesanenin şiddetli şişmesi ile ilişkili olduğu ve ödemin 3&#39;ten sonra azalmaya başladığı gösterildi günler. PE10 hortum implantasyonundan kaynaklanan erkek, C57BL / 6 farelerinin, mesane duvarındaki şişme ve tamir zaman çizelgesindeki değişimin daha iyi anlaşılabilmesi için, 12 saatlik davranışsal boşluk sıklığı, filtre kağıdı kayıt yöntemi kullanılarak değerlendirildi . Son kayıttan sonra, fare anestezi altına alındı ​​ve mesane kabaca değerlendirildi, hasat edildi, sabitlendi ve histolojik olarak değerlendirildi. Ameliyat sonrası 1. gün ve 2. gün, işeme sıklığı azaldı ve lekelenme arttı ve ardından 3. günde işeme oranında artış oldu. 5. günde normalize edilen boşaltma davranışı. Hasat ve ardından H &amp; E boyamada mesane değerlendirmeleri arasında en büyük miktarPost-operatif 2 ve 3. günlerde subro- korelyal şişme, mesane tüp implantının ardından 5. ve 7. günlerde kontrol mesanelerine benzemektedir. Klinik ürodinamik çalışmalara benzer şekilde, laboratuvarların çoğunluğu oda sıcaklığında% 0.9 NaCl kullanmıştır. 11 Önceki çalışmalardaki infüzyon hızı, 10 μL / dk&#39;dan 100 uL / ​​dk&#39;ya kadar önemli derecede değişir. 17 , 18 Farklı infüzyon oranlarının bir farede mesane fonksiyonu üzerindeki etkilerini karşılaştıran bir çalışma henüz yapılmadı, daha büyük hayvan çalışmalarında elde edilen veriler daha yavaş dolum oranlarının kullanılmasını önerdi. Fare mesanesinin hacminin az olması nedeniyle, peristaltik pompalar uygun değildir ve sürekli bir mekanizma infüzyon pompası gereklidir. En doğru ve kullanışlı FC kayıtları, sınırlı eserler ile basınç değişikliklerinin iyi bir şekilde geçirgenliğini dengeler. Elde edilen sonuçlarDoğrudan PE50&#39;ye bağlı olan PE10 tüpünün kısa bir bölümü, fare mesane içindeki basıncın doğru bir ölçümünü sağlamıştır. Hayvan hareketinin neden olduğu basınç dalgalanmaları, tüpün boynun kenarına çıktığı noktada cilde sabitlenmesiyle sınırlanabilir ( Şekil 12 ve 13 ). Bu, yapışkan kabarcığı ve subkutan olarak yerleştirilen metal kumaş kaplı bir plakadan ve tübü örten metal yaya tutturulan harici parçadan oluşan özel bir çapa kullanılarak başarılabilir. Tüpün mesane üzerinde çekilmesini önlemeye yönelik ek yöntemler arasında PE10 tüpünün iç kısmı için tüpün gevşekliğini sağlayan eğri bir subkutan parça oluşturulması ve bükülmeyi ve kıvrılmayı önleyen bir döner ve bağ kullanılmasını içerir. Bu çalışmaların sağladığı literatür ve kanıtlara dayanarak, in vivo için en tekrarlanabilir ve fizyolojik olarak doğru yöntemi sağlamak için aşağıdaki adımlar önerilmektedirBir fare içindeki intravezikal basıncın kaydedilmesi. Kateterin idrar torbasının kubbesine yerleştirilmesi için bir ameliyat mikroskopu ve mikrocerrahi alet kullanın. Ameliyat ve kayıt arasında 5 gün kurtarma periyoduna izin verin. Hayvanı, aynı kafeste kayıt işleminin yapıldığı yerde gerçekleştirin ve yiyecek ve suya ücretsiz erişin. Deneyi, en azından insanın temas etmeden sessiz bir ortamda gerçekleştirin, ideal olarak hayvanın davranışını gözlemek için uzaktan video izleme kullanın.

