JC would like to acknowledge the David Hay Memorial Fund, The University of Melbourne for financial support in writing this manuscript. Funding for this project was provided by an ARC Linkage grant 100200129 (BVB, AJV, CTON).

Declaração de ética: Experiências com animais foram conduzidos de acordo com o Código australiano para o Cuidado e Utilização de animais para fins científicos (2013). aprovação ética animal foi obtido a partir Comitê de Ética Animal da Universidade de Melbourne. Os materiais aqui são para experiências de laboratório apenas, e não destinados ao uso médico ou veterinário. 1. Os eléctrodos Preparando Nota: Um transmissor três canais é usado para implantação cirúrgica que permite 2 ERG e gravação de 1 VEP a ser realizado simultaneamente. Os três ativa e três eletrodos inativos precisam ser pré-moldado em forma de anel antes da implantação, a fim de anexar ao olho. Para fins de identificação, o fabricante tenha fechado eletrodos ativos na metade branco, metade bainhas de plástico coloridos, enquanto eletrodos inativos são cobertos em bainhas de cor completos. O eletrodo terra (claro bainha de plástico) é deixado inalterado. Para todos electr ativos e inativosconduta odes os passos 1.1, 1.2, 1.3 e 1.7. <ol><li> Destorcer o eletrodo de aço inoxidável de cadeia dupla com dois alicates de ponta fina. </li><li> Apare um dos cordões de aço inoxidável (aproximadamente a 1 cm da ponta), deixando uma cadeia simples mais linear restante para moldar o eléctrodo anular. </li><li> Dobrar o único fio de aço inoxidável para trás sobre si própria e torção, formando um anel liso na ponta do eléctrodo. </li><li> Para o ERG eletrodos ativos moda este laço ~ 0,2 - 0,5 mm de diâmetro por torção da base do loop (para a finalidade descrita aqui, forma dois eletrodos ativos desta forma para gravar ERG de ambos os olhos), e para o ERG inativos e eletrodos VEP faça o diâmetro do laço ~ 0,8 mm de diâmetro (neste exemplo, fazer isso para um eletrodo VEP ativo e todos os três eletrodos inativos). </li><li> Prenda a circular VEP eletrodo ativo em torno de um parafuso de aço inoxidável (diâmetro 0,7 mm, comprimento 3 mm) de modo que o eletrodo fica encostada à cabeça do parafuso. </li><li> Hook os 3 eletrodos inativos (2 ERG, 1 VEP) em torno de um segundo parafuso de aço inoxidável (diâmetro 0,7 mm, comprimento 3 mm). </li><li> Puxe a manga de plástico para a frente sobre as pontas afiadas da vertente dois de aço inoxidável para reduzir a irritação. </li><li> Esterilizar os transmissores de telemetria por imersão em 2% de glutaraldeído durante mais de 10 horas a cerca de 25 ° C. Em seguida, lave o transmissor com solução salina estéril 3 vezes. </li></ol> 2. Transmissor de Implantação <ol><li> Preparação animal <ol><li> Desinfectar a área cirúrgica antes da experimentação por limpeza com etanol a 70%. Autoclave todo o equipamento cirúrgico antes do uso e manutenção do equipamento em clorexidina quando não em uso durante a cirurgia. Cobrir o animal com um penso cirúrgico durante a cirurgia para manter um ambiente estéril. Garantir que todos os experimentadores usar máscaras cirúrgicas, luvas e aventais estéreis. </li><li> Induzir a anestesia com 1,5 - 2% de isoflurano, a um caudal de 3 L / min e manutennido a 1,5 - 2% em 2 L / min durante toda a cirurgia. Confirmar profundidade suficiente de anestesia pela ausência de um reflexo pedal sobre beliscar o músculo entre os dedos. </li><li> Raspar uma área de 40 mm x 30 mm no abdómen de cima da virilha ao esterno. </li><li> Raspar uma área de 30 mm x 20 milímetros sobre a testa, posterior aos olhos e anterior para os ouvidos. </li><li> Desinfectar as duas áreas raspadas. Para a área da testa desinfectar com 10% de iodopovidona três vezes (evitar o uso de anti-sépticos à base de álcool para a área perto do olho, sendo consistente com o padrão de prática estabelecidos pela Associação dos Tecnólogos cirúrgicos). Durante o abdómen desinfecção com 10% de iodo de povidona e 70% de etanol. </li><li> Aplicar uma gota de proxymetacaine à córnea para a anestesia tópica adicional. </li><li> Aplicar uma gota de carboximetilcelulose de sódio a córnea para evitar a secagem dos olhos. </li></ol></li><li> implantação cirúrgica <ol><li> Adicione uma incisão 10 milímetrosna cabeça ao longo da linha média vertical entre as orelhas com um bisturi cirúrgico. </li><li> Adicione uma incisão cinco milímetros no abdómen através da camada de pele ao longo da linha média abaixo do esterno. </li><li> Túnel a 5 mm de diâmetro de uma cânula subcutânea da incisão abdominal para a incisão cabeça. </li><li> Alimentar os fios dos eléctrodos (3 ativos e inativos 3) do transmissor através da cânula do abdómen para a cabeça. </li><li> Deixe o eletrodo de referência com a base transmissor e cobrir a ponta do eletrodo com gaze asséptica. </li><li> Cubra as pontas dos eléctrodos (3 ativos e inativos 3) com gaze asséptica. </li><li> Fixe a cabeça do rato para uma plataforma estereotáxico. </li><li> Estender a incisão testa a 30mm de comprimento com uma tesoura cirúrgica. </li><li> Expor área cirúrgica retraindo a pele solta com 2 suturas (3 - 0) em ~ 3 e 9 horas. </li><li> Raspe o periósteo que recobre o crânio com gaze esterilizada para expor bregma, lambda e da linha média suturas. </li&gt; <li> Perfurar dois buracos através do crânio no VEP activa (7 milímetros ventral em relação ao bregma 3 milímetros lateral à linha média) e inactiva (5 mm rostral à bregma na linha média) estereotáxicas co-ordenadas. </li><li> Anexar VEP eletrodos ativos e inativos com parafusos