Name: horizontal hippocampal slices of the mouse brain
Uploaded: 2020-09-22T14:45:00.000+00:00
Duration: 8 min 59 s
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연구 시설의 사용에 대해 Keimpe Wierda 박사와 조리스 드 위트 박사의 감독하에 VIB-KU 루벤 뇌 질환 연구 센터의 전기 생리학 단위에 감사드립니다. 또한, 우리는 이온 채널 연구의 실험실과 ENdometrium의 연구소의 모든 구성원에게 감사, 자궁 내막증과 그들의 유용한 토론과 의견에 대한 KU 루벤에서 생식 의학.
이 프로젝트는 연구 재단-플랑드르(G.084515N 및 G.0B1819N에서 J.V.)와 KU 루벤 연구위원회(C1-자금 C14/18/106~J.V.)로부터 자금을 지원받았습니다. K.P.는 FWO [PEGASUS]2 마리 Skłodowska-Curie 펠로우이며 연구 재단 플랑드르 (FWO)(12T0317N)와 마리 스크와도우스카 - 퀴리 보조금 계약 (665501)에 따라 유럽 연합의 호라이즌 2020 연구 및 혁신 프로그램에서 자금을 받았습니다. K.H.는 벨기에 플랑드르 연구 재단(12U7918N)의 박사 후 펠로우입니다.

