Yazarlar cerrahi tekniği ile yardım için Adriane Mosley ve Libuse Jeřábek (Stanford) teşekkür etmek istiyorum.

Tüm hayvan çalışmaları, Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı için UCLA hayvan bakımı ve kullanımı komitesi kuralları ve Sağlık Rehberi, National Institutes göre yapılmıştır. , Aşağıda tarif edilen prosedüre süresi başından sonuna kadar yaklaşık olarak 45-60 dk. 1.. Cerrahi Alan Hazırlık <ol><li> Temiz bir hayvan ameliyathane prosedürü uygulayın. </li><li> Ekipman: izofluran Vaporizer, ısıtma pedi ile Gaymer T Pompa. </li><li> Steril aletler: iki kavisli forseps, ince makas, iğne tutucu. </li><li> Steril eldiven tüm işlem sırasında kullanılmalıdır. </li></ol> 2. Hayvanların hazırlanması <ol><li> Aynı kafese benzer ağırlık ve boyut aynı genetik kökenli iki erkek veya dişi fareler, koyun ve uyumlu yaşamasını sağlamak için en az iki hafta boyunca monitör. Erkek fareler nedeniyle daha az agresif davranışa tercih edilir. </li><li> Tarafından hayvanların anestezisiizofluran buharlaştırıcı kullanılmıştır. Bir Posi-Seal İndüksiyon Odası Yeri fareler izofluran buharlaştırıcı (4-5% v / v) bağlı. Anestezinin sonra, izofluran (% 1.5-2 v / v) bağlı bir burun konisi ile işlem boyunca anestezi kürk traş alanına hayvan transferi ve korumak. Kuru göz önlemek için bir Q-ucu ile oftalmik merhem sürün. </li><li> Sırtüstü pozisyonda üzerindeki hayvan yerleştirin. Iyice doğru yaklaşık 1 cm 1 cm diz altında dirseğin başlayarak yerleştirilir ve sol fare sağ tarafına yerleştirilmiş fare sol tarafını tıraş. </li><li> Aseptik iyice alkol mendil ardından Betadinede batırılmış mendil ile (2-3x) silerek traş alanlar hazırlamak. Steril bir ped ile kaplı bir ısıtılmış yüzey üzerinde fareler yerleştirin. </li><li> Analjezi için, sırasıyla, 10 mg / kg ve 0.1 mg / kg &#39;lık bir dozda, karın içinden ya da deri altından Carprofen Buprenorfin ve yönetmek. </li><li> Bir ile, arka arkaya, kendi taraflarında hayvanları yerleştirinyukarı bakacak şekilde traş alanları djacent. Cerrahi alanın herhangi bir bulaşmayı önlemek için, sadece operasyon bölgesini açıkta bir steril örtü ile fareler kapağı. Ameliyatı yaparken steril kalmak için küçük bir örtü açılış oluşturun. Biz videoya sırasında daha iyi bir görüş için drape pencere büyük yaptı. </li></ol> 3. Parabiyoz <ol><li> Keskin bir makas kullanılarak, dirsek üzerinde 0.5 cm, her hayvan başlayan traş yanlarına diz ekleminin altında 0.5 cm (Şekil 1) tüm şekilde uzunlamasına cilt insizyonu gerçekleştirin. Kesi ardından, hafifçe kavisli bir forseps bir çift ile cildi tutarak deri altı fasya cildi ayırmak ve ücretsiz cilt 0,5 cm oluşturmak için ikinci bir çift ile fasya ayrı. Tüm kesi boyunca bu ayrımı gerçekleştirin. </li><li> Diğer doğru olekranon bir hayvanın sol likasyon olarak, olekranon takarak birleştirme başlayın. Olecranons ve diz eklemleri hem de açıkça ayırt şu th vardıre cilt kesisi. Katılmadan kolaylaştırmak için, ilk fare dirsek eğmek ve olekranonun altında emilemeyen 3-0 dikiş iğnesi. Benzer şekilde, ikinci fare dirsek eğmek ve bunun altında aynı dikiş geçmek. Bir çift cerrahi düğüm tarafından sıkıca eklemleri takın. </li><li> Aynı prosedür izlenerek, diz eklemleri bağlayın. </li><li> Eklemlerin eki sonra, sürekli bir emilebilir 5-0 Vicryl dikiş diz doğru dirsek ventral başlayan iki hayvanların deri bağlayın. Cilt yırtılması ve ayrılmasını önlemek için, dirsek ve diz çevresindeki alanda cildin sıkı bir dikiş tekniği gerçekleştirin. Ventral deri eki tamamlandıktan sonra, bir çift cerrahi düğüm gerçekleştirin. Yüzüstü pozisyonda fareler yerleştirin ve çift cerrahi düğüm ile biten dikiş Dorsalinden devam ediyor. Dikiş sürekliliğini doğrulama ve açıklıklar eksikliğini