pré-inscritos aço inoxidável (diâmetro de 0,7 mm, comprimento 3 mm) para o crânio com uma pequena chave de fenda para ~ 1 mm de profundidade para os buracos premade. Este ancora o parafuso para o osso sem danificar o tecido cortical subjacente. </li><li> Para implantar os eletrodos ativos ERG usar um 8-0 sutura para retrair temporariamente a pálpebra superior. </li><li> Inserir um 16 a 21 G por via subcutânea cânula de trás do olho através do fundo de saco conjuntival superior. </li><li> Remover o guiamento de agulhas. </li><li> Alimente o eletrodo ativo através do cateter de plástico encurtado da testa para o olho. Em seguida, remover o cateter de plástico. </li><li> Utilize uma sutura temporária (8-0), que é enfiada através do laço eléctrodo, para evitar que os electrode de retrair volta para o túnel. </li><li> Adicione uma incisão 0,5 milímetros sobre a conjuntiva superior a 0:00, 1 mm por trás do limbo. Use dissecção cega para expor o esclerótica subjacente. </li><li> Implantar um 8-0 ou 9-0 sutura imediatamente atrás do limbo na metade da espessura da esclera. </li><li> Remover sutura temporária do ERG eletrodo ativo. </li><li> Ancorar o eletrodo ativo ERG à meia escleral sutura espessura amarrando 3 nós consecutivos, garantindo a ponta do eletrodo está situado próximo ao limbo. </li><li> Feche a aba conjuntival utilizando 1 a 2 suturas interrompidas (8 - 0 a 9 - 0). Certifique-se que a conjuntiva cobre completamente o eletrodo ERG para melhorar o conforto. </li><li> Remover a pálpebra retracção sutura. </li><li> Repetir o procedimento para o olho contralateral. </li><li> Aplique o gel de cianoacrilato sobre o crânio para proteger todas as parafusos de aço inoxidável e fios de eletrodos. Garantir os eletrodos ativos ERG não são puxados muito apertado antes de fixar a enmovimentos oculares capazes. </li><li> Fechar o ferimento na cabeça usando um não-absorvível 3-0 sutura. </li><li> Gire roedor para expor região abdominal. Alongar a incisão dérmica abdominal a 40 mm ao longo da linha alba com uma tesoura cirúrgica. </li><li> Adicione uma incisão 35 milímetros através da parede interior do músculo para expor a cavidade abdominal interior. </li><li> Usando duas suturas (3 - 0) anexar o corpo do transmissor para o lado direito da parede abdominal interna do animal. Evitar o contacto do fígado. </li><li> Passe o eléctrodo de terra e seguro nesta forma com uma sutura (3-0). Coloque-lo flutuando livremente na cavidade abdominal. </li><li> Feche o peritônio usando uma sutura contínua (3-0). </li><li> Feche a incisão na pele usando suturas interrompidas (3 - 0). </li></ol></li><li> Cuidados pós-operatórios <ol><li> Monitorar o animal até que ele recuperou a consciência suficiente para manter decúbito esternal. Casa do animal individualmente após a cirurgia. </li><li> administrar carprofen por via subcutânea para a analgesia (5 mg / kg) uma vez por dia durante 4 dias. </li><li> Adicionar antibióticos orais profiláticos (Enrofloxin, 5 mg / kg) para a água potável durante 7 dias pós-cirurgia. </li><li> Aplicar uma pomada anti-inflamatória a locais de incisão da pele para reduzir a irritação durante os primeiros 7 dias pós-cirurgia. </li></ol></li></ol> 3. Conduta ERG e VEP Recordings em ratos conscientes <ol><li> Escuro adaptar animal durante 12 h antes de registos de ERG e VEP </li><li> Efectuar todas as manipulações experimentais sob iluminação fraca vermelha (17,4 cd.m -2, λ max = 600 nm) </li><li> Aplicar anestesia tópica (0,5% proxymetacaine) e dilatando (0,5% de tropicamida) cai para a córnea. </li><li> Orientar o roedor consciente em um personalizado feito restrainer, claro. Nota: O comprimento deste tubo de plástico pode ser ajustado para acomodar diferentes de tamanhos ratos com o diâmetro total fixado em 60 mm. A extremidade dianteira do dispositivo é afunilada para minimizar cabeça movimento e contém perfurações para permitir a respiração normal. Esta frente afunilada permite o alinhamento e estabilização da cabeça e os olhos do rato para a abertura da esfera Ganzfeld. Note-se que o roedor tem sido aclimatizadas ao limitador (3 a 5 vezes) antes da cirurgia. </li><li> Colocar o roedor na frente da bacia Ganzfeld com os olhos alinhada com a abertura da bacia. </li><li> Ligue o transmissor habitação por meio de um ímã dentro de ~ 5 cm do transmissor. Verifique se o transmissor está ligado, verificando o LED de status na base do receptor. </li><li> Recolhe sinais a uma variedade de energias luminosas (ou seja, -5,6 a 1,52 log cd.sm -2) conforme descrito anteriormente 21. Resumidamente, médios mais sinais nos níveis de intensidade da luz de luz (~ 80 repetições) e menos nas energias mais brilhante luminosos (~ 1 repetição). Gradualmente aumentar o intervalo interstimulus de 1 a 180 segundos do mais obtuso para o nível de luz mais brilhante. </li><li> Para isolar a haste do ERGe as respostas de cone utilizar um paradigma twin-flash 8. Por exemplo, iniciar dois flashes em cd.sm 1,52 log -2 com um intervalo inter-estímulo de 500 ms no meio. </li><li> Para gravar sinais VEP, média de 20 repetições para as energias mais brilhante luminosos (ou seja, 1,52 log cd.sm -2, 5 seg intervalo inter-estímulo). </li><li> Para avaliar a estabilidade do implante, o que é avaliado por variabilidade do sinal ao longo do tempo, realizar registos de ERG e VEP 7, 10, 14, 21 e 28 dias pós-cirurgia. </li><li> Seguindo período experimental, os ratos eutanásia por meio de injecção intracardíaca de pentobarbiturate (1,5 ml / kg) depois de cetamina: xilazina anestesia (12: 1 mg / kg). </li></ol>

