Name: endotracheal intubation of rabbits using a polypropylene guide catheter
Uploaded: 2017-11-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 46 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter at JoVE.com

Os autores desejam reconhecer esses funcionários e pessoal de pesquisa que participou nas sessões coelho manipulação e treinamento de anestesia para os seus comentários ao aprender esta técnica de intubação.

o procedimento de intubação descrito abaixo foi aprovado pelo Comitê de uso e Mayo Clinic institucional Cuidado Animal.
 1. preparação ( Figura 1) <ol><li>obter um cateter francês 5 de polipropileno e corte a extremidade não-arredondada, então o comprimento total é de 8-10 polegadas. Marcar o corte final da tubulação para indicar claramente qual extremidade deve não ser inserido na traqueia (seta, Figura 1).</li>
	<li>Coloque uma lâmina do laringoscópio Miller tamanho 0 ou 1 o laringoscópio e verificar se a luz está funcionando.</li>
	<li>Desenhar 0,25 mL de lidocaína a 2% em uma seringa de 1 mL.</li>
	<li>Aplicar lubrificante estéril à extremidade de um tubo endotraqueal endotraqueal apropriadamente dimensionado (tipicamente 2.5-4.0 mm ID).</li>
	<li>Preparar suprimentos para fixar o tubo endotraqueal no lugar, uma vez que é inserida (por exemplo, fita umbilical).</li>
	<li>Obter um dispositivo para detectar o fluxo de ar no final do procedimento para confirmar a intubação bem sucedida (#5, Figura 1). Isto é opcional.</li>
</ol> 2. Anestesia <ol><li>administrar anestesia injetável, como 35 mg/kg de xilazina ketamina e 5 mg/kg, por via intramuscular, utilizando uma seringa de 3 mL com uma agulha de 25 calibre no músculo quadríceps da perna de um aproximadamente 4 meses de idade, 3.0-3.5 kg, Nova Zelândia branco coelho. 
	Nota: Este regime anestésico é uma combinação de injetável comumente usada em coelhos de pesquisa de isentos de agentes patogénicos específicos, jovem e saudável, mas com base na condição clínica e/ou experimentais objectivos, um protocolo diferente pode ser mais apropriado.</li>
	<li>Depois que o coelho é anestesiado, aplicar lubrificante oftálmico estéril para os olhos, para preservar o tecido corneal.</li>
</ol> 3. Intubação endotraqueal entrada <ol><li>medida do tubo endotraqueal dos incisivos para o tórax para determinar o tamanho adequado para a inserção do tubo endotraqueal. Posicionamento da extremidade do tubo ao nível da entrada torácica assegura que a abertura do tubo é passado a laringe mas craniana até a bifurcação traqueal.</li>
	<li>Posição do coelho sternally na tabela de preparação com a sua cabeça ligeiramente estendida ao longo da borda da tabela ( Figura 2). O coelho deve ser posicionado quadrado com a cabeça e a coluna vertebral em alinhamento direto.</li>
	<li>Levantando a cabeça, use uma gaze para tirar o coelho &#39; s língua lateral para o coelho &#39; incisivos inferiores direito s (no diastema), tendo o cuidado de evitar o trauma decorrente dos incisivos.</li>
	<li>Segure o laringoscópio e a lâmina com a mão direita e coloque-o na boca atrás dos incisivos, entrando do coelho &#39; deixada de s.</li>
	<li>Siga o céu da boca com a ponta da lâmina em uma direção caudal até o palato mole é visível.</li>
	<li>Com a mão direita, ponta do laringoscópio para a frente (curva do pulso, segurando o laringoscópio para baixo) enquanto estendendo o coelho &#39; s volta cabeça e o pescoço para a frente para manter uma via aérea aberta e ver a laringe ( Figura 3 A). como respiradores nasais obrigatórios, a epiglote é frequentemente acima do palato mole, e uso desse método comprime a base da língua para deslocar a epiglote e expor a glote. Para evitar a dessaturação de oxigênio, é importante manter o pescoço estendido conforme descrito para manter uma via aérea aberta durante a intubação.</li>
	<li>Soltar a língua e mudar a lâmina do laringoscópio para a mão esquerda para liberar a mão direita para colocação do cateter guia.</li>
	<li>Enquanto segurando o laringoscópio e mantendo a visualização da glote ( Figura 3 B), avançando a ponta arredondada do cateter guia através da abertura passou a laringe ( Figura 4 ). O cateter vai chegar a uma paragem natural na bifurcação traqueal.</li>
	<li>, Mantendo a preensão do cateter guia, segure o tubo endotraqueal e passe-o sobre o cateter, tomando cuidado para não aplicar força o cateter por captura-lo no conector do tubo endotraqueal. Avançar o tubo, até que haja resistência das cordas vocais ( Figura 5).</li>
	<li>Incutir 0,25 mL de lidocaína a 2% na abertura do tubo endotraqueal. A lidocaína viajará para baixo o tubo endotraqueal para anestesiar localmente as cordas vocais, impedindo o laringoespasmo 22 ( Figura 6).</li>
	<li>Permitir que cerca de dois minutos para a anestesia tópica levar a efeito e continuar rodando suavemente o tubo endotraqueal, avança através das cordas vocais ( Figura 7). Uma vez que o tubo passou as cordas vocais, retire a lâmina do laringoscópio e cateter, tomando cuidado para não deslocar o tubo.</li>
	<li>Verificar a colocação do tubo endotraqueal, observando o fluxo de ar. Existem várias maneiras de realizar isto, incluindo a colocação de um tecido ou pele na extremidade do tubo para detectar o fluxo, à procura de nebulização do tubo ou nebulização de vidro/espelho na extremidade do tubo e escuta de fluxo de ar. Dispositivos projetados para detectar o fluxo de ar 23 ou respiração podem também ser usado ( Figura 8) para determinar se a intubação foi bem sucedida (veja a Tabela de materiais para as opções). Fixe o tubo endotraqueal usando um método preferencial, tais como fita umbilical amarrado em volta do tubo e a cabeça. Anexar o circuito de anestesia e auscult ambos os lados do tórax, dando respirações para assegurar ventilação para ambos os lados do pulmão.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Quesenberry, K. E., Carpenter, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Ferrets, rabbits, and rodents : clinical medicine and surgery. 3rd edn . , (2012).</li><li>Dugdale, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Veterinary Anaesthesia: Principles to Practice. , (2010).</li><li>Yamamoto, Y., Inoue, S., Abe, R., Kawaguchi, M., Furuya, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Airway+management+with+the+laryngeal+tube+in+rabbits.">Airway management with the laryngeal tube in rabbits.</a> Lab animal. 36 (5), 33-35 (2007).</li><li>Belena, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laryngeal+mask,+laryngeal+tube,+and+Frova+introducer+in+simulated+difficult+airway.">Laryngeal mask, laryngeal tube, and Frova introducer in simulated difficult airway.</a> J Emerg Med. 48 (2), 254-259 (2015).</li><li>Smith, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endotracheal+tubes+versus+laryngeal+mask+airways+in+rabbit+inhalation+anesthesia:+ease+of+use+and+waste+gas+emissions.">Endotracheal tubes versus laryngeal mask airways in rabbit inhalation anesthesia: ease of use and waste gas emissions.</a> Contemp Top Lab Anim Sci. 43 (4), 22-25 (2004).</li><li>Kazakos, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+the+laryngeal+mask+airway+in+rabbits:+placement+and+efficacy.">Use of the laryngeal mask airway in rabbits: placement and efficacy.</a> Lab Anim (NY). 36 (4), 29-34 (2007).</li><li>Crotaz, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initial+feasibility+investigation+of+the+v-gel+airway:+an+anatomically+designed+supraglottic+airway+device+for+use+in+companion+animal+veterinary+anaesthesia.">Initial feasibility investigation of the v-gel airway: an anatomically designed supraglottic airway device for use in companion animal veterinary anaesthesia.</a> Vet Anaesth Analg. 37 (6), 579-580 (2010).</li><li>Bateman, L., Ludders, J. W., Gleed, R. D., Erb, H. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+between+facemask+and+laryngeal+mask+airway+in+rabbits+during+isoflurane+anesthesia.">Comparison between facemask and laryngeal mask airway in rabbits during isoflurane anesthesia.