onaylamak. </li><li> DEHY önlemek için deri altından her bir farenin% 0.9 NaCl, 0.5 ml yönetmedration. </li></ol> 4. Ameliyat sonrası Kurtarma <ol><li> Kurtarma kadar ısıtılmış pad üzerinde hayvan tutun. </li><li> Kurtarma sonra, analjezikler karprofen ve buprenorfin sağlar. (Adım 2.5) yukarıda tarif edilen ile aynı dozlarda, 48 saat boyunca, sırasıyla periton içine ya da deri altından her 24 ve 12 saat tekrarlayın. Gibi sallayarak olarak ağrı ve sıkıntı belirtileri için hayvan izleyin, kuyruk uyuşukluk, çiğneme, vb bakım eksikliği, iki hafta boyunca günde geri kemerli. </li><li> Profilaktik, 2 mg sülfa / ml 0,4 mg bakteriyel enfeksiyonları önlemek için 10 gün boyunca / ml Döşeme onların su şişesi sulfamethoxazole / Trimetoprim oral süspansiyon ile fareler tedavi. </li><li> Evin yatak malzemesi aspirasyonu önlemek için monolitik yatak malzeme (örn. kağıt havlu ya da emici steril ped) ile temiz bir kafes içinde her Parabiyotik çifti. Onların baş up ile sternum yatma korumak mümkün olduğunda bir yatak dolu kafes hayvanları dönün. Gerginlik en aza indirmek içinParabiyotik varlığına ayarlanması sırasında gıda ulaşma, kafes katta nemlendirilmiş gıda pelet yerleştirin. Yuvalama malzeme sağlayın. 1-2 hafta içinde Parabiyotik farenin cerrahi eşleştirilmiş ön ve hind-bacaklarda gezinmeye yeteneği var. </li><li> Kan kimerizmi ameliyatı takiben 10-14 gün oluşur. </li></ol> 5. Onay ve Ters Prosedürü <ol><li> Iki hafta kan şimerizmi (Şekil 3) Onaylamak için akış sitometri analizi için her bir fare kuyruk damarlar kan çizdikten sonra. </li><li> Akış sitometrik analizi için kan işleme: 10 mM EDTA, 500 ul kan 2-3 damla seyreltilir. (PBS içinde seyreltilmiş)% 2 dekstran 500 ul ekleyin, iyice karıştırın ve 30 dakika boyunca 37 ° C&#39;de inkübe edin. 5 dakika için 1200 rpm&#39;de bir yeni bir tüp, bir dönüş olarak süpernatant aktarın ve akış sitometrik analiz için PBS içinde pelet hücreleri (ya da diğer tamponu) yeniden süspanse edin. </li><li> Deneysel tasarım bağlı olarak, Parabiyotik çifti ayrılabilensonraki zaman puan t. Bizim deneyim, biz herhangi bir komplikasyon olmadan 9 ay boyunca parabiosed çiftleri korumuştur. </li><li> Steril cerrahi yüzeyde ters prosedürü uygulayın. (Adım 2.2) yukarıda tarif edildiği gibi, bir buharlaştırıcı izofluran (% 4-5) bağlı olan ve% 1.5-2 izofluran ile anestezi bakımı bir indüksiyon odasına yerleştirerek fareler anestezi. </li><li> (2.3, 2.4 adım) ilk dikiş çevreleyen alandan saç çıkarın ve aseptik olarak yukarıda tarif edildiği gibi traş alanları hazırlar. </li><li> Analjezi için, sırasıyla, 10 mg / kg ve 0.1 mg / kg &#39;lık bir dozda, karın içinden ya da deri altından Carprofen Buprenorfin ve yönetmek. </li><li> (Adım 2.6) yukarıda tarif edildiği gibi steril bir örtü ile cerrahi alanı kapsamaktadır. </li><li> Keskin bir makas kullanarak, yanal sütür boyunca uzunlamasına bir kesi yoluyla fareler ayırmak ve hafifçe kavisli bir forseps bir çift ile iki farelerin arasında yeni oluşturulan fasya ayırmak. Eklemleri ayırmak için, ameliyat dikiş ipliğinin knot kesilmişOnları bağlayan. Pürüzsüz yüzeyler elde ve emilebilir sürekli 5-0 kaplanmış vicryl ile cilt yeniden takmak için kesi boyunca cildi keserek. </li><li> Kaybını önlemek için, her fareye deri altından% 0.9 NaCl, 0.5 ml yönetmek. Kurtarma kadar ısıtılmış pad üzerinde hayvan tutun. </li><li> Çıktıktan sonra, 48 saat süre ile, her 12 saat analjezik uygulama, karprofen (10 mg / kg), her 24 saat ve buprenorfin (0.1 mg / kg) ile tekrar edin. </li><li> Bakteriyel enfeksiyonlar 10 gün boyunca kendi su şişesi içinde sulfamethoxazole / Trimetoprim oral süspansiyon (2 mg sülfamidler / ml 0,4 mg / ml Döşeme) ile fare tedavi önlemek için. </li></ol>

