Este trabalho foi financiado em parte pela concessão R00AG031911 do Instituto Nacional do Envelhecimento dos Institutos Nacionais de Saúde para PHM O conteúdo deste artigo não refletem necessariamente opiniões oficiais do National Institutes of Health.

1 Preparação de Mídia e Soluções <ol><li> Cultivar células utilizando extrato de levedura-peptona-glucose (YPD) meio rico para o protocolo padrão. Prepara-se uma de bacto-peptona 2%, 1% de extracto de levedura, 2% de solução de glucose para meio YPD e adicionar 2% de bacto-agar para meio sólido 19. Autoclave para esterilizar. Utilizar um meio alternativo, se necessário, para testar uma condição particular de crescimento ou estirpe mutante de levedura. </li><li> Faça médio completo sintético sólido falta arginina com 60 mg / L canavanina (SC-arg + canavanina) para selecionar para mutantes resistentes canavanina. Prepara-se uma solução que é 0,67% de bacto-levedura base de azoto sem aminoácidos, 2% de glucose, 0,2% de mistura de suplemento completo sem arginina (mistura deleção), e 2% de bacto-agar 19. Autoclave e arrefecer antes de se adicionar canavanina de uma solução de estoque de 20 mg / ml (filtro-esterilizado, armazenada a 4 ° C) 19. <ol><li> Adicione meio completo sintético sólido contendo ácido 5-fluoroorï¿½ico (5-FOA). Prepare 500ml de uma solução que é 1,34% de bacto-levedura base de azoto sem aminoácidos, 4% de glucose, 0,4% de suplemento de mistura completa, e 0,2% de 5-FOA e esterilizar-filtro 19. Autoclave a 500 ml de uma solução de bacto-agar de 4%, brevemente fresco e, em seguida misturar com a solução nutritiva esterilizada por filtração de 500 ml. Use a mídia alternativa apropriada para outros ensaios de mutação. </li></ol></li><li> Para a marcação de biotina, fazer 500 ml de 1x solução salina tamponada com fosfato (PBS) contendo 137 mM de cloreto de sódio, cloreto de potássio 2,7 mM, 10,14 mM de fosfato de sódio dibásico, e 1,77 mM de fosfato dibásico de potássio, pH 8 Armazenar a 4 ° C e em manter gelo durante o uso. </li><li> Faça um novo estoque biotina 5 mM em estéril, água ultrapura. </li><li> Para saciar a rotulagem biotina, fazer 500 ml de 1x PBS, 100 mM de glicina. Armazenar a 4 ° C e manter em gelo durante o uso. </li><li> Dependendo do número de células utilizadas e a duração da experiência, fazer 1-2 L de tampão de rotulagem talão contendo 1x PBS, EDTA 2 mM, 0,5% bovialbumina sérica ne. Filtro de esterilizar e tampão de-gás. Armazenar a 4 ° C e manter em gelo durante o uso. </li><li> Prepara-se uma solução de 0,4% de azul de tripano em 1x PBS, filtro de esterilizar, e armazenamento à temperatura ambiente para utilização na medição da viabilidade celular. </li><li> Alíquotas pequenas volumes (~ 100 ul) de uma aglutinina de gérmen de trigo (WGA) conjugado fluorescente para armazenar a -20 ° C em folha enrolado (ou opacas) tubos de microcentrífuga para utilização na determinação da idade das células. </li></ol> 2 Determinação da taxa de mutação e Freqüência <ol><li> Estabelecer uma taxa de mutação de base por geração de células por meio de testes de flutuação para as células cultivadas em condições de cultura padrão. Grow sete a onze replicar 1 ml de uma cultura inicial de densidade 1,000-5,000 células / ml de fase estacionária precoce (~ 10 8 células / ml). <ol><li> Para cada cultura replicar, diluir as células 1: 2000 e espalhou 1-4 uL em meio não selectivo (YPD) determinar--unidades formadoras de colónias / ml. Pellet restantes células em ~ 2.400 xg durante 1 min numa microcentrífuga e ressuspender em 100 mL de água para se espalhar para o meio selectivo para identificar mutantes. Incubar as placas durante três dias a 30 ° C antes da contagem de colónias (ajustar o tempo de incubação conforme necessário com base na taxa de crescimento de células). </li><li> Determinar o número de mutações independentes (m) que ocorreram no estudo com base no número de colónias mutantes (r) obtidos em meio selectivo. Use o estimador mediana Lea-Coulson para encontrar m substituindo o número médio de colónias mutantes para r na fórmula abaixo de 9. Em seguida, substitui os valores para m até que o lado esquerdo da equação é virtualmente zero. <img alt="Equação 1" fo:content-width="1in" src="/files/ftp_upload/51850/51850eq1.jpg" /></li><li> Para determinar a taxa de mutação, em primeiro lugar calcular a média do número de células viáveis, distribuídos para o meio selectivo por multiplicação da média--unidades formadoras de colónias / ml das culturas réplica e o volumeda cultura na propagação ml para o meio selectivo. Dividir o valor m do passo 2.1.2 por este número médio de células viáveis ​​para se obter a taxa de mutação, por geração celular. </li></ol></li><li> Individualmente calcular o número de células viáveis, distribuídos para o meio selectivo para cada cultura de replicação de um ensaio tal como descrito no passo 2.1.3. Dividir o número de colónias mutantes (r) obtidos por cultura de um ao número de células viáveis, distribuídos para o meio selectivo para obter a frequência de mutação. Use a média ou a mediana das frequências de mutação individuais das culturas réplica na etapa 2.1 como uma freqüência de mutações de base. </li><li> Faça medições de frequência antes e depois de células de rotulagem biotina (passos 3.2 e 3.4) para determinar se os resultados da etapa de rotulagem em qualquer alteração na frequência de mutações que precisam ser considerados ao testar para mudanças específicas por idade no acúmulo de mutação. </li></ol> 3. Biotina Labeling <ol><li> Streak S. cerevisiae a partir de um stock de glicerol a -80 ° C em meio YPD e incubar a 30 ° C durante 1-3 dias. </li><li> Usando uma pipeta estéril, as células de transferência da placa raia de 1 ml (ou mais) de manutenção de água em mente que 1-1,5 cm de uma parte densamente cultivadas da raia vai dar aproximadamente 10 8 células. Determinar a densidade celular exacta usando um hemocitómetro. </li><li> Rotular 10 8 células por estirpe (ou condição de tratamento) por ponto de coleta em que a freqüência de mutações será determinada ou um tamanho de população suficiente para obter pelo menos 5-10 colónias mutantes por amostragem em meio seletivo (com base na freqüência de mutação do passo 2.2). Incluir um adicional de 10 8 células para quantificações por tensão / condição. </li><li> Marcador de biotina de acordo com o procedimento padrão a partir do fabricante, excepto o uso de um reagente de biotina estoque 5 mM e agitar suavemente durante a incubação. Rotação por 5 min a 4 ° C a 3000 xg durante todos os passos de centrifugação, sesde girando a temperaturas superiores a 4 ° C pode levar ao aumento da perda de células. Após a lavagem final, suspender as células a uma concentração de 10 8 marcadas células / ml em água. </li><li> Verificar a viabilidade das células utilizando uma coloração com azul de tripano. Dilui-se 10 ul de células com 23 ul de água e 67 ul de 0,4% de azul de tripano em PBS 1x. Incubar durante pelo menos 40 minutos à temperatura ambiente antes de marcar células vivas (não coradas) e mortos (manchadas) utilizando um hemocitômetro. </li><li> Meça os valores de base para a instabilidade do genoma, idade celular, e outras características relevantes (ver secções 5, 6 e 7). </li><li> Transferir as células marcadas com biotina para 20 ml de meio YPD 10 por 8 células em um balão de Erlenmeyer (cerca de 5 x 10 6 células / ml). Crescer a cultura (s) de 16-18 horas a 20 ° C para uma densidade aproximada de 10 células / ml 8 (4-5 gerações de células), mas não permitem que as células para alcançar a fase estacionária. Usar um tempo de incubação mais curto para o crescimento