Dolum sistometrisi (YB), mesane dolumunun yavaş olması sırasında basıncın kaydedilmesi için idrar kesesine kateter yerleştirilmesini içeren bir tanı yöntemidir. İlk olarak alt idrar yolları fonksiyonlarını değerlendirmek için klinik bir tanı yöntemi olarak 1927&#39;de tanıtılan, yaygın olarak kullanılmaya devam edilmiştir. 1 Araştırma uygulamalarında FC, sağlıklı ve hasta hayvan modellerinde mesane fonksiyonunu test etmek ve farmakolojik ajanların etkilerini incelemek için kullanılabilir. Kemirgen hayvan modelleri alt üriner sistem fonksiyonlarını araştırmak için yaygın olarak kullanılmaktadır. 2 Bu memeliler grubunda, FC ilk kez sıçanlarda kullanılmak üzere geliştirildi. 3 Burada, tüpü idrar torbasına yerleştirme ve FC&#39;yi gerçekleştirme metodolojisi, birçok araştırmacı tarafından kabul edilebilir tekrarlanabilirlik seviyesinde tanımlanmış ve kullanılmıştır. Transgenik ve nakavt edilen suşların varlığı fareleri sayısız araştırma alanı için değerli bir türe dönüştürür,Alt idrar yolları disfonksiyonu da dahil olmak üzere. Fare sistometrisinin gerçekleştirilmesi için kullanılan metodoloji, laboratuvarlar arasında gözle görülebilir şekilde değişmekte ve sonuçların karşılaştırılmasını zorlaştırmaktadır. 5 Ekz vivo modellerle karşılaştırıldığında, FC düşük idrar yolu anatomisini korur ve mikrovasküler siklüsün depolanması ve boşaltma aşamaları sırasında mesane ve çıkışı arasında eşgüdümlü işlevin değerlendirilmesini sağlar. Önceki araştırmalar, yaygın olarak kullanılan sayısız anestezik maddenin kasılmasını baskıladığını göstermektedir. İdrar kesesi düz kası büzülmesini (üretan, a-kloraloz, ketamin ve ksilazin) koruyan, hayvanın mikroplaşmasına izin veren ajanlar, fonksiyonel mesane kapasitesini hala önemli ölçüde azaltacak ve nörotransmisyonu bastıracak ajanlar. 6 , 7 , 8 , 9 Teknik olarak daha zorlu olmasına rağmen, FC awAmatör hayvan ameliyatı refleksinin fonksiyonel bütünlüğünü korur. Alt üriner sistem fonksiyonu post-operatif mesane duvarında şişme, ağrı ve rahatsızlıktan kaynaklanan stres ve çevresel etkiler gibi birçok faktörden etkilenir. Tüp implantasyonunda doku hasarını en aza indirgeyen bir cerrahi teknik kullanılarak ve tüp hareketini azaltan kayıt yöntemleri ile aynı anda hayvanın serbest dolaşımına izin verilmesi, doğru ve tekrarlanabilir kayıtlar elde etmek için gereklidir. Eğer yeterince gerçekleştirilirse, in vivo Serbest hareket eden hayvanlardaki FC, fizyolojik mesane fonksiyonunu güvenilir bir şekilde yansıtan veriler sağlayabilir. Serbest hareket eden hayvanlarda 10 FC aşağıdaki parametreler hakkında bilgi sağlayabilir; Bazal veya baseline basınç: İki meme arasındaki minimum basınç. Ara geçiş basıncı: İki meme arasındaki ortalama basınç. Eşik basıncı: İntravezikal basınç immİyileşmeden önce iyice. Maksimum basınç: Bir miksiyon devri sırasında maksimum mesane basıncı. Spontan aktivite (veya ortalama intermiktürasyon titreşim basıncı): Müdahale basıncı eksi bazal basınç. Boşaltma kasılmaları: Dolum aşamasında intravezikal basıncın artması, sıvının serbest bırakılmasına bağlı değildir. Mesane uyumluluğu: Mesane kapasitesi, eşik basıncının eksi bazal basınca bölünmesiyle bölünür. Mikstürasyon frekansı: Birim zamanındaki mikrodalga sayısı. Ara geçiş aralığı: İki maksimum işeme basıncı arasındaki süre. Mesane kapasitesi: Verilen hacim, miksiyon sayısına bölünür. Bu parametrelerin ve standart terminolojinin ayrıntılı bir açıklaması daha önce yayınlanmıştır. 11 FC sürekli veya tek devirli intravezikal infüzyon yöntemi kullanılarak yapılabilir. Sürekli sistometri, birden fazla mikstürasyon siklusunun kaydedilmesine ve temsili verilerin seçilmesine izin verirTekrarlanabilirlik üzerine. Mesane kapasitesinin ölçülmesindeki doğruluğu, bilinmeyen artık hacim nedeniyle sınırlıdır. Buna ek olarak, serbest ambulasyon yapan farelerde küçük boşluklu hacimlerin (gerilme ve cinsiyet 30 ila 184 μL arasında değişen oranlarda) toplanması zor. Boşalmış hacmi kaydetmek için bu yöntemi kullanmak, anestezi uygulanmış bir preparatla karşılaştırıldığında daha az doğrudur, ancak anestezinin mesane fonksiyonundaki baskılayıcı etkilerini önlemesi açısından daha üstüntür. Mesane kapasitesini değerlendirmek için tek devirli sistometri kullanılmalıdır. Bu yöntemde, mesane, infüzyon öncesinde aspirasyon yoluyla boşaltılır ve kapasite, infüzyon oranının zamanla maksimum basınca çarpımı olarak hesaplanır. Küçük kemirgenlerde sistometri yapma tekniği yayınlanmış olmasına rağmen, bir sıçanda gerçekleştirilen ameliyatı tarif etmiş ve fare sistometrisinin üretan anestezi altında yapılması önerilmiştir. 10 Bu iletişimin amacı tHem idrar torbasının kubbe içine intravezikal bir tüp yerleştirmek için kullanılan mikrocerrahi teknikler hem de sürekli mesane doldurma ve idiyesizlik sırasında uyanık bir şekilde hareket eden farede in vivo alt idrar yolları fonksiyonunu kaydetmek için kullanılan deney düzeneğini tanımlar. Buna ek olarak, tüpün uzunluğu, çapı ve malzemesinin yanı sıra vivo FC&#39;yi gerçekleştirmek için kullanılan metodolojinin kaydı nasıl etkilediğini belirlemek için deneyler gerçekleştirildi. Bu deneysel protokol daha önce yayınlanmış teknikleri özetler ve deneysel sonuçlara dayanan bir takım değişiklikler önermektedir.