<ol><li>Bert, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exp%C3%A9riences+et+consid%C3%A9rations+sur+la+greffe+animale%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+de+l%27Anatomie+et+de+la+Physiologie%22%5BJournal%5D)">Expériences et considérations sur la greffe animale.</a> Journal de l'Anatomie et de la Physiologie. 1, 69-87 Forthcoming.</li>
<li>Bunster, E., Meyer, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+methods+of+parabiosis%5BTitle%5D)+AND+%22Anat.+Rec%22%5BJournal%5D)">Improved methods of parabiosis.</a> Anat. Rec. 57, 339-380 (1933).</li>
<li>Waskow, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+parabiotic+mice+for+the+study+of+DC+and+DC+precursor+circulation%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Generation of parabiotic mice for the study of DC and DC precursor circulation.</a> Methods Mol. Biol. 595, 413-428 (2010).</li>
<li>Finerty, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parabiosis+in+physiological+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Rev%22%5BJournal%5D)">Parabiosis in physiological studies.</a> Physiol. Rev. 32, 277-302 (1952).</li>
<li>Aicher, A., Heeschen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonbone+marrow-derived+endothelial+progenitor+cells%3A+what+is+their+exact+location%5BTitle%5D)+AND+%22Circ.+Res%22%5BJournal%5D)">Nonbone marrow-derived endothelial progenitor cells: what is their exact location.</a> Circ. Res. 101, e102(2007).</li>
<li>Abe, S., Boyer, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cells+derived+from+the+circulation+contribute+to+the+repair+of+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Crit.+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Cells derived from the circulation contribute to the repair of lung injury.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 170, 1158-1163 (2004).</li>
<li>Donskoy, E., Goldschneider, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thymocytopoiesis+is+maintained+by+blood-borne+precursors+throughout+postnatal+life.+A+study+in+parabiotic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Thymocytopoiesis is maintained by blood-borne precursors throughout postnatal life. A study in parabiotic mice.</a> J. Immunol. 148, 1604-1612 (1992).</li>
<li>Powell, A. E., Anderson, E. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fusion+between+Intestinal+epithelial+cells+and+macrophages+in+a+cancer+context+results+in+nuclear+reprogramming%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Fusion between Intestinal epithelial cells and macrophages in a cancer context results in nuclear reprogramming.</a> Cancer Res. 71, 1497-1505 (2011).</li>
<li>Duyverman, A. M., Kohno, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+transient+parabiosis+skin+transplantation+model+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protoc%22%5BJournal%5D)">A transient parabiosis skin transplantation model in mice.</a> Nat. Protoc. 7, 763-770 (2012).</li>
<li>Ajami, B., Bennett, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+self-renewal+can+sustain+CNS+microglia+maintenance+and+function+throughout+adult+life%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Local self-renewal can sustain CNS microglia maintenance and function throughout adult life.</a> Nat. Neurosci. 10, 1538-1543 (2007).</li>
<li>Weissman, I. L., Jerabek, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tolerance+and+the+H-Y+antigen%3A+Requirement+for+male+T+cells%2C+but+not+B+cells%2C+to+induce+tolerance+in+neonatal+female+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Tolerance and the H-Y antigen: Requirement for male T cells, but not B cells, to induce tolerance in neonatal female mice.</a> Transplantation. 37, 3-6 (1984).</li>
</ol>

Yazarlar herhangi bir maddi çıkarları var.

Burada tartışılan parabiyoz yöntem, düşük mortalite oranları asgari teknik zorluklar ve sonuçlar sunar. Ve dirsek, diz eklem bağlanma Bunster ve Meyer tekniğin önemli bir gelişmedir. Bununla birlikte, bu prosedür, böylece ameliyat boyunca steril koşullar bakım şarttır invaziv kalır. Ayrıca cerrahi bölgenin enfeksiyonu önlemek için, bu parabiosed hayvanların antibiyotik kombinasyonu almak ve düzenli olarak takip edilmesi önemlidir. Sağlam bir destek sağlamak ve ağrıyı önlemek için, dirsekler ve dizler bağlayan dikiş yerine dokudan geçerek daha eklemleri çevreleyen gerekir. Izofluran teneffüs için bir alternatif olarak, anestezi ketamin / iksilazin ya da kurumsal komite tarafından onaylanan diğer anestetik ilaçların intraperitoneal enjeksiyonu kullanılması ile indüklenebilir. Izofluran kullanmanın avantajı, hızlı bir şekilde ve önemli ölçüde anestezi neden r azaltabilir olmasıdırecovery zaman. Ayrıca, anestezi seviyesinin hassas bir şekilde kontrol edilebilir. İki hayvanlardan dolaşım sistemi karıştırmak ve dengelenmeye olanak tanır parabiyoz, fizyolojik çalışmalar için güçlü bir deneysel işlemdir. Bu, örneğin kemik iliği nakli veya hücre enjeksiyonu gibi diğer yaygın olarak kullanılan teknikler için çeşitli avantajlar sağlar. Hücre teslimat işlemleri, zaman zaman, nakledilen hücrelerin etkisini incelemek için kısa bir pencere sağlar. Buna ek olarak, bağışıklık bastırma enfeksiyon ve takip eden hastalık ve ölüm riskini arttırmaktadır. Ancak, parabiyoz ile biri kendi kökenli bağımsız faktörleri (hücreler, sitokinler, vb) dolaşımdaki zaman ve çalışmanın uzun süre bir kimerik dolaşımını koruyabilirsiniz. Bu sistem, diğerleri arasında, yara iyileşmesi, tümör oluşumu, yaşlanma, rejenerasyon ve inflamatuar yanıt olarak hücreler dolaşımdaki rolü belirlemek için kullanılabilir.