a 30 ° C. Mantenha marcada com biotina cells, a 4 ° C durante várias horas antes da adição ao meio, se necessário, para optimizar o tempo do período de crescimento e colheita. </li></ol> 4 Bead Rotulagem e classificação Magnetic <ol><li> Após a fase de crescimento, dilui-se uma alíquota de cultura para determinar a densidade de células utilizando um hemocitómetro. Células por centrifugação durante 5 min a 4 ° C a 3.000 x g. Decantar o sobrenadante. </li><li> Lave as células em vortex para suspender o pellet em 30 ml de tampão de rotulagem talão, em seguida, centrifugar e decantar o sobrenadante como na seção 4.1. Repita lavagem. </li><li> Totalmente células ressuspender em tampão rotulagem talão 50 ul por 10 8 células totais em vórtice. Adicionar 2 mL esferas magnéticas por 10 8 total de células e do vortex brevemente para misturar. Incubar em gelo por 10 min, invertendo periodicamente para misturar (modificado a partir de um protocolo on-line em <a href="http://www.sysbio.org/dataresources/usermanual031113.pdf">http://www.sysbio.org/dataresources/usermanual031113.pdf &lt;</a>/ A&gt;). </li><li> Lave as células três vezes com 30 ml de tampão de rotulagem talão. </li><li> Adicionar 0,5 ml de tampão de rotulagem talão por 10 8 células totais e brevemente vortex pellet em configuração média apenas até que as células são suspensas. Derrame através de um filtro de células 40 um para um tubo de 50 mL para remover quaisquer aglomerados de células restantes. Se necessário, deixar as células em gelo durante 1-2 horas antes do carregamento na coluna. </li><li> Siga o protocolo recomendado pelo fabricante para as colunas magnéticas para ligar, lavar, e eluir as células mãe com rótulo de contas magnéticas. Para aumentar a recuperação de células marcadas, utilizar, pelo menos, uma coluna por 2 x 10 9 células totais. <ol><li> Remova todas as bolhas que ocorrem durante o carregamento de colunas, como eles vão bloquear o fluxo. Remover e substituir a coluna no separador entre lavagens para evitar que as células fiquem presos entre as esferas (modificado a partir de um protocolo on-line em <a href="http://www.sysbio.org/dataresources/usermanual031113.pdf">http://www.sysbio.org/dataresources/user</a>manual031113.pdf). </li><li> Salvo fluir através de ligação e de lavagem passos para analisar células jovens produzidos pelas células-mãe, se desejado. Concentra-se as células tal como descrito no passo 4.7. </li><li> Utilize separadores várias colunas para o processamento de várias amostras ao mesmo tempo. Eluir várias colunas da mesma amostra no mesmo tubo de recolha para reduzir o tempo de manipulação e reduzir a perda de células. </li></ol></li><li> Concentra-se as células mãe eluídas por centrifugação a 3000 xg durante 5 min a 4 ° C. Aspirar todo mas 1 ml de tampão por 10 8 células marcadas com biotina originais. Vortex brevemente a suspender as células em tampão restante. </li><li> Dilui-se uma alíquota de células e corar com azul de tripano para determinar a densidade das células e a viabilidade das células utilizando um hemocitómetro (ver passo 3.5). Calcula-se o número total de células recuperado. <ol><li> Se o número de células é substancialmente maior do que o esperado, fazer passar a amostra de eluição através de uma outra coluna para tentar remover a contaminação de células jovens.Se o número de células é substancialmente menor do que o esperado, passar o fluxo salvos, mediante a amostra através de outra coluna para tentar melhorar o rendimento das células-mãe. </li></ol></li><li> Use células para análises posteriores, conforme descrito nas seções 5 e 6 Alternativamente, as células crescem em caldo YPD de novo para aumentar sua idade replicativo (passo 3.7) e siga pela rotulagem talão e triagem (passos 4.1-4.8.1), sem a necessário repetir a rotulagem biotina. </li></ol> 5 Determinação da Idade replicativa <ol><li> Gire as células durante 2 min a 5000 xg à temperatura ambiente para todas as etapas nesta seção. Colocar 25 mL de células recuperadas (8 ~ 10 células / ml) para um tubo de centrífuga de 1,5 ml e lava-se duas vezes com 1 ml de PBS 1x. Aspirar o sobrenadante. <ol><li> Descongelar uma alíquota de WGA-conjugado, vortex para misturar, e girar rapidamente para eliminar os agregados de proteína. Suspender as células em 180 ul de 1x PBS e 20 ul de WGA conjugados com uma molécula fluorescente para rotular bud cicatrizes na superfície de thcélulas e. Cobrir o tubo de centrífuga de 1,5 ml, com tiras e incubar com agitação suave a 30 ° C durante 30 min. </li><li> Lavar três vezes com 1 ml de PBS 1X. </li></ol></li><li> Para a microscopia de fluorescência, as lâminas de rótulo e montar o protocolo habitual utilizando um agente anti-desbotamento. Totalmente curar lâminas no escuro (até poucos dias) antes de lamela de vedação para evitar o movimento celular durante o exame. Contagem de cicatrizes broto em pelo menos 50 células por amostra para obter uma medida representativa da idade da célula. Armazenar os slides para até um mês para ver broto cicatrizes, se necessário. <ol><li> Alternativamente, a determinação da intensidade do sinal fluorescente a partir do conjugado de WGA-efectuando citometria de fluxo em células em suspensão em 1 ml de 1x PBS após o passo 5.1.2. Use um laser de excitação 405 nm e 530/30 nm filtro de emissão com um filtro de passe longo de 505 nm para WGA-Alexa 488 Incluir um controle sem mácula para cada ponto de coleta. </li></ol></li><li> Gráfico bud cicatrizes em células jovens e células envelhecidas contados por microscopia noeixo Y contra a média geométrica normalizada (média geométrica corados / não corados média geométrica) da fluorescência WGA-conjugado do as mesmas populações de células no eixo-x. Obter a equação de uma linha de tendência linear para este relacionamento. Para as experiências ulteriores, substituir o meio geométrico normalizado de WGA-conjugado de intensidade de fluorescência de uma população de células por x na equação para resolver e y para determinar a idade média de células de uma amostra. </li></ol> 6. Mutação Frequency <ol><li> Espalhe classificados células mãe ressuspensas em tampão do passo 4.7 em meio YPD e meio selectivo, como descrito no passo 2.1.1. Use de 1 ml de células mãe para as células ressuspensas médias e rotação selectiva em 5.000 xg durante 1 min. NOTA: Espalhe volumes maiores de células diluídas em meio de YPD como células aumentam de idade para compensar o aumento do número de células não viáveis ​​e senescentes em populações idosas. <ol><li> Incubar meio YPD e placas de meio selectivoo passo 6.1, a 30 ° C durante 3 a 4 dias, respectivamente. Aumentar tempo de incubação até uma semana para as células muito antigas ou estirpes de crescimento lento. Calcular a frequência de mutação, tal como descrito na etapa 2.2. </li></ol></li></ol> 7 Cálculo Prevista Mutação de frequência para um replicativa Idade Dado <ol><li> Calcula-se o aumento médio na idade replicativa das células marcadas com biotina ao longo do experimento, subtraindo a média de idade da população inicial de células a partir da idade média das células-mãe ordenados para o tipo relevante. Use as idades de células calculadas no passo 5.2 ou o passo 5.2.2. </li><li> Multiplicar a taxa de mutação obtido no passo 2.1.3 pelo aumento da idade média das células calculadas no passo 7.1. Adicionar este valor para a frequência de mutação de linha de base para a população inicial calculada no passo 2.2 para determinar a frequência de mutação previstas para as células da idade replicativo relevante. </li></ol>

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Os autores não têm nada a revelar.