<ol>
	<li>Frishman, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Origins of the Electroretinogram. , (2006).</li><li>Granit, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+components+of+the+retinal+action+potential+in+mammals+and+their+relation+to+the+discharge+in+the+optic+nerve.">The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve.</a> J Physiol. 77, 207-239 (1933).</li><li>Brown, K. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+eclectroretinogram:+its+components+and+their+origins.">The eclectroretinogram: its components and their origins.</a> Vision Res. 8, 633-677 (1968).</li><li>Brown, K. T., Murakami, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biphasic+Form+of+the+Early+Receptor+Potential+of+the+Monkey+Retina.">Biphasic Form of the Early Receptor Potential of the Monkey Retina.</a> Nature. 204, 739-740 (1964).</li><li>Kline, R. P., Ripps, H., Dowling, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+b-wave+currents+in+the+skate+retina.">Generation of b-wave currents in the skate retina.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 75, 5727-5731 (1978).</li><li>Krasowski, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Propofol+and+other+intravenous+anesthetics+have+sites+of+action+on+the+gamma-aminobutyric+acid+type+A+receptor+distinct+from+that+for+isoflurane.">Propofol and other intravenous anesthetics have sites of action on the gamma-aminobutyric acid type A receptor distinct from that for isoflurane.</a> Mol Pharmacol. 53, 530-538 (1998).</li><li>Stockton, R. A., Slaughter, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=B-wave+of+the+electroretinogram.+A+reflection+of+ON+bipolar+cell+activity.">B-wave of the electroretinogram. A reflection of ON bipolar cell activity.</a> J Gen Physiol. 93, 101-122 (1989).</li><li>Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+contribution+of+cone+responses+to+rat+electroretinograms.">The contribution of cone responses to rat electroretinograms.</a> Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).</li><li>Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visually+evoked+potentials+and+electroretinography+in+neurologic+evaluation.">Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation.</a> Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).</li><li>Sand, T., Kvaloy, M. B., Wader, T., Hovdal, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evoked+potential+tests+in+clinical+diagnosis.">Evoked potential tests in clinical diagnosis.</a> Tidsskr Nor Laegeforen. 133, 960-965 (2013).</li><li>Brankack, J., Schober, W., Klingberg, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Different+laminar+distribution+of+flash+evoked+potentials+in+cortical+areas+17+and+18+b+of+freely+moving+rats.">Different laminar distribution of flash evoked potentials in cortical areas 17 and 18 b of freely moving rats.</a> J Hirnforsch. 31, 525-533 (1990).</li><li>Creel, D., Dustman, R. E., Beck, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intensity+of+flash+illumination+and+the+visually+evoked+potential+of+rats,+guinea+pigs+and+cats.">Intensity of flash illumination and the visually evoked potential of rats, guinea pigs and cats.</a> Vision Res. 14, 725-729 (1974).</li><li>Herr, D. W., Boyes, W. K., Dyer, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+flash-evoked+potential+peak+N160+amplitude:+modulation+by+relative+flash+intensity.">Rat flash-evoked potential peak N160 amplitude: modulation by relative flash intensity.</a> Physiol Behav. 49, 355-365 (1991).</li><li>Guarino, I., Loizzo, S., Lopez, L., Fadda, A., Loizzo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+chronic+implant+to+record+electroretinogram,+visual+evoked+potentials+and+oscillatory+potentials+in+awake,+freely+moving+rats+for+pharmacological+studies.">A chronic implant to record electroretinogram, visual evoked potentials and oscillatory potentials in awake, freely moving rats for pharmacological studies.</a> Neural Plast. 11, 241-250 (2004).</li><li>Szabo-Salfay, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+electroretinogram+and+visual+evoked+potential+of+freely+moving+rats.">The electroretinogram and visual evoked potential of freely moving rats.</a> Brain Res Bull. 56, 7-14 (2001).