Parabiyoz, cerrahi iki organizmaların katılmadan, ilk paylaşılan dolaşım sistemlerini incelemek için bir model geliştirmek için bir yol olarak Paul Bert tarafından 1864 yılında tanımlanan ve iki sıçanların 1 deri ve kas duvarların katılma oluşuyordu. Parabiyoz 3 inflamasyon bölgesinde mikro-damar oluşumunu teşvik eder ve bu, hipofiz bezi ve yumurtalıklar hem de hipertansiyon 4 böbreğin rolü arasındaki hormonal iletişim gibi fizyolojik çalışmalarda çeşitli uygulamalar, etti. Ayrıca, bu da neovaskülarizasyon 5, 6, hematopoetik kök hücre göçü ve lenfosit trafiği 7, hem de tümör metastazı 8,9 iltihaplı ya da kök hücreler dolaşımdaki rolü ve kinetik progenitör hücrelerin toplanmasını ve entegrasyon araştırmak için istihdam edilmiştir ve nörodejeneratif hastalıklar 10. Parabiyoz yalanlar önemli bir avantajıolması ile ortak hayvan bir bağışıklık tepkisini tetikleme olmadan hücre göçü ve neovaskülarizasyonu sağlayan ortak dolaşım antijenleri paylaşır. Daha da önemlisi, Weissman et al. Erkek ve dişi fareler arasındaki parabiyoz göstermiştir 11, antikor anti-HY oluşumuna yol açmaz. Paul Bert tarafından tarif edilen orijinal protokole olarak iki hayvan, deri ve kas duvar 1 arasında bir bağlantı aracılığıyla birbirine katıldı. Bu yöntem, bununla birlikte, hayvanlar için önemli bir yük sebep nedeniyle yaranın enfeksiyona yüksek ölüm oranı ile sonuçlanmıştır. O zamandan beri parabiyoz tekniği en baskın 1933 2 Bunster ve Meyer tarafından önerilen protokol olmak üzere çeşitli gruplar tarafından revize edilmiştir. Onların yöntem hayvanlar için daha iyi destek ve daha az ağrı izin, skapula eklem, vücut boşluklarına ve cilt birleştirme dahil. Aynı zamanda, yeni bir yöntem minimal post-operatif bakım ve uygulamasına önemli sonuçlandırasyon ölüm oranları azalmıştır. Burada tarif edilen protokol daha az invaziv ve sıkı bir birleştirme sağlayan Bunster ve Meyer teknik bir modifikasyonudur. Yani, fareler, dirsek ve diz eklemleri gibi deri yoluyla bağlanır. Bu nedenle, birleştirme önler deri uzatma ve daha az ağrı ve komplikasyonlara neden olabilir. Burada fare ifade, yapısal GFP için vahşi tip (WT) yetişkin fare birleştirilmesi tarif eder. Biz ameliyattan iki hafta sonra paylaşılan bir dolaşım sistemi oluşturmak için bu cerrahi yöntemin etkinliğini gösteren kan kimerizmin% 50 elde edebilirsiniz olduğunu göstermektedir.

<table><tbody><tr><td>Isoflurane-Phoenix</td><td>Clipper</td><td>NDC 57319-559-06</td><td></td></tr><tr><td>Posi-Seal Induction Chamber</td><td>Molecular Imaging Products</td><td>AS-01-0530-SM</td><td></td></tr><tr><td>Portable Anesthesia System</td><td>Molecular Imaging Products</td><td>AS-01-0007</td><td></td></tr><tr><td>Gaymer T Pump</td><td>Gaymar Industries, Inc</td><td>TP650</td><td></td></tr><tr><td>Warming Blanket (Heating pad)</td><td>Kent Scientific Corp</td><td>TP-22G</td><td></td></tr><tr><td>Curved forceps</td><td>Roboz</td><td>RS-5101</td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>FST 14063-09</td><td></td></tr><tr><td>Needle holder</td><td>FST</td><td>FST 12501-13</td><td></td></tr><tr><td>Electrical shaver</td><td>Oster</td><td>Golden A5</td><td></td></tr></tbody></table>