Este protocolo combina vários métodos para activar os recursos e as abordagens disponíveis em Saccharomyces cerevisiae sistema modelo para ser eficientemente aplicada ao estudo de instabilidade do genoma durante o envelhecimento celular mitótico. Uma grande variedade de ensaios para quantificar as diferentes formas de instabilidade do genoma com a seleção fenotípica poderia ser combinada com a classificação magnética para estudar possíveis mudanças específicas por idade na acumulação de formas particulares de mutações ou rearranjos cromossômicos. Enquanto as abordagens todo o genoma de seqüenciamento poderia fornecer mais informações sobre os tipos gerais das mudanças que ocorrem em um genoma com a idade, a capacidade de usar os sistemas de seleção fenotípica para obter medições da taxa de mutação e isolar preferencialmente tipos específicos de mudanças genéticas são vantagens importantes para o estudo mecanicista aspectos relacionados com a instabilidade do genoma do envelhecimento. Racionalizar a fixação da idade da célula eo potencial para fazer medições paralelas de physiologimudanças cal por fluxo de citometria fornecer meios eficientes para correlacionar a instabilidade do genoma com outras alterações celulares durante a faixas etárias específicas. Determinação das alterações, dependentes da idade potenciais nas taxas de mutações que se acumulam requer: 1) determinação das taxas de cuidado em populações de células jovens, 2) a determinação precisa da idade da célula, e 3) a capacidade para enriquecer suficientemente confiavelmente grandes populações de células mãe para medir de forma reprodutível instabilidade do genoma na velhice. Esta abordagem permite que o sistema modelo de levedura de contribuir para a definição de mecanismos subjacentes responsáveis ​​pelas alterações dependentes da idade das taxas e / ou frequências de instabilidade do genoma nas células por mitose ativos. Além disso, fatores genéticos e ambientais podem ser rapidamente avaliado por contribuições para o genoma instabilidade dependente da idade. Em última instância, essas caracterizações pode levar ao desenvolvimento de modelos que representam a maneira pela qual as mutações se acumulam durante o envelhecimento replicativo. Este método depende da capacidade para detectar mutações ou outros tipos de instabilidade do genoma através do aparecimento de fenótipos seleccionáveis ​​para medir as taxas de tais acontecimentos. No entanto, a criatividade no design de ensaio pode permitir que muitos aspectos da instabilidade do genoma a ser investigado. Por exemplo, o gene URA3 e CAN1 genes podem ser colocados em diferentes locais genómicos para testar quaisquer influências sobre a localização genómica nos resultados. Reversão de alelos específicos de genes não-funcionais para alelos de genes funcionais poderia testar determinados processos de mutação. Além disso, a introdução de vários alelos inactivos do gene de um ou flanqueando um gene com as sequências de repetição podem ser utilizados para examinar através de eventos de recombinação restauração ou perda da função do gene, respectivamente. Testes de flutuação são o método padrão para a determinação das taxas desses vários eventos de instabilidade do genoma 9. O protocolo é feito com a Lea-Coulson estimador mediana bem aceito e relativamente simples para determinar mutataxa ção para torná-lo mais acessível a diversos pesquisadores, embora o método de MSS-estimador de máxima verossimilhança é considerada a melhor abordagem para determinar as taxas de mutação 9. O estimador MSS-máxima probabilidade foi anteriormente analisado em detalhe 9, e pode ser utilizado como um método alternativo, mas requer cálculos mais sofisticados. Alternativamente, software livre para calcular as taxas de mutação com este método foi disponibilizado 22. A obtenção de medidas reprodutíveis de taxas de mutação requer atenção para alguns aspectos do design experimental, incluindo o uso de culturas réplica suficientes, inoculando culturas em densidades celulares iniciais bastante baixas que o tamanho da população aumenta em volumes de cultura apropriados 10.000 vezes ou mais, e escolher para que o todo população de células pode ser transmitida para o meio selectivo. Para o último ponto, uma fórmula anteriormente descrita pode ser utilizada para ajustar a taxa de mutação com base na fracção de cultura tested 9. Variação na taxa de crescimento das culturas pode complicar a determinação de uma taxa de mutação reprodutível, e um estimador baseado em mediana modificado que pode produzir resultados mais reprodutíveis em tais situações, tem sido recentemente descritos 23. A capacidade de medir com precisão a idade celular é outro fator que é importante para estabelecer se as frequências de instabilidade do genoma em células velhas são diferentes dos valores esperados, devido à taxa de eventos em células jovens. Foram encontradas manchas WGA ser preferível calcoflúor coloração branca, tanto em termos de flexibilidade e de fundo, uma vez que está disponível WGA conjugado com diferentes moléculas fluorescentes. Essa flexibilidade pode oferecer mais oportunidades para medições simultâneas de outras características celulares com reagentes fluorescentes. O trabalho inicial para estabelecer uma relação entre a intensidade do sinal para a coloração de WGA e o número correspondente de broto cicatrizes nas células podem, então, levar a uma maiora determinação rápida da idade da célula através de citometria de fluxo. Esta abordagem também permite a utilização de tamanhos da população maior do que seria normalmente examinadas por microscopia para melhorar a reprodutibilidade das medições. Enquanto todas as determinações de idade poderá ser feita através de exame microscópico das células, nós sentimos que a citometria de fluxo abordagem facilita a rápida triagem de fatores que influenciam genoma instabilidade dependente da idade. Além de medir a idade das células de forma fiável, a consideração deve ser dada para o número de divisões celulares de células-mãe são permitidos para sofrer com cada ronda de crescimento sucessivo e triagem de células. Use de um tamanho de populao inicial menor ou um maior volume de cultura pode permitir que as células se submeter a mais divisões celulares antes de atingir a densidade de células desejada. Por exemplo, outros pesquisadores usaram apenas duas rodadas de classificação para a obtenção de células de levedura muito antigos 16, que tem a vantagem óbvia de obtenção de células velhas com menos experimeetapas ntal. Ao estudar a possibilidade de aumentar o volume de cultura para permitir que as células para completar mais divisões celulares antes da ordenação, tenha em mente o limite do número total de células que podem ser processados ​​em uma única coluna. O uso de um volume de cultura maior pode exigir a utilização de várias colunas para ordenar uma população de células. Além disso, se as células sofrem menos ciclos de divisão celular entre os pontos tipos / colecção, então há mais oportunidades para observar desvios de freqüências de mutação esperados em momentos distintos durante a vida útil. Por exemplo, a amostragem apenas no início e final dos pontos de tempo durante a vida útil pode produzir dados que indicam um aumento constante na freqüência de mutação, mas amostragem em tempos intermédios adicionais durante a vida útil pode mostrar que a freqüência de mutação aumenta rapidamente e planaltos. No entanto, uma vez que este protocolo isola células-mãe antigas, há uma oportunidade para obter uma medida mais direta das mudanças nas taxas de mutação com a idade. Testes de flutuação poderia be realizado utilizando células-mãe de idades diferentes para determinar se a taxa de mutação serão diferentes dos obtidos utilizando a taxa de células jovens. Enquanto as culturas para estes testes de flutuação será uma mistura de células jovens e velhos à medida que crescem, quaisquer desvios taxas obtidas a partir de células jovens pode ser atribuído à utilização de uma população mais velha de partida. A capacidade de se obter de forma reprodutível uma grande população suficiente de células-mãe com idade para medir com precisão a instabilidade do genoma é essencial para o sucesso desta abordagem. Embora o protocolo descreve o uso de um sistema de triagem magnética especial para este fim, outros grupos foram classificados células mãe de levedura com sistemas alternativos 14,18 (ver Tabela de Materiais). Tais sistemas alternativos também deve trabalhar com este método, embora alguns otimização de protocolos dos fabricantes pode ser necessária. Independentemente de o sistema específico utilizado, o tamanho da população requeremdifere D em função da frequência do tipo de mutação ou rearranjo do genoma escolhidas para estudo. No mínimo, deve haver células mãe suficiente para se obter pelo menos um mutante de colónias por população para calcular uma frequência de mutação. Na prática, os resultados podem ser bastante variável, se apenas de zero a cinco colónias mutantes são esperados a partir do tamanho da população, e mesmo um pequeno aumento na dimensão da população, de modo que 5-10 colónias mutantes são esperados, pode melhorar significativamente a reprodutibilidade. Quando a identificação de uma população de biotina de partida, a eficiência de recuperação para cada tipo tem de ser tida em conta para ajudar a identificar o tamanho da população adequado necessário para medir a frequência de mutação em células-mãe de idade. Com a recuperação de 90% das células-mãe depois de cada espécie, apenas 59% da população original seria recuperado após cinco rodadas de crescimento e ordenação. Esta cai para ~ recuperação de 33% da população original, depois de cinco rodadas de crescimento e classificação se apenas 80% das células-mãe são rotulados recuperared durante cada espécie. Medir e maximizar a recuperação é crucial ao medir eventos de baixa freqüência, uma vez que duas a três vezes diminuição no tamanho da população poderia facilmente levar a números não confiáveis ​​de colónias mutantes por população. Existem inúmeras opções para expandir ou modificar este protocolo para obter uma compreensão mais ampla de instabilidade do genoma durante o envelhecimento celular mitótico. Exemplos simples incluem analisar como alterações nas funções dos genes, mudanças de mídia ou outras mudanças de condição ambiental alterar o acúmulo de mutações com a idade. As taxas de mutação de células jovens com a função do gene alterado, ou na condição apropriada seria medido e utilizado para determinar se as mutações se acumulam de forma diferente do que o previsto pelos valores da taxa e de forma diferente do que nas populações de células de controlo. Populações de células em diferentes pontos durante o envelhecimento replicativo poderá estar exposto a estressores específicos, tais como as espécies reativas de oxigênio ou de DNA agentes prejudiciais. Aexposição transitória e leve ao estresse oxidativo não alterou substancialmente a capacidade de realizar a triagem de células (Figura 3), mas as tensões severas podem dificultar a recuperação das células. Seria necessário experiências preliminares para verificar que as células-mãe podem ainda ser recuperados eficientemente depois de tensões específicas. Além disso, as características celulares de células mãe isoladas podem ser analisados ​​em detalhe, incluindo os níveis de espécies reativas de oxigênio, morfologia mitocondrial e vacuolar e outras características fisiológicas que estão associadas com o envelhecimento 3. Além disso, as células-mãe pode ser uma população de partida para um novo tratamento, ou manipulação. Como as células mãe e filha estão fisicamente separados durante o procedimento, as células filhas também ainda estão disponíveis para análise. Por exemplo, alterações nas características fisiológicas das células filhas ou a herança assimétrica de macromoléculas danificadas entre mãe e filha células de levedura <saté&gt; 24 pode ser comparado com o tempo de quaisquer mudanças interessantes em mutação frequências / taxas. Frequências de mutação de populações de células filha também pode ser obtida a fim de tentar modelar se existe herança assimétrica de mutações durante o envelhecimento replicativo. Em resumo, a combinação de enriquecimento de células-mãe por meio de triagem de células magnético com testes de flutuação permite que as vantagens da S. sistema modelo cerevisiae para ser eficientemente aplicada para investigar os mecanismos responsáveis ​​pelo acúmulo de alterações genéticas durante o envelhecimento celular mitótico.