이 연구를 위한 모든 동물 실험은 KU Leuven (벨기에)의 윤리적 검토 위원회에 의해 승인되었습니다 (P021/2012).
1. 고자장미 슬라이스 용액 및 인공 뇌척수액 (ACSF) 준비
<ol><li>실험일 이전<ol>
<li>실험실 등급 1형 물 함유(mM)을 함유한 10x 슬라이스 프리 솔루션 1L을 준비하십시오(mM): 25 KCl, 20 CaCl2,10 MgSO4,12.5 KH2PO4 (표 1). 칼슘 인산염 강수량을 방지하기 위해 800 mL H2O로 미리 채워진 비커에 화학 물질을 천천히 혼합하면서 자기 교반기로 지속적으로 저어줍니다. 용액을 4°C 또는 실온(RT)에 저장합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>실험의 날에<ol>
<li>실험실 등급 1형 물 함유(mM)를 함유한 1x ACSF 1L1L을 준비하십시오(mM): 125 NaCl, 2.5 KCl, 2 CaCl2,1 MgSO4,1.25 NaH2PO4,26 NaHCO3,25 포도당(표 2). 증기 압삼계를 사용하여 305-315 mOsm(pH ~ 7.55-7.6) 사이의 진동을 검증한다. 참고: 칼슘 인산염 강수량을 방지하기 위해 모든 고체 화학 물질을 H2O800mL로 미리 채워진 비커에 넣고 자성 교반기로 지속적으로 저어줍니다. MgSO를 추가 4 그리고 CaCl2 맨 끝에, 천천히 1 M 주식 솔루션에서 필요한 금액에 떨어지는.</li>
		<li>지속적으로 7.3-7.4 사이의 pH를 설정하는 카르보젠RT에서 1배 ACSF 솔루션을 버블. 참고: pH가 약간 너무 높거나 너무 낮으면 카보징 강도의 작은 조정이 충분할 것입니다. pH가 7.45보다 높은 경우, 1M NaH2PO4 용액의 몇 방울을 추가하여 조정한다.</li>
		<li>10x 슬라이스 프리 솔루션 25mL및(mM) 252mL를 함유한 비커에 1x 고자로즈 슬라이스 용액 250mL(뇌당)를 준비한다: 252 자크로, 26 NaHCO3,및 10 포도당(표3). 삼투석이 320-325 mOsm(pH ~ 7.55-7.6) 사이인지 확인합니다.</li>
		<li>7.3-7.4 사이의 pH를 제어하는 카보젠으로 10-15 분 동안 높은 자당 슬라이스 용액을 거품. 참고: pH가 7.45보다 높은 경우 1M KH2PO4 용액을 몇 방울 추가하여 조정합니다.</li>
		<li>고자당 슬라이스 용액을 울트라 냉동고(-80°C)에 20~30분 동안 저장하여 부분적으로 동결될 때까지 보관합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. 뇌 해부를 위한 작업 공간 준비
<ol><li>높은 자당 슬라이스 용액의 냉각 중에 다음을 준비하십시오.<ol>
<li>수조를 32°C로 데우습니다.</li>
		<li>환원ACSF 용액으로 회수챔버(도2A)를채우고 챔버를 수조에 놓는다. 지속적으로 복구 챔버에 주요 ACSF 병 및 ACSF에 카르보겐을 적용합니다.</li>
		<li>동물을 실험실로 안내합니다. 참고: 동물의 나이, 성별 및 긴장은 개별 적인 실험자에 의해 결정되어야 하고 특정 연구 질문에 달려 있습니다. 그러나, 동물의 매개 변수는 다른 실험 일 간의 비교성을 보장하기 위해 하나의 연구 내에서 일정하게 유지되어야한다. 이 프로토콜은 2-6주의 나이에 C57BL/6J 남성 마우스의 사용을 위해 설계되었습니다. 오래된 동물이 사용될 경우, 슬라이스 및 복구 솔루션은 급성 슬라이스의 뇌 건강을 보존하기 위해4,27 (예를 들어, NMDG+기반 용액23,28)에따라 적응해야 할 수 있습니다.</li>
		<li>마취 챔버를 준비합니다.</li>
		<li>티슈 페이퍼, 플라스틱 파스퇴르 파이펫을 넓은 개구부(컷 오픈), 얼음으로 채워진 90mm 배양 접시, 차가운 문화 접시 위에 필터 용지의 사각형, 참수, 해부 가위, 곡선 집게, 주걱, 35mm 배양 접시, 미세 브러시, 블레이드, 표본 플레이트 (진동과 함께 제공), 슈퍼 접착제, 파이펫 팁, 필터 종이 4 스트랩 (2cm x 0.5cm)(그림 2A)의상단에 필터 용지의 사각형.</li>
		<li>진동성 설정: 먼저, 올바른 설정(블레이드 이동 속도: 0.08mm/s, 절단 진폭: 1.4mm, 절단 주파수: 85Hz)에 대한 진동을 프로그래밍하고 슬라이스 챔버에 카르보겐 라인을 부착합니다. 다음으로, 슬라이스 챔버를 홀더에 놓고 슬라이스 챔버를 둘러싼 홀더를 얼음으로 채우고 모든 것을 진동에 부착합니다. 마지막으로, 진동기 블레이드홀더(그림 2B)에면도날을 놓습니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>높은 자당 용액의 동결 후 다음 단계를 수행한다.<ol>
<li>20-30 분 후, -80 °C 울트라 냉동고에서 높은 자당 슬라이스 용액을 꺼내 얼음에 비커를 유지합니다.</li>
		<li>벤치에 있는 진동체 옆에 높은 자당 용액을 놓고, 부분적으로 얼어붙은 용액을 주걱으로 분쇄하고 섞어 좋은 슬러시를 얻고 카르보겐으로 거품을 냅니다.</li>
		<li>플라스틱 파스퇴르 파이펫으로 고자장미 슬라이스 솔루션을 사용하여 차가운 90mm 배양 접시 위에 제곱 필터 용지를 담그십시오.</li>
		<li>35mm 배양 접시(또는 전체 뇌를 보관하기에 적합한 동등한 작은 용기)를 고자장미 슬라이스 솔루션(뇌 전체를 덮기에 충분함)으로 최대 75%까지 채우고 나머지 용액과 함께 비커 옆에 보관된 얼음의 문화 접시를 식힙니다. 35mm 배양 접시에 용액을 카보게네이트.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. 뮤린 뇌의 해부 및 위치
<ol><li>5% 이소플루란으로 동물을 마취시합니다. 발을 꼬집어 마취의 적절한 깊이를 결정합니다. 발 철수 반사가 발생하지 않아야합니다.</li>
	<li>티슈 페이퍼에 동물을 옮기고 강한 가위 나 작은 동물 기요틴으로 참수하십시오.</li>
	<li>해부 가위를 사용하여 두피를 잘라냅니다.</li>
	<li>처진 봉합사를 따라 calvaria를 열고 후각 전구를 포함한 전체 뇌가 보일 때까지 구부러진 집게의 도움으로 제거하십시오. 참고: 칼바리아 또는 집게의 날카로운 가장자리로 뇌를 손상시키지 않도록 주의하십시오.</li>
	<li>주걱을 사용하여 조심스럽게 뇌를 떠냅니다 (후각 전구는 부착 된 상태를 유지해야합니다).</li>
	<li>차가운 35mm 배양 접시에 뇌를 옮기고 ACSF가 채워진 파스퇴르 파이펫으로 뇌를 부드럽게 세척하여 조직으로부터 모든 머리카락 이나 혈액 입자를 제거합니다 (혈액은 뇌 조직에 세포 독성 효과가있습니다 29).</li>
	<li>차가운 90mm 배양 접시 위에 젖은 필터 용지에 주걱의 도움으로 뇌를 전달(그림 2A).</li>
	<li>블레이드를 사용하여 뇌를 반으로 자르고 두 반구를 분리하고 두 반구를 갓 잘라낸 내측쪽에 두 반구를 놓습니다.</li>
	<li>블레이드를 사용하여 등부(5%-10%)를 제거합니다. 등쪽 상단(그림 2C)30에 평행컷을가진 각 반구의 뇌는 두 반구를 갓 잘라내고 뇌의 복부 부분이 위쪽으로 향하고 있다.</li>
	<li>시편 플레이트에 슈퍼 접착제 한 방울을 놓고 파이펫 팁으로 제대로 펴서 두 반구를 모두 수용할 수 있습니다.</li>
	<li>필터 용지 스트랩을 사용하여 필터 용지 스트랩으로 복부 측면을 터치하여 모세관 힘으로 한 반구를 집어 들며 조직을 손상시키지 않습니다.</li>
	<li>다른 필터 용지 스트랩을 사용하여 시편 플레이트의 접착제 위에 등쪽 면으로 반구를 배치하기 전에 뇌의 등쪽을 조심스럽게 반건조시합니다. 두 번째 반구와 동일한 절차를 반복합니다. 참고: 반구는 진동판의 미러방식으로 수평 정렬에 배치되어야 하며, 로스트랄 면은 외부를 가리키고, 코물 면은 중간에 서로 마주보고(만지지 는 않음). 양반구의 내측은 진동블레이드와 측면면을 실험자쪽으로 가리킨다(도2D).</li>
	<li>시편 판을 슬라이스 챔버에 놓고 빠르지만 조심스럽게 얼음 차가운 고자장미 슬라이스 용액 슬러시로 덮습니다. 용액이 접착제에 닿자마자 반구를 시편 판에 단단히 고정하고 적절하게 붙입니다.</li>
	<li>반구가 고자장미 슬라이스 용액으로 적절하게 덮여 있는지 확인하고 용액이 카보겐으로 거품이 있는지 확인하십시오. 참고: 전체 해부 절차는 가능한 한 빨리 수행해야 합니다. 뇌가 매우 오랜 시간 동안 산소의 공급없이 유지되지 않도록하십시오. 그것은 높은 자당 슬라이스 솔루션 슬러시에서 뇌 침수에 참수에서 약 1-1.5 분 정도 걸릴 한다. 이것은 슬라이스의 높은 품질을 보증하기 위해 급성 뇌 슬라이스 준비에 대한 가장 중요한 요구 사항입니다.</li>
</ol>4. 뇌의 수평 슬라이스
<ol><li>반구의 내측 앞에 진동 블레이드를 배치하고 지금 위쪽으로 향하고있는 반구의 복부 측면과 동일한 높이로 낮춥다. 진동 제어의 도움으로 블레이드를 등쪽 방향으로 600 μm로 낮추고 슬라이스를 시작합니다. 블레이드는 조직에 충돌해야합니다 (그렇지 않은 경우, 블레이드를 반전하고 조금 더 하급). 처음 두 조각이 두 반구에서 완전히 분리될 때까지 슬라이스합니다.</li>
	<li>블레이드를 뒤집고 다른 300 μm을 낮추고 다시 슬라이스합니다.</li>
	<li>해마가 보이면 (필요한 경우 마우스31 뇌 아틀라스를 사용하여 도움을 요청)(그림 2E)확대 플라스틱 파스퇴르 파이펫으로 조각을 수집합니다. 카우다테 푸타멘이 해마 옆에서 보일 때까지 조각을 수집합니다. 전형적으로, 300 μm(반구당 4-6)의 8-12슬라이스 사이마우스 뇌를 위해 수집될 수 있다.</li>
	<li>플라스틱 파스퇴르 파이펫을 사용하여 조각을 수집하고 수조(그림 2F)의복구 챔버로 전송합니다 (슬라이스 챔버에서 떠다니는 것을 방지하기 위해 슬라이스의 각 라운드 후 조각을 수집). 참고: 가능한 한 빨리 작업하고 높은 자당 슬라이스 솔루션이 전체 절차 중에 얼음처럼 차갑고 환전되도록 하십시오. 필요한 경우 슬라이스 챔버 를 둘러싼 얼음을 다시 채웁니다.</li>
</ol>5. 전기 생리학적 기록을 위한 뇌 슬라이스 회복
<ol><li>ACSF가 채워진 복구 챔버에 슬라이스를 32°C 수조에 1시간 동안 둡니다. 참고: 복구 챔버도 시판됩니다.</li>
	<li>수조에서 복구 챔버를 가져 가라.</li>
	<li>추가 응용 프로그램을 시작하기 전에 복구를 위해 적어도 30분 동안 조각을 RT에 놓습니다.</li>
</ol>6. 해마의 내측 천공 경로 (MPP)에서 fEPSP 녹음
<ol><li>가로 파이펫 풀러와 보로실리케이트 유리 모세혈관에서 녹음 파이펫을 당겨 ACSF 솔루션으로 채워지고 ACSF가 채워진 녹음 챔버에 침지될 때 ~ 2 MΩ 크기의 파이펫을 받습니다.</li>
	<li>레코딩 챔버에 연결된 중력 제어 다중 배럴 관류 시스템에서 적절한 화학 물질(예를 들어, Bicuculline)을 포함하는 ACSF 목욕 용액 및 ACSF 용액을 채우는 다중 배럴 관류 시스템을 채우는 다중 배럴 배스용. 모든 솔루션을 지속적으로 카보게네이트합니다.</li>
	<li>녹음 챔버의 관류 라인의 반대방향으로 끝나는 흡입 튜브에 연결된 연동 또는 진공 펌프를 켭니다. ACSF가 채워진 배럴을 열고 연속 흐름(초당 1-2 방울)을 설정합니다. 참조 전극이 ACSF 솔루션에 침수되어 있는지 확인합니다.</li>
	<li>설정 컴퓨터, 증폭기, 미세 조작기, 자극기, 현미경 광등, 카메라 및 모니터(해당하는 경우)를 켭니다.</li>
	<li>전기 생리학적 기록에 적합한 소프트웨어를 엽니다(전기 생리장비를 위한 여러 가지 하드웨어 및 소프트웨어 제공업체가 있음).</li>
	<li>1개의 뇌 슬라이스 반구를 회복챔버로부터 슬라이스 설정의 기록 챔버로 옮기고, 시야내의 기질류 과립 세포층 및 분자층을 사용하여 올바른 방향으로 배치한다. 자극 전극이 내측 피질의 방향에서 슬라이스의 MPP에 도달할 수 있는지 확인하고 기록 전극이 CA3의 방향에서 정반대측에서 MPP에 접근할 수 있는지 확인하십시오.</li>
	<li>종이클립(그림 3A)또는 시판 가능한 뇌 슬라이스 그리드로 기록 챔버에서 슬라이스를 안정화시합니다. 참고: 슬라이스 전송 및 위치 지정 중에 관류를 끄는 것이 유용할 수 있습니다. 그러나, 이것은 뇌 슬라이스의 품질을 보장하기 위해 너무 오래 걸리지 않아야합니다.</li>
	<li>과립 세포층(도3B)에가까운 분자층의 하부 3분의 1에서 MPP에 기록 및 자극 전극을 하강하고 배치하여 약 100-150 μm의 거리에서 서로 마주한다. 자극 전극은 표면에 최소한의 접촉해야 하며, 기록 전극은 상층층에 약간 침투해야 합니다.</li>
	<li>fEPSP 신호를 얻기 위해 뇌 슬라이스에 낮은 강도 자극(0.1 ms용 30-50 μA)을 적용합니다. 필요한 경우 전극의 위치를 조정합니다(예: 낮거나 비정형모양fEPSP 신호).</li>
	<li>입력 출력 곡선 녹음 시작: 30초 간격으로 뇌 슬라이스에 자극 강도 증가 적용.</li>
	<li>자극 강도를 최대 fEPSP 응답의 50%로 설정하고 뇌 슬라이스에 30초 간격으로 20~40분 동안 50% 자극 강도를 적용한 기준선 fEPSP 레코딩을 시작합니다.</li>
	<li>기준선이 안정된 것처럼 보이는 경우 추가 기록(예: LTP/LTD 프로토콜 및/또는 약물 응용 프로그램)을 진행합니다. (MPP의 LTP 유도의 경우, 여기서 5분 간격으로 적용된 4회 1s 100Hz 펄스로 구성된 프로토콜이 사용되었다. 비큐컬린은 컨디셔닝 단계 전과 10분 전에 적용하였다.) 참고: 모든 레코딩은 적절한 로우패스 필터링(&5kHz) 및 샘플링 속도(>10 kHz)를 통해 현재 클램프 모드에서 수행해야 합니다.</li>
	<li>적절한 파일 형식으로 데이터를 추출하고 섬유 발리, fEPSP 진폭 및 fEPSP 경사와 같은 fEPSP 매개 변수를 분석합니다.</li>
</ol>7. 칼슘 이미징 뇌 슬라이스 기록
<ol><li>12웰 챔버에서 뇌 슬라이스 반구 하나를 옮기고 적절한 칼슘 염료로 30 분에서 1 시간 동안 적재하십시오. 12웰 플레이트의 뚜껑에 자체 제작 구멍(핫 18G 바늘)을 통해 카보게네이션 튜브를 삽입하여 로딩 용액을 지속적으로 카보게네이트합니다. 참고: 이 단계는 내인성 GCaMP와 같은 형광 기자를 내인성적으로 표현하는 유전자 변형 동물의 뇌 슬라이스 제제의 경우 필요하지 않습니다.</li>
	<li>6.2-6.5 단계에서 설명한 대로 레코딩 설정을 준비합니다. 참고: 미세 불피성 이미징 실험에는 증폭기 나 미세 조작기가 필요하지 않습니다. 자극기의 사용은 실험에 따라 다릅니다. 형광 이미징 실험을 위한 특정 소프트웨어는 필수적입니다.</li>
	<li>올바른 이미징 설정으로 소프트웨어를 조정합니다: 여기에는 카메라 증폭기 및 비닝 설정, 파장의 설정, 노출 시간 및 타이밍 프로토콜이 포함됩니다. 설정은 정확한 실험에 따라 다를 수 있습니다. (예시 흔적의 경우, 1 x 1 비닝, 2.4배 사전 증폭기 게인, 300 EM 카메라 게인, 488 nm에서 50ms의 노출이 실험 기간 동안 500ms마다 반복되었다.)</li>
	<li>칼슘 염료로 적재 한 후, 뇌 슬라이스 반구를 12웰에서 기록 챔버로 옮기고 현미경 단계에 배치합니다.</li>
	<li>6.7단계에서 설명된 것과 유사한 종이클립(그림 3A)또는 시판 가능한 뇌 슬라이스 그리드로 기록 챔버내의 슬라이스를 안정화한다.</li>
	<li>관심 영역이 올바른 현미경 분야와 초점에 있는지 확인하십시오.</li>
	<li>형광 이미징 소프트웨어를 사용하여 슬라이스의 여러 관심 영역(ROI)을 선택합니다. 참고: 광표백으로 인해 밝기의 일반적인 변동을 따르도록 전체 시야를 선택하는 것이 유용할 수 있습니다.</li>
	<li>레코딩을 시작하고 선택한 시점에서 실험 적 시험 약물을 적용하십시오. 참고: 각 실험의 끝에 높은 K+ 용액을 적용하여 세포의 신경 특성과 슬라이스 품질을 확인하는 것이 좋습니다.</li>
	<li>적절한 파일 형식으로 데이터를 추출하고 전체 측정을 통해 ROI에서 발생하는 형광 신호 변화를 분석합니다. 오프라인 분석 중에 ROI를 조정할 수도 있습니다. 참고: 뇌 슬라이스에서 fEPSP 기록 및 칼슘 미세 불피계를 설명하는 다른 프로토콜은 문헌24,32,33,34, 35에서사용할 수 있습니다.</li>
</ol>

저자는 공개 할 것이 없습니다.

