Name: intravenous injections in neonatal mice
Uploaded: 2014-11-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 17 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Intravenous Injections in Neonatal Mice at JoVE.com

Yazarlar mali destek SMA NINDS, FightSMA ve aileleri kabul etmek istiyoruz. Segl NINDS eğitim bursu # 5T32NS077984-02 tarafından desteklenmektedir.

Protokolde belirtilen tüm işlemler Ohio Devlet Üniversitesi Hayvan Kullanım ve Bakım komitesi (IACUC) Enstitüsü onaylanmıştır. Çalışma alanı hazırlanması 1. <ol><li> Çöp, bir mikroskop, 90 ° enjeksiyon (bir ışık kaynağı kullanımı bir açıyla yerleştirilmiş bir ışık kaynağından barajı ayırmak için, boş bir kafes fare yavrular uyutmak için ıslak buz toplamak &#160; enjeksiyon yerinde açı ven), enjeksiyon için hayvan yerleştirmek için temiz bir yüzey, pamuklu, 3/8 &quot;30 G iğne (hayvan başına) ve% 1 Evans Blue Dye ile 3/10 cc insülin şırınga (gizlemektedir eğitim için fosfat tamponlu salin (PBS)) çözeltisi ile yapılır. </li><li> Yavrular işlenirken ayrı bir kafese baraj çıkarın. </li></ol> 2. Enjeksiyon Yöntemi <ol><li> Hayvan uyutmak için 30-60 saniye boyunca ıslak buz üzerinde doğrudan bir tek yavru yerleştirin. T bırakmayınnedeniyle ventriküler fibrilasyon, doku hipoksi ve metabolik asidoz dahil hipotermi ile ilişkili komplikasyonların riski çok uzun buz üzerinde o hayvan. NOT: tecrübemiz 30-60 saniyelik bir enjeksiyonu sağlamak için yavru hareketleri yavaş için yeterli olmasıdır. Derin anestezi gerekiyorsa, bu tür 1-2 izofluran% olarak inhalantların uygun olabilir. </li><li> Hayvan buz üzerinde iken, Evans mavi boya, 30 ul şırınga yükleyin. </li><li> Hayvan tamamen uyuşturulduktan zaman, hala nefes alırken buz üzerinde hareket eksikliği tarafından onaylandıktan mikroskop altında hareket ettirin. Sağ elli bir enjeksiyon için sağa hayvanın ağzını yüz. Kulak tomurcuk parmağı ve orta parmak (Şekil 1) arasında olacak şekilde kulak tomurcuk namlu ve sol orta parmak kuyruğu üzerinde sol işaret parmağını yerleştirin. </li><li> Sadece cilt manipüle edildiğinde hareket yüzeysel kılcal için kulak tomurcuk ön Schulabschluss. Bu kılcal Ancak, hedef değilkimlik zamansal damar tanınmasında önemlidir. Sonra, ne olursa olsun cilt pozisyon sabit kalır kılcal aşağı bir karanlık, karanlık ven bulun. Temporal damar, gölgeli görünür dorsal ventral çalışır ve juguler ven (Şekil 1) beslenir. </li><li> Iğne konik yukarı zamansal ven girin. Doğru takılırsa, o iğne konik deri yoluyla kan ile doldurmak görmek mümkündür. Sonra yavaş yavaş piston bastırın ve not yüzün tarafında aşağı ven beyazlaşma. </li><li> Iğne injectant geri akmasını önlemek için ilave bir 10-15 saniye ven içinde kalmasını sağlar. </li></ol> 3. Post-enjeksiyon <ol><li> Uygun bir enjeksiyondan sonra, yavru hemen mavi dönmelidir. İğneyi çıkarın ve kan pıhtıları kadar enjeksiyon yerinde bir pamuklu bir bez uygulamak için yumuşak güç kullanmayın. </li><li> Sıkıntı belirtileri yavru izleyin. Yavru 2-3 dk kurtarmak ve yeniden ısıt için izin ver, ryavru kafesine dönmeden önce, bilinçli dik ve hareketli olduğunda ecognize. Kupa araştırmacının eldivenli elinde yavrular gerekirse kazanılmasında yardımcı uygun sıcaklık sağlamak için. Alternatif olarak, enjekte yavru ısınma kolaylaştırmak için evde kafes altında bir ısıtma yastığı yerleştirin. Genellikle, bir Evans mavisi enjeksiyonundan sonra, yavrular euthanize. Test malzemesi enjekte ederken boya dahil etmeyin. </li><li> Geri eve kafese yavru yerleştirin ve yavru baraj tarafından reacceptance sağlamak için yatak ve / veya nestlet ile kaplanmış olduğundan emin olun. </li><li> Sterilite korumak için her yavru için yeni bir şırınga ve pamuklu çubuk kullanın. </li></ol>