Os microrganismos, tais como a levedura Saccharomyces cerevisiae, são excelentes modelos para investigar as taxas de mutação, mas esses modelos não foram totalmente utilizados para investigar a acumulação de mutações durante o envelhecimento das células mitóticas. Acúmulo de mutação no genoma nuclear foi levantada a hipótese de contribuir para o envelhecimento por resultando em perda progressiva da (ou variação) das funções dos genes 1. A habilidade de usar um sistema microbiano para estudar os mecanismos e consequências da acumulação de mutações durante o envelhecimento pode acelerar consideravelmente a identificação de fatores genéticos e ambientais que influenciam este processo, por causa de sistemas genéticos fáceis ea facilidade de quantificar alterações fenotípicas raras em microorganismos. Fatores de reparo de DNA e proteínas de resposta de danos ao DNA estão bem conservados em diversas espécies 2 e semelhanças fundamentais no envelhecimento do organismo foram identificadas para organismos tão diversos como S. cerevisiae umd mamíferos 3, o que torna provável que os resultados obtidos a partir de estudos em levedura serão relevantes para o envelhecimento em muitos organismos. Estudos de envelhecimento em S. cerevisiae fazer uso de dois modelos de envelhecimento que medem envelhecimento cronológico ou envelhecimento replicativo de células. Envelhecimento cronológico é caracterizada pela perda progressiva de viabilidade em populações de células de levedura, que estão num estado (fase estacionária) que não se dividem, devido ao esgotamento de nutrientes 3. O modelo de envelhecimento cronológico tem sido utilizado para demonstrar que acumulam mutações com o aumento da idade de 4 anos, uma vez que as populações de células grandes são facilmente obtidos neste modelo para executar selecções fenotípicos para células mutantes. Neste caso, a acumulação de mutação parece ser influenciada por vias de sinalização de crescimento e de stress oxidativo 5, e cada um destes factores é relevante para a compreensão do envelhecimento em eucariotas multicelulares 3. O modelo de envelhecimento replicativo explora o divisi assimétricaem entre S. mãe e filha células cerevisiae para a investigação de envelhecimento que ocorre com as sucessivas gerações de células 3. Levedura envelhecimento replicativo tem sido muitas vezes medido por meio de micromanipulação de pequenas populações de células mãe e filha, ou, mais recentemente, por meio de microscopia de vídeo de pequenas populações de células de levedura em dispositivos microfluídicos 6,7. Tamanhos populacionais limitados fazer essas abordagens pouco adequada para investigar o acúmulo de mutação durante o envelhecimento mitótico, a menos que a informação todo o genoma é obtido a partir de células individuais ou mudanças genéticas muito alta freqüência são medidos 8. Whole-seqüenciamento do genoma de células individuais fornece conjuntos de dados substanciais para a investigação de acúmulo de mutação, mas os sistemas de seleção fenotípica tem a importante vantagem de fornecer um meio de medir as taxas de mutação para estudar mecanismos de acumulação mutação subjacente. Estudos para analisar freqüências de mutação e taxas através de seleções fenotípicas em haploid cepas de leveduras durante o envelhecimento replicativo ainda não foram relatados. As taxas de mutação são comumente medido por meio de testes de flutuação 9. Os valores de frequência de mutação reflecte o número total de células contendo uma mutação na sequência de um gene de uma população. Isto inclui as células nas quais ocorrem as mutações independentes e toda a descendência destas células que simplesmente herdam as mutações pré-existentes. Em contraste, as taxas de mutação medidos por meio de testes de flutuação representam o número de mutações independentes que recentemente surgem a cada geração celular. Esses testes envolvem tipicamente a inoculação de culturas em replicado em muitos densidades celulares baixas para reduzir a probabilidade da adição de células com mutações pré-existentes em uma sequência alvo, crescendo as culturas a próxima da saturação, e a identificação de células mutantes por crescimento em meio selectivo. Os números de células mutantes identificados nas populações replicados são então utilizados em um dos diversos modelos matemáticos para estimar o número de imutações ndependent que surgiram durante crescimento de 9. Comparando o número de mutações independentes para o tamanho médio da população dá uma medida da taxa de mutação. Em S. cerevisiae, freqüências de mutação e as taxas são freqüentemente medidos utilizando os genes URA3 e CAN 1, já que a perda de função mutações nestes genes produzem fenótipos selecionáveis. A perda da função URA3 torna as células resistentes a 5-fluoroorï¿½ico ácido (5-FOA), uma vez que a proteína codificada pelo gene URA3 converte 5-FOA em uma molécula tóxica 10. A perda da função de CAN1 permite que as células se tornam resistentes à canavanina, um análogo da arginina tóxico, uma vez que a proteína codificada pelo CAN1 transporta arginina e canavanina em células 11. Ambas as estratégias de ordenação genéticos e físicos têm sido empregados com sucesso para obter maiores populações de S. células-mãe cerevisiae para facilitar as investigações do envelhecimento replicativo. Estratégias genéticas incluem abordagens inteligentes que selecionam contra a sobrevivência da célula filha em uma população. O programa de enriquecimento de mãe (MEP) envolve a indução de beta-estradiol de Cre recombinase expressão apenas em células-filhas, levando à interrupção específica e filha de dois genes essenciais que foram projetados para conter sítios loxP 12. Estirpes MEP podem ser cultivadas normalmente na ausência do indutor, mas apenas as células mãe continuarão a dividir após a indução, enquanto que as células filhas vai prender no M-fase, tipicamente, durante a sua primeira progressão através do ciclo celular 12. Embora este sistema não tem sido amplamente utilizada para estudar a acumulação de mutação durante o envelhecimento, ele tem sido utilizado para estudar a perda de heterozigosidade, uma forma relativamente frequente de instabilidade do genoma em estirpes de levedura diplóide, bem como as alterações bioquímicas nas células mãe envelhecimento 13,14. Da mesma forma, o sistema de pára-raios-filha envolve a expressão específica de filha de S. cerevigene SIAE URA3 15. Cepas Filha-de pára-raios crescem normalmente até 5-FOA é adicionado ao meio, no qual as células ponto filha expressando URA3 vai morrer, enquanto as células-mãe continuam a crescer 15. São sistemas úteis para enriquecer de células-mãe, mas eles dependem de manutenção das funções dos genes que constituem o sistema de seleção. Mutações aleatórias em um ou mais componentes do sistema de seleção pode resultar em células-filhas que escapam a seleção e proliferam de forma exponencial. Durante o desenvolvimento das cepas MEP, os tamanhos das populações adequadas estavam determinados a evitar o aparecimento de células filhas mutantes que poderia escapar a seleção de 12. No entanto, este limite no tamanho da população compromete a detecção de formas raras de instabilidade do genoma durante o envelhecimento replicativo. Esta restrição no tamanho da população pode ser parcialmente superado usando cepas de leveduras diplóides com duas cópias de cada gene contribui para o sistema de seleção, já que a maioriamutações provavelmente seria recessivo 12. No entanto, o uso de estirpes diplóides constrange os tipos de eventos mutacionais que pode ser facilmente detectado em comparação com aquelas que podem ser facilmente detectado em células de levedura haplóides. Estratégias de ordenação físicos incluem o isolamento de células-mãe com uma superfície de células marcadas a partir de células-filhas não marcados para enriquecer para grandes populações de células-mãe. A observação de que as proteínas da superfície da célula (proteínas da parede celular) de S. cerevisiae são células filhas recém-sintetizada durante a floração foi explorada para marcar as células mãe sem marcação das células filhas que produzem 16. Por exemplo, uma população inicial de células de levedura marcadas na sua superfície com biotina podem ser cultivadas e, em seguida, isolados das suas células filhas utilizando microesferas anti-biotina e de triagem magnética 16, porque as células filhas gerados pela população inicial não contêm biotina sobre a sua superfície . Crescimento de série eordenação possibilita populações progressivamente mais antigas de células-mãe a serem obtidos e analisados. Este procedimento tem sido utilizado com sucesso para examinar as mudanças na fisiologia celular e expressão gênica durante o envelhecimento replicativo de fermento 13,14,17,18. O actual método se adapta esta rotulagem biotina e técnica de triagem magnética para enriquecer células-mãe com a finalidade de medir o acúmulo de mutações potencialmente raros ou outras formas de instabilidade do genoma ensaiadas pelas seleções fenotípicas. Crescimento de série e rearranjo físico permitir a análise da acumulação de mutações em células mãe progressivamente mais velhos, bem como em suas populações de células-filhas. Determinação das taxas de mutação por geração permite uma freqüência de mutação previsto para ser calculado para células-mãe que tenham sido submetidos a um determinado número de divisões celulares. Como os valores de frequência previstos são baseados no aumento esperado devido a rodadas adicionais de divisão celular, desvios substanciais nos Mutati observadosem frequências em comparação com os valores previstos fornecem evidências de mudanças específicas por idade na taxa de mutações que se acumulam. Usando este protocolo, coloração fluorescente de cicatrizes broto que correspondem a locais de divisões celulares em células-mãe, juntamente com a análise por citometria de fluxo pode ser usado para determinar rapidamente a distribuição etária da população ordenados e não ordenados. Os reagentes fluorescentes adicionais, tais como os utilizados para a detecção de espécies reactivas de oxigénio, podem também ser utilizados durante este protocolo. No geral, este protocolo permite a análise eficiente de alterações dependentes da idade em instabilidade do genoma com o potencial de correlação para celulares alterações fisiológicas relacionadas à idade em um organismo modelo bem adequado para estudar os fatores genéticos e ambientais que influenciam a instabilidade do genoma relacionadas com o envelhecimento.