<table><tbody><tr><td>Polyethylene (PE) 10 tubing</td><td>Instech</td><td>BTPE-10</td><td>Fits 30G connectors/plugs</td></tr><tr><td>Polyethylene (PE) 50 tubing</td><td>Instech</td><td>BTPE-50</td><td>Fits 22G connectors/plugs</td></tr><tr><td>22 G single channel stainless steel swivel</td><td>Instech</td><td>375/22</td><td></td></tr><tr><td>High Carbon Steel Utility Extension Spring (9/64&quot; OD)</td><td>Grainger</td><td>1NAH1</td><td>Protects PE50 tubing - Cut to length</td></tr><tr><td>22 G connector</td><td>Instech</td><td>SP22/12</td><td></td></tr><tr><td>Yutaoz Professional Hot Melt Adhesive Glue Gun</td><td>Yutaoz</td><td></td><td>Use low temperature setting (100 &amp;deg;C) - Any hot melt glue gun with an adjustable temperature range will work</td></tr><tr><td>Surebonder DT-2010 all purpose glue stick</td><td>Surebonder</td><td></td><td>Any all purpose hot glue will work</td></tr><tr><td>Dumont #5 curved microforceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>500232</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 curved microforceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>14188</td><td></td></tr><tr><td>Mini dissecting scissors - straight</td><td>World Precision Instruments</td><td>503240</td><td></td></tr><tr><td>Micro mosquito forceps (12.5 cm)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500451</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting scissors - straight</td><td>World Precision Instruments</td><td>14393</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Needle Holder</td><td>World Precision Instruments</td><td>503258</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane, USP</td><td>Phoenix</td><td></td><td>2%, 1 L/min flow rate</td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td></td><td></td><td>0.05 mg/kg</td></tr><tr><td>0.9% Sodium Chloride Irrigation, USP</td><td>Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 Ethilon black monofilament, non-absorbable suture</td><td>Ethicon</td><td></td><td>Bladder tie</td></tr><tr><td>6-0 Vicryl violet braided, absorbable suture</td><td>Ethicon</td><td></td><td>Muscle suture, running</td></tr><tr><td>6-0 Prolene blue monofilament, non-absorbable suture</td><td>Ethicon</td><td></td><td>Skin suture, vertical mattress, buried interrupted</td></tr><tr><td>KD Legato 210 infuse/withdraw pump</td><td>KD Scientific</td><td></td><td>1.5 mL/hr</td></tr><tr><td>Disposable pressure transducer</td><td>Digitimer</td><td>NL108T2</td><td></td></tr><tr><td>Pressure Amplifier</td><td>Digitimer</td><td>NL108A</td><td></td></tr><tr><td>Power1401-3 data acquisition interface</td><td>Digitimer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spike2&amp;nbsp;</td><td>Cambridge Electronic Design Limited</td><td></td><td>PC pressure recording software</td></tr><tr><td>Leica MZ6 surgical operating microscope (3.2 - 20X)</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td>Magnification</td></tr></tbody></table>

evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model

Uyanık dolum sistometrisi, serbest hareket eden farelerde mesane fonksiyonunu değerlendirmek için uzun süre kullanılmıştır, ancak kullanılan spesifik metotlar laboratuvarlar arasında değişiklik göstermektedir. Bu çalışmanın amacı, intravezikal bir tüp yerleştirmek için kullanılan mikrocerrahi prosedürünü ve uyanık, serbestçe hareket eden bir fare içine mesane basıncının kaydedilmesi için deneysel tekniği tanımlamaktır. Buna ek olarak, deneysel veriler, ameliyatın yanı sıra tüpün tipi ve boyutu, alt idrar yolları fonksiyonlarını ve kayıt hassasiyetini nasıl etkilediğini göstermek için sunulmuştur. Boru çapının basınç kaydı üzerindeki etkisi hem polietilen hem de poliüretan boru içlerinde farklı iç çaplarla değerlendirildi. Daha sonra, her iki materyalden en iyi performans gösteren tüp cerrahi olarak erkek C57BL / 6 farelerin idrar torbasının kubbesine yerleştirildi. Ameliyattan 2, 3, 5 ve 7 gün sonra, sağlıklı, bozulmamış hayvanlarda ve hayvanlarda, on iki saatlik bir gece boyunca mikozlanma sıklığı kaydedildi. Hasatta mesanelerŞişme bulguları brüt gözlem ile değerlendirildi ve daha sonra patolojik analiz için işlendi. Mesane şişmesinin büyük ölçüde mesane fonksiyonlarını önemli ölçüde bozduğu davranışsal işeme verileri ile korele olan 2. ve 3. günlerde gözlenmiştir. 5. günde, mesane histolojisi ve işeme frekansı normalize edildi. Çalışmalarımız tarafından sağlanan literatür ve kanıtlara dayanarak, uyanık bir faredeki intravezikal basınç ve boşluk hacmini in vivo olarak kaydetmek için aşağıdaki adımları öneriyoruz: 1) Ameliyatı bir ameliyat mikroskobu ve mikrocerrahi aletler kullanarak gerçekleştirin, 2) Polietilen-10 kullanın Hareket eserlerinin en aza indirgenmesi için hortumlar ve 3) Mesane şişmesi giderildiğinde ameliyat sonrası 5. günde sistometri uygulayın.