<ol>
	<li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravascular+AAV9+preferentially+targets+neonatal+neurons+and+adult+astrocytes.">Intravascular AAV9 preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes.</a> Nature. 27, 59-65 (2009).</li><li>Dominguez, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravenous+scAAV9+delivery+of+a+codon-optimized+SMN1+sequence+rescues+SMA+mice.">Intravenous scAAV9 delivery of a codon-optimized SMN1 sequence rescues SMA mice.</a> Human molecular genetics. 20, 681-693 (2011).</li><li>Rahim, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravenous+administration+of+AAV2/9+to+the+fetal+and+neonatal+mouse+leads+to+differential+targeting+of+CNS+cell+types+and+extensive+transduction+of+the+nervous+system.">Intravenous administration of AAV2/9 to the fetal and neonatal mouse leads to differential targeting of CNS cell types and extensive transduction of the nervous system.</a> FASEB journal : official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 25, 3505-3518 (2011).</li><li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rescue+of+the+spinal+muscular+atrophy+phenotype+in+a+mouse+model+by+early+postnatal+delivery+of+SMN.">Rescue of the spinal muscular atrophy phenotype in a mouse model by early postnatal delivery of SMN.</a> Nat Biotechnol. 28, 271-274 (2010).</li><li>Duque, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravenous+administration+of+self-complementary+AAV9+enables+transgene+delivery+to+adult+motor+neurons.">Intravenous administration of self-complementary AAV9 enables transgene delivery to adult motor neurons.</a> Mol Ther. 17, 1187-1196 (2009).</li><li>Bostick, B., Ghosh, A., Yue, Y., Long, C., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+AAV-9+transduction+in+mice+is+influenced+by+animal+age+but+not+by+the+route+of+administration.">Systemic AAV-9 transduction in mice is influenced by animal age but not by the route of administration.</a> Gene Ther. 14, 1605-1609 (2007).</li><li>Miyake, N., Miyake, K., Yamamoto, M., Hirai, Y., Shimada, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global+gene+transfer+into+the+CNS+across+the+BBB+after+neonatal+systemic+delivery+of+single-stranded+AAV+vectors.">Global gene transfer into the CNS across the BBB after neonatal systemic delivery of single-stranded AAV vectors.</a> Brain research. 1389, 19-26 (2011).</li><li>Porensky, P. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+single+administration+of+morpholino+antisense+oligomer+rescues+spinal+muscular+atrophy+in+mouse.">A single administration of morpholino antisense oligomer rescues spinal muscular atrophy in mouse.</a> Human molecular genetics. 21, 1625-1638 (2012).</li><li>Hua, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+SMN+restoration+is+essential+for+long-term+rescue+of+a+severe+spinal+muscular+atrophy+mouse+model.">Peripheral SMN restoration is essential for long-term rescue of a severe spinal muscular atrophy mouse model.</a> Nature. 478, 123-126 (2011).</li><li>Kienstra, K. A., Freysdottir, D., Gonzales, N. M., Hirschi, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+neonatal+intravascular+injections:+modeling+newborn+disease.">Murine neonatal intravascular injections: modeling newborn disease.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science : JAALAS. 46, 50-54 (2007).</li><li>Glascock, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+therapeutic+agents+through+intracerebroventricular+(ICV)+and+intravenous+(IV)+injection+in+mice.">Delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (ICV) and intravenous (IV) injection in mice.</a> J. vis. Exp. (56), (2011).</li><li>Sands, M. S., Barker, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Percutaneous+intravenous+injection+in+neonatal+mice.">Percutaneous intravenous injection in neonatal mice.</a> Laboratory animal science. 49, 328-330 (1999).</li><li>Bevan, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+heart+failure+in+the+SMNDelta7+model+of+spinal+muscular+atrophy+and+correction+by+postnatal+scAAV9-SMN+delivery.">Early heart failure in the SMNDelta7 model of spinal muscular atrophy and correction by postnatal scAAV9-SMN delivery.</a> Human molecular genetics. 19, 3895-3905 (2010).</li><li>Valori, C. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+delivery+of+scAAV9+expressing+SMN+prolongs+survival+in+a+model+of+spinal+muscular+atrophy.">Systemic delivery of scAAV9 expressing SMN prolongs survival in a model of spinal muscular atrophy.</a> Science translational medicine. 2, (2010).</li><li>Foust, K. D., Poirier, A., Pacak, C. A., Mandel, R. J., Flotte, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neonatal+intraperitoneal+or+intravenous+injections+of+recombinant+adeno-associated+virus+type+8+transduce+dorsal+root+ganglia+and+lower+motor+neurons.">Neonatal intraperitoneal or intravenous injections of recombinant adeno-associated virus type 8 transduce dorsal root ganglia and lower motor neurons.</a> Hum Gene Ther. 19, 61-70 (2008).</li><li>Guggenbuhl, P., Grosbois, B., Chales, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gaucher+disease.">Gaucher disease.</a> Joint, bone, spine : revue du rhumatisme. 75, 116-124 (2008).</li><li>Daly, T. M., Vogler, C., Levy, B., Haskins, M. E., Sands, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neonatal+gene+transfer+leads+to+widespread+correction+of+pathology+in+a+murine+model+of+lysosomal+storage+disease.">Neonatal gene transfer leads to widespread correction of pathology in a murine model of lysosomal storage disease.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 96, 2296-2300 (1999).</li><li>Daly, T. M., Ohlemiller, K. K., Roberts, M. S., Vogler, C. A., Sands, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevention+of+systemic+clinical+disease+in+MPS+VII+mice+following+AAV-mediated+neonatal+gene+transfer.">Prevention of systemic clinical disease in MPS VII mice following AAV-mediated neonatal gene transfer.</a> Gene Ther. 8, 1291-1298 (2001).</li><li>Wang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Juvenile+neuronal+ceroid+lipofuscinoses.">Juvenile neuronal ceroid lipofuscinoses.</a> Advances in experimental medicine and biology. 724, 138-142 (2012).</li><li>Forsythe, E., Beales, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bardet-Biedl+syndrome.">Bardet-Biedl syndrome.</a> European journal of human genetics. 21, 8-13 (2013).</li><li>Bevan, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+gene+delivery+in+large+species+for+targeting+spinal+cord,+brain,+and+peripheral+tissues+for+pediatric+disorders.">Systemic gene delivery in large species for targeting spinal cord, brain, and peripheral tissues for pediatric disorders.</a> Mol Ther. 19, 1971-1980 (2011).</li><li>Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retro-orbital+injections+in+mice.">Retro-orbital injections in mice.</a> Lab animal. 40, 155-160 (2011).