</li><li>Valjakka, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+reflection+of+retinal+light+response+information+onto+the+superior+colliculus+in+the+rat.">The reflection of retinal light response information onto the superior colliculus in the rat.</a> Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 245, 1199-1210 (2007).</li><li>Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+miniature+telemetric+system+for+recording+EEG+activity+in+freely+moving+rats.">A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats.</a> J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).</li><li>Lim, K., Burke, S. L., Armitage, J. A., Head, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+blood+pressure+and+sympathetic+activity+of+rabbits+in+their+home+cage+and+the+laboratory+environment.">Comparison of blood pressure and sympathetic activity of rabbits in their home cage and the laboratory environment.</a> Exp Physiol. 97, 1263-1271 (2012).</li><li>Nguyen, C. T., Brain, P., Ivarsson, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparing+activity+analyses+for+improved+accuracy+and+sensitivity+of+drug+detection.">Comparing activity analyses for improved accuracy and sensitivity of drug detection.</a> J Neurosci Methods. 204, 374-378 (2012).</li><li>Ivarsson, M., Paterson, L. M., Hutson, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antidepressants+and+REM+sleep+in+Wistar-Kyoto+and+Sprague-Dawley+rats.">Antidepressants and REM sleep in Wistar-Kyoto and Sprague-Dawley rats.</a> Eur J Pharmacol. 522, 63-71 (2005).</li><li>He, Z., Bui, B. V., Vingrys, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+rate+of+functional+recovery+from+acute+IOP+elevation.">The rate of functional recovery from acute IOP elevation.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 47, 4872-4880 (2006).</li><li>Lamb, T. D., Pugh, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+quantitative+account+of+the+activation+steps+involved+in+phototransduction+in+amphibian+photoreceptors.">A quantitative account of the activation steps involved in phototransduction in amphibian photoreceptors.</a> J Physiol. 449, 719-758 (1992).</li><li>Hood, D. C., Birch, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rod+phototransduction+in+retinitis+pigmentosa:+estimation+and+interpretation+of+parameters+derived+from+the+rod+a-wave.">Rod phototransduction in retinitis pigmentosa: estimation and interpretation of parameters derived from the rod a-wave.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 35, 2948-2961 (1994).</li><li>Charng, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conscious+wireless+electroretinogram+and+visual+evoked+potentials+in+rats.">Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats.</a> PLoS Onez. 8, e74172 (2013).</li><li>Galambos, R., Szabo-Salfay, O., Szatmari, E., Szilagyi, N., Juhasz, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+modifies+retinal+ganglion+cell+responses+in+the+normal+rat.">Sleep modifies retinal ganglion cell responses in the normal rat.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 2083-2088 (2001).</li><li>Meeren, H. K., Van Luijtelaar, E. L., Coenen, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical+and+thalamic+visual+evoked+potentials+during+sleep-wake+states+and+spike-wave+discharges+in+the+rat.">Cortical and thalamic visual evoked potentials during sleep-wake states and spike-wave discharges in the rat.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 108, 306-319 (1998).</li><li>Nair, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+common+anesthetics+on+eye+movement+and+electroretinogram.">Effects of common anesthetics on eye movement and electroretinogram.</a> Doc Ophthalmol. 122, 163-176 (2011).</li><li>Amouzadeh, H. R., Sangiah, S., Qualls, C. W., Cowell, R. L., Mauromoustakos, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xylazine-induced+pulmonary+edema+in+rats.">Xylazine-induced pulmonary edema in rats.</a> Toxicol Appl Pharmacol. 108, 417-427 (1991).</li><li>Charng, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retinal+electrophysiology+is+a+viable+preclinical+biomarker+for+drug+penetrance+into+the+central+nervous+system.">Retinal electrophysiology is a viable preclinical biomarker for drug penetrance into the central nervous system.</a> J Ophthalmol. , (2016).</li></ol>