Tüp oklüzyonu esnasında sistem içerisindeki basınç artışı ve düşüşü tutarlılığında tüp malzemesi ve çapları arasında anlamlı bir fark bulunmadı. Mesane duvarında şişme posttravezikal tüp implantasyonu hem polietilen (PE) hem de poliüretan (PU) materyalleri için önemlidir. 2. günde, ciddi submukozal şişme gelişti. Mesanenin yarı kesitini işgal etti, bu da lümenin tıkanmasına neden oldu. 5. günde, ödemin tamamen çözülmesi, submukozal bölgeleri muskularis&#39;i kısmen işgal eden inflamatuar hücrelerle infiltre bıraktı. 7. günde inflamatuvar infiltrasyon önemli ölçüde azaldı ve mesane duvarının histolojisi normale döndü ( Şekil 8 ). 2. günde ve 3. günde gözlemlenen en büyük doku şişmesi, mesane fonksiyonunu önemli derecede bozulmuş olan davranışsal işeme verileri ile korele olmuştur ( Şekil 9 ). Boşaltma frekansı po tarafından normalize edildi<html> Ameliyat günü 5. Uyanık, serbestçe hareket eden farede (minimal hareket artifaktlarıyla) intravezikal basınç, 10-15 cm H2O temel hattı basıncı ile karakterize edilir; bu, dolum döngüsü boyunca değişmeden kalabilir veya kademeli olarak 10 cm H2O&#39;dan fazla artmayabilir , Ardından ani, pulsatil basınç artışı ve daha sonra işeme sırasında damla ( Şekil 10 ve 11 ). <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig1.jpg" /> Şekil 1: İdrar Mesanesine İmplantasyon için PE10 Boru. ( A ) Alevli uçtan 4.5, 5 ve 5.5 cm sıcak tutkal damlaları olan 7 cm PE10 tüp. ( B ve C ) Tüpün alevlenen ucu (mesane tüpünü sabitlemek için kullanılan) gösteren ayrıntılı bir resim.Es / ftp_upload / 55588 / 55588fig1large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Bu figürde daha büyük bir sürümünü görmek için lütfen tıklayınız. <img alt="şekil 2" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig2.jpg" /> Şekil 2: PE10 Mesane Borunun Dış Kısmı İçin Tak. Tapa 30 G&#39;lik bir iğne ve sıcak tutkaldan yapılır. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55588/55588fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 3" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig3.jpg" /> Şekil 3: Mesane Boru Yolları. Tüpün karın yoluyla boyun ağzına doğru subkütan yolu ile yerleşimini gösteren şematik çizgi çizimi. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55588/55588fig3large.jpg" target="_blank">Daha büyük görüntülemek için lütfen tıklayınız.</a>Bu şeklin versiyonu. <img alt="Şekil 4" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig4.jpg" /> Şekil 4: Bir Lose Monofilament Sütür Kullanarak Tüpü Takma ve Güvenli Kılmak İçin Mesane / Boru Karşılaştırması ve Adımları. Ameliyat esnasında çekilen fotoğraflar: ( A ) PE50 ve PE10&#39;u bir fare mesane ile karşılaştıran resim. ( B ) Mesaneyi çevreleyen küçük bir 6-0 monofilament dikiş ipliği. Bir çift 5 mikroforce mesane kubbesini tutarken, 21 G iğne kistotomi yapmak için kullanılır. ( C ) Mesanenin kubbesini serbest bırakmadan, zıt eldeki bir çift # 5 mikrofüze, PE10 kateteri yerleştirmeden önce deliği problar. ( D ) mesanenin kubbesinde 6-0 monofilament sütür ile sabitlenmiş PE10 kateteri. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55588/55588fig4large.jpg" target="_blank">Lütfen buraya tıklayınız</a>Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için. <img alt="Şekil 5" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig5.jpg" /> Şekil 5: Bir Purse String Suture, Tüpü Mesanede Sabitlemek İçin Alternatif Bir Yöntem Olarak Kullanılabilir. ( A ) Mesanenin kubbesinde çanta dize sütür. ( B ) PE10 tüpleri cüzdanın ortasından geçirilir. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55588/55588fig5large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 6" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig6.jpg" /> Şekil 6: Deneysel Kurulum. İnfüzyon pompasında% 0.9 NaCl içeren şırınga, basınç dönüştürücü ve intravezikal kateterle seri bağlanmıştır. Sağ alt taraftaki bilgisayar ekranı üç tekrarlanabilir mict gösterirDönüş çevrimleri. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55588/55588fig6large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 7" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig7.jpg" /> Şekil 7: Deneysel Kayıt Ayarı. ( A ) 22 G dönebilen bir kayıt kafesi ve denge üzerine asılmıştır. ( B ) İnfüzyon tüpünün dış kısmının tüm uzunluğunu 22 G&#39;lik bir döner ve bir PE50 bağ ile gösteren fotoğraf. ( C ) PE50 tüpünü örten bir yay kılıfı olan 22 G&#39;lik bir döner. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55588/55588fig7large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 8" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig8.jpg" /> Şekil 8: Yeniden Histolojik Değerlendirmeİdrar Mesane Duvarının İmplante PE10 Tüpüne cevabı. Ameliyattan 2, 3, 5 ve 7. günler önce hematoksilin ve eozin (H &amp; E) ile boyanan mesane kesitleri. Mesane duvarında şişme ameliyat sonrası 5. gününde düzeldi <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55588/55588fig8large.jpg" target="_blank">. Bu rakamın daha büyük bir</a> versiyonunu <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55588/55588fig8large.jpg" target="_blank">görmek için lütfen</a> tıklayınız <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55588/55588fig8large.jpg" target="_blank">.</a> <img alt="Şekil 9" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig9.jpg" /> Şekil 9: Voiding Spot Assay&#39;ı kullanarak fonksiyonel mesane değerlendirmesi. UV tonu ile incelenen filtre kağıdındaki idrar lekeleri, 0. günde (tüp implantından önce), 2, 3, 4, 5 ve 7. post-intravezikal tüp implantasyonunda temsil eden mikstürasyon modelini belgelemektedir. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55588/55588fig9large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a> Şekil 10: Sistometrogram. Uyanık, serbestçe dolaşan bir farede intravezikal mesane basıncının temsilcisi. 3 tekrarlanabilir miksiyon döngüsü gösteren iz. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55588/55588fig10large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 11" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig11.jpg" /> Şekil 11: Mikstürasyon Aşaması. Basınçtaki ilk artış, tepe basıncı ve taban çizgiye hızlı basınç düşüşü sırasında yüksek frekans salınımlarıyla birlikte mikstürasyon fazını gösteren iz. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55588/55588fig11large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a> Şekil 12: Bağın Bağlanması. ( A ) PE10 kateteri hayvana sabitlemek ve tüpün mesane üzerine çarpmasını önlemek için kullanılan çapa. Disk, yay kılıfına tutturulmuştur. ( B ) Harici PE50 tüpüne bağlı dahili PE10 kateteri. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55588/55588fig12large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 13" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig13.jpg" /> Şekil 13: Döner Çapa. Çapanın subkutan kısmı, ( 1 ) kumaştan yapılmış bir disk ve ( 2 ) metal bir halkadan oluşur.

Watch this Scientific Journal Video about Evaluating the Procedure for Performing Awake Cystometry in a Mouse Model at JoVE.com

Evaluating the Procedure for Performing Awake Cystometry in a Mouse Model

Bu çalışma serbestçe hareket eden bir fare içinde uyanık sistometri gerçekleştirmek için cerrahi prosedürleri ve deneysel teknikleri tanımlamaktadır. Buna ek olarak, optimizasyonunu ve standardizasyonunu destekleyen deneysel kanıtlar sağlar.

Bir Fare Modelinde Seyrek Sistometri Uygulamasının Değerlendirilmesi

Awake filling cystometry has been used for a long time to evaluate bladder function in freely moving mice, however, the specific methods used, vary among ...

evaluating-procedure-for-performing-awake-cystometry-mouse

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

12.5K Görüntüleme.  University of Vermont.  Bu çalışma serbestçe hareket eden bir fare içinde uyanık sistometri gerçekleştirmek için cerrahi prosedürleri ve deneysel teknikleri tanımlamaktadır. Buna ek olarak, optimizasyonunu ve standardizasyonunu destekleyen deneysel kanıtlar sağlar. 