</li><li>Saunders, N. R., Joakim Ek, C., Dziegielewska, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+neonatal+blood-brain+barrier+is+functionally+effective,+and+immaturity+does+not+explain+differential+targeting+of+AAV9.">The neonatal blood-brain barrier is functionally effective, and immaturity does not explain differential targeting of AAV9.</a> Nature biotechnology. 27, 804-805 (2009).</li><li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Therapeutic+AAV9-mediated+suppression+of+mutant+SOD1+slows+disease+progression+and+extends+survival+in+models+of+inherited+ALS.">Therapeutic AAV9-mediated suppression of mutant SOD1 slows disease progression and extends survival in models of inherited ALS.</a> Mol Ther. 21, 2148-2159 (2013).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Merkezi sinir sistemine veya tüm vücutta maddelerin damar yoluyla verilmesi hastalık yenidoğan sıçan modellerinde zordur. Açıklanan protokol intravenöz minimal teçhizatı gereksinimleri ile yenidoğan farelerin içine çözümleri yönetmek için hızlı, nispeten non-invaziv bir yoludur. Zamansal yüz damar çıplak gözle görülebilir rağmen, enjeksiyonlar özellikle bir unpracticed enjektör, mikroskop ve fiber-optik ışık kaynağı kullanımı ile daha doğru olabilir. Yenidoğan farelerde damar içine enjeksiyona yüksek bir başarı oranı 12 sahiptir, ve AAV transdüksiyon, enjekte parçası deri altından tatbik bile, erken yavrularında gözlenmiştir. Enjeksiyon kuyusu fare yavrular tarafından tolere, ve FVB / N veya C57BL / 6 kökenden barajlar çok iyi yavruların manipülasyon tolere edilir. Ancak, ender durumlarda barajlar tüm ibrelerin yok edebilir. Bu enjeksiyonlar başarılı bir şekilde 1.6 g ile 0.8 g kadar küçük farelerde gerçekleştirilebilir. Alternatif ve dökmen yeni doğmuş fareler için yolları bize ve retro-orbital, intrajugular ve periton 10,15,22 olmak üzere başkaları tarafından yayınlanmıştır. Hiçbir özel ekipman gereksinimleri ile tek bir deneyci tarafından yapılacak klinik, ilgili mümkün ve tatbik edilecek ciltlik geniş bir yelpazede sağlar çünkü biz burada anlatılan enjeksiyon yolu tercih. Enjeksiyonları zorluk zamansal ven görüntüleme ve iğne bu nedenle yanlış yerleştirilmesi olduğunda ortak bir sorun yaşadı. Fiber-optik ışık kaynağı &lt;90 ° açıda ve damarın en iyi görüntüleme için tutulan zaman baş aşağı parlayan edilmelidir. Enjektörler onların ihtiyaçlarına uygun ışık kaynağını ayarlamak için zaman almalıdır. Geçici damar gözlem anlamlı yavrular çok büyük 2.0 g daha P2 sonra eski veya daha büyük olarak karakterize olup olmadığını azalmıştır. İğne konik ven girdiğinde ikinci bir sorun belirlenmesi olabilir. Temporal yüz damar superfi olduğunuLefkoşa, bakım ven altına girmemek için alınması gerekir bu yüzden. İğne konik ven paralel giriyor sağlamak ven yoluyla delinmesiyle önleyecektir. İğne yerleştirme iyi yavaş enjeksiyon ve damar sonraki soluklaşmanın tarafından doğrulanmadı. Yüzeysel zamansal ven başın iki tarafında görülebilir. Solak bireyler araştırmacının sola hayvan bakan ergonomik daha iyi olabilir ve her araştırmacı için belirlenen gerektiğini bulabilirsiniz. Damar görünür olmamalı veya başlığın karşı tarafındaki ven hedef ilk denemelerde yanlış yönlendirilmiştir edilir uygundur. Damar kafanın her iki tarafında delinirse, bir miktar sızıntı ikinci bölgesine enjeksiyon sırasında birinci sitesi aracılığıyla oluşabilir. Mikroskop çalışma mesafesine bağlı olarak, hayvan enjekte küçük bir platform oluşturmak için uygun olabilir; 50 ml konik örneğin, boş bir köpük konteynertüp ambalaj (Şekil 1). Bu araştırmacının enjekte eli masanın doğrudan zemine böylece araştırmacı platformun kenarına yakın hayvan konumlandırmak sağlar. Bu damara giriş açısını iyileştirmek ve hafif tıkanıklık aza indirebilirsiniz. Enjeksiyon hacmi, enjeksiyonlar için yaşı pencere ve baraj yanıt değişkenliğine de dahil olmak üzere protokol programı için birkaç sınırlamalar vardır. Yavrular için enjeksiyon hacmi 50 ul ile sınırlıdır. Biz daha önce 100 ul ile hayvanlar dozlandı, ancak düşük ses enjeksiyonları göre artış enjeksiyona bağlı mortalite gözlemledik, ancak diğerleri başarıyla 100 ul 10,12 teslim raporu. Dahası, artan enjeksiyon hacimleriyle, kan-beyin bariyerinden 23 zarar öne sürülmüştür. Genellikle deney reaktif sabit bir 50 ul enjeksiyon hacmi muhafaza etmek için PBS ile karıştırılır. Biz çalışmaların habersiz examiniyenidoğan farelerde boyunca yayılması üzerine enjeksiyon hacminin etkisini ng ve ampirik çalışmalar belirli bir dozda yeni reaktif için enjeksiyon hacmi üzerindeki etkileri belirlemek için yapılmalıdır. İkinci sınırlama yüzeysel zamansal ven birinci ve ikinci doğum sonrası günlerde kolayca görülebilir olmasıdır. Hayvan büyüklüğü, cilt pigmentasyonu ve kalınlığı değişiklikler başkalarının doğum sonrası 6. günde 10,12 ile ven erişen raporu olsa ileriki yaşlarda damar gizlemek için birleştirir. Alternatif olarak, P5 dolaşım ve P10 hayvanlara 4 viral vektör sunmak için ultrason eşliğinde kardiyak enjeksiyonları kullanılmaktadır. Son olarak, prosedürün fare barajların kabul tahmin edilemez. Biz nöromüsküler hastalık ve otizm spektrum bozuklukları fare modelleri arasında FVB / N, C57BL / 6 ve B6SJL fareleri tedavi etmiş. FVB / N fareler C57BL / 6 arka plan üzerinde suşları bazen bireysel yavrular veya tüm ibrelerin yok ederken en hoşgörülü, ama bu nadir bir olay. Bununla birlikte, buBir deney için yeterli n planlarken bir göz olmalıdır. Baraj kabul edilmesi, ne hastalık, fare suşu modelleme olduğunu etkilenmiş olabilir. Örneğin, otizm spektrum bozukluğu bir modeli arka plan suşu dayalı beklenenden daha yavru ret çok daha yüksek bir oranı vardı. Baraj kabul bir endişe ise yavrular teşvik dikkate olabilir. Reddini sınırlamak için diğer yaklaşımlar ultrasonik sesler çıkardığını yavru için, ve baraj burnunu ovmak ve / veya bir bezle yavrular herhangi bir araştırmacı kokusunu maskelemek için% 70 etanol ile nemlendirilmiş erişimi sınırlamak için barajdan ayrı bir odada enjeksiyonları içerir. Yavrular da kabul yardımcı olmak için kirli yatak ile ovuşturdu edilmelidir. Bu protokol başarıyla SMA bir fare modeli tedavi etmek için kullanılır olmuştur. SMA esas olarak omuriliğin alt motor nöronları etkileyen bir pediatrik nörodejeneratif bir hastalıktır. Tedavi olmadan, bu fare modeli ortalama doğumdan sonra 15 gün ölür. Af1 günlük farenin AAV gen tedavisi ter damardan enjeksiyonlar, hayatta kalma tanımlanan enjeksiyon protokolü 2,4,14 güvenliğini ve tolere edilebilirliğini gösteren, bir yıla kadar uzatılmıştır. Benzer sonuçlar, ayrıca anti-duyarlı oligonükleotitlerin 8,9 IV enjeksiyonu takiben aynı SMA fare modelinde elde edilir. Gelecekteki uygulamaları diğer hücre ve gen terapisi teslim, hem de dışsal olarak bir cDNA ya da bir RNAi kaseti 24 ifade etmek için merkezi sinir sistemi ve çevre gelişimsel bozukluklar için yeni doğan modellerinin yaratılması sayılabilir. İntravenöz enjeksiyon teslim onaylanmış bir klinik yöntem; bu nedenle, bu teknikle yapılan maddelerin çeşitli klinik öncesi çalışmalarda avantajlı olabilir.