</a> Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 32 (5), 280-288 (2005).</li><li>Johnson, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endoscopic+intubation+of+exotic+companion+mammals.">Endoscopic intubation of exotic companion mammals.</a> The veterinary clinics of North America. Exotic animal practice. 13 (2), 273-289 (2010).</li><li>Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A., Lumb, W. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Lumb &amp; Jones' veterinary anesthesia and analgesia. 4th edn. , (2007).</li><li>Worthley, S. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+oral+endotracheal+intubation+with+a+fibre-optic+scope+in+rabbits:+a+simple+and+reliable+technique.">Rapid oral endotracheal intubation with a fibre-optic scope in rabbits: a simple and reliable technique.</a> Laboratory Animals. 34 (2), 199-201 (2000).</li><li>Miranda, A., Pego, J. M., Correia-Pinto, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+facility+videoendoscopic+intubation+station:+tips+and+tricks+from+mice+to+rabbits.">Animal facility videoendoscopic intubation station: tips and tricks from mice to rabbits.</a> Laboratory animals. , (2016).</li><li>Irazuzta, J., Hopkins, J., Gunnoe, P., Brittain, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+method+of+multipurpose+airway+access+through+percutaneous+tracheostomy+in+rabbits+(Oryctolagus+cuniculus).">Simple method of multipurpose airway access through percutaneous tracheostomy in rabbits (Oryctolagus cuniculus).</a> Lab Anim Sci. 47 (4), 411-413 (1997).</li><li>Bertolet, R. D., Hughes, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endotracheal+intubation:+an+easy+way+to+establish+a+patent+airway+in+rabbits.">Endotracheal intubation: an easy way to establish a patent airway in rabbits.</a> Lab Anim Sci. 30 (2), 227-230 (1980).</li><li>Gilroy, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endotracheal+intubation+of+rabbits+and+rodents.">Endotracheal intubation of rabbits and rodents.</a> J Am Vet Med Assoc. 179 (11), 1295 (1981).</li><li>Morgan, T. J., Glowaski, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Teaching+a+new+method+of+rabbit+intubation.">Teaching a new method of rabbit intubation.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (3), 32-36 (2007).</li><li>Inglis, S., Strunk, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rabbit+anesthesia.">Rabbit anesthesia.</a> Lab Anim (NY). 38 (3), 84-85 (2009).</li><li>Falcao, S. C., Pereira Junior, J. R., Coelho, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Technique+of+blind+tracheal+intubation+in+rabbits+(Oryctolagus+cuniculi)+supported+by+previous+maneuver+of+esophageal+cannulization.">Technique of blind tracheal intubation in rabbits (Oryctolagus cuniculi) supported by previous maneuver of esophageal cannulization.</a> Acta Cir Bras. 26 (5), 352-356 (2011).</li><li>Su, H. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+miniature+lighted+stylet+for+fast+oral+endotracheal+intubation+in+rabbits.">A miniature lighted stylet for fast oral endotracheal intubation in rabbits.</a> Vet J. 195 (2), 254-256 (2013).</li><li>Weinstein, C. H., Fujimoto, J. L., Wishner, R. E., Newton, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+of+six-week-old+New+Zealand+White+rabbits+for+thoracotomy.">Anesthesia of six-week-old New Zealand White rabbits for thoracotomy.</a> Contemp Top Lab Anim Sci. 39 (3), 19-22 (2000).</li><li>Stephens DeValle, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+Management+of+Rabbit+Anesthesia+Through+the+Use+of+Nasotracheal+Intubation.">Successful Management of Rabbit Anesthesia Through the Use of Nasotracheal Intubation.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 48, 166-170 (2009).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> A Guidance on the Use of Topical Anesthetics for Naso/Oropharyngeal and Laryngotracheal Procedures. , (2006).</li><li>Cook, R. T., Stene, J. K., Marcolina, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+a+Beck+Airway+Airflow+Monitor+and+controllable-tip+endotracheal+tube+in+two+cases+of+nonlaryngoscopic+oral+intubation.">Use of a Beck Airway Airflow Monitor and controllable-tip endotracheal tube in two cases of nonlaryngoscopic oral intubation.</a> Am J Emerg Med. 13 (2), 180-183 (1995).</li><li>Fish, R. E., Brown, M. J., Danneman, P. J., Karas, A. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. , (2008).</li><li>Gografe, S. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+management+of+long-term+general+anesthesia+in+rabbits+used+as+an+animal+model+of+human+disease.">Successful management of long-term general anesthesia in rabbits used as an animal model of human disease.</a> Contemp Top Lab Anim Sci. 42 (2), 16-19 (2003).</li><li>Nordin, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+trachea+and+cuff-induced+tracheal+injury.+An+experimental+study+on+causative+factors+and+prevention.">The trachea and cuff-induced tracheal injury. An experimental study on causative factors and prevention.</a> Acta Otolaryngol Suppl. 345, 1-71 (1977).</li><li>Phaneuf, L. R., Barker, S., Groleau, M. A., Turner, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracheal+injury+after+endotracheal+intubation+and+anesthesia+in+rabbits.">Tracheal injury after endotracheal intubation and anesthesia in rabbits.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 45 (6), 67-72 (2006).</li><li>Grint, N. J., Sayers, I. R., Cecchi, R., Harley, R., Day, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Postanaesthetic+tracheal+strictures+in+three+rabbits.">Postanaesthetic tracheal strictures in three rabbits.</a> Lab Anim. 40 (3), 301-308 (2006).</li><li>Squire, R., Siddiqui, S. Q., DiNunizio, G., Brodsky, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+study+of+the+tracheotomy+and+endotracheal+intubation+on+the+rabbit+tracheobronchial+tree.">Quantitative study of the tracheotomy and endotracheal intubation on the rabbit tracheobronchial tree.</a> Ann Otol Rhinol. , (1990).</li><li>Kumar, R. A., Boyer, M. I., Bowen, C. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+reliable+method+of+anesthesia+for+extensive+surgery+in+small+rabbits.">A reliable method of anesthesia for extensive surgery in small rabbits.</a> Lab Anim Sci. 43 (3), 265-266 (1993).</li></ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Aqui nós fornecemos uma descrição detalhada de um coelho, técnica de intubação que pode ser dominada facilmente em qualquer ambiente clínico. Esta técnica é semelhante ao publicado anteriormente visualização directa técnicas10,15,20,25 com alguns refinamentos adicionais, incluindo o uso de um tubo endotraqueal de 3,5 mm as algemas e um 5 francês cateter urinário como escolhido nosso guia, que foi cortado e com um marcador permanente no corte final. A traqueia do coelho é facilmente propensa a lesões e, portanto, o uso de tubos endotraqueais endotraqueal é geralmente recomendado quando intubar coelhos para evitar danos na mucosa traqueal devido a pressão da braçadeira. 26 o cateter urinário francês 5 escolhemos como um guia é pequeno o suficiente para passar facilmente através das pregas vocais sem obstruir a visão durante a visualização directa da laringe. Enquanto pequeno, este cateter é suficientemente rígido para permanecer no lugar como um guia para o tubo endotraqueal. A ponta distal do cateter é arredondada para ajudar a reduzir o trauma quando a bifurcação é alcançada. A extremidade proximal do cateter é cortada para que o cateter está em um comprimento praticável (não excessivamente longo) e remover a fim de que se amplia para fixação a uma seringa. O corte final é marcado com tinta permanente como um indicador visual para não inserir este fim na traqueia, que pode causar danos à mucosa traqueal.