Video: Evaluating the Procedure for Performing Awake Cystometry in a Mouse Model

A Murine Orthotopic Bladder Tumor Model and Tumor Detection System

This protocol describes the generation of bladder tumors in female C57BL/6J mice using the murine bladder cancer cell line MB49, which has been modified to secrete human Prostate Specific Antigen (PSA), and the procedure for the confirmation of tumor implantation. In brief, mice are anesthetized using injectable drugs and are made to lay in the dorsal position. Urine is vacated from the bladder and 50 &#181;L of poly-L-lysine (PLL) is slowly instilled at a rate of 10 &#181;L/20 s using a 24 G IV catheter. It is left in the bladder for 20 min by stoppering the catheter. The catheter is removed and PLL is vacated by gentle pressure on the bladder. This is followed by instillation of the murine bladder cancer cell line (1 x 105 cells/50 &#181;L) at a rate of 10 &#181;L/20 s. The catheter is stoppered to prevent premature evacuation. After 1 h, the mice are revived with a reversal drug, and the bladder is vacated. The slow instillation rate is important, as it reduces vesico-ureteral reflux, which can cause tumors to occur in the upper urinary tract and in the kidneys. The cell line should be well re-suspended to reduce clumping of cells, as this can lead to uneven tumor sizes after implantation.
This technique induces tumors with high efficiency. Tumor growth is monitored by urinary PSA secretion. PSA marker monitoring is more reliable than ultrasound or fluorescence imaging for the detection of the presence of tumors in the bladder. Tumors in mice generally reach a maximum size that negatively impacts health by about 3 - 4 weeks if left untreated. By monitoring tumor growth, it is possible to differentiate mice that were cured from those that were not successfully implanted with tumors. With only end-point analysis, the latter may be mistakenly assumed to have been cured by therapy.

This protocol describes the generation of murine orthotopic bladder tumors in female C57BL/6J mice and the monitoring of tumor growth.

Bir Fare Ortotopik Mesane Tümör Modeli ve Tümör Tespit Sistemi

This protocol describes the generation of bladder tumors in female C57BL/6J mice using the murine bladder cancer cell line MB49, which has been modified ...

Kanser Araştırmaları

Evaluation of Biomaterials for Bladder Augmentation using Cystometric Analyses in Various Rodent Models

Renal function and continence of urine are critically dependent on the proper function of the urinary bladder, which stores urine at low pressure and expels it with a precisely orchestrated contraction. A number of congenital and acquired urological anomalies including posterior urethral valves, benign prostatic hyperplasia, and neurogenic bladder secondary to spina bifida/spinal cord injury can result in pathologic tissue remodeling leading to impaired compliance and reduced capacity1. Functional or anatomical obstruction of the urinary tract is frequently associated with these conditions, and can lead to urinary incontinence and kidney damage from increased storage and voiding pressures2. Surgical implantation of gastrointestinal segments to expand organ capacity and reduce intravesical pressures represents the primary surgical treatment option for these disorders when medical management fails3. However, this approach is hampered by the limitation of available donor tissue, and is associated with significant complications including chronic urinary tract infection, metabolic perturbation, urinary stone formation, and secondary malignancy4,5.
Current research in bladder tissue engineering is heavily focused on identifying biomaterial configurations which can support regeneration of tissues at defect sites. Conventional 3-D scaffolds derived from natural and synthetic polymers such as small intestinal submucosa and poly-glycolic acid have shown some short-term success in supporting urothelial and smooth muscle regeneration as well as facilitating increased organ storage capacity in both animal models and in the clinic6,7. However, deficiencies in scaffold mechanical integrity and biocompatibility often result in deleterious fibrosis8, graft contracture9, and calcification10, thus increasing the risk of implant failure and need for secondary surgical procedures. In addition, restoration of normal voiding characteristics utilizing standard biomaterial constructs for augmentation cystoplasty has yet to be achieved, and therefore research and development of novel matrices which can fulfill this role is needed.
In order to successfully develop and evaluate optimal biomaterials for clinical bladder augmentation, efficacy research must first be performed in standardized animal models using detailed surgical methods and functional outcome assessments. We have previously reported the use of a bladder augmentation model in mice to determine the potential of silk fibroin-based scaffolds to mediate tissue regeneration and functional voiding characteristics.11,12 Cystometric analyses of this model have shown that variations in structural and mechanical implant properties can influence the resulting urodynamic features of the tissue engineered bladders11,12. Positive correlations between the degree of matrix-mediated tissue regeneration determined histologically and functional compliance and capacity evaluated by cystometry were demonstrated in this model11,12. These results therefore suggest that functional evaluations of biomaterial configurations in rodent bladder augmentation systems may be a useful format for assessing scaffold properties and establishing in vivo feasibility prior to large animal studies and clinical deployment. In the current study, we will present various surgical stages of bladder augmentation in both mice and rats using silk scaffolds and demonstrate techniques for awake and anesthetized cystometry.