Pediatrik hastalığı olan kemirgen modellerinde merkezi sinir sistemi (MSS) için terapötiklere teslimi bir sorundur. Model yenidoğan hastalık durumları doğrudan merkezi sinir sistemi içinde uygun yapıların enjekte etmek zor olabilir, bu nedenle cılız ve gelişimsel olgunlaşmamış ve olduğunu fareler. Terapötik maddelerin damar içi enjeksiyonu CNS 1-5 ve 3,5-9 retinanın da dahil olmak üzere bütün vücuda hücreleri, uyuşturucu ya da viral vektörler sunmak için invazif olmayan, iyi tolere edilen bir yöntemdir. Önceki yayınlar bir diseksiyon mikroskobu 11,12 olmadan, bir transilluminator 10,11 kullanarak zamansal yüz damar enjeksiyonu tarif veya iki birey gerektiren 10 enjekte etmek. Tek tek yavrular enjekte edebilir ve ışık kaynağı zamansal damar, yavru değen bir sabit yüzeye göre bir ameliyat bandı duyulan ihtiyacı ya da bir yavru yapışmalarını ortadan kaldırmamaktadır görüntülemek için, bu protokol açıklanan enjeksiyon tekniği avantajlıBir transilluminator 11 gibi. Farelerde adeno-ilişkili viral vektör serotip 9 (AAV9) teslim beyin ve omurilik (Şekil 1) boyunca nöronlar ve astrositlerde sağlam ifadesini üretir. Yüzeysel zamansal yüz damar içine viral vektörlerin damar yoluyla verilmesi güvenilir bir çocuk nöromüsküler bozukluğun spinal kas atrofisi (SMA) 2,4,13,14 tedavi etmek için yeni doğan farelerin çeşitli çalışmalarda kullanılan ve sonunda tedavi edilen farelerin ömrünü arttırılmıştır. Neonatal farelerin damar içi enjeksiyonu, aynı zamanda etkin bir şekilde, periferal sinir sistemi ve periferal organların (Şekil 2) hedefler. AAV enjeksiyonunun ardından, dorsal kök gangliyon, karaciğer, kalp, iskelet kası, akciğer, gut miyenterik pleksus transdüksiyon 1,3,6,7,15 gözlenmiştir. MSS ve çevrenin yaygın transdüksiyon küresel ifadesini gerektiren hastalıklar için enjeksiyon bu ideal yöntem yaparBu tür Gaucher hastalığı 16 ve diğer lizozomal depo hastalıkları 17,18, geçinmek hastalığı ve ilişkili nöronal seroıd lipofuksinoz, 19 ve Bardet-Biedl sendromu, erken çocukluk 20 meydana gelen belirtilerle başlayan bir genetik multisistemik bozukluk gibi bir transgen. Yenidoğan farelere damar içi enjeksiyonu, aynı zamanda modelleme sistem genelinde çocuk hastalıkları için yeni bir metod olarak kabul edilmelidir. Bu teknik büyük hayvan modellerinde 5,21 için tercüme edilmiştir ve damar içi enjeksiyon zaten terapötikleri teslim klinik olarak kabul edilebilir bir yöntem olarak var. Geçerli protokol doğum sonrası 2. gün Enjeksiyon daha geç yüzeysel zamansal yüz damar yoluyla yenidoğan farelere ajanları sunan basit, etkili bir yöntem tanımlayan bir tek tamamlanabilir, bireysel uygulanan ve iyi yavrular ve barajlar ikisi tarafından iyi tolere edilir. Yavrular az sıkıntı yaşayabilirsiniz ve hızlı bir şekilde kurtarmak. ImportanTLY, Başarılı bir enjeksiyon olarak uygulanan maddenin küresel uygulanmasına neden olur. Bu protokol, viral vektörler, yeni doğmuş farelerin farmasötik maddelerin veya bir hücre sağlanması için uygun değildir.