A principal limitação dessa técnica é que, porque ele requer o uso de uma lâmina do laringoscópio, pode não ser viável para coelhos muito jovens ou muito pequenas raças devido ao menor tamanho de boca. Além disso, algumas instalações não podem ter esse tamanho de lâmina do laringoscópio prontamente disponível. Instituição do autor, este método é usado para a Nova Zelândia branco (≥ 6 semanas) e coelhos adultos holandês com cinto, mas não temos tentado este método em animais mais jovens ou de raças menores. Em situações onde o paciente de coelho é pequeno, ou se um laringoscópio com uma pequena lâmina de Miller não estiver disponível, uma opção alternativa é usar um otoscópio portátil, ao invés de laringoscópio. 15 , 20 usando um otoscópio com um espéculo de ouvido #5, a laringe é visualizada, o cateter guia é colocado por visualização direta e o espéculo é removido antes de continuar a seguir os mesmos passos acima descritos.
É importante usar muito cuidado quando o cateter guia é colocado para evitar a possibilidade de causar trauma ou broncoespasmo, como a extremidade do cateter passa para a traqueia e toca a bifurcação traqueal. O risco destas complicações pode ser reduzido ou evitado alimentando o cateter com movimentos muito suaves, parando assim que há resistência, e evitando o movimento da cabeça e do pescoço, uma vez que o cateter está no lugar. Além disso, quando avançar o tubo endotraqueal sobre o cateter, existe o potencial para o cateter pegar o conector do tubo endotraqueal. Assim, é importante ter a certeza de que o cateter slides através do conector sem pegar; Alternativamente, o conector pode ser removido e substituído quando prende a endotraqueal tubo ou anexar ao circuito anestésico.
Com qualquer método de intubação, há o potencial para complicações e efeitos adversos. Usando o método de visualização directa com um laringoscópio, inserção inadequada da lâmina do laringoscópio ou agressivo posicionamento do tubo endotraqueal pode resultar na laringe, língua, ou lesões de dente. Posicionamento correto do animal é o primeiro passo crítico em minimizar o trauma durante a visualização da laringe. A coluna deve estar reta, com a cabeça em alinhamento direto com a coluna vertebral; Se o animal não é direto, ou se o pescoço é torcido para a esquerda ou direita, isto irá tornar mais difícil a visualização da laringe e pode resultar em trauma excessivo com a lâmina do laringoscópio. Outra crítica chave para o sucesso ao usar esta técnica é seguir o céu da boca em direção a laringe, e uma vez que o palato mole é visualizado, deslocar a lâmina em uma posição adequada, dobrando o pulso. Isso mantém a cabeça no lugar, enquanto se move a ponta da lâmina em posição de visualização ideal das cordas vocais, que estão localizados muito ventral no coelho20,24.
Porque a visualização directa da laringe pode ser complicada se as técnicas precisas que nós esboçamos acima não forem seguidas, a utilização de estratégias de intubação alternativos que não requerem a visualização da laringe pode ser atraente. Por exemplo, a técnica de cega é uma opção possível que não requer uso de um laringoscópio16,17,18,19,20. No entanto, o uso desta técnica baseia-se na capacidade de detectar o fluxo através do tubo endotraqueal para direcionar a colocação do tubo, e se respirações do animal são muito rasas ou presos, o uso desse método não é confiável. Supraglótica dispositivos também podem ser considerados, desde que a colocação destes dispositivos não requer visualização da laringe e são geralmente muito fáceis de colocar. Estes dispositivos não entram diretamente a traqueia, no entanto e, portanto, há um potencial por falta de fluxo direto para a via aérea, inabilidade de ventilar se desenvolve laringoespasmo, falta de um selo apertado o suficiente para a ventilação durante procedimentos de peito aberto ou emergência reanimação e desenvolvimento de banda tympany gástrico3,4,8. Mais recentes dispositivos especificamente concebidos para coelhos podem oferecer uma alternativa promissora, mas são necessários mais estudos para avaliar estes dispositivos, e continuam a ser as preocupações sobre a falta de entrada para a traqueia. Banda tympany gástrica também pode ser uma complicação potencial em um animal intubação se o tubo endotraqueal é colocado acidentalmente para o esôfago; no entanto, o uso de uma técnica de visualização direta minimiza o risco desta complicação verificando a colocação apropriada do cateter guia para a laringe.
Trauma na mucosa aritenoide e/ou traqueal é outra preocupação potencial ao inserir um tubo endotraqueal, particularmente quando usar inflável algemado tubos26,,27,28. A traqueia em coelhos pode ser facilmente lesada, que pode levar a complicações, tais como enfisema subcutâneo, pneumotórax e até mesmo a morte10,,27,28,29. Ao executar a técnica que descrevemos aqui, deve ter cuidado para evitar lesões traqueais pelo uso de tubos endotraqueais endotraqueal, garantindo que a ponta arredondada do cateter guia é inserida na traqueia e não forçar o cateter guia da glote. Além disso, a seleção de um tubo endotraqueal de tamanho adequado é de importância crítica. Tamanho do tubo endotraqueal deve ser considerado contra o tamanho do animal, bem como em comparação com a abertura da entrada da laringe, desde que é menor em diâmetro que a traqueia. Um muito grande de diâmetro de tubo endotraqueal pode resultar em trauma à mucosa aritenoide ou cartilagem. Por outro lado, a utilização de um tubo endotraqueal menor resulta em resistência aumentada das vias aéreas e aumenta as chances de obstrução devido ao muco ou uma torção. Por esta razão, a monitorização respiratória é muito importante em coelhos entubados. Além de oximetria de pulso, medição de fluxo de ar deve ser o monitoramentod com capnografia; Se não estiver disponível um capnógrafo, monitores das vias respiratórias são uma alternativa que pode ser usada para detectar o fluxo de ar (mas não fornecem medições de dióxido de carbono expirado). Além disso, a prestação de ventilação assistida pode ser valiosa, particularmente nos casos em que os tubos de diâmetro menores são utilizados24,30.
Além dos já mencionados benefícios de utilizar esta técnica, outra grande vantagem deste método é que pode ser realizada por um único indivíduo, sem a necessidade de um assistente, que pode ser importante em um ambiente clínico ocupado. Nesta situação, é importante reunir todos os suprimentos necessários e tê-los dentro de fácil alcance durante o processo de intubação, particularmente quando o cateter guia está no lugar e movimento da cabeça deve ser evitado.
A técnica que descrevemos aqui é usada pela equipe veterinária e pesquisa em nossa instituição para todas as entubações coelho, que equivale a cerca de 200-400 entubações por ano. É muito facilmente ensinada em uma sessão de treinamento de anestesia coelho típico, que leva aproximadamente 30 minutos. Descobrimos que é relativamente fácil de aprender, com os alunos aprendendo dentro de suas 3 primeiras tentativas e geralmente capaz de repetir o processo com sucesso, na próxima tentativa adicional. Para estudos futuros, seria valioso para comparar o tempo a proficiência e a capacidade de manter proficiência ao longo do tempo para este método, em comparação com outras técnicas de intubação. Enquanto isso tem sido estudado por variações de técnicas cego16, uma avaliação abrangente da curva de aprendizagem para uma grande variedade de técnicas de intubação não ainda foi executada. Outro potencial futura direção de estudo poderia incluir comparando a intubação endotraqueal direta para os dispositivos de via aérea supraglótica espécie-específicos mais recentes, particularmente sobre a função durante a ventilação de pressão positiva.
Em conclusão, a técnica para intubação de coelhos que descrevemos aqui é confiável, não-invasivo, não requer o uso de equipamentos especializados, é fácil de dominar e pode ser executada por um único indivíduo, sem a necessidade de um assistente. Todas as técnicas de acesso das vias aéreas apresentam algum nível de risco, mas usando uma técnica de visualização directa e seguindo os passos que descrevemos acima para minimizar complicações, os riscos são muito superados pelos benefícios de ter uma via aérea adequada durante a anestesia.