RG and RF are employees to the commercial funder of this research (Pfizer Neusentis and Pfizer Global Research). MI was an employee of Pfizer Global Research during this research and is currently an employee of Proteostasis Therapeutics (Cambridge, USA).

Devido à natureza minimamente invasiva da eletrofisiologia visual, registos de ERG e VEP em pacientes humanos são conduzidos sob condições conscientes e exigem o uso apenas de anestésicos tópicos para a colocação do eletrodo. Em contraste, eletrofisiologia visual em modelos animais é convencionalmente realizado sob anestesia geral para permitir a colocação do eletrodo estável, eliminando movimentos oculares e corporais voluntárias. No entanto, anestésicos gerais comumente utilizados alterar as respostas do...

O ERG e VEP são minimamente invasivos em ferramentas in vivo para avaliar a integridade das vias da retina e visuais, respectivamente, tanto no laboratório e clínica. O full-campo do ERG produz uma forma de onda característico, que pode ser dividido em componentes diferentes, com cada elemento representando diferentes classes de células da retina 1,2 percurso. O de campo total ERG forma de onda clássica consiste em um declive inicial negativa (a onda), que foi mostrado para representar fotorreceptor atividade pós exposição à luz 2-4. A uma onda é seguido por uma forma de onda positiva substancial (b-ondas), que reflecte a actividade eléctrica da retina meio predominantemente, as células bipolares de ON-5-7. Além disso, pode-se variar a energia luminosa e inter-estímulo-intervalo para isolar cone de respostas haste 8. O flash VEP representa potenciais eléctricos do tronco cerebral e córtex visual em resposta à estimulação da retina luz9,10. Esta forma de onda pode ser dividido em componentes precoce e tardio, com o componente precoce reflectindo uma actividade de neurónios da via retino-geniculo-estriado 11-13 e representando a componente de final de processamento cortical realizada de várias lâminas V1 em ratos 11,13. Portanto medição simultânea do ERG e VEP retorna avaliação abrangente das estruturas envolvidas na via visual. Atualmente, a fim de gravar eletrofisiologia em animais, a anestesia é utilizada para permitir a colocação estável de eletrodos. Tem havido tentativas de medir ERG e VEP em ratos conscientes 14-16 mas estes estudos utilizou uma configuração com fio, que pode ser complicado e pode levar ao estresse dos animais através da restrição da circulação de animais e comportamento natural 17. Com os recentes avanços na tecnologia sem fio, incluindo maior miniaturização e vida útil da bateria, agora é possível implementar uma abordagem de telemetria para ERG umd gravação VEP, diminuindo o estresse associado com as gravações com fio e melhorar a viabilidade a longo prazo. Implantes estáveis ​​totalmente internalizadas de sondas de telemetria provaram ser bem sucedido para monitoramento crônica da temperatura, pressão arterial 18, a atividade 19, bem como eletroencefalograma 20. Tais avanços na tecnologia também vai ajudar com repetibilidade e estabilidade das gravações conscientes, aumentando a utilidade da plataforma para estudos crônicos.