<table><tbody><tr><td>EZ-Link Sulfo-NHS-LC-Biotin</td><td>Thermo Scientific</td><td>21335</td><td>100 mg</td></tr><tr><td>Anti-Biotin Microbeads</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-090-485</td><td>2 ml MicroBeads conjugated to monoclonal mouse anti-biotin antibodies (isotype: mouse IgG1)</td></tr><tr><td>MACS LS columns</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-042-401</td><td>25 columns suitable for QuadroMACS separator</td></tr><tr><td>QuadroMACS separator</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-090-976</td><td>Separator Only</td></tr><tr><td>QuadroMACS Starting Kit</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-091-051</td><td>Includes: QuadroMACS Separator (130-090-976), MACS MultiStand (130-042-303), LS Columns (130-042-401), MACS 15 ml Tube Rack (130-091-052), One 2 ml unit of MACS MicroBeads. Note: Alternative systems include Dynabeads Biotin Binder and MagnaBind Magnetic Beads</td></tr><tr><td>BD Falcon Cell Strainer, 40 &amp;micro;m</td><td>BD Biosciences</td><td>352340</td><td>40 &amp;micro;m for use with BD Falcon 50 ml Conical Tubes. 50 per pack</td></tr><tr><td>Trypan Blue</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T6146</td><td>Powder, filtering after dissolving important to remove particulates</td></tr><tr><td>Wheat germ agglutinin Alexa Fluor488</td><td>Life Technologies</td><td>W11261</td><td>Conjugates with different excitation/emission spectra could also be used</td></tr><tr><td>ProLong Gold antifade reagent</td><td>Life Technologies</td><td>P36930</td><td>10 ml, other antifade reagents could also be used</td></tr></tbody></table>

combining magnetic sorting of mother cells and fluctuation tests to analyze genome instability during mitotic cell aging in saccharomyces cerevisiae