Coelhos têm uma cavidade estreita, profunda oral que restringe a visibilidade da laringe para intubação endotraqueal. Eles também têm uma língua carnuda muito grande e bochecha dentes que, quando combinado com a estreita cavidade oral, pode causar problemas ao inserir um laringoscópio e visualização da glote para inserir um tubo endotraqueal1. Deve ter grande cuidado para evitar causando prejuízo à cavidade oral e das vias respiratórias durante a tentativa de intubação. Os tecidos da laringe são muito friáveis e trauma excessivo de repetidas tentativas de intubação pode causar inflamação significativa, tornando a intubação difícil mais2.
Por estas razões, uma variedade de técnicas alternativas têm sido descritos, mais notavelmente supraglótica vias aéreas dispositivos incluindo a laringe tubo3,4, a máscara laríngea das vias respiratórias (LMA)4,5, 6 e uma espécie supraglótica vias aéreas dispositivo7. Um tubo na laringe consiste de um tubo com dois balões que dirigem o fluxo de ar na traqueia: um balão maior no meio do tubo forma um selo na faringe superior e um pequeno balão na extremidade distal lacra o esôfago da entrada3. O LMA consiste de um tubo com uma máscara elíptica na extremidade distal que é inflada para formar um selo hermético sobre a glote4,5,6. O dispositivo de espécie é o primeiro dispositivo via aérea supraglótica espécie-específicos veterinários, atualmente disponível para gatos e coelhos, projetados para caber as estruturas anatômicas de cada espécie criar uma pressão do selo na faringe7. No entanto, porque estes dispositivos não entrar diretamente a traqueia, que podem apresentar riscos para complicações tais como banda tympany gástrica. A falta de uma vedação adequada dentro da traqueia apresenta uma preocupação relativamente à adequação para o uso destes dispositivos para ventilação de pressão positiva para apoio respiratório, emergências ou cirurgia torácica3,8. Além disso, falta de direta intubação da traqueia pode resultar em exposição pessoal a perder gases anestésicos5.
Muitos métodos para intubação endotraqueal direta tem sido descrito9,10,11,12,13,14,15. Um método popular é a técnica de cega, o que pode diminuir a chance de lesão para a cavidade orofaríngea, desde que a inserção de um laringoscópio não é necessário16,17,18,19 , 20. como uma técnica visualmente cega, este método requer monitoramento para fluxo de ar através do tubo endotraqueal e a manipulação cuidadosa para colocação de guia. Embora este método é comumente usado em pesquisa e prática clínica veterinária, na experiência dos autores, esta técnica pode ser demorado e não sempre bem sucedido e assim é mais difícil de ensinar e pode exigir uma dosagem extra de agentes anestésicos 9 , 10. Além disso, porque o monitoramento para respiração é usada para guiar o posicionamento adequado do tubo, este método seria mais difícil e menos confiável durante a parada respiratória. Outro método popular é usar uma técnica tradicional de laringoscópio entubá-lo como é feito com espécies maiores. No entanto, a técnica tradicional do laringoscópio em coelhos é difícil, em que a exibição das cordas vocais é obstruída quando o tubo endotraqueal é inserido na boca. Portanto, o uso desse método pode resultar em tentativas repetidas de intubação, aumento de dosagem de anestésico e lesão na cavidade e vias aéreas oral10.
As opções mais caras e tecnicamente desafiadoras para intubação também existem. O laringoscópio de fibra óptica permite fácil inserção do tubo endotraqueal, inserindo o laringoscópio no tubo e visualizando a inserção na traqueia em uma tela. Da mesma forma, endoscópios podem ser usados para visualizar a área da laringe e colocação do tubo de guia. No entanto, ambos os métodos requerem o uso de equipamentos caros que podem não estar disponíveis em ambientes clínicos típicos de11,9,12. Intubação através da cavidade nasal é um método alternativo que tem sido descrito, embora isso apresenta um risco de introdução de patógenos oportunistas da cavidade nasal para os pulmões, particularmente em coelhos que não são específicas do patógeno-livre de21. Por último, mais métodos invasivos de intubação também foram publicados, incluindo retrógrada inserção de um cateter guia através de uma agulha colocada por via percutânea na traqueia, bem como o uso de uma agulha cricotireostomia seguido de colocação de um fio-guia, dilatador de vaso e bainha introdutora13,14. Como técnicas invasivas, esses métodos têm potenciais complicações como dor pós-processual e infecção. A técnica que descrevemos aqui, usando um cateter guia e laringoscópio, pode ser ensinada com treinamento mínimo com pouco tempo de proficiência, é não-invasivo, pode ser realizada por um único indivíduo, sem a necessidade de um assistente e não requer o uso de equipamentos especializados.