Surgical stages of bladder augmentation are described using 3-D scaffolds in murine and rat models. To test the efficacy of biomaterial configurations for use in bladder augmentation, techniques for both awake and anesthetized cystometry are presented.

Çeşitli Kemirgen Modeller sistometrik Analizleri kullanarak Mesane Büyütme için Biyomalzeme Değerlendirilmesi

Renal function and continence of urine are critically dependent on the proper function of the urinary bladder, which stores urine at low pressure and ...

Biyomühendislik

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

Küçük Kemirgenler sistometri ve Kullanımı: Mesane Chemosensation Çalışması

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

Tıp

Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition characterized by increased urgency and frequency of urination, as well as nocturia and general pelvic pain, especially upon bladder filling or voiding. Despite years of research, the cause of IC/BPS remains elusive and treatment strategies are unable to provide complete relief to patients. In order to study nervous system contributions to the condition, many animal models have been developed to mimic the pain and symptoms associated with IC/BPS. One such murine model is urinary bladder distension (UBD). In this model, compressed air of a specific pressure is delivered to the bladder of a lightly anesthetized animal over a set period of time. Throughout the procedure, wires in the superior oblique abdominal muscles record electrical activity from the muscle. This activity is known as the visceromotor response (VMR) and is a reliable and reproducible measure of nociception. Here, we describe the steps necessary to perform this technique in mice including surgical manipulations, physiological recording, and data analysis. With the use of this model, the coordination between primary sensory neurons, spinal cord secondary afferents, and higher central nervous system areas involved in bladder pain can be unraveled. This basic science knowledge can then be clinically translated to treat patients suffering from IC/BPS.

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition characterized in part by pelvic pain. In order to study nervous system contributions to the condition, a physiological model of urinary bladder pain is used in mice and rats.

Farelerde Mesane Ağrı için bir model olarak Mesane Distansiyonunun Uyarılmış Visceromotor Cevapları

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

In Vivo Luminal Measurement of Distension-Evoked Urothelial ATP Release in Rodents

ATP, released from the urothelium in response to bladder distension, is thought to play a significant sensory role in the control of micturition. Therefore, accurate measurement of urothelial ATP release in a physiological setting is an important first step in studying the mechanisms that control purinergic signaling in the urinary bladder. Existing techniques to study mechanically evoked urothelial ATP release utilize cultured cells plated on flexible supports or bladder tissue pinned into Ussing chambers; however, each of these techniques does not fully emulate conditions in the intact bladder. Therefore, an experimental setup was developed to directly measure ATP concentrations in the lumen of the rodent urinary bladder.
In this setup, the bladders of anesthetized rodents are perfused through catheters in both the dome of the bladder and via the external urethral orifice. Pressure in the bladder is increased by capping the urethral catheter while perfusing sterile fluid into the bladder through the dome. Measurement of intravesical pressure is achieved using a pressure transducer attached to the bladder dome catheter, akin to the setup used for cystometry. Once the desired pressure is reached, the urethral catheter's cap is removed, and fluid collected for ATP quantification by luciferin-luciferase assay. Through this experimental setup, the mechanisms controlling both mechanical and chemical stimulation of urothelial ATP release can be interrogated by including various agonists or antagonists into the perfusate or by comparing results between wildtype and genetically modified animals.

In Vivo Luminal Measurement of Distension-Evoked Urothelial ATP Release in Rodents

This protocol describes the procedure for measuring ATP concentrations in the lumen of the bladder in an anesthetized rodent.

İn Vivo Kemirgenlerde Distansiyon Uyarılmış Ürotelyal ATP Salınımının Luminal Ölçümü

ATP, released from the urothelium in response to bladder distension, is thought to play a significant sensory role in the control of micturition. ...

Cystometric and External Urethral Sphincter Measurements in Awake Rats with Implanted Catheter and Electrodes Allowing for Repeated Measurements

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually performed as terminal analysis under urethane anesthesia. It is well known that anesthetic drugs can influence bladder function. Hence, the aim of this technique is to perform cystometric measurements of the urinary bladder and external urethral sphincter in lightly restrained awake rats. For this purpose, a bladder catheter is implanted into the bladder dome. Subsequently, two electrodes are implanted bilateral to the external urethral sphincter and a ground electrode is sutured to a non-responsive skeletal muscle. The bladder catheter and the three electrodes are finally tunneled subcutaneously to the neck region and affixed to a harness. With this technique, the lower urinary tract can be measured at multiple time points in the same animal to assess lower urinary tract function. The main application of this technique is the follow-up of simultaneous urinary bladder and external urethral sphincter function in awake healthy rats and after induction of a disease or injury. Moreover, subsequent lower urinary tract monitoring can be performed during evaluation of the disease/injury and to monitor treatment efficacy.