Saccharomyces cerevisiae tem sido um excelente sistema modelo para estudar mecanismos e consequências da instabilidade do genoma. As informações obtidas a partir deste modelo de levedura é relevante para muitos organismos, incluindo os seres humanos, uma vez que fatores de reparo de DNA e resposta a danos do DNA são bem conservada entre espécies diversas. No entanto, S. cerevisiae ainda não foi usado para resolver completamente se a taxa de acumulação de mutações alterações com o aumento da replicação (mitose) idade devido a limitações técnicas. Por exemplo, as medidas de levedura vida replicativo através de micromanipulação envolvem populações muito pequenas de células, que proíbem a detecção de mutações raras. Métodos genéticos para enriquecer de células-mãe em populações de induzir a morte de células-filhas têm sido desenvolvidos, mas os tamanhos das populações ainda são limitados pela frequência com que mutações aleatórias que comprometem os sistemas de seleção ocorrer. O protocolo atual aproveita sorti magnéticang de células mãe de levedura rotulada de superfície para obter grandes populações suficientes de envelhecimento de células-mãe para quantificar mutações raras através de seleções fenotípicas. As taxas de mutação, medidos por meio de testes de flutuação e frequências de mutação são, primeiro, para as células jovens e usado para prever a freqüência de mutações em células-mãe de várias idades replicadoras. Frequências de mutação são então determinados para células mãe ordenadas, e a idade das células-mãe é determinada por citometria de fluxo por coloração com um reagente fluorescente que detecta cicatrizes gemas formadas nas suas superfícies celulares durante a divisão celular. Comparação das frequências de mutação previstos com base no número de divisões celulares para as freqüências observados experimentalmente para células-mãe de uma determinada idade replicativo pode identificar se há mudanças relacionadas à idade na taxa de mutações que se acumulam. Variações deste protocolo básico de fornecer os meios para investigar a influência das alterações nas funções de genes específicos oucondições ambientais específicas sobre o acúmulo de mutação para abordar os mecanismos de instabilidade do genoma subjacente durante o envelhecimento replicativo.

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Combining Magnetic Sorting of Mother Cells and Fluctuation Tests to Analyze Genome Instability During Mitotic Cell Aging in Saccharomyces cerevisiae

As taxas de mutação em células de Saccharomyces cerevisiae jovens medidos por meio de testes de flutuação são usados ​​para prever frequências de mutação para células-mãe de diferentes idades replicadoras. Separação magnética e citometria de fluxo são usados ​​para medir freqüências de mutação reais e idade das células-mãe para identificar eventuais desvios de freqüências de mutação previstos.

Combinando Sorting magnética de células mãe e testes de flutuação para Analisar Genoma Instabilidade Durante Mitotic envelhecimento celular em<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em

Saccharomyces cerevisiae has been an excellent model system for examining mechanisms and consequences of genome instability. Information gained from this ...

combining-magnetic-sorting-mother-cells-fluctuation-tests-to-analyze

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

Combining Magnetic Sorting of Mother Cells and Fluctuation Tests to Analyze Genome Instability During Mitotic Cell Aging in Saccharomyces cerevisiae

12.5K visualizações.  Rensselaer Polytechnic Institute.  As taxas de mutação em células de Saccharomyces cerevisiae jovens medidos por meio de testes de flutuação são usados ​​para prever frequências de mutação para células-mãe de diferentes idades replicadoras. Separação magnética e citometria de fluxo são usados ​​para medir freqüências de mutação reais e idade das células-mãe para identificar eventuais desvios de freqüências de mutação previstos. 

Vídeo: Combining Magnetic Sorting of Mother Cells and Fluctuation Tests to Analyze Genome Instability During Mitotic Cell Aging in Saccharomyces cerevisiae

Continuous High-resolution Microscopic Observation of Replicative Aging in Budding Yeast

We demonstrate the use of a simple microfluidic setup, in which single budding yeast cells can be tracked throughout their entire lifespan. The microfluidic chip exploits the size difference between mother and daughter cells using an array of micropads. Upon loading, cells are trapped underneath these micropads, because the distance between the micropad and cover glass is similar to the diameter of a yeast cell (3-4 &mu;m). After the loading procedure, culture medium is continuously flushed through the chip, which not only creates a constant and defined environment throughout the entire experiment, but also flushes out the emerging daughter cells, which are not retained underneath the pads due to their smaller size. The setup retains mother cells so efficiently that in a single experiment up to 50 individual cells can be monitored in a fully automated manner for 5 days or, if necessary, longer. In addition, the excellent optical properties of the chip allow high-resolution imaging of cells during the entire aging process.

We describe here the operation of a microfluidic device that allows continuous and high-resolution microscopic imaging of single budding yeast cells during their complete replicative and/or chronological lifespan.

Contínua observação microscópica de alta resolução de replicativa envelhecimento em leveduras de brotamento

We demonstrate the use of a simple microfluidic setup, in which single budding yeast cells can be tracked throughout their entire lifespan. The ...

Bioengenharia

Quantifying Yeast Chronological Life Span by Outgrowth of Aged Cells

The budding yeast Saccharomyces cerevisiae has proven to be an important model organism in the field of aging research 1. The replicative and chronological life spans are two established paradigms used to study aging in yeast. Replicative aging is defined as the number of daughter cells a single yeast mother cell produces before senescence; chronological aging is defined by the length of time cells can survive in a non-dividing, quiescence-like state 2. We have developed a high-throughput method for quantitative measurement of chronological life span. This method involves aging the cells in a defined medium under agitation and at constant temperature. At each age-point, a sub-population of cells is removed from the aging culture and inoculated into rich growth medium. A high-resolution growth curve is then obtained for this sub-population of aged cells using a Bioscreen C MBR machine. An algorithm is then applied to determine the relative proportion of viable cells in each sub-population based on the growth kinetics at each age-point. This method requires substantially less time and resources compared to other chronological lifespan assays while maintaining reproducibility and precision. The high-throughput nature of this assay should allow for large-scale genetic and chemical screens to identify novel longevity modifiers for further testing in more complex organisms.

Chronological aging in yeast refers to the loss of cell viability associated with time in stationary phase. Here we describe a high-throughput method for quantitatively determining yeast chronological life span.

Quantificar Yeast Life Span cronológica por conseqüência de células envelhecidas

The budding yeast Saccharomyces cerevisiae has proven to be an important model organism in the field of aging research 1. The replicative and ...