<table><tbody><tr><td>Ketalar&lt;br/&gt; Ketamine HCl Inj.</td><td>JHP Pharmaceuticals</td><td>NDC 42023-113-10</td><td>35mg/kg IM in epaxial muscles or quadriceps muscle (preferred)</td></tr><tr><td>Anased&lt;br/&gt; Xylazine (100mg/ml)</td><td>Lloyd Labs</td><td>NADA #139-236</td><td>5mg/kg IM in epaxial muscles or quadriceps muscle (preferred)</td></tr><tr><td>Welch Allyn Laryngoscope Handle</td><td>Welch Allyn</td><td>60300</td><td>Requires 2 size C alkaline batteries</td></tr><tr><td>Size 0 or 1 Miller Laryngoscope Blade</td><td>Welch Allyn</td><td>68040</td><td></td></tr><tr><td>2.5 &amp;ndash; 4.0 mm ID uncuffed endotracheal tube</td><td>Jorgenson</td><td>J0149V</td><td>Suitable for 2.5-5 kg rabbits&lt;br/&gt; 3.5 mm most commonly used</td></tr><tr><td>Sovereign polypropylene catheter, 5 Fr x 22&amp;rdquo;</td><td>Medtronic</td><td>8890703310</td><td>Cut to 8-10 inches&lt;br/&gt; Mark the cut end with permanent marker to indicate which end not to insert</td></tr><tr><td>Lidocaine 2% HCL Inj</td><td>VetOne</td><td>L-2000-04</td><td></td></tr><tr><td>4-Ply Nonsterile, Bulk Packed Versalon Sponges (Gauze pads)</td><td>Covidien</td><td>KC9024A</td><td></td></tr><tr><td>Tape, Twill, Bleached &amp;frac12;&amp;rdquo; x 72 yds</td><td>Encompass Textiles</td><td>48210-025</td><td>Used for securing endotracheal tube</td></tr><tr><td>HR Lubricating Jelly</td><td>HR Pharmaceuticals</td><td>201</td><td>For lubricating endotracheal tube tip</td></tr><tr><td>Great Plains Ballistics: BAAM (Beck Airway Airflow Monitor) 22</td><td>BoundTree Medical</td><td>21410</td><td>For confirmation of successful intubation</td></tr><tr><td>Ambu Pediatric Co2 Detector</td><td>AMBU INC</td><td>172713</td><td>For confirmation of successful intubation</td></tr></tbody></table>