parabiosis in mice: a detailed protocol

Parabiyoz kan dolaşımı paylaşımı sağlayan iki organizmanın bir cerrahi birliği. İki hayvan cildi takılması iltihap bölgesinde de mikro-damar oluşumunu teşvik eder. Parabiyotik ortakları dolaşan antijenleri paylaşmak ve böylece olumsuz bağışıklık reaksiyonu ücretsizdir. İlk 1864 1 Paul Bert tarafından açıklanan, parabiyoz cerrahi hayvan hayatta 2 geliştirmek için 1933 yılında Bunster ve Meyer tarafından rafine oldu. Mevcut protokolde, iki farenin cerrahi Bunster ve Meyer teknik bir modifikasyonu takip birleştirilir. Hayvanlar dikildi deride gerginliği önler sağlam destek sağlayan deri eki ardından dirsek ve diz eklemleri vasıtasıyla bağlanır. Burada, ayrıntılı olarak, vahşi tip (WT) fare fare için her yerde bulunan bir GFP ifade eden bir birleştirme Parabiyotik açıklar. Kan dolaşımdaki iki hafta işleminden sonra, çift ayrılır ve GFP pozitif hücrelerin akış sitometrik analizi ile tespit edilebilirWT fare iyon. Kan kimerizmi Bir diğer bir hayvandan elde dolaşan hücrelerin katkısını incelemek sağlar.

İki organizmaların parabiyoz beklenen sonucu ortak bir kan dolaşımı için her hayvanın dolaşım sisteminin eşit katkısı (Şekil 2). Bir kolaylıkla akış sitometrik analizi ile parabiosed WT ve GFP pozitif farelerin kan başarılı dengede doğrulayabilir. Burada, venöz kan ameliyattan sonraki 2 hafta içinde, her iki parabionts kuyrukları elde edilmiştir ve (eritrositler hariç), periferal kan hücreleri için damıtılır. Parçalanmış hematopoetik kaynaklı hücre fraksiyonu, daha sonra GFP pozitif ve WT hücrelerin varlığı için akış sitometrisi ile analiz edilmiştir. Yaklaşık yarım GFP pozitif ve yarım WT kan hücreleri (% 53 WT hücreleri ve% 47 GFP hücreler) (Şekil 3) ile belirtildiği gibi daha önceki çalışmalarla tutarlı, WT fare kan, kimerizmin varlığını ortaya koymuştur. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/50556/50556fig1.jpg" /> Şekil 1. Parabiosis cerrahisi:. Yara yeri anestezi hayvanların yan kenarları traş edilir ve uzunlamasına cilt kesileri diz ekleminin altında 0.5 cm dirseğin 0,5 cm (doted alanı) yapılır. <img alt="Şekil 2," src="/files/ftp_upload/50556/50556fig2.jpg" /> Şekil 2. Parabiyoz yöntemin şematik temsili. A) GFP pozitif fare (sağ). B) cerrahi yerleştirildikten sonra yaklaşık olarak iki haftada bir, iki yeni mikrovasküler farenin birleştirme izin bağlı olan bir konumda oluşturulmuş olduğu bir WT faresinden (sol) ve birleştirme kan dolaşımı. <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/50556/50556fig3.jpg" /> Şekil 3,. Parabiyotik ortakları Kan kimerizmi. Cerrahi katılmadan aşağıdaki WT Parabiyotik ortağı iki haftada alınan kan numunesinin akış sitometrik analizi.

Watch this Scientific Journal Video about Parabiosis in Mice: A Detailed Protocol at JoVE.com

Parabiosis in Mice: A Detailed Protocol

Iki organizmanın Parabiyotik birleştiren ortak bir dolaşım sisteminin gelişmesine yol açar. Bu protokol, bir vahşi tip fare ve bir kurucu GFP-ifade eden fare arasında bir Parabiyotik bir bağlantı oluşturmak üzere cerrahi adımları açıklar.

Farelerde parabiyoz: Detaylı Bir Protokol

Parabiosis is a surgical union of two organisms allowing sharing of the blood circulation. Attaching the skin of two animals promotes formation of ...

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

74.3K Görüntüleme.  University of California, Los Angeles.  Iki organizmanın Parabiyotik birleştiren ortak bir dolaşım sisteminin gelişmesine yol açar. Bu protokol, bir vahşi tip fare ve bir kurucu GFP-ifade eden fare arasında bir Parabiyotik bir bağlantı oluşturmak üzere cerrahi adımları açıklar. 