<table><tbody><tr><td>Thinpro insulin syringe</td><td>Terumo</td><td>SS30M3009</td><td>3/10 cc, 3/8&quot; needle, 30 G, 1 per mouse</td></tr><tr><td>Evans blue dye</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E2129</td><td>Dilute to 1% with 1x Phosphate Buffered Saline</td></tr><tr><td>Cotton tipped applicators</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-101</td><td></td></tr><tr><td>Fiber optic light source</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-562-36</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting microscope</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

intravenous injections in neonatal mice

İntravenöz enjeksiyon, terapötikleri sunmak için bir klinikte uygulanabilir tarzıdır. Yetişkin kemirgenler ve büyük hayvanlar için, intravenöz enjeksiyon teknik olarak mümkün ve rutin vardır. Ancak, bazı fare modelleri potansiyel tedavilerin uygulanması zorlaştırır hızlı ilerlemesi ile hastalığının erken başlangıçlı olabilir. Temporal (veya yüz) ven sadece farelerde kulak tomurcuk ön ve bir mikroskop kullanarak başın iki tarafında doğumdan sonra da açıkça ilk iki gün boyunca görünür durumdadır. Bu pencerede, zamansal damar 50 ul hacme kadar enjekte edilebilir. Enjeksiyonu güvenli ve iyi yavrular ve barajlar ikisi tarafından tolere edilir. Tipik bir enjeksiyon yöntemi yavru kafese bunun ardından 1-2 dakika içinde tamamlanır. Üçüncü doğum sonrası gün ven görselleştirmek için zordur ve enjeksiyon prosedür teknik güvenilmez hale gelir. Bu teknik, adeno-ilişkili virüs (AAV) Vect verilmesi için kullanılmaktadırbu da seçilen viral serotip bağlı olarak hayvanın yaşam için yaklaşık vücut geniş dengeli transgen ekspresyonunu sağlayabilir ORS.

Uygun bir enjeksiyon sırasında, damar anlık açık veya blanch dönmelidir. Boya enjekte Eğer tüm yavru saniye içinde mavi dönmelidir. Bir yanlış enjeksiyon meydana gelmiş ise, genellikle enjeksiyon yerinde dışarı sızabilir baş veya boyun ve injectant bir konsantre subkutan bolus var. Yanlış enjeksiyonları da boğaz çevresinde morarma görünüme neden olabilir. (Enjeksiyon tam ven teslim edilmedi yani) genellikle hiçbir kötü yan etkileri karşılaşabilirsiniz ve düzgün enjekte fareler gibi rutin tedaviye yanıt derialtı enjeksiyonu almak yavrular. Teslim tedaviye bağlı olarak, başarılı bir enjeksiyon merkezi sinir sistemi ve periferal organların yaygın iletim sağlayabilir. Tavuk β-aktin hibrid promotör (CB), yeşil flüoresan protein (GFP) ifade kendinden ücretsiz adeno-ilişkili virüs serotipi 9 enjekte ederken, Trans diklorhidrat (hep birlikte &quot;scAAV9 CB GFP&quot; olarak adlandırılır)Gen tanımının birçok beyin bölgeleri boyunca, glial hücreler ve nöronlar ve omurilik (Şekil 2A-2C) içinde bulunmaktadır. ScAAV9 CB GFP damar içi enjeksiyonu, aynı zamanda, kalp ve karaciğer dokusu (Şekiller 3A-3D) dikkate değer bir ifade ile, çevre boyunca yaygın sentezlenmesi ile sonuçlanmaktadır. <img alt="Şekil 1," fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52037/52037fig1highres.jpg" width="500" /> Şekil 1: (A) Sıvıyı pad (&quot;çocuk bezi&quot;) yapılmış bir eğreti enjeksiyon platformu 50 ml konik paketleme bir strafor rafa sarılı. Platform araştırmacı platformuna bitişik masaya elini dinlenmek için izin verir. Bu araştırmacı fare yavru bir düz açıda enjeksiyon gerçekleştirmesine izin verir. (B) Görüntü ön ve orta parmakları arasında yavru immobilizasyonunu gösteren. ( <stroncryoanesthesia sonra P2 yavru gösteren g&gt; C) Görüntü. Enjeksiyon için ven beyaz oklarla gösterilir. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52037/52037fig1highres.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 2," fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52037/52037fig2highres.jpg" width="500" /> Yeşil floresan proteini (scAAV9 CB GFP) ifade kendinden tamamlayıcı AAV9 arasında yeni doğmuş intravenöz enjeksiyonunun ardından merkezi sinir sistemi gen ifadesi 1 (P1), fare yavrusu intravenöz benlik, 1 x 10 11 vektör genomlarının (VG) enjekte edilmiştir doğum sonrası gün: Şekil 2. tamamlayıcı (sc) scAAV9 CB GFP. Dört hafta enjeksiyon sonrası, fareler kurban edildi ve% 4 paraformaldehit ile perfüze edildi. Dokular toplandı, dilimlenmiş ve GFP ekspresyonu için boyandı. GFP tanımı, ön striatum ve beyin boyunca görülür (A) &#39;Through pons ve beyincik (B). GFP pozitif hücreler tipik nöronlar ve astrositler vardır. GFP tanımı da spinal kord (Cı) olarak tespit edilir. Spinal motor nöronlar ve dorsal kök gangliyon nöronları verimli yenidoğan IV teslim kullanılarak iletilir. GFP pozitif damarlar ve astrositlere da spinal gri maddenin boyunca görülür. Tüm ölçek çubukları 200 mikron =. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52037/52037fig2highres.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 3," fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52037/52037fig3highres.jpg" width="500" /> Şekil 3:. Kendin yenidoğan damardan enjeksiyon tamamlayıcı AAV9, GFP (scAAV9 CB GFP), GFP imüno yetişkin fare kalp (A) ve karaciğer (C) tespit edilebilen, aşağıdaki çevre organlarında GFP tanımı </strong&gt; scAAV9 CB GFP neonatal intravenöz enjeksiyonunu takiben. Karşılaştırma için, GFP tanımı, enjeksiyon farelerin kalp (B) ve karaciğer (D) &#39;de mevcut değildir. Tüm ölçek çubukları 100 mikron =.