endotracheal intubation of rabbits using a polypropylene guide catheter

Intubação endotraqueal em coelhos pode ser desafiador devido à sua anatomia incomum. Alcançar uma via aérea patente durante a anestesia é fundamental para evitar a obstrução das vias aéreas, prevenção da banda tympany gástrica e para permitir suporte ventilatório. Devido à dificuldade de intubação, métodos alternativos, tais como o uso de vias aéreas de máscara laríngea ou tubos laríngeos tem sido explorados. No entanto, esses métodos não resultar em acesso directo para a traqueia e, portanto, podem apresentar um risco para o desenvolvimento de complicações. Além disso, a falta de direta intubação da traqueia pode resultar em exposição pessoal a perder gases anestésicos. Numerosos métodos de intubação endotraqueal têm sido descritos, incluindo a colocação cega, usar de uma colocação de laringoscópio ou cricoide e endoscópio de fibra óptica. Apesar destas inúmeras publicações, muitos ainda lutam para alcançar o sucesso. Aqui nós fornecemos uma descrição detalhada de uma técnica de intubação que pode ser ensinada com treinamento mínimo com pouco tempo de proficiência. Brevemente, após a administração da anestesia injetável e posicionamento adequado do coelho, um cateter de polipropileno é colocado na traqueia por visualização direta usando um laringoscópio. O cateter é usado como um guia para direcionar o tubo endotraqueal na traqueia. Este método permite intubação sem a necessidade de equipamento caro e pode ser realizado por um único indivíduo, sem a necessidade de um assistente. Em conclusão, esta técnica pode ser facilmente ensinada e realizada a um custo muito pequeno em qualquer clínica ou configuração de investigação.

Instituição dos autores, esta técnica é normalmente ensinada ao pessoal do laboratório e veterinário durante sessões de treinamento em técnicas de anestesia e manipulação de coelho. Sessões de ensino são realizadas com animais de treinamento dedicado. O treinador demonstra a técnica uma vez e então estagiários executar a técnica sob a orientação do treinador. Os estagiários geralmente alcançar o sucesso dentro de 1-3 tentativas. Depois que eles têm com êxito intubado o coelho uma vez, os indivíduos são obrigados a realizar a entubação uma segunda vez e são normalmente capazes de entubar com êxito o coelho novamente na primeira tentativa adicional. Gabarito durante estas sessões de formação, particularmente a partir de indivíduos que foram previamente treinados com técnicas alternativas, consistentemente inclui comentários sobre como esta técnica é fácil de aprender e concluído com êxito.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig1.jpg"> 
Figura 1. Suprimentos para intubação endotraqueal: 1) laringoscópio com tamanho 0 ou 1 Miller lâmina do laringoscópio, fita 2) umbilical (ou outras fontes para proteger o tubo endotraqueal), 3) 0,25 mL de lidocaína a 2%, 4) 5-francês cateter polipropileno corte a 8-10 polegadas com o fim de não-arredondados marcados com um marcador permanente para indicar claramente que não deve ser inserido na traqueia (seta), 5) dispositivo de deteção do fluxo do ar, 6) lubrificante estéril para ser aplicado à extremidade distal do tubo, 7) as algemas do tubo endotraqueal. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig1large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig2.jpg"> 
Figura 2 : Posicionamento esternal para intubação endotraqueal. O coelho está posicionado sternally com os membros dianteiros estendidos até o fim da tabela. Membros posteriores são estendidos para trás e cabeça de coelho está alinhada com a coluna vertebral. A mão esquerda é usada para elevar a cabeça em extensão em preparação para a inserção do laringoscópio. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig3.jpg"> 
Figura 3 : Inserção de laringoscópio. A) o laringoscópio é inserido o diastema esquerdo usando a mão direita, seguindo o céu da boca com a ponta da lâmina até o palato mole é visível. Uma vez que o palato mole é visível, o laringoscópio é inclinado para a frente ao estender a cabeça e pescoço para a frente do coelho para visualizar a laringe. B) visualização da laringe. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig4.jpg"> 
Figura 4 : Avanço do cateter guia. A) depois de mudar a lâmina do laringoscópio na mão esquerda, mão direita avança a ponta arredondada do cateter guia através da abertura passou a laringe. B) o cateter guia é passado através de cordas vocais com visualização directa. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig4large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig5.jpg"> 
Figura 5 : Avanço do tubo traqueal. O tubo endotraqueal é enfiado por cima do cateter guia e é avançado até que haja resistência das cordas vocais. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig5large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig6.jpg"> 
Figura 6 : instilação de lidocaína. Lidocaína (2%, 0,25 mL) é instilada na abertura do tubo endotraqueal. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig6large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig7.jpg"> 
Figura 7 : Avanço do tubo endotraqueal. Dois minutos após a instilação da lidocaína, o tubo endotraqueal é avançado pelo suavemente torcendo para passar através das cordas vocais. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig7large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig8.jpg"> 
Figura 8 : Verificação de fluxo de ar através do tubo endotraqueal. Um dispositivo de deteção de fluxo de ar pode ser usado para verificar o fluxo de ar através do tubo endotraqueal, ou um espelho dental também pode ser usado para detectar a condensação de respirações indicando sucesso intubação. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig8large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter at JoVE.com

Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter

Intubação endotraqueal em coelhos é um desafio devido à sua anatomia incomum. Aqui apresentamos uma técnica para direta intubação da traqueia usando um cateter de polipropileno como um guia. Este método utiliza suprimentos relativamente baratos, requer treinamento mínimo e pode ser realizado facilmente em qualquer ambiente clínico.