신경 과학 지역 사회 중 일반적으로 사용 되 고 있지만, 두뇌 슬라이스 준비는 또한 몇 가지 단점에 직면. 예를 들어, 관심 있는 뇌 영역에 대한 입력 및 출력 연결은 더 이상 뇌 슬라이스에 연결되지 않습니다. 더욱이, 일단 고립되면, 조직은 시간이 지남에 따라 천천히 저하하기 시작하고이 과정은 뇌 슬라이스의 생리적 상태를 변경할 수 있습니다. 특히 이 주제는 대부분의 뇌 슬라이스 기록이 몇 분에서 몇 시간까지 걸리기 때문에 매우 우려되며, 이는 실험 시작 전에 6-8 h까지 격리 된 조직에서 수행 된 기록으로 긴 실험 일을 초래합니다. 또한, 뇌척수액과 혈액 순환은 슬라이스 준비 중에 중단되어 뇌 슬라이스 내의 중요한 내인성 화합물이 부족할 수 있습니다. 그리고 가장 명백하게, 슬라이스 절차 자체는 얻은 결과를 손상시킬 수 있는 기계적인 조직 손상을 일으키는 원인이 될 수 있습니다. 그러나, 뇌 슬라이스 준비의 실제 혜택은 여전히 그들의 단점을 능가, 그래서 그들은 높은 평가 및 신경 과학 연구에 사용 하는 기술을 제시.
급성 해마 뇌 슬라이스는 분자 수준에서 복잡한 뇌 회로 연구에 이르기까지 신경 과정을 조사하는 강력하고 널리 사용되는 기술을 제시합니다. 이것은 쉽게 슬라이스 준비에 보존 할 수있는 해마의 이상적인 신경해부학을 기반으로18. 따라서 해마 뇌 슬라이스는 약물 검진17,인지 기능40, 41,병리학적 뇌 질환 에 대한 조사(14,42,43)등 다양한 과학 연구 프로젝트에 사용된다. 그러나 다양한 응용 분야의 광범위한 응용 분야는 해부 조건 및 절단 평면 방향과 같은 다양한 매개 변수에서 다를 수 있는 광범위한 사용 가능한 슬라이스 준비 프로토콜을 발생시킵니다. 따라서 적절한 슬라이스 준비 프로토콜을 선택하려면 과학 프로젝트의 정확한 연구 문제를 결정해야 합니다.
티슈 헬기는 해마 뇌 슬라이스44,45를준비하기 위해 가장 오래된 사용 기술 중 하나를 제시한다. 이 준비 방법의 주요 장점은 헬기의 저렴한 비용과 빠르고 쉬운 사용(46)을포함한다. 그러나, 조직 헬기는 형태학적 변경 및 세포 사멸을 초래하는 기계적 스트레스를유발한다(47). 이에 비해 진동은 다소 비싼 기계이며 슬라이스 준비 시간이 크게 증가하여 슬라이스의 품질에 영향을 미칠 수 있습니다. 그러나, 진동은 일반적으로 조직에서 조각을 분리하는 보다 부드러운 방법을 제공하고 뇌를 전체 격리 절차를 통해 멋지게 냉각및 산소화하여 슬라이스특성(46)을개선할 수 있게 한다. 따라서, 몇몇 그룹은 표준적으로 이 기술을 채택하고 진동기16,30,48을사용하여 급성 해마 뇌 슬라이스의 제조를 위한프로토콜을앞으로 가져왔다. 일부 프로토콜은 슬라이스 자체에 대한 몇 가지 세부 사항만 제공하지만 오히려 이러한 슬라이스 준비(48)의특정 응용 프로그램에 초점을 맞추고 있지만, 다른 프로토콜은 절단 평면 또는 기타 프로토콜 세부 사항 (예 : 아가로즈 포함 또는 슬라이스 / 복구 솔루션)에서 다른 상세한 슬라이스 프로토콜을 제공합니다27,30.
여기에 설명된 프로토콜은 젊은 동물로부터 고품질급성 수평 해마 마우스 뇌 조각을 준비하기 위한 간단한 방법을 제시한다. 이 프로토콜은 내측 피질에서 해마8,49,50으로진행되는 해마 입력 경로를 제시하는 천공 경로(내측 및 측면)를 보존하는 데 특히 유용하다. 궁수, 관상, 뿐만 아니라 고립 된 해마 가로 슬라이스 준비 제대로 천공 경로를 보존하지 않습니다, 이는 주로 층 II와 내측 피질의 V에서 유래 하 고 해마 내에서 여러 영역에 프로젝트18. 해마와 관련하여 내토경 피질의 해부학적 위치로 인해, 수평 뇌 슬라이스는 슬라이스제제(31)내에서 완전히 그대로 천포성 경로 섬유를 유지하기 위해 필수적이다. 또한, 수평 슬라이스는 이상적으로 해마9,30,50내에서 CA3 뉴런에 dentate gyrus에서 프로젝트 이끼 섬유를 보존한다. 따라서, 이러한 제제 방법은 해마 입력 경로 및 DG 관련 공정을 조사하는 연구를 위한 높은 가치이다. 또한,이 프로토콜은 쉐퍼 담보 경로(50)의조사를 허용한다. 그러나, 궁수 및 관상 동맥 두뇌 슬라이스 준비는 CA3에서 CA1 섬유 투영을 조사할 때 더 일반적으로 사용됩니다, 아마도 고품질 의 조각을 얻기의 기회를 증가시킬 수 있는 그들의 약간 더 빠른 준비 시간 때문일 수 있기 때문에. 그럼에도 불구하고, 수평 해마 슬라이스 준비는 하나의 슬라이스 반구 내의 모든 해마 섬유 경로의 보존 및 조사를 허용하기 때문에 강력한 연구 도구를 제시한다. 이는 회로 응답이 여러 전극 분석 기록과 같이 연구될 때 특히 유용할 수 있습니다.
뇌 조각을 준비할 때 주요 관심사는 뇌 조직의 적절한 보존입니다. 이는 빠른 해부, 조직의 연속및 충분한 산소화 및 냉각, 저나트륨, 고자당 슬라이스 용액39,51을이용한 보호 절단 방법을 사용하여 뇌 조직의 보호를 포함한 우리의 프로토콜에서 몇 가지 중요한 단계에 의해 달성된다. 여기에 설명된 프로토콜이 약 90%의 성공률을 산출한다는 사실에도 불구하고, 나이가 많거나 유전적으로 다양한 동물에서 파생된 조직으로 작업하거나 특정 세포 인구를 보존하려고 할 때 잠재적으로 추가적인 보호 단계가 필요할 수 있습니다. 몇몇 방법은 이미 민감한 두뇌 조직 준비를 보호하기 위하여 보고되었습니다. 이러한 방법은 나트륨투과(52)를줄이기 위한 NMDG 기반 슬라이싱 용액의 사용, NMDA 수용체활성(53)을차단하기 위해 슬라이싱 용액에서 높은 마그네슘 수준을 사용하고, 또한 복구 기간 동안 보호 용액의 장기간 사용(23)을 포함한다. 이러한 모든 조치는 감소 된 흥분 독성을 초래할 것이다. 또한, 얼음 차가운 보호 ACSF 솔루션과 트랜스 카다이얼 관류는 종종 사용 되 고 오래 된 동물과 함께 작업 하는 경우 필요(27)
급성 해마 뇌 슬라이스는 상대적으로 두꺼운 (300-500 μm) 급성 뇌 슬라이스로부터 얻을 수있는 높은 진폭 신호와 같은 이유로 전기 생리학적 연구에 이상적으로 적합하고 광범위하게 사용되며, 이는 높은 신호 대 잡음비(11)를보장한다. 표준화적으로 사용되는 전기 생리학적 응용 분야는 전압 또는 전류 클램프 모드에서 세포외 필드 기록 및 세포 내 전세포 기록을 포함한다. 고품질 전기생리학적 데이터를 획득하기 위해 슬라이스 건강은 주요 관심사이며 제시된 프로토콜을 엄격하게 따르면 보장될 수 있다. 그러나 슬라이스 준비는 매우 민감한 기술을 제시하므로 각 실험이 시작되기 전에 품질 검사를 정기적으로 포함해야합니다. 여러 매개 변수는 슬라이스의 품질 검사로 사용할 수 있으며 입력 출력 곡선 및 기준선 fEPSP 또는 EPSC레코딩(19)을통해 표준적으로 평가된다. 그럼에도 불구하고, 최적 이하의 전기생리학적 특성은 전극 위치, 방향 또는 손상과 같은 실험적 오류에서 발생할 수 있으며 준비된 슬라이스의 건강만을 나타내지 않는다는 점에 유의해야 한다. 따라서, 40배 목표 또는 DAPI 핵 염색하에서 세포의 간단한 시각화 및 평가와 같은 추가 품질 제어를 수행하는 것이 바람직하다. 이러한 품질 검사는 여러 슬라이스 준비 세션을 통해 일정한 슬라이스 상태를 확인하는 데 사용할 수 있습니다.
칼슘 미세 불피성은 해마 뇌 슬라이스를 연구하는 데 덜 일반적으로 사용되는 기술을 제시합니다. 그러나, 이 기술은 표준 세포외 및 세포내 전극 기록에 추가적인 가치입니다, 그것은 신경 및 시냅스 신호에서 높은 중요성인 세포내 칼슘 플럭스를 시각화하고 정량화할 수 있기 때문에. 세포내 칼슘 농도의 변화는 신경 전달 물질 소포 방출, 포스트 냅틱 잠재적 인 생성, 시냅스 가소성 및 축삭 신경전도의 조절에 관여54,55,56. 이 기술의 그림으로(그림 4),우리는 시판되는 칼슘 염료를 사용했습니다. 틀림없이, 칼슘 염료를 가진 조직 조각의 처리는 더 낮은 위치신경 세포의 증가된 실험 시간 프레임 및 비효율적인 적재와 같은 어려움을 산출할 수 있습니다. 그러나 이 기술의 변형은 이러한 기술적 과제를 회피하는 데 사용될 수 있습니다. 예를 들어, 해마 슬라이스에 칼슘 측정 및 패치 클램프 레코딩을 결합할 수 있습니다. 이러한 방식으로, 칼슘 형광염은 패치 파이펫을 통해 특정 세포에 적재될 수 있어, 관심 있는 한 특정 셀에서 칼슘 역학의 측정을허용(57). 대안적으로, 칼슘 표시기를 표현하는 유전자 조작 동물, GCaMP58,전체 두뇌에서, 또는 세포 특정 promotor에 의해 구동되는, 이용될 수 있었습니다. 흥미롭게도, 관심있는 단백질에 직접 링커를 가진 GCaMP 동물에서 뇌 조직은 신경 발현 패턴을 결정하거나 칼슘 불꽃과 파도에 관여를 조사 할 수있는 기회를 제공 할 수 있습니다.
전부, 우리는 전기 생리및 화상 진찰 기록을 위한 마우스에서 건강하고 실행 가능한 수평 해마 두뇌 조각의 성공적인 준비를 위한 지침을 제공합니다. 이 방법론은 dentate gyrus에 기술된 두뇌 병리에서 생기는 신경학상 변경에 접근하는 것은 아주 유용합니다.