Watch this Scientific Journal Video about Intravenous Injections in Neonatal Mice at JoVE.com

Intravenous Injections in Neonatal Mice

Pediatrik hastalığın hayvan modelleri erken başlangıçlı ve agresif hastalığın ilerlemesini yaşayabilirsiniz. Klinik genç fare modelleri ile ilgili tedavi teslimat teknik olarak zor olabilir. Bu protokol, yaşamın ilk iki doğum sonrası gün içinde yeni doğmuş fareler için invazif olmayan bir damar içi enjeksiyon yöntemi tarif etmektedir.

Yenidoğan Farelerde intravenöz enjeksiyonlar

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are ...

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

58.2K Görüntüleme.  Ohio State University.  Pediatrik hastalığın hayvan modelleri erken başlangıçlı ve agresif hastalığın ilerlemesini yaşayabilirsiniz. Klinik genç fare modelleri ile ilgili tedavi teslimat teknik olarak zor olabilir. Bu protokol, yaşamın ilk iki doğum sonrası gün içinde yeni doğmuş fareler için invazif olmayan bir damar içi enjeksiyon yöntemi tarif etmektedir. 

Video: Intravenous Injections in Neonatal Mice

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular (ICV) and Intravenous (IV) Injection in Mice

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most often results in failure of potential therapeutics designed for neurodegenerative disorders 1,2. Neurodegenerative diseases such as Spinal Muscular Atrophy (SMA), in which the lower motor neurons are affected, can benefit greatly from introducing the therapeutic agents into the CNS. The purpose of this video is to demonstrate two different injection paradigms to deliver therapeutic materials into neonatal mice soon after birth. One of these methods is injecting directly into cerebral lateral ventricles (Intracerebroventricular) which results in delivery of materials into the CNS through the cerebrospinal fluid 3,4. The second method is a temporal vein injection (intravenous) that can introduce different therapeutics into the circulatory system, leading to systemic delivery including the CNS 5. Widespread transduction of the CNS is achievable if an appropriate viral vector and viral serotype is utilized. Visualization and utilization of the temporal vein for injection is feasible up to postnatal day 6. However, if the delivered material is intended to reach the CNS, these injections should take place while the blood brain barrier is more permeable due to its immature status, preferably prior to postnatal day 2. The fully developed blood brain barrier greatly limits the effectiveness of intravenous delivery. Both delivery systems are simple and effective once the surgical aptitude is achieved. They do not require any extensive surgical devices and can be performed by a single person. However, these techniques are not without challenges. The small size of postnatal day 2 pups and the subsequent small target areas can make the injections difficult to perform and initially challenging to replicate.

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

This article demonstrates two very different methods of injection: 1) into the brain (intracerebroventricular) and 2) systemic (intravenous) to introduce the therapeutic agents into the central nervous system of neonatal mice.

Fare intraserebroventriküler sayesinde Terapötik Ajanlar teslimi (ICV) ve intravenöz (IV) Enjeksiyon

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most ...

Tıp

Use of In vivo Imaging to Monitor the Progression of Experimental Mouse Cytomegalovirus Infection in Neonates

Human Cytomegalovirus (HCMV or HHV-5) is a life-threatening pathogen in immune-compromised individuals. Upon congenital or neonatal infection, the virus can infect and replicate in the developing brain, which may induce severe neurological damage, including deafness and mental retardation. Despite the potential severity of the symptoms, the therapeutic options are limited by the unavailability of a vaccine and the absence of a specific antiviral therapy. Furthermore, a precise description of the molecular events occurring during infection of the central nervous system (CNS) is still lacking since observations mostly derive from the autopsy of infected children. Several animal models, such as rhesus macaque CMV, have been developed and provided important insights into CMV pathogenesis in the CNS. However, despite its evolutionary proximity with humans, this model was limited by the intracranial inoculation procedure used to infect the animals and consistently induce CNS infection. Furthermore, ethical considerations have promoted the development of alternative models, among which neonatal infection of newborn mice with mouse cytomegalovirus (MCMV) has recently led to significant advances. For instance, it was reported that intraperitoneal injection of MCMV to Balb/c neonates leads to infection of neurons and glial cells in specific areas of the brain. These findings suggested that experimental inoculation of mice might recapitulate the deficits induced by HCMV infection in children. Nevertheless, a dynamic analysis of MCMV infection of neonates is difficult to perform because classical methodology requires the sacrifice of a significant number of animals at different time points to analyze the viral burden and/or immune-related parameters. To circumvent this bottleneck and to enable future investigations of rare mutant animals, we applied in vivo imaging technology to perform a time-course analysis of the viral dissemination in the brain upon peripheral injection of a recombinant MCMV expressing luciferase to C57Bl/6 neonates.

Use of In vivo Imaging to Monitor the Progression of Experimental Mouse Cytomegalovirus Infection in Neonates

Human Cytomegalovirus (HCMV) infection of neonates represents an important cause of mental retardation, yet the molecular events leading to virus-induced pathogenesis are still poorly understood. To investigate the dynamics of brain infection, we adapted whole-animal in vivo imaging to perform time-course analysis of neonates infected with a luciferase-recombinant virus.