Intubação endotraqueal de coelhos utilizando um cateter guia de polipropileno

Endotracheal intubation in rabbits can be challenging due to their unusual anatomy. Achieving a patent airway during anesthesia is critical for the ...

endotracheal-intubation-rabbits-using-polypropylene-guide

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

33.4K visualizações.  Mayo Clinic. Intubação endotraqueal em coelhos é um desafio devido à sua anatomia incomum. Aqui apresentamos uma técnica para direta intubação da traqueia usando um cateter de polipropileno como um guia. Este método utiliza suprimentos relativamente baratos, requer treinamento mínimo e pode ser realizado facilmente em qualquer ambiente clínico.

Vídeo: Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

Entubação endotraqueal em Ratos<em&gt; Via</em&gt; Laringoscopia direta Usando um otoscópio

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

Medicina

A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated procedures to obtain such measurements in the same animal are generally not feasible.  Here, we demonstrate protocols for obtaining from mice repeated measurements of AHR and bronchoalveolar lavage fluid samples.  Mice were challenged intranasally seven times over 14 days with a potent allergen or sham treated.  Prior to the initial challenge, and within 24 hours following each intranasal challenge, the same animals were anesthetized, orally intubated and mechanically ventilated.  AHR, assessed by comparing dose response curves of respiratory system resistance (RRS) induced by increasing intravenous doses of acetylcholine (Ach) chloride between sham and allergen-challenged animals, were determined.  Afterwards, and via the same intubation, the left lung was lavaged so that differential enumeration of airway cells could be performed.  These studies reveal that repeated measurements of AHR and BAL fluid collection are possible from the same animals and that maximal airway hyperresponsiveness and airway eosinophilia are achieved within 7-10 days of initiating allergen challenge.  This novel technique significantly reduces the number of mice required for longitudinal experimentation and is applicable to diverse rodent species, disease models and airway physiology instruments.  

Repeated measurements of rodent respiratory physiology and sampling of airway inflammatory cells are desirable, but generally not feasible. Here we describe a repeatable method for orally intubating mice that permits repeated measurements of airway hyperreactivity and sampling of airway inflammatory cells.

A reversível, método não-invasivo para medições de Resistência das Vias Aéreas e Amostragem Líquido da Lavagem Broncoalveolar em Ratos

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated ...

Biologia

Blind Endotracheal Intubation in Neonatal Rabbits

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical characteristics, which is further complicated in the case of the newborn. Of the different methods of advanced airway management, endotracheal intubation is less aggressive than tracheostomy, and is more feasible than supraglottic management given the lack of supraglottic devices of such a small size. As direct glottis visualization is very difficult in animals this size, this blind intubation model is presented as an effective alternative, especially for experiments requiring prolonged anesthesia. Using this method, we performed blind intubations with a 90% success rate.

We describe a technique of endotracheal intubation in newborn rabbits after esophageal catheterization with a gastric tube.

Intubação endotraqueal cega em coelhos neonatais

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical ...

Simplifying Transcutaneous Intratracheal Drug Delivery in the Newborn Preterm Rabbit

Intratracheal (IT) drug delivery allows the direct delivery of pharmaceutical substances to the lung, maximizing potential pulmonary benefit and minimizing systemic drug exposure. The transcutaneous technique is simple and allows for the IT delivery of substances to the lung of prematurely born rabbits shortly after birth. Newborn pups are anesthetized with inhaled Isoflurane before being placed in a supine position with the neck extended. The larynx is identified and stabilized before transcutaneous placement of a 26-gauge (G) catheter into the trachea. Following catheterization of the trachea, a 30 G blunt needle attached to a Hamilton syringe is introduced into the IT catheter and is used for delivering a precise volume into the trachea during spontaneous respiration. After the IT injection is completed, the needle and catheter are withdrawn, and the pup is allowed to recover from anesthesia. Transcutaneous IT injection delivers a large proportion of the injected substance to the lung, with the majority remaining in the lung 3 hours after the intervention. The injections are well tolerated from the day of birth and can be repeated for multiple consecutive days without influencing survival. This technique can be used to investigate the effect of pharmaceutical agents on lung development and in the prevention of neonatal lung injury in preterm rabbits.

Transcutaneous intratracheal injection allows for effective intrapulmonary drug delivery during spontaneous respiration. Single and multiple injections are well tolerated with no effect on survival. The technique is simple to perform and can examine the effect of substances on lung development and the prevention of lung injury in newborn rabbits.

Intratracheal (IT) drug delivery allows the direct delivery of pharmaceutical substances to the lung, maximizing potential pulmonary benefit and ...

Isolated Lung Perfusion System in the Rabbit Model

The isolated lung perfusion system has been widely used in pulmonary research, contributing to elucidate the lungs&#39; inner workings, both micro and macroscopically. This technique is useful in the characterization of pulmonary physiology and pathology by measuring metabolic activities and respiratory functions, including interactions between circulatory substances and the effects of inhaled or perfused substances, as in drug testing. While in vitro methods involve the slicing and culturing of tissues, the isolated ex vivo lung perfusion system allows to work with a complete functional organ making possible the study of a continuous physiological function while recreating ventilation and perfusion. However, it should be noted that the effects of the absence of central innervation and lymphatic drainage still have to be fully assessed. This protocol aims to describe the assembly of the isolated lung apparatus, followed by the surgical extraction and cannulation of lungs and heart from experimental lab animals, as well as to display the perfusion technique and signal processing of data. The average viability of the isolated lung ranges between 5-8 h; during this period, the pulmonary capillary permeability increases, causing edema and lung injury. The functionality of preserved pulmonary tissue is measured by the capillary filtration coefficient (Kfc), used to determine the extent of pulmonary edema through time.

The isolated rabbit lung preparation is a gold standard tool in pulmonary research. This publication aims to describe the technique as developed for the study of physiological and pathological mechanisms involved in airway reactivity, lung preservation, and preclinical research in lung transplantation and pulmonary edema.