<table><tbody><tr><td>Bioamplifier</td><td>ADInstruments</td><td>ML 135</td><td>Amplifies ERG and VEP signals</td></tr><tr><td>Carboxymethylcellulose sodium 1.0%</td><td>Allergan</td><td>CAS 0009000-11-7</td><td>Maintain corneal hydration during surgery</td></tr><tr><td>Carprofen 0.5%</td><td>Pfizer Animal Health Group</td><td>CAS 53716-49-7</td><td>Post-surgery analgesia, given with injectable saline for fluid replenishment</td></tr><tr><td>Chlorhexadine 0.5%</td><td>Orion Laboratories</td><td>27411, 80085</td><td>Disinfection of surgical instrument</td></tr><tr><td>Cyanoacrylate gel activator</td><td>RS components</td><td>473-439</td><td>Quickly dries cyanoacrylate gel</td></tr><tr><td>Cyanocrylate gel&amp;nbsp;</td><td>RS components</td><td>473-423</td><td>Fix stainless screws to skull</td></tr><tr><td>Dental burr</td><td>Storz Instruments, Bausch and Lomb</td><td>E0824A</td><td>Miniature drill head of ~ 0.7 mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws</td></tr><tr><td>Drill</td><td>Bosch</td><td>Dremel 300 series</td><td>Automatic drill for trepanning</td></tr><tr><td>Enrofloxin</td><td>Troy Laboratories</td><td></td><td>Prophylactic antibiotic post surgey</td></tr><tr><td>Ganzfeld integrating sphere</td><td>Photometric Solutions International</td><td></td><td>Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size</td></tr><tr><td>Gauze swabs</td><td>Multigate Medical Products Pty Ltd</td><td>57-100B</td><td>Dries surgical incision and exposed skull surface during surgery</td></tr><tr><td>Isoflurane 99.9%</td><td>Abbott Australasia Pty Ltd</td><td>CAS 26675-46-7</td><td>Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery</td></tr><tr><td>Kenacomb ointment</td><td>Aspen Pharma Pty Ltd</td><td></td><td>To reduce skin irritation and itching after surgery</td></tr><tr><td>Luxeon LEDs</td><td>Phillips Lighting Co.</td><td></td><td>For light stimulation, twenty 5 W and one 1 W LEDs, controlled by Scope software</td></tr><tr><td>Needle (macrosurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>501959</td><td>for suturing abdominal and head surgery, used with 3 - 0 suture, eye needle, cutting edge 5/16 circle Size 1, 15 mm</td></tr><tr><td>Needle holder (macrosurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500224</td><td>To hold needle during abdominal and head surgery</td></tr><tr><td>Needle holder (microsurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>555419NT</td><td>To hold needle during ocular surgery</td></tr><tr><td>Optiva catheter</td><td>Smiths Medical International LTD</td><td>16 or 21 G</td><td>Guide corneal active electrodes from skull to conjunctiva</td></tr><tr><td>Povidone iodine 10%</td><td>Sanofi-Aventis</td><td>CAS 25655-41-8</td><td>Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 ml</td></tr><tr><td>Powerlab data acquisition system</td><td>ADInstruments</td><td>ML 785</td><td>Acquire signal from telemetry transmitter, paired to telemetry data converter</td></tr><tr><td>Proxymetacaine 0.5%</td><td>Alcon Laboratories&amp;nbsp;</td><td>CAS 5875-06-9</td><td>Topical ocular analgesia</td></tr><tr><td>Restrainer</td><td>cutom made</td><td></td><td>Front of the restrainer is tapered to minimize head movement, length can be adjusted to accommodate different rat length, overall diameter is 60 mm.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Scapel blade</td><td>R.G. Medical Supplies</td><td>SNSM0206</td><td>For surgical incision</td></tr><tr><td>Scissors (macrosurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>501225</td><td>for cutting tissue on the abodmen and forhead</td></tr><tr><td>Scissors (microsurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>501232</td><td>To dissect the conjunctiva for electrode attachment</td></tr><tr><td>Scope Software</td><td>ADInstruments</td><td>version 3.7.6</td><td>Simultaneously triggers the stimulus via the ADI Powerlab system and collects data</td></tr><tr><td>Shaver</td><td>Oster</td><td>Golden A5</td><td>Shave fur from surgical areas</td></tr><tr><td>Stainless streel screws&amp;nbsp;</td><td>MicroFasteners</td><td>L001.003CS304</td><td>0.7 mm shaft diameter, 3 mm in length&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Stereotaxic frame</td><td>David Kopf</td><td>Model 900</td><td>A small animal stereotaxic instrument for locating the implantation landmarks on the skull</td></tr><tr><td>Surgical drape</td><td>Vital Medical Supplies</td><td>GM29-612EE</td><td>Ensure sterile enviornment during surgery</td></tr><tr><td>Suture (macrosurgery)</td><td>Ninbo medical needles</td><td>3-0</td><td>for suturing abdominal and head surgery, sterile silk braided, 60 cm</td></tr><tr><td>Suture needle (microsurgery)</td><td>Ninbo medical needles</td><td>8-0 or 9-0</td><td>for ocular surgery including, suturing electrode to sclera and closing conjunctival wound, nylon suture, 3/8 circle 1 &amp;times; 5, 30 cm</td></tr><tr><td>Telemetry data converter&amp;nbsp;</td><td>DataSciences International</td><td>R08</td><td>allows telemetry signal to interface with data collection software</td></tr><tr><td>Telemetry Data Exchange Matrix</td><td>DataSciences International</td><td></td><td>Gathers data from transmitters, pair with receiver</td></tr><tr><td>Telemetry data receiver</td><td>DataSciences International</td><td>RPC-1</td><td>Receives telemetry data from transmitter</td></tr><tr><td>Telemetry transmitter</td><td>DataSciences International</td><td>F50-EEE</td><td>3 channel telemetry transmitter</td></tr><tr><td>Tropicamide 0.5%</td><td>Alcon Laboratories&amp;nbsp;</td><td></td><td>Iris dilation</td></tr><tr><td>Tweezers (macrosurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500092</td><td>Manipulate tissues during abdominal and head surgery</td></tr><tr><td>Tweezers (microsurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500342</td><td>Manipulate tissues during ocular surgery</td></tr></tbody></table>