해마의 광범위한 탐구는 스코빌과 밀너가 심한 간질1에대한 치료로 해마와 인근 측두엽 구조의 외과 제거 후 새로운 선언적 기억을 형성하기 위해 환자 (H.M.)의 무능력을보고 했을 때 시작되었다. 그 순간부터 해마는 일반 뉴런 특성에서 부터 간질 및 알츠하이머 병2,3,4,5와같은 심각한 뇌 질환의 발달까지 광범위하게 연구되고있다. 해마는 감정과 기억 형성에 관여하는 관련 뇌 구조의 그룹으로 구성된 변연 시스템의 일부입니다6,7. 여러 섬유 통로의 조밀한 네트워크는 내부 및 외부 뇌 구조에 대한 엄격한 해마 연결을 달성합니다. 이러한 경로는 내측 및 측면 천포성 경로(내측 및 측면 천포성 경로(내측 성 피질- CA3 – CA1 및 subiculum)8,이끼 섬유 경로(DENtate gyrus to CA3)9 및 샤퍼 담보/협회 공동 통로(CA3 에서 CA1)10(도 1)을포함한다. 해마는 뉴런 층 형성의 매우 보존 된 라미나르 조직, 그리고 상대적으로 쉽게 중요한 신경 문화와 뇌 조각을 얻을 수있는 가능성5때문에 지금까지 가장 광범위하게 탐구 뇌 영역 중 하나를 제공합니다.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61753/61753fig01.jpg"> 그림 1: 다양한 해마 영역과 주요 섬유 경로를 보여주는 만화. 다른 해마 영역은 고체 색선으로 표시됩니다 : 내측 피질 (EC; 블랙), 덴테이트 자이러스 (DG; 오렌지), 코르누 암모니스 (CA) 3 (시안), 2 (노란색), 1 (마젠타), 및 체질 (녹색). 섬유 통로는 유색 점선으로 표시됩니다: 내측(MPP, 적색) 및 측면 천공경로(LPP, 파란색) (내톨리날 피질에서 덴테이트 자이러스, CA3, CA1 및 체큐럼까지), 이끼 섬유 통로(MF, 바이올렛) (덴테이트 자이러스에서 CA3까지) 및 샤퍼 담보(SC, 브라운) (CA3에서 CA1까지)/협회 쉼표 경로(AC, KR1). <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/61753/61753fig01large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
두뇌 슬라이스 프로토콜은 종종 관심의 영역에 더 먼 뇌 영역에서 연결의 손실을 초래5. 더욱이, 모세혈관은 더 이상 기능성5이고 혈액 순환은11을박탈한다. 이러한 제한에도 불구 하 고, 두뇌 조각 여전히 주로 다양 한 장점으로 인해 해 마의 신경 생리 기능의 조사에 사용 됩니다. 첫째, 해마의 추출은 빠르며많은 물질이 필요하지 않습니다. 유일한 필수 기기는 해부 키트, 실험실 수조, 카보겐에 대한 액세스 및 진동 마이크로 토메 (진동)13을포함한다. 뇌 슬라이스 기술의 다른 자산은 실험시작 전내인성 방출 분자의 혈액-뇌 장벽(BBB)과 내인성 방출 분자의 세척이 5로, 비교적 정밀한 투여량조절(14)을가진 약물의 효과를 연구할 수 있게 한다. 더욱이, 뇌슬라이스는 해마15,16내의 사이토-아키텍처 및 시냅스 회로를 보존하며, 여기서 신경 해부학및 신경발달과 복잡한 뉴런-glia 상호작용이 있는 지역 환경은4,11,17로보존된다. 또한, 해마 섬유 연결은 주로 단방향및 해마 뉴런이 높은 시냅스 가소성을 가지며, 이는 신경학적 과정을 이해하기 위해 고품질 전기 생리학적 기록의 수집 및 해석을 엄청나게 단순화한다18,19. 중요한 것은, 뇌 슬라이스는 이미징 기록을 통해 분자 생물학적 기술에서 부터 전기 생리학적 측정12,20,21,22,23,24,25,26까지다양한 과학 기술에 적용할 수 있는 귀중한 자산을 제시한다.
위에서 설명한 바와 같이, 해마 뇌 슬라이스는 시냅스 연결의 구조적 및 기능적 특징을 연구하는 강력한 실험 도구를 제시합니다. 이것은 신경 흥분성 및 가소성에 화학 제품 또는 돌연변이의 효력을 평가할 기회를 제공합니다16.
급성 뇌 슬라이스 제제는 상대적으로 민감한 기술을 제시하고 최적의 슬라이스 품질은 동물의 나이, 안락사 방법, 해부 및 슬라이스의 속도, 슬라이스 솔루션 및 파라미터 (예를 들어, 슬라이스 속도)뿐만 아니라 슬라이스복구4를위한조건을 포함하여 이상적인 실험 조건에 크게 의존한다. 따라서 잘 설계된 프로토콜은 매우 중요하며 다른 연구단위(13)에걸쳐 재현성을 확보합니다.
여기서, 우리는 해마 측면 및 내측 천공 경로 및 이끼 섬유 통로의 무결성을 보존하기 위한 목적으로 급성 수평 해마 슬라이스 제제에 대한 상세한 프로토콜을 제공하여, 덴테이트 자이루스 관련 과정의 조사를허용하고 있다 9. 우리는 미세하게 해부, 추출 및 수평으로 뮤린 뇌를 슬라이스하는 주요 단계를 설명합니다, 칼슘 - 미세 불플루오리 메트릭 기록 및 필드 흥분 포스트 naptic 잠재적 기록의 대표적인 결과 다음 (fEPSP) 기준 조건하에서 및 야생 유형 C57BL / 6J 마우스의 뇌 조각에 LTP 유도 프로토콜 동안.