Kullanımı<em&gt; In vivo</em&gt; Görüntüleme Yenidoğanlar Deneysel Fare Sitomegalovirüs Enfeksiyon ilerleme Monitör

Human Cytomegalovirus (HCMV or HHV-5) is a life-threatening  pathogen in immune-compromised individuals. Upon congenital or neonatal  infection, the virus ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Intravenous and Intra-amniotic In Utero Transplantation in the Murine Model

In utero transplantation (IUT) is a unique and versatile mode of therapy that can be used to introduce stem cells, viral vectors, or any other substances early in the gestation. The rationale behind IUT for therapeutic purposes is based on the small size of the fetus, the fetal immunologic immaturity, the accessibility and proliferative nature of the fetal stem or progenitor cells, and the potential to treat a disease or the onset of symptoms prior to birth. Taking advantage of these normal developmental properties of the fetus, the delivery of hematopoietic stem cells (HSC) via an IUT has the potential to treat congenital hematologic disorders such as sickle cell disease, without the required myeloablative or immunosuppressive conditioning required for postnatal HSC transplants. Similarly, the accessibility of progenitor cells in multiple organs during development potentially allows for a more efficient targeting of stem/progenitor cells following an IUT of viral vectors for gene therapy or genome editing. Additionally, IUT can be used to study normal developmental processes including, but not limited to, the development of immunologic tolerance. The murine model provides a valuable and affordable means to understanding the potential and limitations of IUT prior to pre-clinical large animal studies and an eventual clinical application. Here, we describe a protocol for performing an IUT in the murine fetus through intravenous and intra-amniotic routes. This protocol has been used successfully to elucidate the necessary conditions and mechanisms behind in utero hematopoietic stem cell transplantation, tolerance induction, and in utero gene therapy.

Intravenous and Intra-amniotic In Utero Transplantation in the Murine Model

We describe a protocol for performing an in utero transplantation (IUT) through intravenous and intra-amniotic routes of injection in the murine model. This protocol can be used to introduce cells, viral vectors, and other substances into the unique immune-tolerant fetal environment.

İntravenöz ve içi amniyotik rahim içinde nakli fare modeli

In utero transplantation (IUT) is a unique and versatile mode of therapy that can be used to introduce stem cells, viral vectors, or any other substances ...

Gelişim Biyolojisi

Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene expression in the mouse brain. Here we describe a technique first introduced by Passini and Wolfe for direct intracranial delivery of virally-encoded transgenes into the neonatal mouse brain. In its most basic form, the procedure requires only an ice bucket and a microliter syringe. However, the protocol can also be adapted for use with stereotaxic frames to improve consistency for researchers new to the technique. The method relies on the ability of adeno-associated virus (AAV) to move freely from the cerebral ventricles into the brain parenchyma while the ependymal lining is still immature during the first 12-24 hr after birth. Intraventricular injection of AAV at this age results in widespread transduction of neurons throughout the brain. Expression begins within days of injection and persists for the lifetime of the animal. Viral titer can be adjusted to control the density of transduced neurons, while co-expression of a fluorescent protein provides a vital label of transduced cells. With the rising availability of viral core facilities to provide both off-the-shelf, pre-packaged reagents and custom viral preparation, this approach offers a timely method for manipulating gene expression in the mouse brain that is fast, easy, and far less expensive than traditional germline engineering.

Here we demonstrate a technique for widespread neuronal transduction by intraventricular injection of adeno-associated virus into the neonatal mouse brain. This method provides a rapid and easy way to attain lifelong expression of virally-delivered transgenes.

Kalıcı ve yaygın Nöronal İletim için Yenidoğan Fare Beyin intraserooroventriküler Viral Enjeksiyon

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene ...

Nörobilim

Intracerebroventricular and Intravascular Injection of Viral Particles and Fluorescent Microbeads into the Neonatal Brain

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the hematogenous route, which involves infection of the endothelial cells and pericytes of the brain. The second is the intracerebroventricular (ICV) route. Once within the central nervous system (CNS), viruses may spread to the subarachnoid space, meninges, and choroid plexus via the cerebrospinal fluid. In experimental models, the earliest stages of CNS viral distribution are not well characterized, and it is unclear whether only certain cells are initially infected. Here, we have analyzed the distribution of cytomegalovirus (CMV) particles during the acute phase of infection, termed primary viremia, following ICV or intravascular (IV) injection into the neonatal mouse brain. In the ICV injection model, 5 &#181;l of murine CMV (MCMV) or fluorescent microbeads were injected into the lateral ventricle at the midpoint between the ear and eye using a 10-&#181;l syringe with a 27 G needle. In the IV injection model, a 1-ml syringe with a 35 G needle was used. A transilluminator was used to visualize the superficial temporal (facial) vein of the neonatal mouse. We infused 50 &#181;l of MCMV or fluorescent microbeads into the superficial temporal vein. Brains were harvested at different time points post-injection. MCMV genomes were detected using the in situ hybridization method. Fluorescent microbeads or green fluorescent protein expressing recombinant MCMV particles were observed by fluorescent microscopy. These techniques can be applied to many other pathogens to investigate the pathogenesis of encephalitis.

Here, we describe a simple method of intracerebroventricular and intravascular injection of viral particles or fluorescent microbeads into the neonatal mouse brain. The localization pattern of the virus and nanoparticles could be detected by microscopic evaluation or by in situ hybridization.

Yenidoğan Beyin içine Viral Parçacıklar ve Floresan mikro boncuklar intraserebroventriküler ve İntravasküler Enjeksiyon

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the ...