Video: Parabiosis in Mice: A Detailed Protocol

Lentiviral Mediated Production of Transgenic Mice: A Simple and Highly Efficient Method for Direct Study of Founders

For almost 40 years, pronuclear DNA injection represents the standard method to generate transgenic mice with random integration of transgenes. Such a routine procedure is widely utilized throughout the world and its main limitation resides in the poor efficacy of transgene integration, resulting in a low yield of founder animals. Only few percent of animals born after implantation of injected fertilized oocytes have integrated the transgene. In contrast, lentiviral vectors are powerful tools for integrative gene transfer and their use to transduce fertilized oocytes allows highly efficient production of founder transgenic mice with an average yield above 70%. Furthermore, any mouse strain can be used to produce transgenic animal and the penetrance of transgene expression is extremely high, above 80% with lentiviral mediated transgenesis compared to DNA microinjection. The size of the DNA fragment that can be cargo by the lentiviral vector is restricted to 10 kb and represents the major limitation of this method. Using a simple and easy to perform injection procedure beneath the zona pellucida of fertilized oocytes, more than 50 founder animals can be produced in a single session of microinjection. Such a method is highly adapted to perform, directly in founder animals, rapid gain and loss of function studies or to screen genomic DNA regions for their ability to control and regulate gene expression in vivo.

Here, we present a protocol to promote transgene integration and production of founder transgenic mice with high efficacy by a simple injection of a lentiviral vector in the perivitelline space of a fertilized oocyte.

Lentiviral aracılı transgenik fareler üretimi: doğrudan eğitim kurucuları basit ve son derece etkili bir yöntem

For almost 40 years, pronuclear DNA injection represents the standard method to generate transgenic mice with random integration of transgenes. Such a ...

Genetik

Generation of Parabiotic Zebrafish Embryos by Surgical Fusion of Developing Blastulae

Surgical parabiosis of two animals of different genetic backgrounds creates a unique scenario to study cell-intrinsic versus cell-extrinsic roles for candidate genes of interest, migratory behaviors of cells, and secreted signals in distinct genetic settings. Because parabiotic animals share a common circulation, any blood or blood-borne factor from one animal will be exchanged with its partner and vice versa. Thus, cells and molecular factors derived from one genetic background can be studied in the context of a second genetic background. Parabiosis of adult mice has been &#160;used extensively to research aging, cancer, diabetes, obesity, and brain development. More recently, parabiosis of zebrafish embryos has been used to study the developmental biology of hematopoiesis. In contrast to mice, the transparent nature of zebrafish embryos permits the direct visualization of cells in the parabiotic context, making it a uniquely powerful method for investigating fundamental cellular and molecular mechanisms. The utility of this technique, however, is limited by a steep learning curve for generating the parabiotic zebrafish embryos. This protocol provides a step-by-step method on how to surgically fuse the blastulae of two zebrafish embryos of different genetic backgrounds to investigate the role of candidate genes of interest. In addition, the parabiotic zebrafish embryos are tolerant to heat shock, making temporal control of gene expression possible. This method does not require a sophisticated set-up and has broad applications for studying cell migration, fate specification, and differentiation in vivo during embryonic development.

This protocol provides step-by-step instruction on how to generate parabiotic zebrafish embryos of different genetic backgrounds. When combined with the unparalleled imaging capabilities of the zebrafish embryo, this method provides a uniquely powerful means to investigate cell-autonomous versus non-cell-autonomous functions for candidate genes of interest.

Blastulae Gelişmekte Cerrahi Fusion tarafından Parabiyotik balığı Embriyolar Üretimi

Surgical parabiosis of two animals of different genetic backgrounds creates a unique scenario to study cell-intrinsic versus cell-extrinsic roles for ...

Gelişim Biyolojisi

Collection of Post-mating Semen from the Female Reproductive Tract and Measurement of Semen Liquefaction in Mice

In mice, ejaculated semen is deposited in the uterus. After ejaculation, the semen changes consistency from gel-like to watery, a process called liquefaction. In this study, we show how to collect the post-ejaculated semen from the female reproductive tract in a mouse model. First, adult female mice in the estrus stage were housed in a male&#39;s cage overnight. The next morning, copulation was confirmed by the presence of copulatory plug at the vaginal opening. Female mice with copulatory plugs were euthanized, and each reproductive tract was collected as a whole (vagina, uterus, oviducts, ovaries), ensuring a closed system to contain the semen. The reproductive tract was placed in a 1.5 mL microcentrifuge tube, and the vagina was cut off to release the semen into the tube. To ensure maximum semen volume for analysis, toothless forceps were used to squeeze the uterine horns from ovarian end to vaginal end expelling remaining semen. The whole reproductive tract was then discarded. The semen-containing tube was briefly spun down. A 25 &#956;L capillary pipette was placed into the tube at a 180&#176; angle (parallel to the tube wall). The amount of time used to fill the capillary tube to the 25 &#956;L line was recorded. Semen from a proven male breeder usually takes approximately 60-180 s to fill a 25 &#956;L capillary tube. This semen collection technique can also be used in other downstream applications such as sperm imaging and motility analysis.