<table><tbody><tr><td>Anesthesia chamber</td><td>home made - Generic</td><td>N/A</td><td>plexiglas</td></tr><tr><td>Anesthesia vaporizer</td><td>Dr&amp;auml;ger &amp;amp; MSS International Ltd</td><td>Isoflurane Vapor 19.3 &amp;amp; MSS Isoflurane</td><td>to vaporize isoflurane for rodent anesthetization</td></tr><tr><td>Barrels for the perfusion system</td><td>TERUMO</td><td>Hypodermic syringes without needle</td><td>https://www.terumotmp.com/products/hypodermics/terumo-hypodermic-syringes-without-needle.html</td></tr><tr><td>Bicuculline methiodide</td><td>hellobio</td><td>HB0893</td><td>https://www.hellobio.com/bicuculline-methiodide.html</td></tr><tr><td>Borosilcate glass capillaries</td><td>Science Products</td><td>GB150F-8P</td><td>https://science-products.com/en/shop/micropipette-fabrication-1/capillary-glass-for-micropipette-pullers/borosilicate-glass-capillaries/borosilicate-filament-polished</td></tr><tr><td>Calcium chlorid dihydrate</td><td>Merck</td><td>102382</td><td>https://www.merckmillipore.com/BE/en/product/Calcium-chloride-dihydrate,MDA_CHEM-102382?ReferrerURL=https%3A%2F%2Fwww.google.com%2F</td></tr><tr><td>Calcium Imaging software</td><td>Till Photonics</td><td>LiveAcquisition v2.3.0.18</td><td></td></tr><tr><td>Carbogen tank</td><td>Air Liquide</td><td>Alphagaz mix B50</td><td>Gasmixture CO2/O2: 5/95, purity 5</td></tr><tr><td>Cluster microelectrode</td><td>FHC</td><td>CE2C55</td><td>https://www.fh-co.com/product/cluster-microelectrodes/</td></tr><tr><td>Culture dish (35 mm)</td><td>Corning Life Sciences</td><td>353001</td><td>https://ecatalog.corning.com/life-sciences/b2c/US/en/Cell-Culture/Cell-Culture-Vessels/Dishes%2C-Culture/Falcon&amp;reg;-Cell-Culture-Dishes/p/353001</td></tr><tr><td>Culture dish (90 mm)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>101VR20</td><td>https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/101R20#/101R20</td></tr><tr><td>Curved forceps</td><td>Fine Science tools</td><td>11270-20</td><td>https://www.finescience.de/de-DE/Products/Forceps-Hemostats/Dumont-Forceps/Dumont-7b-Forceps/11270-20</td></tr><tr><td>D-AP5</td><td>hellobio</td><td>HB0225</td><td>https://www.hellobio.com/dap5.html</td></tr><tr><td>D-(+)-Glucose monohydrate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>16301</td><td>https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sial/16301?lang=en&amp;amp;region=BE</td></tr><tr><td>Digital CMOS camera</td><td>HAMAMATSU</td><td>ORCA-spark C11440-36U</td><td>https://www.hamamatsu.com/eu/en/product/type/C11440-36U/index.html</td></tr><tr><td>Dissection scissors</td><td>Fine Science tools</td><td>14058-09</td><td>https://www.finescience.de/de-DE/Products/Scissors/Standard-Scissors/Fine-Scissors-ToughCut&amp;reg;/14058-09</td></tr><tr><td>DNQX</td><td>hellobio</td><td>HB0262</td><td>https://www.hellobio.com/dnqx-disodium-salt.html</td></tr><tr><td>EMCCD camera</td><td>Andor</td><td>iXon TM + DU-897E-CSO-#BV</td><td>https://andor.oxinst.com/products/ixon-emccd-cameras?gclid=CjwKCAjw97P5BRBQEiwAGflV6ULsKjXfhN2YZxtvsWAmF4QghyXZKuqYHVMa6KU9JyS80ATQkSKeBBoCIM0QAvD_BwE</td></tr><tr><td>EPC10 USB Double Patch Clamp Amplifier</td><td>HEKA Elektronik</td><td>895278</td><td>https://www.heka.com/sales/brochures_down/bro_epc10usb.pdf</td></tr><tr><td>Filter paper</td><td>VWR</td><td>516-0818</td><td>grade 413</td></tr><tr><td>Fine brush</td><td>Raphael Kaerell</td><td>8204</td><td>Size #1</td></tr><tr><td>18G needle</td><td>Henke Sass Wolf Fine-Ject</td><td>18G X 1 1/2&quot; 4710012040</td><td>https://www.henkesasswolf.de/cms/de/veterinaer_produkte/produkte_vet/einmalkanuelen/hsw_henke_ject_einmalkanuelen/</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Dechra Veterinary Products</td><td>Iso-Vet 1000mg/g</td><td>250 ml bottle</td></tr><tr><td>Loctite 406</td><td>Henkel Adhesive technologies</td><td>Loctite 406</td><td>Super glue</td></tr><tr><td>Magnesium sulfate heptahydrate</td><td>Merck</td><td>105886</td><td>https://www.merckmillipore.com/BE/en/product/Magnesium-sulfate-heptahydrate,MDA_CHEM-105886?ReferrerURL=https%3A%2F%2Fwww.google.com%2F</td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>Luigs &amp;amp; Neumann</td><td>SM-10 with SM-7 remote control system</td><td>https://www.luigs-neumann.org</td></tr><tr><td>Microscope (for calcium imaging)</td><td>Olympus</td><td>BX51WI</td><td>https://www.olympus-lifescience.com/de/microscopes/upright/bx61wi/</td></tr><tr><td>Microscope (for ephys recordings)</td><td>Zeiss</td><td>Axio Examiner.A1</td><td>https://www.micro-shop.zeiss.com/de/de/system/axio+examiner-axio+examiner.a1-aufrechte+mikroskope/10185/</td></tr><tr><td>Microscope light source</td><td>CAIRN Research</td><td>dual OptoLed power supply</td><td>https://www.cairn-research.co.uk/product/optoled/</td></tr><tr><td>Monochromator</td><td>Till Photonics</td><td>Polychrome V</td><td></td></tr><tr><td>N-Methyl-D-aspartic acid (NMDA)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M3262</td><td>https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/m3262?lang=en&amp;amp;region=BE</td></tr><tr><td>Oregon Green&amp;reg; 488 BAPTA-1</td><td>Invitrogen Molecular Probes</td><td>#06807</td><td>10x50ug</td></tr><tr><td>Osmometer</td><td>Wescor</td><td>5500 vapor pressure osmometer</td><td>to verify osmolarity of salt solutions</td></tr><tr><td>Peristaltic pump</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>Masterflex C/L 77120-62</td><td>https://www.fishersci.be/shop/products/masterflex-peristaltic-c-l-dual-channel-pump-2/p-8004229</td></tr><tr><td>pH meter</td><td>WTW</td><td>inoLab series pH 720</td><td>https://www.geminibv.nl/wp-content/uploads/manuals/wtw-720-ph-meter/wtw-inolab-ph-720-manual-eng.pdf</td></tr><tr><td>Pipette puller</td><td>Sutter Instrument</td><td>P-1000</td><td>https://www.sutter.com/MICROPIPETTE/p-1000.html</td></tr><tr><td>Potassium chlorid</td><td>Chem-lab</td><td>CL00.1133</td><td>https://www.chem-lab.be/#/en-gb/prod/1393528</td></tr><tr><td>Potassium dihydrogen phosphate</td><td>Merck</td><td>104873</td><td>https://www.merckmillipore.com/BE/en/product/Potassium-dihydrogen-phosphate,MDA_CHEM-104873?ReferrerURL=https%3A%2F%2Fwww.google.com%2F</td></tr><tr><td>Razor blade to prepare hemispheres</td><td>SPI supplies</td><td>Safety Cartridge Dispenser - Pkg/10</td><td>GEM Scientific Single Edge Razor Blades</td></tr><tr><td>Razor blade for vibratome</td><td>Ted Pella Inc</td><td>121-6</td><td>double edge breakable style razor blades (PTFE-coated stainless steel)</td></tr><tr><td>Recovery chamber</td><td>home made - Generic</td><td>N/A</td><td>to collect and store brain slices in (see details in manuscript)</td></tr><tr><td>Scissors</td><td>Any company</td><td>N/A</td><td>Blade should be well sharpened and at least 15 cm long for easy decapitation</td></tr><tr><td>Silver electrode wire</td><td>Any company</td><td></td><td>for recording and reference electrodes</td></tr><tr><td>Sodium dihydrogen phosphate dihydrate</td><td>Merck</td><td>106342</td><td>https://www.merckmillipore.com/BE/en/product/Sodium-dihydrogen-phosphate-dihydrate,MDA_CHEM-106342?ReferrerURL=https%3A%2F%2Fwww.google.com%2F</td></tr><tr><td>Sodium hydrogen carbonate</td><td>Alfa Aesar</td><td>14707</td><td>https://www.alfa.com/en/catalog/014707/</td></tr><tr><td>Sodium chlorid</td><td>Fisher Scientific</td><td>S/3160/60</td><td>https://www.fishersci.co.uk/shop/products/sodium-chloride-certified-ar-analysis-meets-analytical-specification-ph-eur/10428420</td></tr><tr><td>Software for field recordings</td><td>HEKA Elektronik</td><td>PatchMaster</td><td>https://www.heka.com/downloads/software/manual/m_patchmaster.pdf</td></tr><tr><td>Spatula</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S9147-12EA</td><td>https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/s9147?lang=en&amp;amp;region=BE</td></tr><tr><td>Stimulator</td><td>A.M.P.I</td><td>ISO-FLEX</td><td>http://www.ampi.co.il/isoflex.html</td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>VWR International Ltd.</td><td>102745C</td><td>https://es.vwr-cmd.com/ex/downloads/magazine/lupc_userguide_uk.pdf</td></tr><tr><td>Tubing for carbogen, perfusion and suction lines 1</td><td>Warner Instruments</td><td>64-0167</td><td>Tygon tubing (TY-50) for standard valve systems</td></tr><tr><td>Tubing for carbogen, perfusion and suction lines 2</td><td>Fisher Scientific</td><td>800/100/200 &amp;amp; 800/100/280</td><td>Smiths Medical Portex Fine Bore LDPE Tubing</td></tr><tr><td>Vacuum pump</td><td>home made - Generic</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>8 valve multi-barrel perfusion system</td><td>home made</td><td>N/A</td><td>consists of barrels, tubing and a self-made automated valve control (specifications of all purchased parts can be found in this Table)</td></tr><tr><td>Magnetic valves (to control the perfusion lines)</td><td>NResearch Inc.</td><td>p/n 161P011</td><td>https://nresearch.com/</td></tr><tr><td>Vibratome</td><td>Leica</td><td>14912000001</td><td>Semi-automatic vibrating blade microomei VT1200</td></tr><tr><td>Water bath</td><td>Memmert</td><td>WNB 7</td><td>https://www.memmert.be/wp-content/uploads/2019/09/Memmert-Waterbath-WNB-7.en_.pdf</td></tr><tr><td>Water purification system</td><td>Merck</td><td>Synergy millipore</td><td>to obtain highly purified water</td></tr><tr><td>12-well plates</td><td>Greiner Bio-One</td><td>CELLSTAR, 665180</td><td>http://www.greinerbioone.com/UserFiles/File/Catalogue%202010_11/UK/3680_005-Kapitel1_UK.pdf</td></tr></tbody></table>

horizontal hippocampal slices of the mouse brain

해마는 변반 시스템의 일부이며 알츠하이머 병과 간질을 포함한 심각한 뇌 질환의 증상뿐만 아니라 기억 형성 및 통합에 관여하는 뇌의 고도로 조직 된 구조입니다. 해마는 높은 수준의 인트라 및 상호 연결을 받아 내부 및 외부 뇌 구조와의 적절한 의사 소통을 확보합니다. 이러한 연결은 섬유 경로의 형태로 서로 다른 정보 흐름을 통해 수행됩니다. 뇌 조각은 해마의 신경 생리적 기능을 탐구 할 때 자주 사용되는 방법론입니다. 해마 뇌 슬라이스는 전기 생리학적 기록, 가벼운 현미경 측정뿐만 아니라 여러 분자 생물학적 및 조직화학 적 기술을 포함한 여러 가지 응용 분야에 사용할 수 있습니다. 따라서, 두뇌 조각은 단백질 기능을 평가하기 위하여 이상적인 모형 시스템을 나타냅니다, 신경 장애에 관련된 병리학적인 프로세스를 조사하기 위하여 뿐만 아니라 약 발견 목적을 위해.
슬라이스 준비의 여러 가지 방법이 존재한다. 진동으로 뇌 슬라이스 제제는 조직 구조를 더 잘 보존하고 슬라이스 중에 충분한 산소 공급을 보장하며, 이는 조직 헬기의 전통적인 사용에 비해 이점을 제공합니다. 또한, 다른 절단 평면은 진동 뇌 슬라이스 준비를 위해 적용 될 수있다. 여기서, 마우스 두뇌의 진동 절단 수평 해마 조각의 성공적인 준비를 위한 상세한 프로토콜이 제공됩니다. 다른 슬라이스 제제와는 달리, 수평 슬라이스는 내경-해마 상호 작용의 조사를 용이하게 하는 슬라이스 내의 완전히 그대로 상태로 해마 입력 경로(천포성 경로)의 섬유를 유지할 수 있게 합니다. 여기에서, 우리는 murine 두뇌의 해부, 추출 및 급성 수평 슬라이스를 위한 철저한 프로토콜을 제공하고, 이 기술의 도전 그리고 잠재적인 함정에 대해 토론합니다. 마지막으로, 우리는 추가 응용 프로그램에서 뇌 슬라이스의 사용에 대한 몇 가지 예를 보여줍니다.