Biologia

A Suppressor Screen for the Characterization of Genetic Links Regulating Chronological Lifespan in Saccharomyces cerevisiae

Aging is the time dependent deterioration of an organism&#8217;s normal biological processes that increases the probability of death. Many genetic factors contribute to alterations in the normal aging process. These factors intersect in complex ways, as evidenced by the wealth of documented links identified and conserved in many organisms. Most of these studies focus on loss-of-function, null mutants that allow for rapid screening of many genes simultaneously. There is much less work that focuses on characterizing the role that overexpression of a gene in this process. In the present work, we present a straightforward methodology to identify and clone genes in the budding yeast, Saccharomyces cerevisiae, for study in suppression of the short-lived chronological lifespan phenotype seen in many genetic backgrounds. This protocol is designed to be accessible to researchers from a wide variety of backgrounds and at various academic stages. The SIR2 gene, which codes for a histone deacetylase, was selected for cloning in the pRS315 vector, as there have been conflicting reports on its effect on the chronological lifespan. SIR2 also plays a role in autophagy, which results when disrupted via the deletion of several genes, including the transcription factor ATG1. As a proof of principle, we clone the SIR2 gene to perform a suppressor screen on the shortened lifespan phenotype characteristic of the autophagy deficient atg1&#916; mutant and compare it to an otherwise isogenic, wild type genetic background.

A Suppressor Screen for the Characterization of Genetic Links Regulating Chronological Lifespan in Saccharomyces cerevisiae

Here is a protocol to identify genetic interactions through an increased copy number suppressor screen in Saccharomyces cerevisiae. This method allows researchers to identify, clone, and test suppressors in short-lived yeast mutants. We test the effect of the copy number increase of SIR2 on lifespan in an autophagy null mutant.

Uma tela supressora para a caracterização de links genéticos regulando a vida cronológica em Saccharomyces cerevisiae

Aging is the time dependent deterioration of an organism&#8217;s normal biological processes that increases the probability of death. Many genetic factors ...

Genética

A high-throughput method to globally study the organelle morphology in S. cerevisiae

High-throughput methods to examine protein localization or organelle morphology is an effective tool for studying protein interactions and can help achieve an comprehensive understanding of molecular pathways. In Saccharomyces cerevisiae, with the development of the non-essential gene deletion array, we can globally study the morphology of different organelles like the endoplasmic reticulum (ER) and the mitochondria using GFP (or variant)-markers in different gene backgrounds. However, incorporating GFP markers in each single mutant individually is a labor-intensive process. Here, we describe a procedure that is routinely used in our laboratory. By using a robotic system to handle high-density yeast arrays and drug selection techniques, we can significantly shorten the time required and improve reproducibility. In brief, we cross a GFP-tagged mitochondrial marker (Apc1-GFP) to a high-density array of 4,672 nonessential gene deletion mutants by robotic replica pinning.  Through diploid selection, sporulation, germination and dual marker selection, we recover both alleles. As a result, each haploid single mutant contains Apc1-GFP incorporated at its genomic locus. Now, we can study the morphology of mitochondria in all non-essential mutant background. Using this high-throughput approach, we can conveniently study and delineate the pathways and genes involved in the inheritance and the formation of organelles in a genome-wide setting.

GFP-fusion proteins are widely used to visualize organelles by confocal microscopy. However, screening for mutations that affect the morphology of organelles generally requires individual mutagenesis and is time consuming. Here, we demonstrate a method to simultaneously incorporate organelle-GFP markers in almost 5,000 non-essential genes in yeast.

Um método de alto rendimento para estudar a morfologia global organela em S. cerevisiae

High-throughput methods to examine protein localization or organelle morphology is an effective tool for studying protein interactions and can help ...

Live Cell Imaging of Chromosome Segregation During Mitosis

Chromosomes must be reliably and uniformly segregated into daughter cells during mitotic cell division. Fidelity of chromosomal segregation is controlled by multiple mechanisms that include the Spindle Assembly Checkpoint (SAC). The SAC is part of a complex feedback system that is responsible for prevention of a cell progress through mitosis unless all chromosomal kinetochores have attached to spindle microtubules. Chromosomal lagging and abnormal chromosome segregation is an indicator of dysfunctional cell cycle control checkpoints and can be used to measure the genomic stability of dividing cells. Deregulation of the SAC can result in the transformation of a normal cell into a malignant cell through the accumulation of errors during chromosomal segregation. Implementation of the SAC and the formation of the kinetochore complex are tightly regulated by interactions between kinases and phosphatase such as Protein Phosphatase 2A (PP2A). This protocol describes live cell imaging of lagging chromosomes in mouse embryonic fibroblasts isolated from mice that had a knockout of the PP2A-B56&#947; regulatory subunit. This method overcomes the shortcomings of other cell cycle control imaging techniques such as flow cytometry or immunocytochemistry that only provide a snapshot of a cell cytokinesis status, instead of a dynamic spatiotemporal visualization of chromosomes during mitosis.

This protocol describes an easy and convenient method to label and visualize live chromosomes in mitotic cells using Histone2B-GFP BacMam 2.0 label and a spinning disc confocal microscopy system.

Imagem de célula viva de segregação do cromossomo durante a mitose

Chromosomes must be reliably and uniformly segregated into daughter cells during mitotic cell division. Fidelity of chromosomal segregation is controlled ...

Biologia do Desenvolvimento

Evaluation of the Spindle Assembly Checkpoint Integrity in Mouse Oocytes

Aneuploidy is the leading genetic abnormality causing early miscarriage and pregnancy failure in humans. Most errors in chromosome segregation that give rise to aneuploidy occur during meiosis in oocytes, but why oocyte meiosis is error-prone is still not fully understood. During cell division, cells prevent errors in chromosome segregation by activating the spindle assembly checkpoint (SAC). This control mechanism relies on detecting kinetochore (KT)-microtubule (MT) attachments and sensing tension generated by spindle fibers. When KTs are unattached, the SAC is activated and prevents cell-cycle progression. The SAC is activated first by MPS1 kinase, which triggers the recruitment and formation of the mitotic checkpoint complex (MCC), composed of MAD1, MAD2, BUB3, and BUBR1. Then, the MCC diffuses into the cytoplasm and sequesters CDC20, an anaphase-promoting complex/cyclosome (APC/C) activator. Once KTs become attached to microtubules and chromosomes are aligned at the metaphase plate, the SAC is silenced, CDC20 is released, and the APC/C is activated, triggering the degradation of Cyclin B and Securin, thereby allowing anaphase onset. Compared to somatic cells, the SAC in oocytes is not as effective because cells can undergo anaphase despite having unattached KTs. Understanding why the SAC is more permissive and if this permissiveness is one of the causes of chromosome segregation errors in oocytes still needs further investigation. The present protocol describes the three techniques to comprehensively evaluate SAC integrity in mouse oocytes. These techniques include using nocodazole to depolymerize MTs to evaluate the SAC response, tracking SAC silencing by following the kinetics of Securin destruction, and evaluating the recruitment of MAD2 to KTs by immunofluorescence. Together these techniques probe mechanisms needed to produce healthy eggs by providing a complete evaluation of SAC integrity.

Error in chromosome segregation is a common feature in oocytes. Therefore, studying the spindle assembly checkpoint gives important clues about the mechanisms needed to produce healthy eggs. The present protocol describes three complementary assays to evaluate spindle assembly checkpoint integrity in mouse oocytes.

Avaliação da Integridade do Ponto de Verificação da Montagem do Fuso em Oócitos de Rato

Aneuploidy is the leading genetic abnormality causing early miscarriage and pregnancy failure in humans. Most errors in chromosome segregation that give ...