Sistema de Perfusão pulmonar isolado no modelo coelho

The isolated lung perfusion system has been widely used in pulmonary research, contributing to elucidate the lungs&#39; inner workings, both micro and ...

Endotracheal Intubation Using a Flexible Intubation Endoscope as a Standardized Model for Safe Airway Management in Swine

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway or high ventilation pressures. Endotracheal intubation is a challenging skill,&#160;requiring a minimum number of successful endotracheal intubations to achieve a high success rate under optimal conditions, which is often unachievable for non-anaesthesiology researchers. Due to the specific porcine airway anatomy, a difficult airway can usually be assumed. The impossibility of establishing a secure airway can result in injury, adverse events, or death of the laboratory animal. Using a prospective, randomized, controlled evaluation approach, it has been shown that fiberoptic-assisted endotracheal intubation takes longer but has a higher first-pass success rate than conventional intubation without causing clinically relevant drops in oxygen saturation. This model presents a standardized regimen for endoscopically guided endotracheal intubation, providing a secured airway, especially for researchers who are inexperienced in the technique of endotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

The use of pigs in research has increased in recent years. Nevertheless, pigs are characterized by difficult airway anatomy. By demonstrating how to perform endoscopically guided endotracheal intubation, the present protocol aims to further increase laboratory animals' safety to avoid animal suffering and unnecessary death.

Intubação endotraqueal usando um endoscópio de intubação flexível como modelo padronizado para o manejo seguro das vias aéreas em suínos

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway ...

Model of Ischemia and Reperfusion Injury in Rabbits

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and survival experiments. New Zealand White adult rabbit is sedated with atropine, acepromazine, butorphanol, and isoflurane. The animal is intubated and placed on mechanical ventilation. An intravenous catheter is inserted into the marginal ear vein for the infusion of medications. The animal is pre-medicated with heparin, lidocaine, and lactated Ringer&#39;s solution. A carotid cut-down is performed to obtain arterial line access for blood pressure monitoring. Select physiologic and mechanical parameters are monitored and recorded by continuous real-time analysis.
With the animal sedated and fully anesthetized, either a fourth intercostal space small left thoracotomy (survival) or midline sternotomy (non-survival) is performed. The pericardium is opened, and the left anterior descending (LAD) artery is located.
A polypropylene suture is passed around the second or third diagonal branch of the LAD artery, and the polypropylene filament is threaded through a small vinyl tube, forming a snare. The animal is subjected to 30 min of regional ischemia, achieved by occluding the LAD by tightening the snare. Myocardial ischemia is confirmed visually by regional cyanosis of the epicardium. Following regional ischemia, the ligature is loosened, and the heart is allowed to re-perfuse.
For both survival and non-survival experiments, the myocardial function can be assessed via an echocardiography (ECHO) measurement of the fractional shortening. For non-survival studies, data from sonomicrometry collected using three digital piezoelectric ultrasonic probes implanted within the ischemic area and the left ventricle developed pressure (LVDP) using an apically inserted left ventricle (LV) catheter can be continuously acquired for evaluating the regional and global myocardial function, respectively.
For survival studies, the incision is closed, a left needle thoracentesis is performed for pleural air evacuation, and postoperative pain control is achieved.

The present study demonstrates a highly reproducible animal model of acute regional myocardial ischemia and reperfusion injury in rabbits using a left mini-thoracotomy for survival cases or a midline sternotomy for non-survival cases.

Modelo de Lesão de Isquemia e Reperfusão em Coelhos

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and ...

<meta charset="utf8"></head><body>Protocolo de intubação endotraqueal baseado em traqueotomia para modelos de ratos não sobreviventes

Endotracheal Intubation via Tracheotomy and Subsequent Thoracotomy in Rats for Non-Survival Applications

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that require controlled or high ventilation pressures or access to the thoracic cavity and organs. Conventional endoorotracheal intubation using the anatomically existing route through the mouth is well suited for survival experiments. However, this procedure poses some challenges, including generally higher levels of the required experience and technical skill, more advanced equipment, and greater time effort with relevant intubation failure rates and complications such as tracheal perforation, temporary systemic hypooxygenation, and relevant aerial leakage.
This manuscript, therefore, presents a detailed step-by-step protocol for endotracheal intubation through tracheotomy in non-survival rat models when guaranteed intubation success, constant oxygenation levels, high ventilation pressures, or open thoracotomy are required.
The protocol emphasizes the importance of meticulous surgical technique to ensure consistent and reliable outcomes, especially for researchers who are inexperienced or lack routine in the technique of endoorotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is, therefore, expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

<meta charset="utf8"></head><body>Intubação endotraqueal via traqueotomia e subsequente toracotomia em ratos para aplicações de não sobrevivência

Here we introduce a standardized procedure for endotracheal intubation via tracheotomy followed by thoracotomy in rats, aimed at enhancing the precision and reproducibility of non-survival applications requiring invasive ventilation and exposure of thoracic organs in in vivo rat models.

Intubação endotraqueal via traqueotomia e subsequente toracotomia em ratos para aplicações de não sobrevivência

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that ...

Intubação endotraqueal de coelhos utilizando um cateter guia de polipropileno

Resumo

Explore mais vídeos

Capítulos neste vídeo

Entubação endotraqueal em Ratos

A reversível, método não-invasivo para medições de Resistência das Vias Aéreas e Amostragem Líquido da Lavagem Broncoalveolar em Ratos

Intubação endotraqueal cega em coelhos neonatais

Simplifying Transcutaneous Intratracheal Drug Delivery in the Newborn Preterm Rabbit

Sistema de Perfusão pulmonar isolado no modelo coelho

Intubação endotraqueal usando um endoscópio de intubação flexível como modelo padronizado para o manejo seguro das vias aéreas em suínos

Modelo de Lesão de Isquemia e Reperfusão em Coelhos

Intubação endotraqueal via traqueotomia e subsequente toracotomia em ratos para aplicações de não sobrevivência

Intubação endotraqueal via traqueotomia e subsequente toracotomia em ratos para aplicações de não sobrevivência

Intubação endotraqueal via traqueotomia e subsequente toracotomia em ratos para aplicações de não sobrevivência