프로토콜에 필요한 도구 및 중요한 단계에 대한 일반적인 개요 도 2는 이 프로토콜에 설명된 바와 같이 수평 급성 해마 뇌 슬라이스의 제조를 위한 필요한 모든 도구와 중요한 단계를 제시한다. 일반적으로, 몇 가지 해부 도구와 슬라이스 회수챔버(도 2A),실험실 수조 및 진동기(도2B)를포함하여 제한된 수의 주요 기기가 요구된다. 그림 2C-E는 슬라이스 준비 프로토콜 동안 뇌와 반구의 중요한 단계와 방향을 시각화합니다. 도 2F는 수평 뇌 슬라이스의 예상 결과의 예입니다.
내측 천공 경로의 fEPSP 레코딩 회복 기간 후, 뇌 슬라이스는 fEPSP의 전기 생리학적 기록에 사용될 수 있다. 여기서, 우리는 다중 채널 중력 제어 관류 시스템을 갖춘 직립 현미경을 사용했다(그림 3A 및 도 3B). 유리 마이크로피펫(~ 2MΩ)은 ACSF 용액으로 채워져 염소 처리된 목욕 전극으로 회로의 작동 증폭기에 장착된 염화물 코팅 은 전극 위에 부착되었습니다. fEPSP는 뇌 슬라이스의 상부 층에 있는 해마의 MPP에 유리 마이크로피펫을 삽입하여 증폭기 및 적절한 기록 소프트웨어로 기록및 시각화되었다. fEPSP는 2접촉 클러스터 마이크로전극을 통해 자극하여 유도되었고, 기록 전극의 MPP 상류에 상이한 전류 강도를 적용하였다. 이 프로토콜은 MPP 레코딩을 가져오는 방법을 설명하기 위한 것이 아니라 여기에 설명된 슬라이스 준비 프로토콜의 성공을 입증하기 위해 MPP의 레코딩을 예로 사용합니다. 누군가가 MPP 녹음을 수행하려고 시도하는 경우, 적절한 녹음 사이트를 보장하고 LPP8,36,37에서MPP를 구별하기 위해 특정 컨트롤 (예 : 페어링 펄스 녹음)이 필요할 수 있습니다.
도 3C는 fEPSP 레코딩의 음수(왼쪽 패널, 저품질 슬라이스) 및 양수(오른쪽 패널, 고품질 슬라이스) 예를 보여 줍니다. 음의 예 추적은 실제 fEPSP 진폭(≈0.5mV)보다 훨씬 높은 큰 섬유 배구(FV) 진폭을 나타낸다. 반면, 고품질 슬라이스 예제(오른쪽 패널)는 fEPSP 비율과 높은 fEPSP 진폭(>0.5 mV)에 대한 작은 FV를 나타낸다. 섬유 배구는 자극된 신경 섬유의 탈극성 시발생하므로 포스트냅성 전성(fEPSP)을 선행하는 신호이다. FV와 fEPSP 속성의 관계는 축산 및 시냅스 특성의 보존에 대한 중요한 정보를 제공합니다. 그대로 신경 섬유를 가진 고품질 의 슬라이스는 FV 비율에 높은 fEPSP 진폭을 보여주어야 한다. 반대로, 전도 특성이 손상된 저품질 슬라이스는 FEPSP대 FV 비율이 감소합니다. 유사하게, 뇌 슬라이스의 생존가능성은 섬유 배막진폭(도3D)에비해 fEPSP 슬로프를 플로팅하여 분석할 수 있다.
또한, 입력 출력 곡선(자극 강도에 대한 fEPSP 경사 및 FV 진폭)은 슬라이스 품질을 결정하기 위해 표준적으로 사용됩니다. 이러한 곡선은 뇌 슬라이스에 증가 전류 자극을 적용하고 후속 fEPSP 응답을 모니터링하여 얻을 수 있습니다. 낮은 품질의 뇌 슬라이스는 제대로 보존되지 않은 뇌 조직의 최적이 아닌 전도 특성으로 인해 감소된 입력 출력 곡선을보여줍니다(그림 3E, F). 또한 시냅틱 프로세스를 검사하기 위해서는 이상적인 자극 강도 범위를 정의하기 위해 입력 출력 곡선이 필요합니다. 이상적으로, 자극 강도는 최대 응답을 위한 강도의 약 50%를 설정해야 합니다. 이 선택된 자극 강도에서, fEPSP 반응은 시냅스 가소성의 변화에 대해 매우 민감하며, 이는 장기적인 전위(LTP)와 장기 우울증(LTD)을 모두 조사할 수 있는 기회를 제공합니다.
시냅스 가소성을 연구하기 위해, 선택한 50% 자극 강도에서 뇌 슬라이스(fEPSP 슬로프)의 시냅스 전달은 컨디셔닝 단계 전에 더 긴 기간(보통 20-40분 사이)에 대해 모니터링된다. 실행 가능한 뇌 슬라이스는 안정적인 기준선을 가지며, 불안정한 기준선이 있는 뇌 슬라이스는 뇌 회로의 시냅스 가소성을 연구하기 위해 추가 컨디셔닝 프로토콜에 사용할 수없습니다(그림 3G,상부 패널). fEPSP 기준선 기록은 시냅스 전송 자체에 대한 약물 효과를 모니터링하기 위해유용할 수있다(도 3G,하부 패널). 기록된 fEPSP 기준신호의 평균은 일반적으로 fEPSP 시간 과정을 정규화하는 데 사용되며 표준적으로 100%로 설정됩니다.
시냅스 가소성은 뇌 슬라이스에 특정 컨디셔닝 프로토콜을 적용하여 연구할 수 있습니다. 이러한 프로토콜은 조사된 뇌 회로 및 관심 메커니즘(예: LTP 또는 LTD)에 의존합니다. 덴테이트 자이러스의 MPP에서 LTP를 유도하기 위해서는 MPP 시냅스38에존재하는 강력한 GABAergic 억제로 인해 강력한 컨디셔닝 프로토콜이 필요하다. GABAergic 억제는 높은 자당 슬라이스 용액으로 준비 된 뇌 조각에서 더욱 두드러지는 것으로 보고 된다39. 여기서, GABAA 수용체 길항제 비쿠쿨린(그림3H)으로처리되는 동안 5분 간격으로 적용된 1s 긴 100Hz 펄스의 4개의 자극으로 구성된 프로토콜을 사용합니다. 컨디셔닝 기간 동안 NMDA 및 Bicuculline을 공동 첨가하면 LTP(도3H)가증가합니다. 슬라이스의 낮은 품질과 불안정한 시냅스 전송(fEPSP 기준선)은 LTP 및 LTD 유도가 변경되거나 실패할 수 있습니다. 따라서 고품질 슬라이스 제제와 함께 작업하고 엄격한 배제 기준(낮은 fEPSP 진폭 +3), 소형 fEPSP 경사(&0.5mV/ms) 또는 진폭(&0.5mV) 및 불안정한 fEPSP 기준(5% 이상 변경)을 사용하는 것이 매우 중요합니다. 시냅스 프로세스를 조사할 때 실행 불가능한 슬라이스의 경우.
칼슘 미세 불피측정 측정은 축축자이루스의 과립 세포 층에서 측정 회복 후, 뇌 슬라이스는 빛으로부터 보호된 발보ASCF에서 1시간 동안 칼슘에 민감한 염료의 2μM로 실온에서 배양되었습니다. 슬라이스는 다중 채널 중력 제어 관류 시스템을 갖춘 직립 형광 현미경에 기록 챔버(도 3A)로전송되었다. 형광 방출 이미지는 488 nm(그림 4A, B)에서조명 후 500 밀리 초마다 획득되었습니다. 제논 램프와 스캐너 장착 회절 단색 단색을 장착하고 이미지 수집은 컴퓨터 제어 CCD 카메라로 수행되었다. 측정 하는 동안, 슬라이스는 NMDA 수용체 길항제 APV로 처리되었다, 이는 세포 내 칼슘 농도의 감소를 초래. 높은 칼륨 농도(50mMM)를 포함하는 세포외 용액을 가진 슬라이스의 자극은 뉴런의 탈극화 및 전압 게이트 이온채널(그림 4C)의개방으로 인해 세포외 칼슘의 대규모 유입을 초래하였다.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>화합물</td>
			<td>농도(mM)</td>
			<td>분자량(g/mol)</td>
			<td>양(g)</td>
		</tr>
<tr>
<td>KCl</td>
			<td>25</td>
			<td>74.55</td>
			<td>1.86</td>
		</tr>
<tr>
<td>CaCl2 * 2H2O</td>
			<td>20</td>
			<td>147.01</td>
			<td>2.94</td>
		</tr>
<tr>
<td>MgSO4 * 7H2O</td>
			<td>10</td>
			<td>246.48</td>
			<td>2.46</td>
		</tr>
<tr>
<td>KH2PO4
</td>
			<td>12.5</td>
			<td>136.08</td>
			<td>1.7</td>
		</tr>
</tbody></table>표 1: 10 x 슬라이스 프리 솔루션(1 L).
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>화합물</td>
			<td>농도(mM)</td>
			<td>분자량(g/mol)</td>
			<td>양(g)</td>
		</tr>
<tr>
<td>나Cl</td>
			<td>125</td>
			<td>58.44</td>
			<td>7.3</td>
		</tr>
<tr>
<td>KCl</td>
			<td>2.5</td>
			<td>74.55</td>
			<td>0.19</td>
		</tr>
<tr>
<td>CaCl2 * 2H2O</td>
			<td>2</td>
			<td>1 M CaCl2 솔루션에서</td>
			<td>2 mL</td>
		</tr>
<tr>
<td>MgSO4 * 7H2O</td>
			<td>1</td>
			<td>에서 1 M MgSO4 솔루션</td>
			<td>1 mL</td>
		</tr>
<tr>
<td>NaH2PO4 * 2H2O</td>
			<td>1.25</td>
			<td>156.02</td>
			<td>0.2</td>
		</tr>
<tr>
<td>나에코3
</td>
			<td>26</td>
			<td>84.01</td>
			<td>2.18</td>
		</tr>
<tr>
<td>포도당 * H2O</td>
			<td>25</td>
			<td>198.17</td>
			<td>4.95</td>
		</tr>
</tbody></table>표 2: 1x ACSF (1 L) (305-315 mOsm 사이 의 진동).
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>화합물</td>
			<td>농도(mM)</td>
			<td>분자량(g/mol)</td>
			<td>양(g)</td>
		</tr>
<tr>
<td>10배 슬라이스 표결의</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>25 mL</td>
		</tr>
<tr>
<td>자당</td>
			<td>252</td>
			<td>342.3</td>
			<td>21.57</td>
		</tr>
<tr>
<td>나에코3
</td>
			<td>26</td>
			<td>84.01</td>
			<td>0.55</td>
		</tr>
<tr>
<td>포도당 * H2O</td>
			<td>10</td>
			<td>198.17</td>
			<td>0.49</td>
		</tr>
</tbody></table>표 3: 1x 하이자브로 슬라이스 용액(250mL) (320~325mOsm 사이 의 진동).
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61753/61753fig02v3.jpg"> 그림 2: 수평 해마 뇌 슬라이스의 준비에 대한 자세한 정보. (A)설치류 뇌의 해부 및 슬라이스에 필요한 공구 이미지: (a) ±2cm 길이및 ±0.5cm 너비의 필터 용지 스트랩(예: 413) (b) 블레이드; (c) 슈퍼 접착제; (d) 파이펫 팁; (e) 시편 플레이트(진동과 함께 제공); (f) 35mm 배양 접시; (g) 미세 브러쉬; (h) 주걱; (i) 곡면 집게; (j) 해부 가위; (k) 강한 가위 (10cm 이상의 블레이드 길이); (l) 넓은 개구부를 가진 플라스틱 파스퇴르 파이펫 (직경0.6 ~0.8cm) (m) 회수 실 (250 mL 비커, 플라스틱 링, 나일론 메쉬, 10 mL 세로지학적 파이펫 조각으로 자수); (n) 차가운 문화 요리 위에 얼음과 (o) 필터 종이 사각형으로 채워진 90mm 문화 요리. (B)얼음으로 채워진 슬라이스 챔버의 (a) 홀더와 진동의 그림; (b) 슬라이스 챔버; (c) 카보겐 라인과 (d) 슬라이스 면도날. (C)수평 슬라이스에 대한 뇌를 준비하기 위해 한 반구의 등쪽의 절단 방향을 보여주는 만화(3.9단계 참조). (D)진동의 표본 판상에서 뇌 방향의 이소메트릭 투영. (E)표본판에 있는 두 반구의 위치의 맨 위 뷰를 보여주는 만화. (F)수평 뇌 슬라이스에서 해마의 위치를 보여주는 만화. 해마의 규명 자이러스(DG)와 코르누 암모니스(CA)-수비쿨럼(SB) 부위가 표시된다. (G)갓 슬라이스된 10개의 수평 뇌 슬라이스를 함유한 CARSF가 있는 회복실의 그림. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/61753/61753fig02large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61753/61753fig3v5.jpg"> 그림 3: 해마 뇌 슬라이스의 전기 생리학적 기록. (A)수직 현미경으로 사용되는 관류 및 흡입이 있는 녹음 챔버의 이미지. 뇌 슬라이스는 챔버에 배치되고 녹음이 시작되기 전에 종이 클립 조각으로 고정됩니다. (B)직립 현미경 (10x 목표)에서 해마 뇌 슬라이스의 밝은 필드 사진. 상기 덴테이트 자이러스(DG) 및 CA3 영역은 fEPSP 레코딩 중 내측 천공성 경로를 표적으로 하는 자극(왼쪽 아래) 및 기록(아래 아래) 전극뿐만 아니라 표시된다. (C)왼쪽: 견고한 섬유 발리와 작은 진폭을 가진 fEPSP 레코딩의 저품질 슬라이스 예제의 표현. 오른쪽: fEPSP 레코딩의 고품질 슬라이스 예제입니다. 회색 선은 기준선을 나타냅니다. 점선은 0.5mV의 컷오프 진폭을 가리킵니다. (D)fEPSP 경사의 플롯과 FV 진폭대 고품질(블랙; n=10) 및 저품질 뇌 슬라이스(회색; n=4). 고품질 슬라이스(블랙; n=10) 및 저품질 슬라이스(회색; n=4)에 대해 상이한 자극 강도(μA)에 대한 평균 ±SEM.(E)입력 출력 플롯(fEPSP 경사)으로 표현되는 데이터. (F)(E)와동일하지만 FV 진폭에 대 자극 강도. (G)3개의 다른 기준선 fEPSP 레코딩의 시간 과정(fEPSP의 경사는 %; 처음 5분의 평균 fEPSP 경사로 정규화). 상부 패널은 양수(검정) 및 음수(red) 예를 나타내며, 여기서 후자는 기록 중에 카보겐이 생략되어 불안정한 기준선이 있다. 하부 패널은 처리된 두 개의 안정적인 기준선 기록(안정된 기준선 20분 후, AMPA 수용체는 AMPA 수용체 길항제 DNQX(10 μM)의 적용에 의해 차단되었다) (파란색) 및 처리되지 않은 상태(black). (H)상이한 치료 조건에 대한 LTP 기록의 시간 과정 (낮은 패널로 표시). 컨디셔닝 중 비큐컬린(20 μM)을 적용하기 위한 검은색과 컨디셔닝 중 비큐컬린(20 μM)과 NMDA(10μM)를 공동 적용하기 위한 파란색. 상부 패널의 화살표는 고주파 자극이 적용된 시간 점을 나타냅니다(100Hz의 4 x 1s). 아래 패널의 막대 그래프는 평균 fEPSP 경사(%) 상부 패널에 도시된 실험의 LTP 유도 후 50-60분 동안(각 조건에 대한 단일 대표 기록). <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/61753/61753fig3v3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61753/61753fig04.jpg"> 그림 4: 해마 뇌 슬라이스의 칼슘-미세불피량. (A 와 B)형광 이미지(488nm에서 흥분)(A)및 마우스 뇌의 수평 해마 뇌 슬라이스의 해당 열지도(B). 덴테이트 자이러스(DG), CA3 지역, 및 관심 영역(ROI)의 예는 패널 A.(C)NMDA 수용체 길항제 APV(50 μM)를 치료하는 동안 급성 해마 뇌 슬라이스의 dentate gyrus에서 ROI로부터 칼슘 반응(F488 nm)의시간 과정 및 높은 외세포 칼륨(K+m)을포함하는 용액에 표시된다. 추적은 높은 K+ 관류 동안 가장 높은 칼슘 반응으로 정규화되고 광표백을 위해 기준선 수정됩니다. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/61753/61753fig04large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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Horizontal Hippocampal Slices of the Mouse Brain