This protocol first describes the surgical procedure of the permanent implantation of a urinary bladder catheter combined with external urethral sphincter electrodes, and second, the measurement of the function of the urinary bladder and external urethral sphincter in implanted awake animals.

Cystometric ve dış üretral sfinkter ölçümleri implant kateter ve tekrarlanan ölçülerini izin elektrotları ile uyanık Sıçanlarda

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually ...

Biyoloji

Siyanoakrilat cilt bariyerleri kullanılarak uyanık farelerde hassas ürodinamik ölçüm

Optimizing Mouse Urodynamic Techniques for Improved Accuracy

Accurate measurement of urinary parameters in awake mice is crucial for understanding lower urinary tract (LUT) dysfunction, particularly in conditions like neurogenic bladder post-traumatic spinal cord injury (SCI). However, conducting cystometry recordings in mice presents notable challenges. When mice are in a prone and restricted position during recording sessions, urine tends to be absorbed by the fur and skin, leading to an underestimation of voided volume (VV). The goal of this study was to enhance the accuracy of cystometry and external urethral sphincter electromyography (EUS-EMG) recordings in awake mice. We developed a unique method utilizing cyanoacrylate adhesive to create a waterproof skin barrier around the urethral meatus and abdomen, preventing urine absorption and ensuring precise measurements. Results show that after applying the cyanoacrylate, the sum of VV and RV remained consistent with the infused saline volume, and there were no wet areas observed post-experiment, indicating successful prevention of urine absorption. Additionally, the method simultaneously stabilized the electrodes connected with the external urethral sphincter (EUS), ensured stable electromyography (EMG) signals, and minimized artifacts caused by the movement of the awakened mouse and manipulation of the experimenter. Methodological details, results, and implications are discussed, highlighting the importance of improving urodynamic techniques in preclinical research.

Yazar Spotlight: Nörojenik Mesaneli Uyanık Farelerde Hassas İdrar Ölçümü için Gelişmiş Ürodinamik Yöntem

This protocol provides a guide for waterproofing the skin with cyanoacrylate to prevent urine absorption by fur and skin. It includes instructions for applying the glue to the skin, implanting a bladder catheter, and electrodes for cystometry and external urethral sphincter electromyography recordings in awake mice.

Gelişmiş Doğruluk için Fare Ürodinamik Tekniklerini Optimize Etme 

Accurate measurement of urinary parameters in awake mice is crucial for understanding lower urinary tract (LUT) dysfunction, particularly in conditions ...

Nörobilim

Modeling Orthotopic Bladder Tumor in Mouse Model: A Procedure for Intravesical Administration of Cancer Cells into Murine Bladder

Source: Tham, S. M. et al. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/video/55078" target="_blank">A Murine Orthotopic Bladder Tumor Model and Tumor Detection System.</a>&#160;J. Vis. Exp.&#160;(2017)
In this video, we describe the intravesical procedure of delivering cancer cells into the bladder of a mouse model. This procedure helps generate an orthotopic bladder tumor model that can be used to develop therapeutic strategies.

Ortotopik Mesane Tümörünün Fare Modelinde Modellenmesi: Kanser Hücrelerinin Murin Mesanesine İntravezikal Uygulanması İçin Bir Prosedür

Source: Tham, S. M. et al. A Murine Orthotopic Bladder Tumor Model and Tumor Detection System.&#160;J. Vis. Exp.&#160;(2017)
In this video, we describe ...

Bir Fare Modelinde Seyrek Sistometri Uygulamasının Değerlendirilmesi

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Bir Fare Ortotopik Mesane Tümör Modeli ve Tümör Tespit Sistemi

Çeşitli Kemirgen Modeller sistometrik Analizleri kullanarak Mesane Büyütme için Biyomalzeme Değerlendirilmesi

Küçük Kemirgenler sistometri ve Kullanımı: Mesane Chemosensation Çalışması

Farelerde Mesane Ağrı için bir model olarak Mesane Distansiyonunun Uyarılmış Visceromotor Cevapları

İn Vivo Kemirgenlerde Distansiyon Uyarılmış Ürotelyal ATP Salınımının Luminal Ölçümü

Cystometric ve dış üretral sfinkter ölçümleri implant kateter ve tekrarlanan ölçülerini izin elektrotları ile uyanık Sıçanlarda

Gelişmiş Doğruluk için Fare Ürodinamik Tekniklerini Optimize Etme

Gelişmiş Doğruluk için Fare Ürodinamik Tekniklerini Optimize Etme

Gelişmiş Doğruluk için Fare Ürodinamik Tekniklerini Optimize Etme

Ortotopik Mesane Tümörünün Fare Modelinde Modellenmesi: Kanser Hücrelerinin Murin Mesanesine İntravezikal Uygulanması İçin Bir Prosedür