implantation and recording of wireless electroretinogram and visual evoked potential in conscious rats

O eletrorretinograma de campo total (ERG) e potencial evocado visual (VEP) são ferramentas úteis para avaliar retina e integridade via visual, tanto em laboratórios e ambientes clínicos. Atualmente, pré-clínicos medições ERG e VEP são realizados com anestesia para assegurar a colocação de eletrodos estáveis. No entanto, a presença de anestesia foi mostrado para contaminar respostas fisiológicas normais. Para superar estes confunde anestesia, desenvolvemos uma plataforma inovadora para ensaiar ERG e VEP em ratos conscientes. Eletrodos são implantados cirurgicamente sub-conjunctivally no olho para ensaiar o ERG e epidural sobre o córtex visual para medir a VEP. A gama de amplitude e sensibilidade / parâmetros de tempo são ensaiadas, tanto para o ERG e VEP a aumentar energias luminosas. Os sinais de ERG e VEP são mostrados para ser estável e repetível para, pelo menos, 4 semanas pós-implantação cirúrgica. Esta capacidade de gravar sinais de ERG e VEP sem anestesia confunde nas s pré-clínicosreparativos deve fornecer uma tradução superior aos dados clínicos.

A resposta de fotorreceptores é analisada por montagem de uma Gaussiana retardada até ao bordo dianteiro do ramo descendente inicial da resposta do ERG no topo 2 energias luminosas (1,20, 1,52 log CSM -2) para cada animal, com base no modelo de carneiro e Pugh 22, formulada por Hood e Birch 23. Esta fórmula retorna uma amplitude e um parâmetro de sensibilidade, (Figura 1C e 1D, respectivamente). Uma função hiperból...

Watch this Scientific Journal Video about Implantation and Recording of Wireless Electroretinogram and Visual Evoked Potential in Conscious Rats at JoVE.com

Implantation and Recording of Wireless Electroretinogram and Visual Evoked Potential in Conscious Rats

Mostramos procedimentos de implantação e de gravação cirúrgicos para medir sinais eletrofisiológicos visuais do olho (eletrorretinograma) eo cérebro (potencial evocado visual) em ratos conscientes, que é mais análogo à condição humana, onde as gravações são realizadas sem confunde anestesia.

Implantação e Gravação do Wireless Eletrorretinograma e Visual Potencial Evocado em ratos conscientes

The full-field electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are useful tools to assess retinal and visual pathway integrity in both ...

implantation-recording-wireless-electroretinogram-visual-evoked

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Behavior

8.7K visualizações.  University of Melbourne.  Mostramos procedimentos de implantação e de gravação cirúrgicos para medir sinais eletrofisiológicos visuais do olho (eletrorretinograma) eo cérebro (potencial evocado visual) em ratos conscientes, que é mais análogo à condição humana, onde as gravações são realizadas sem confunde anestesia. 

Vídeo: Implantation and Recording of Wireless Electroretinogram and Visual Evoked Potential in Conscious Rats

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer scale. However, current methods mostly rely on tethered cable recordings or only use unidirectional systems, allowing either recording or stimulation of neural activity, but not at the same time or same target. Here, a new wireless, bidirectional device for simultaneous multichannel recording and stimulation of neural activity in freely behaving rats is described. The system operates through a single portable head stage that both transmits recorded activity and can be targeted in real-time for brain stimulation using a telemetry-based multichannel software. The head stage is equipped with a preamplifier and a rechargeable battery, allowing stable long-term recordings or stimulation for up to 1 h. Importantly, the head stage is compact, weighs 12 g (including battery) and thus has minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire, making the method applicable to a broad set of behavioral tasks. Moreover, the method has the major advantage that the effect of brain stimulation on neural activity and behavior can be measured simultaneously, providing a tool to assess the causal relationships between specific brain activation patterns and behavior. This feature makes the method particularly valuable for the field of deep brain stimulation, allowing precise assessment, monitoring, and adjustment of stimulation parameters during long-term behavioral experiments. The applicability of the system has been validated using the inferior colliculus as a model structure.