Semen liquefaction is required for sperm to be liberated from the seminal gel. This study provides the procedures for collecting semen from the female reproductive tract post-coitus, and measuring semen liquefaction time.

Meni kadın üreme sistemi ve meni الرسالة farelerde ölçümü sonrası çiftleşme koleksiyonu

In mice, ejaculated semen is deposited in the uterus. After ejaculation, the semen changes consistency from gel-like to watery, a process called ...

<meta charset="utf8"></head><body>Embriyonik Gelişimi İncelemek için Murin Round Spermatid Enjeksiyon Prosedürü

Mouse Round Spermatid Injection

Round spermatids, characterized by their haploid genetic content, represent the precursor cells to mature spermatozoa. Through the innovative technique of round spermatid injection (ROSI), oocytes can be successfully fertilized and developed into viable fetuses. In a groundbreaking milestone achieved in 1995, the first mouse fetus was born through ROSI technology. ROSI has since emerged as a pivotal tool for unraveling the intricate mechanisms governing embryonic development and holds significant potential in various applications, including the acceleration of mouse generation and the production of genetically modified mice. In 1996, a milestone was reached when the first human fetus was born through ROSI technology. However, the clinical applications of this method have shown a fluctuating pattern of success and failure. To date, ROSI technology has not found widespread application in clinical practice, primarily due to its low birth efficiency and insufficient validation of fetal safety. This article provides a comprehensive account of the precise methods of performing ROSI in mice, aiming to shed new light on basic research and its potential clinical applications.

<meta charset="utf8"></head><body>Fare Yuvarlak Spermatid Enjeksiyonu

Here, we introduce a method for performing round spermatid injection (ROSI) in mice, a technique with promising clinical applications and utility for investigating the mechanisms underlying embryonic development.

Fare Yuvarlak Spermatid Enjeksiyonu

Round spermatids, characterized by their haploid genetic content, represent the precursor cells to mature spermatozoa. Through the innovative technique of ...

Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization and for minimizing organ damage resulting from prolonged extracorporal circulation. The goal of this paper was to demonstrate a fully functional and clinically relevant model of cardiopulmonary bypass in a mouse. We report on the device design, perfusion circuit optimization, and microsurgical techniques. This model is an acute model, which is not compatible with survival due to the need for multiple blood drawings. Because of the range of tools available for mice (e.g., markers, knockouts, etc.), this model will facilitate investigation into the molecular mechanisms of organ damage and the effect of cardiopulmonary bypass in relation to other comorbidities.

This paper describes how to perform cardiopulmonary bypass in mice. This novel model will facilitate the investigation of the molecular mechanisms involved in organ damage.

Kardiyopulmoner baypas gerektirmeyen bir fare modeli: yeni bir yaklaşım

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

Tıp

A Mouse Model of Orthopedic Surgery to Study Postoperative Cognitive Dysfunction and Tissue Regeneration

Surgery is commonly used to improve and maintain quality of life. Unfortunately, in vulnerable patients such as the elderly, complications may occur and significantly diminish the outcome. Indeed, after routine orthopedic surgery to repair a fracture, as many as 50% of elderly patients suffer from neurologic complications like delirium. Also, the capacity to heal and regenerate tissue after surgery decreases with age, and can impact the quality of fracture repair and even osseous integration of implants. Thus, a better understanding of mechanisms that drive these age-dependent changes could provide strategic targets to minimize risk for such complications and optimize outcomes. Here, we introduce a clinically relevant mouse model of tibial fracture. The postoperative changes in these mice mimic some of the cognitive impairments commonly observed after routine orthopedic surgery in humans. Briefly, an incision is performed in the right hind limb under strictly aseptic conditions. Muscles are disassociated, and a 0.38-mm stainless steel pin is inserted into the upper crest of the tibia, inside the intramedullary canal. Osteotomy is then performed, and the wound is stapled. We have used this model to investigate the effects of surgical trauma on postoperative neuroinflammation and behavioral changes. By applying this fracture model in combination with parabiosis, a surgical model in which 2 mice are anastomosed, we have studied cells and secreted factors that systemically rejuvenate organ function and tissue regeneration after injury. By following our step-by-step protocol, these models can be reproduced with high fidelity, and can be adapted to interrogate many biologic pathways that are altered by surgical trauma.

This protocol describes a mouse model of orthopedic surgery that has been used to study mechanisms of postoperative neuroinflammation and behavioral changes, and when combined with parabiosis, to study tissue regeneration during aging.

Ameliyat sonrası bilişsel işlev bozukluğu ve doku rejenerasyonu çalışmaya ortopedik cerrahi bir fare modeli

Surgery is commonly used to improve and maintain quality of life. Unfortunately, in vulnerable patients such as the elderly, complications may occur and ...