Farelerde Serbest El Yaklaşımı Kullanılarak İntraserebrovülriküler Enjeksiyon Yapılması

Free-Hand Intracerebroventricular Injections in Mice

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. An intracerebroventricular (ICV) injection allows the widespread delivery of the experimental agent throughout the brain (particularly in the structures near the ventricles). Here, methods for making free-hand ICV injections in adult mice are described. By using visual and tactile landmarks on the heads of mice, injections into the lateral ventricles can be made rapidly and reliably. The injections are made with a glass syringe held in the experimenter&#39;s hand and placed at approximate distances from the landmarks. Thus, this technique does not require a stereotaxic frame. Furthermore, this technique requires only brief isoflurane anesthesia, which permits the subsequent assessment of mouse behavior and/or physiology in awake, freely behaving mice. Free-hand ICV injection is a powerful tool for the efficient delivery of experimental agents into the brains of living mice and can be combined with other techniques such as frequent blood sampling, neural circuit manipulation, or in vivo recording to investigate neuroendocrine processes.

Yazar Spotlight: Üreme Nörokontrolünde İçgörüler, Yenilikler ve Gelecekteki Yollar 

Here, a simple and rapid approach for performing intracerebroventricular injections in mice using a free-hand approach (that is, without a stereotaxic device) is described.

Farelerde Serbest El İntraserebroventriküler Enjeksiyonlar

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. ...

A Neonatal Rodent Model of Retroorbital Vein Injection

Intravenous (iv) injection is the most used route of drug administration in neonates in the clinical setting. Therefore, retroorbital vein injection is an important method for compound administration in research, where successful proof-of-concept studies can progress into much-needed neonatal clinical trials. Most intravenous studies in neonatal rodents use the superficial temporal/facial vein. However, retroorbital injection becomes unreliable in neonatal rodents older than 2 days after the skin darkens and the vein is no longer visible. In the present protocol, we describe the retroorbital injection of the venous sinus in both the neonatal mouse and rat at ages when the superficial temporal vein is no longer visible, but the eyes have not opened yet. Eye-opening facilitates retro-orbital injection by enabling the researcher to clearly see that they are not perforating the eye when inserting the needle. We demonstrate that this technique can be performed in a reliable and reproducible manner without adverse effects. Additionally, we show that it can be used in many studies, such as administering compounds to study neonatal brain injury.

This protocol aims to demonstrate a reproducible venous administration route that can be used in rats and mice throughout the neonatal period. This procedure is important for preclinical rodent studies that wish to mirror drug administration in neonatal care units primarily using intravenous administration.

Retroorbital Ven Enjeksiyonunun Yenidoğan Kemirgen Modeli

Intravenous (iv) injection is the most used route of drug administration in neonates in the clinical setting. Therefore, retroorbital vein injection is an ...

Yenidoğan farelerde intratekal enjeksiyonların uygulanması için kapsamlı bir protokol

Intrathecal Injection of Newborn Mouse for Genome Editing and Drug Delivery

Intrathecal injection is a commonly employed procedure in both pediatric and adult clinics, serving as an effective means to administer medications and treatments. By directly delivering medications and treatments into the cerebrospinal fluid of the central nervous system, this method achieves higher localized drug concentrations while reducing systemic side-effects compared to other routes such as intravenous, subcutaneous, or intramuscular injections. Its importance extends beyond clinical settings, as intrathecal injection plays a vital role in preclinical studies focused on treating neurogenetic disorders in rodents and other large animals, including non-human primates. However, despite its widespread application, intrathecal injection in young, particularly neonatal pups, poses significant technical challenges due to their small size and fragile nature. Successful and reliable administration of intrathecal injections in newborn mice requires meticulous attention to detail and careful consideration of various factors. Thus, there is a crucial need for a standardized protocol that not only provides instructions but also highlights key technical considerations and good laboratory practices to ensure procedural consistency, as well as the safety and welfare of the animals.
To address this unmet need, we present a detailed and comprehensive protocol for performing intrathecal injections specifically in newborn pups on postnatal day 1 (P1). By following the step-by-step instructions, researchers can confidently perform intrathecal injections in neonatal pups, enabling the accurate delivery of drugs, antisense oligos, and viruses for gene replacement or genome editing-based treatments. Furthermore, the importance of adhering to good laboratory practices is emphasized to maintain the well-being of animals and ensure reliable experimental outcomes. This protocol aims to address the technical challenges associated with intrathecal injections in neonatal mice, ultimately facilitating advances in the field of neurogenetic research that aims to develop potential therapeutic interventions.

Yazar Spotlight: İntratekal Enjeksiyon - Yenidoğan Fare Beyinlerinde Gen Düzenlemenin Etkinliğini Test Etmek İçin Verimli ve Güvenilir Bir Dağıtım Yöntemi

The present protocol outlines step-by-step instructions for performing intrathecal injections in neonatal mice for gene editing and drug delivery.

Genom Düzenleme ve İlaç Dağıtımı için Yenidoğan Farenin İntratekal Enjeksiyonu

Intrathecal injection is a commonly employed procedure in both pediatric and adult clinics, serving as an effective means to administer medications and ...

Yenidoğan Farelerde intravenöz enjeksiyonlar

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Fare intraserebroventriküler sayesinde Terapötik Ajanlar teslimi (ICV) ve intravenöz (IV) Enjeksiyon

Kullanımı

İntravenöz ve içi amniyotik rahim içinde nakli fare modeli

Kalıcı ve yaygın Nöronal İletim için Yenidoğan Fare Beyin intraserooroventriküler Viral Enjeksiyon

Yenidoğan Beyin içine Viral Parçacıklar ve Floresan mikro boncuklar intraserebroventriküler ve İntravasküler Enjeksiyon

Farelerde Serbest El İntraserebroventriküler Enjeksiyonlar

Farelerde Serbest El İntraserebroventriküler Enjeksiyonlar

Farelerde Serbest El İntraserebroventriküler Enjeksiyonlar

Retroorbital Ven Enjeksiyonunun Yenidoğan Kemirgen Modeli

Genom Düzenleme ve İlaç Dağıtımı için Yenidoğan Farenin İntratekal Enjeksiyonu