이 문서는 마우스에서 수평 해마 뇌 조각을 얻기 위해 체계적인 프로토콜을 설명하는 것을 목표로합니다. 이 방법론의 목적은 천공 경로 및 이끼 섬유장과 같은 해마 섬유 경로의 무결성을 보존하여 규톨염 자이러스 관련 신경학적 과정을 평가하는 것입니다.

마우스 뇌의 수평 해마 조각

The hippocampus is a highly organized structure in the brain that is a part of the limbic system and is involved in memory formation and consolidation as ...

horizontal-hippocampal-slices-of-the-mouse-brain

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

17.6K 조회수.  KU Leuven. 이 문서는 마우스에서 수평 해마 뇌 조각을 얻기 위해 체계적인 프로토콜을 설명하는 것을 목표로합니다. 이 방법론의 목적은 천공 경로 및 이끼 섬유장과 같은 해마 섬유 경로의 무결성을 보존하여 규톨염 자이러스 관련 신경학적 과정을 평가하는 것입니다.

비디오: Horizontal Hippocampal Slices of the Mouse Brain

Preparation of Acute Hippocampal Slices from Rats and Transgenic Mice for the Study of Synaptic Alterations during Aging and Amyloid Pathology

The rodent hippocampal slice preparation is perhaps the most broadly used tool for investigating mammalian synaptic function and plasticity. The hippocampus can be extracted quickly and easily from rats and mice and slices remain viable for hours in oxygenated artificial cerebrospinal fluid. Moreover, basic electrophysisologic techniques are easily applied to the investigation of synaptic function in hippocampal slices and have provided some of the best biomarkers for cognitive impairments. The hippocampal slice is especially popular for the study of synaptic plasticity mechanisms involved in learning and memory. Changes in the induction of long-term potentiation and depression (LTP and LTD) of synaptic efficacy in hippocampal slices (or lack thereof) are frequently used to describe the neurologic phenotype of cognitively-impaired animals and/or to evaluate the mechanism of action of nootropic compounds. This article outlines the procedures we use for preparing hippocampal slices from rats and transgenic mice for the study of synaptic alterations associated with brain aging and Alzheimer's disease (AD)1-3. Use of aged rats and AD model mice can present a unique set of challenges to researchers accustomed to using younger rats and/or mice in their research. Aged rats have thicker skulls and tougher connective tissue than younger rats and mice, which can delay brain extraction and/or dissection and consequently negate or exaggerate real age-differences in synaptic function and plasticity. Aging and amyloid pathology may also exacerbate hippocampal damage sustained during the dissection procedure, again complicating any inferences drawn from physiologic assessment. Here, we discuss the steps taken during the dissection procedure to minimize these problems. Examples of synaptic responses acquired in "healthy" and "unhealthy" slices from rats and mice are provided, as well as representative synaptic plasticity experiments. The possible impact of other methodological factors on synaptic function in these animal models (e.g. recording solution components, stimulation parameters) are also discussed. While the focus of this article is on the use of aged rats and transgenic mice, novices to slice physiology should find enough detail here to get started on their own studies, using a variety of rodent models.

This article outlines procedures for preparing hippocampal slices from rats and transgenic mice for the study of synaptic alterations associated with brain aging and age-related neurodegenerative diseases, such as Alzheimer&#x2019;s disease.

노화와 아밀로이드 병리 동안 시냅틱 얼터 레이션의 연구에 대한 고양이와 트렌스 제닉 마우스의 급성 Hippocampal 조각의 준비

The rodent hippocampal slice preparation is perhaps the most broadly used tool for investigating mammalian synaptic function and plasticity. The ...

연구

신경과학

Improved Preparation and Preservation of Hippocampal Mouse Slices for a Very Stable and Reproducible Recording of Long-term Potentiation

Long-term potentiation (LTP) is a type of synaptic plasticity characterized by an increase in synaptic strength and believed to be involved in memory encoding. LTP elicited in the CA1 region of acute hippocampal slices has been extensively studied. However the molecular mechanisms underlying the maintenance phase of this phenomenon are still poorly understood. This could be partly due to the various experimental conditions used by different laboratories. Indeed, the maintenance phase of LTP is strongly dependent on external parameters like oxygenation, temperature and humidity. It is also dependent on internal parameters like orientation of the slicing plane and slice viability after dissection.
The optimization of all these parameters enables the induction of a very reproducible and very stable long-term potentiation. This methodology offers the possibility to further explore the molecular mechanisms involved in the stable increase in synaptic strength in hippocampal slices. It also highlights the importance of experimental conditions in in vitro investigation of neurophysiological phenomena.

This paper presents a complete methodology to prepare and preserve in vitro acute hippocampal slices from adult mice. This protocol allows the recording of very stable long-lasting long-term potentiation (LTP) for more than 8 hours with a success rate of 95%.

장기 상승 작용으로 매우 안정하고 재현성 기록을위한 향상된 준비 및 해마 마우스 조각의 보존

Long-term potentiation (LTP) is a type of synaptic plasticity characterized by an increase in synaptic strength and believed to be involved in memory ...

Investigation of Synaptic Tagging/Capture and Cross-capture using Acute Hippocampal Slices from Rodents

Synaptic tagging and capture (STC) and cross-tagging are two important mechanisms at cellular level that explain how synapse-specificity and associativity is achieved in neurons within a specific time frame. These long-term plasticity-related processes are the leading candidate models to study the basis of memory formation and persistence at the cellular level. Both STC and cross-tagging involve two serial processes: (1) setting of the synaptic tag as triggered by a specific pattern of stimulation, and (2) synaptic capture, whereby the synaptic tag interacts with newly synthesized plasticity-related proteins (PRPs). Much of the understanding about the concepts of STC and cross-tagging arises from the studies done in CA1 region of the hippocampus and because of the technical complexity many of the laboratories are still unable to study these processes. Experimental conditions for the preparation of hippocampal slices and the recording of stable late-LTP/LTD are extremely important to study synaptic tagging/cross-tagging. This video article describes the experimental procedures to study long-term plasticity processes such as STC and cross-tagging in the CA1 pyramidal neurons using stable, long-term field-potential recordings from acute hippocampal slices of rats.

This video article describes experimental procedures to study long-term plasticity and its associative processes such as synaptic tagging, capture and cross-tagging in the CA1 pyramidal neurons using acute hippocampal slices from rodents.