A Modified Murine Heterotopic Heart Transplant Protocol Matching Contemporary Standards of Aseptic Technique, Anesthesia, and Analgesia

The development of experimental models of cardiac transplantation in animals has contributed to many advances in the fields of immunology and solid organ transplantation. While the heterotopic vascularized murine cardiac transplantation model was initially utilized in studies of graft rejection using combinations of mismatched inbred mouse strains, access to genetically modified strains and therapeutic modalities can provide powerful new preclinical insights. Fundamentally, the surgical methodology for this technique has not changed since its development, especially with respect to important factors such as aseptic technique, anesthesia, and analgesia, which make material impacts on postsurgical morbidity and mortality. Additionally, improvements in perioperative management are expected to provide improvements in both animal welfare and experimental outcomes. This paper reports upon a protocol developed in collaboration with a subject matter expert in veterinary anesthesia and describes the surgical technique with an emphasis on perioperative management. Additionally, we discuss the implications of these refinements and provide details on troubleshooting critical surgical steps for this procedure.

The present paper describes a modified technique for heterotopic vascularized cardiac transplantation with updated aseptic technique, analgesia, and anesthesia.

Çağdaş Aseptik Teknik, Anestezi ve Analjezi Standartlarına Uygun Modifiye Murin Heterotopik Kalp Nakli Protokolü

The development of experimental models of cardiac transplantation in animals has contributed to many advances in the fields of immunology and solid organ ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

<meta charset="utf8"></head><body>Araştırma Tesislerinde Yabani Farelerin Ele Alınması için Operasyonel Protokoller

Operating and Biocontainment Procedures of a Facility for Laboratory Mice with a Natural Microbiome: Immunophenotyping Procedure

The use of laboratory mice with a natural microbiome, such as &#34;Wildling mice&#34;, offers a promising research tool for both basic and applied science due to their close resemblance to the human superorganism. However, the breeding and maintenance of these mice, which harbor a diverse microbiome&#160;including bacteria, viruses, and parasites, pose significant challenges for animal husbandry facilities at research institutions. To address these challenges, a specialized facility concept was developed for housing &#34;Wildling mice&#34; at Charit&#233; - Universit&#228;tsmedizin Berlin. This approach involved designing a facility with specific structural features and operational protocols to effectively contain the natural microbiome, thereby protecting areas with higher hygiene standards.
A methodology for blood sampling from both specified pathogen-free (SPF) and &#34;Wildling mice&#34; for immunophenotyping is demonstrated, highlighting the workflow and biocontainment measures implemented in the facility. Remarkable results reveal that &#34;Wildling mice&#34; exposed to a natural microbiome develop distinct immune cell populations, which are significantly reduced in mice bred and maintained under stringent hygiene conditions.
The significance of this study lies in its potential to provide researchers with access to mice that possess a natural microbiome and a mature immune system similar to that of human adults. This approach could enhance the translatability of preclinical findings into clinical practice, thereby advancing the field of biomedical research.

<meta charset="utf8"></head><body>Doğal Mikrobiyomlu Laboratuvar Fareleri için Bir Tesisin İşletilmesi ve Biyolojik Muhafaza Prosedürleri: İmmünofenotipleme Prosedürü

Here, we describe the structure and operating procedures, including microbial containment measures of a facility for "Wilding mice" using blood sampling for immunophenotyping as an example.

Doğal Mikrobiyomlu Laboratuvar Fareleri için Bir Tesisin İşletilmesi ve Biyolojik Muhafaza Prosedürleri: İmmünofenotipleme Prosedürü

The use of laboratory mice with a natural microbiome, such as &#34;Wildling mice&#34;, offers a promising research tool for both basic and applied science ...

Farelerde parabiyoz: Detaylı Bir Protokol

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Lentiviral aracılı transgenik fareler üretimi: doğrudan eğitim kurucuları basit ve son derece etkili bir yöntem

Blastulae Gelişmekte Cerrahi Fusion tarafından Parabiyotik balığı Embriyolar Üretimi

Meni kadın üreme sistemi ve meni الرسالة farelerde ölçümü sonrası çiftleşme koleksiyonu

Fare Yuvarlak Spermatid Enjeksiyonu

Fare Yuvarlak Spermatid Enjeksiyonu

Fare Yuvarlak Spermatid Enjeksiyonu

Kardiyopulmoner baypas gerektirmeyen bir fare modeli: yeni bir yaklaşım

Ameliyat sonrası bilişsel işlev bozukluğu ve doku rejenerasyonu çalışmaya ortopedik cerrahi bir fare modeli

Çağdaş Aseptik Teknik, Anestezi ve Analjezi Standartlarına Uygun Modifiye Murin Heterotopik Kalp Nakli Protokolü

Doğal Mikrobiyomlu Laboratuvar Fareleri için Bir Tesisin İşletilmesi ve Biyolojik Muhafaza Prosedürleri: İmmünofenotipleme Prosedürü