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

A wireless, bidirectional system for multi-channel neural recordings and stimulation in freely behaving rats is introduced. The system is light and compact, thus having minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire. Moreover, this bidirectional system provides a sophisticated tool to assess causal relationships between brain activation patterns and behavior.

Uma rede sem fio, Interface bidirecional para gravação na Vivo e estimulação da atividade Neural em livremente, comportando-se ratos

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer ...

Comportamento

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

Gravação simultânea de Eletrorretinografia e potenciais evocados visuais em ratos anestesiados

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...

Neurociência

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

Gravações simultâneas de potenciais de campo corticais Local, eletrocardiograma, eletromiograma e respirar o ritmo de um rato andando livremente

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Preparing a Rat Model to Assess Visual Pathway Integrity Using an Electrophysiology Setup

Source: Nguyen, C. T. et al., <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/54158">Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats.</a>&#160;J. Vis. Exp. (2016)
This video demonstrates the preparation of a rat model to study retinal health and visual pathway integrity. Visual evoked potential and electroretinography reference and active electrodes are connected to the rat, followed by aligning the platform with the rat in front of the Ganzfeld bowl for even retinal illumination and closing the Faraday cage to avoid external interference.

Preparando um modelo de rato para avaliar a integridade da via visual usando uma configuração de eletrofisiologia

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neuroscience

Neurophysiology

Electrophysiology Techniques

In Vivo Electrophysiological Recordings of Brain Activities from Multiple Sites in Rats

Source: Haumesser, J. K., et al. <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/55940">Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats.</a> J. Vis. Exp.(2017).
This video demonstrates the detailed procedure for preparing an anesthetized rat for electrophysiological recordings of brain activity from multiple sites. The scalp is dissected to access the skull, and holes are drilled at precise locations to install and secure electrodes. Tungsten microwire electrodes are then inserted into the targeted location to record the data.

Registros eletrofisiológicos in vivo de atividades cerebrais de vários locais em ratos

Implanting a Wireless Bidirectional Microelectrode System in a Rat Brain

Source: Melo-Thomas, L., et al., <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/56299">A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats.</a> J. Vis. Exp. (2017)
The video demonstrates a procedure for implanting a wireless bidirectional multichannel electrode unit into a rat brain to record and stimulate multichannel neural networks.

Implantando um sistema de microeletrodo bidirecional sem fio em um cérebro de rato

Recording of Visual Evoked Potentials via the Skull Electrodes in a Rat Model

Source: You, Y., et al. <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/52934">Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination.</a> J. Vis. Exp. (2015).
This video demonstrates the process of measuring visual evoked potentials or VEPs in a dark-adapted, anesthetized rat with pre-implanted skull electrodes, which record the electrical signals from the brain&#39;s visual cortex in response to light stimuli.

Registro de potenciais evocados visuais através dos eletrodos do crânio em um modelo de rato

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. VEP ...

Implanting an On-Head Electrode System in a Rat Model for Real-Time Seizure Detection

Source: Koz&#225;k, G., et al. <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/56669">Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats.</a> J. Vis. Exp. (2018).
This video demonstrates the method of implanting an on-head electrode system in an anesthetized rat for real-time seizure detection. The procedure includes placing stimulation and recording electrodes, securing them with dental cement, and connecting them to a head-mounted amplifier.

Implantando um sistema de eletrodo na cabeça em um modelo de rato para detecção de convulsões em tempo real

Concurrent Electroencephalographic and Local Field Potential Recordings in an Anesthetized Rat

Source: Kang, S., et al. <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/56447">Concurrent Recording of Co-localized Electroencephalography and Local Field Potential in Rodent.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video demonstrates the procedure for concurrent recordings of co-localized electroencephalography (EEG) and local field potentials (LFPs) in an anesthetized rat. The process involves preparing the rat and attaching stimulating electrodes to its whisker pads. An EEG spider electrode is placed on the rat&#39;s skull for surface EEG measurements. At the same time, a multi-channel microelectrode is inserted into a specific brain region through a burr hole in the skull to record neural activity from a localized brain area.

Registros Eletroencefalográficos Simultâneos e Potenciais de Campo Local em um Rato Anestesiado

Recording of Electroretinogram and Visual Evoked Potential in a Rat

Source: Charng, J. et al. <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/54160">Implantation and Recording of Wireless Electroretinogram and Visual Evoked Potential in Conscious Rats.</a> J. Vis. Exp. (2016).
This video demonstrates how to record electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) in a conscious rat. The rat, with surgically implanted electrodes, is first dark-adapted. After applying dilating drops, the animal is placed in a restrainer and positioned in a Ganzfeld bowl. The ERG and VEP signals are then recorded.