Studying Age-dependent Genomic Instability using the S. cerevisiae Chronological Lifespan Model

Studies using the Saccharomyces cerevisiae aging model have uncovered life span regulatory pathways that are partially conserved in higher eukaryotes1-2. The simplicity and power of the yeast aging model can also be explored to study DNA damage and genome maintenance as well as their contributions to diseases during aging. Here, we describe a system to study age-dependent DNA mutations, including base substitutions, frame-shift mutations, gross chromosomal rearrangements, and homologous/homeologous recombination, as well as nuclear DNA repair activity by combining the yeast chronological life span with simple DNA damage and mutation assays. The methods described here should facilitate the identification of genes/pathways that regulate genomic instability and the mechanisms that underlie age-dependent DNA mutations and cancer in mammals.

Studying Age-dependent Genomic Instability using the S. cerevisiae Chronological Lifespan Model

Here we describe a set of DNA mutation assays that can be combined with the yeast chronological life span model to study the genes/pathways that regulate or contribute to genomic DNA instability during aging.

Estudando Idade-dependente Instabilidade Genômica usando o S. cerevisiae Modelo Lifespan cronológica

Studies using the Saccharomyces cerevisiae aging model have uncovered life span regulatory pathways that are partially conserved in higher eukaryotes1-2. ...

Flow Cytometry-based Purification of S. cerevisiae Zygotes

Zygotes are essential intermediates between haploid and diploid states in the life cycle of many organisms, including yeast (Figure 1) 1. S. cerevisiae zygotes result from the fusion of haploid cells of distinct mating type (MATa, MATalpha) and give rise to corresponding stable diploids that successively generate as many as 20 diploid progeny as a result of their strikingly asymmetric mitotic divisions 2. Zygote formation is orchestrated by a complex sequence of events: In this process, soluble mating factors bind to cognate receptors, triggering receptor-mediated signaling cascades that facilitate interruption of the cell cycle and culminate in cell-cell fusion. Zygotes may be considered a model for progenitor or stem cell function.
Although much has been learned about the formation of zygotes and although zygotes have been used to investigate cell-molecular questions of general significance, almost all studies have made use of mating mixtures in which zygotes are intermixed with a majority population of haploid cells 3-8. Many aspects of the biochemistry of zygote formation and the continuing life of the zygote therefore remain uninvestigated.
Reports of purification of yeast zygotes describe protocols based on their sedimentation properties 9; however, this sedimentation-based procedure did not yield nearly 90% purity in our hands. Moreover, it has the disadvantage that cells are exposed to hypertonic sorbitol. We therefore have developed a versatile purification procedure. For this purpose, pairs of haploid cells expressing red or green fluorescent proteins were co-incubated to allow zygote formation, harvested at various times, and the resulting zygotes were purified using a flow cytometry-based sorting protocol. This technique provides a convenient visual assessment of purity and maturation. The average purity of the fraction is approximately 90%. According to the timing of harvest, zygotes of varying degrees of maturity can be recovered. The purified samples provide a convenient point of departure for "-omic" studies, for recovery of initial progeny, and for systematic investigation of this progenitor cell.

Flow Cytometry-based Purification of S. cerevisiae Zygotes

To purify zygotes of S. cerevisiae, haploid cells of opposite mating type were engineered to express red or green fluorescent proteins, co-incubated to allow zygote formation, and fractionated using a flow cytometry-based protocol. The highly-enriched fraction enables subsequent "-omic" studies, recovery of initial progeny, and systematic investigation of zygote morphogenesis.

Purificação Citometria de Fluxo com base em<em&gt; S. cerevisiae</em&gt; Zigotos

Zygotes are essential intermediates between haploid and diploid states in the life cycle of many organisms, including yeast (Figure 1) 1. S. cerevisiae ...

Isolating Intestinal Stem Cells from Adult Drosophila Midguts by FACS to Study Stem Cell Behavior During Aging

Aging tissue is characterized by a continuous decline in functional ability. Adult stem cells are crucial in maintaining tissue homeostasis particularly in tissues that have a high turnover rate such as the intestinal epithelium. However, adult stem cells are also subject to aging processes and the concomitant decline in function. The Drosophila midgut has emerged as an ideal model system to study molecular mechanisms that interfere with the intestinal stem cells&#8217; (ISCs) ability to function in tissue homeostasis. Although adult ISCs can be easily identified and isolated from midguts of young flies, it has been a major challenge to study endogenous molecular changes of ISCs during aging. This is due to the lack of a combination of molecular markers suitable to isolate ISCs from aged intestines. Here we propose a method that allows for successful dissociation of midgut tissue into living cells that can subsequently be separated into distinct populations by FACS. By using dissociated cells from the esg-Gal4, UAS-GFP fly line, in which both ISCs and the enteroblast (EB) progenitor cells express GFP, two populations of cells are distinguished based on different GFP intensities. These differences in GFP expression correlate with differences in cell size and granularity and represent enriched populations of ISCs and EBs. Intriguingly, the two GFP-positive cell populations remain distinctly separated during aging, presenting a novel technique for identifying and isolating cell populations enriched for either ISCs or EBs at any time point during aging. The further analysis, for example transcriptome analysis, of these particular cell populations at various time points during aging is now possible and this will facilitate the examination of endogenous molecular changes that occur in these cells during aging.

Isolating Intestinal Stem Cells from Adult Drosophila Midguts by FACS to Study Stem Cell Behavior During Aging

Understanding the endogenous molecular changes in adult stem cells during aging requires isolating the cells of interest. The method described here presents a simple and robust approach to enrich for and isolate Drosophila intestinal stem cells and the enteroblast progenitor cells by FACS at any time point during aging.

Isolar células-tronco intestinais de Adulto<em&gt; Drosophila</em&gt; Intestino médio por FACS para estudar o comportamento das células-tronco durante o envelhecimento

Aging tissue is characterized by a continuous decline in functional ability. Adult stem cells are crucial in maintaining tissue homeostasis particularly ...

Using Microfluidic Devices to Measure Lifespan and Cellular Phenotypes in Single Budding Yeast Cells

Budding yeast Saccharomyces cerevisiae is an important model organism in aging research. Genetic studies have revealed many genes with conserved effects on the lifespan across species. However, the molecular causes of aging and death remain elusive. To gain a systematic understanding of the molecular mechanisms underlying yeast aging, we need high-throughput methods to measure lifespan and to quantify various cellular and molecular phenotypes in single cells. Previously, we developed microfluidic devices to track budding yeast mother cells throughout their lifespan while flushing away newborn daughter cells. This article presents a method for preparing microfluidic chips and for setting up microfluidic experiments. Multiple channels can be used to simultaneously track cells under different conditions or from different yeast strains. A typical setup can track hundreds of cells per channel and allow for high-resolution microscope imaging throughout the lifespan of the cells. Our method also allows detailed characterization of the lifespan, molecular markers, cell morphology, and the cell cycle dynamics of single cells. In addition, our microfluidic device is able to trap a significant amount of fresh mother cells that can be identified by downstream image analysis, making it possible to measure the lifespan with higher accuracy.

This article presents a protocol optimized for the production of microfluidic chips and the setup of microfluidic experiments to measure the lifespan and cellular phenotypes of single yeast cells.

Usando dispositivos microfluídicos medir Longevidade e Celular fenótipos em células individuais levedura de brotamento

Budding yeast Saccharomyces cerevisiae is an important model organism in aging research. Genetic studies have revealed many genes with conserved effects ...

Combinando Sorting magnética de células mãe e testes de flutuação para Analisar Genoma Instabilidade Durante Mitotic envelhecimento celular em

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