설치류에서 급성 해마 조각을 사용하여 시냅스 태그 / 캡처 및 크로스 캡처 조사

Synaptic tagging and capture (STC) and cross-tagging are two important mechanisms at cellular level that explain how synapse-specificity and associativity ...

Evaluation of Synapse Density in Hippocampal Rodent Brain Slices

In the brain, synapses are specialized junctions between neurons, determining the strength and spread of neuronal signaling. The number of synapses is tightly regulated during development and neuronal maturation. Importantly, deficits in synapse number can lead to cognitive dysfunction. Therefore, the evaluation of synapse number is an integral part of neurobiology. However, as synapses are small and highly compact in the intact brain, the assessment of absolute number is challenging. This protocol describes a method to easily identify and evaluate synapses in hippocampal rodent slices using immunofluorescence microscopy. It includes a three-step procedure to evaluate synapses in high-quality confocal microscopy images by analyzing the co-localization of pre- and postsynaptic proteins in hippocampal slices. It also explains how the analysis is performed and gives representative examples from both excitatory and inhibitory synapses. This protocol provides a solid foundation for the analysis of synapses and can be applied to any research investigating the structure and function of the brain.

A protocol for accurately identifying and analyzing synapses in hippocampal slices using immunofluorescence is outlined in this article.

시 냅 스 밀도 Hippocampal 설치류 두뇌 분할 영역에서의 평가

In the brain, synapses are specialized junctions between neurons, determining the strength and spread of neuronal signaling. The number of synapses is ...

Minimizing Hypoxia in Hippocampal Slices from Adult and Aging Mice

Acute hippocampal slices have enabled generations of neuroscientists to explore synaptic, neuronal, and circuit properties in detail and with high fidelity. Exploration of LTP and LTD mechanisms, single neuron dendritic computation, and experience-dependent changes in circuitry, would not have been possible without this classical preparation. However, with a few exceptions, most basic research using acute hippocampal slices has been performed using slices from rodents of relatively young ages, ~P20-P40, even though synaptic and intrinsic excitability mechanisms have a long developmental tail that reaches past P60. The main appeal of using young hippocampal slices is preservation of neuronal health aided by higher tolerance to hypoxic damage. However, there is a need to understand neuronal function at more mature stages of development, further accentuated by the development of various animal models of neurodegenerative diseases that require an aging brain preparation. Here we describe a modification to an acute hippocampal slice preparation that reliably delivers healthy slices from adult and aging mouse hippocampi. The protocol&#8217;s critical steps are transcardial perfusion and cutting with ice-cold sodium-free NMDG-aSCF. Together, these steps attenuate the hypoxia-induced drop in ATP upon decapitation, as well as cytotoxic edema caused by passive sodium fluxes. We demonstrate how to cut transversal slices of hippocampus plus cortex using a vibrating microtome. Acute hippocampal slices obtained in this way are reliably healthy over many hours of recording, and are appropriate for both field-recordings and targeted patch-clamp recordings, including targeting of fluorescently labeled neurons.

This is a protocol for acute slice preparation from adult and aging mouse hippocampi that takes advantage of transcardial perfusion and slice cutting with ice-cold NMDG-aCSF to reduce hypoxic damage to the tissue. The resulting slices stay healthy over many hours, and are suitable for long-term patch-clamp and field-recordings.

성인과 노화 마우스에서 해마 조각에서 저산소증 최소화

Acute hippocampal slices have enabled generations of neuroscientists to explore synaptic, neuronal, and circuit properties in detail and with high ...

Preparing Acute Brain Slices from the Dorsal Pole of the Hippocampus from Adult Rodents

Whole-cell patch-clamp recordings from acute rodent brain slices are a mainstay of modern neurophysiological research, allowing precise measurement of cellular and synaptic properties. Nevertheless, there is an ever increasing need to perform correlated analyses between different experimental modes in addition to slice electrophysiology, for example: immunohistochemistry, molecular biology, in vivo imaging or electrophysiological recording; to answer evermore complex questions of brain function. However, making meaningful conclusions from these various experimental approaches is not straightforward, as even within relatively well described brain structures, a high degree of sub-regional variation of cellular function exists. Nowhere is this better exemplified than in the CA1 of the hippocampus, which has well-defined dorso-ventral properties, based on cellular and molecular properties. Nevertheless, many published studies examine protein expression patterns or behaviorally correlated in vivo activity in the dorsal extent of the hippocampus; and explain findings mechanistically with cellular electrophysiology from the ventro-medial region. This is further confounded by the fact that many acute slice electrophysiological experiments are performed in juvenile animals, when other experimental modes are performed in more mature animals. To address these issues, this method incorporates transcardial perfusion of mature (&#62;60 day old rodents) with artificial cerebrospinal fluid followed by preparation of modified coronal slices including the septal pole of the dorsal hippocampus to record from CA1 pyramidal cells. This process leads to the generation of healthy acute slices of dorsal hippocampus allowing for slice-based cellular electrophysiological interrogation matched to other measures.

The purpose of this protocol is to describe a method to produce slices of the dorsal hippocampus for electrophysiological examination. This procedure employs perfusion with chilled ACSF prior to slice preparation with a near-coronal slicing angle which allows for preservation of healthy principal neurons.

Whole-cell patch-clamp recordings from acute rodent brain slices are a mainstay of modern neurophysiological research, allowing precise measurement of ...

Acute Mouse Brain Slicing to Investigate Spontaneous Hippocampal Network Activity

Acute rodent brain slicing offers a tractable experimental approach to gain insight into the organization and function of neural circuits with single-cell resolution using electrophysiology, microscopy, and pharmacology. However, a major consideration in the design of in vitro experiments is the extent to which different slice preparations recapitulate naturalistic patterns of neural activity as observed in vivo. In the intact brain, the hippocampal network generates highly synchronized population activity reflective of the behavioral state of the animal, as exemplified by the sharp-wave ripple complexes (SWRs) that occur during waking consummatory states or non-REM sleep. SWRs and other forms of network activity can emerge spontaneously in isolated hippocampal slices under appropriate conditions. In order to apply the powerful brain slice toolkit to the investigation of hippocampal network activity, it is necessary to utilize an approach that optimizes tissue health and the preservation of functional connectivity within the hippocampal network. Mice are transcardially perfused with cold sucrose-based artificial cerebrospinal fluid. Horizontal slices containing the hippocampus are cut at a thickness of 450 &#956;m to preserve synaptic connectivity. Slices recover in an interface-style chamber and are transferred to a submerged chamber for recordings. The recording chamber is designed for dual surface superfusion of artificial cerebrospinal fluid at a high flow rate to improve oxygenation of the slice. This protocol yields healthy tissue suitable for the investigation of complex and spontaneous network activity in vitro.

This protocol describes the preparation of horizontal hippocampal-entorhinal cortex (HEC) slices from mice exhibiting spontaneous sharp-wave ripple activity. Slices are incubated in a simplified interface holding chamber and recordings are performed under submerged conditions with fast-flowing artificial cerebrospinal fluid to promote tissue oxygenation and the spontaneous emergence of network-level activity.

급성 마우스 뇌 슬라이스 자발적인 해 마 네트워크 활동을 조사

Acute rodent brain slicing offers a tractable experimental approach to gain insight into the organization and function of neural circuits with single-cell ...

Preparation of Acute Slices from Dorsal Hippocampus for Whole-Cell Recording and Neuronal Reconstruction in the Dentate Gyrus of Adult Mice

Although the general architecture of the hippocampus is similar along its longitudinal axis, recent studies have revealed prominent differences in molecular, anatomical and functional criteria suggesting a division into different sub-circuits along its rostro-caudal extent. Owing to differential connectivity and function the most fundamental distinction is made between the dorsal and the ventral hippocampus, which are preferentially involved in spatial and emotional processing, respectively. Accordingly, in vivo work regarding spatial memory formation has focused on the dorsal hippocampus.
In contrast, electro-physiological in vitro recordings have been preferentially performed on intermediate-ventral hippocampus, largely motivated by factors like slice viability and circuit integrity. To allow for direct correlation of in vivo data on spatial processing with in vitro data we have adapted previous sectioning methods to obtain highly viable transverse brain slices from the dorsal-intermediate hippocampus for long-term recordings of principal cells and interneurons in the dentate gyrus. As spatial behavior is routinely analyzed in adult mice, we have combined this transversal slicing procedure with the use of protective solutions to enhance viability of brain tissue from mature animals. We use this approach for mice of about 3 months of age. The method offers a good alternative to the coronal preparation which is frequently used for in vitro studies on dorsal hippocampus. We compare these two preparations in terms of quality of recordings and preservation of morphological features of recorded neurons.

We present a protocol to prepare acute-slices from the dorsal-intermediate hippocampus of mice. We compare this transversal preparation with coronal slicing in terms of quality of recordings and preservation of morphological features of recorded neurons.

성인 마우스의 덴테이트 자이루스에서 전신 기록 및 신경 재건을위한 등산 해마에서 급성 슬라이스의 준비

Although the general architecture of the hippocampus is similar along its longitudinal axis, recent studies have revealed prominent differences in ...

Recording of Local Field Potential in Mouse Hippocampal-Entorhinal Cortex Slices

Source: Whitebirch, A. C. <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/61704">Acute Mouse Brain Slicing to Investigate Spontaneous Hippocampal Network Activity.</a> J. Vis. Exp. (2020)
The video demonstrates a procedure to record the local field potential (LFP) in mouse hippocampal-entorhinal cortex slices. Electrical stimulation is provided at the CA3 stratum radiatum of the hippocampus, which causes changes in the postsynaptic potential at the CA1 stratum pyramidale. The combined change in the membrane potential of CA1 neurons, termed the local field potential, is recorded.

Mouse Hippocampal-Entorhinal Cortex Slices의 국소장전위(Local Field Potential in Mouse Hippocampal-Entorhinal Cortex Slices) 기록

All procedures involving sample collection have been performed in accordance with the institute&#39;s IRB guidelines.
1. Transcardial perfusion

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JoVE Encyclopedia of Experiments

Neurophysiology

Electrophysiology Techniques

Obtaining Horizontal Mouse Hippocampal Brain Slices

Source: Van Hoeymissen, E., et al. <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/61753">Horizontal Hippocampal Slices of the Mouse Brain.</a> J. Vis. Exp. (2020)
This video demonstrates a detailed protocol for preparing horizontal hippocampal brain slices from mice, focusing on preserving the integrity of hippocampal fiber pathways. The process involves carefully bisecting and securing the brain, using a vibratome for slicing, and maintaining optimal tissue conditions with a carbogenated fluid, resulting in hippocampal brain slices ready for further experimentation.