Name: intramyocardial transplantation of msc-loading injectable hydrogels after myocardial infarction in a murine model
Uploaded: 2020-09-20T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 19 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Intramyocardial Transplantation of MSC-Loading Injectable Hydrogels after Myocardial Infarction in a Murine Model at JoVE.com

이 연구는 교육부의 지원을 받는 한국국립연구재단(NRF)을 통해 기초과학 연구 프로그램에 의해 지원됩니다(NRF-2018R1D1A1A02049346)

모든 동물 연구 절차는 실험실 동물 복지법, 실험실 동물의 치료 및 사용 안내서 및 가톨릭 대학교 의과 대학의 기관 동물 관리 및 사용위원회 (IACUC)가 제공하는 설치류 실험지침 및 정책에 따라 제공되었습니다.
1. MSC 및 주사용 젤라틴 하이드로겔 의 준비
<ol><li>37°C및 5% CO2에서100mm 배양 접시에 있는 MsC 배양. MSC 의 성장이 80 %에 도달하면 DPBS로 접시를 두 번 씻고 3 7 °C에서 트립신 대체 1 mL을 3 분 동안 추가하십시오. 참고: MSP는 기존의 절차에 따라 뮤린 골수로부터 격리되었다16,덜벡코의 수정 독수리의 매체 (DMEM)에서 배양 10% 태아 소 혈청을 포함 (FBS) 및 1% 항생제-항 mycotic 솔루션, 이 연구를 위해 통과 사이 사용 7\u20129.</li>
	<li>배양 배지 와 원심분리기 9mL를 500 x g에서 3분 간 추가합니다. 다음으로, 결과 상체를 버리고, PBS의 1 mL에서 세포를 재일시 중지하고, 얼음에 세포 현탁액을 유지한다.</li>
	<li>트라이판 블루의 10 μL로 셀 서스펜션 10 μL을 희석하고 자동화된 세포 카운터를 사용하여 세포 농도를 얻습니다.</li>
	<li>1 x 107 셀/mL의 밀도로 MSC를 1mL 튜브로 다시 일시 중단하고 전송합니다.</li>
	<li>PBS에서 GH 컨쥬게이트 용액의 6.25 wt%를 준비하고 2개의 바이알로 분리합니다. 다음으로 GH 솔루션을 HRP(GH 솔루션 A)의 6μg/mL 또는 H2O2(GH 솔루션 B)의 0.07 wt%와 혼합합니다. 참고: 공지된프로토콜(12,15)에따라 젤라틴-하이드록시페닐 프로피오닉산(GH) 컨쥬게이트를 준비한다.<ol>
<li>HRP(GH 솔루션 A) 및 GH 컨쥬게이트 용액에 대한 GH 컨쥬게이트 용액의 9:1 체적 비율을 각각H2O2(GH 솔루션 B)에 보관하십시오.</li>
	</ol>
</li>
	<li>MSC를 GH 솔루션 A와 혼합하기 전에 셀 서스펜션을 1,000 x g로 잠시 원심 분리하고 결과 슈퍼나티를 조심스럽게 흡인시합니다. 이어서, MSC를 함유하는 펠릿을 GH 솔루션 A와 혼합한다.</li>
</ol>2. 시투 MSC 로딩 및 체외 문화에서 입체적 입체
<ol><li>듀얼 주사기의 양쪽에 GH 솔루션 A(MSC 포함) 및 GH 솔루션 B를 로드합니다. 8웰 챔버 슬라이드에 5 x 106 셀/mL의 최종 밀도에서 MSC와 결합된 GH 솔루션의 플레이트 300 μL.</li>
	<li>시투 하이드로겔 형성 및 효소 교차 연결을 통한 후속 MSC 캡슐화 후, 10% FBS 및 1% 항생제-항진용액을 함유한 700 μL의 DMEM을 추가합니다.</li>
	<li>슬라이드를 37°C 및 5% CO2에서 배양하고 2\u20123일마다 배양 배지를 교체한다.</li>
</ol>3. GH 하이드로겔 내의 체외 증식 및 생존 확인
<ol><li>GH 하이드로겔 내에서 3D 배양 된 MSC의 생존가능성을 확인하려면 미리 정해진 인큐베이션 시간 후에 라이브/죽은 세포 염색 분석체를 사용하십시오.</li>
	<li>3, 5, 7 또는 14 일 동안 GH 하이드로겔에서 캡슐화된 MSC의 배양에 따라 매체를 흡면하고 PBS로 두 번 잘 씻는다.</li>
	<li>DPBS의 10mL에서 칼세인 AM 5 μL 및 에디듐 호모디머-1(EthD-1)의 20 μL을 포함하는 염색 용액을 준비한다.</li>
	<li>스테인링 용액 200μL을 우물에 넣고 실온에서 어둠 속에서 30분 동안 배양합니다.</li>
	<li>염색 용액을 흡인하고 PBS로 우물을 두 번 씻으세요.</li>
	<li>조심스럽게 슬라이드에서 챔버를 분리하고 GH 하이드로 겔 위에 전체 커버 슬립을 배치합니다. 캡슐화된 MSC의 증식 및 형태학적 변화의 정도를 시각화하기 위해 공초점 현미경 검사를 사용합니다. 참고: 형광 화상은 200배율 하에서 획득되었고, 칼세인의 경우 470/540 nm의 여기/방출 파장에서, EthD-1의 경우 516/607 nm로 이미지되었습니다.</li>
</ol>4. 마우스에서 심근 경색의 유도
<ol><li>7주 된 남성 C57BL/6 마우스(20\u20122g)를 식염수의 졸레틸(30 mg/kg)과 롬펀(10 mg/kg)의 혼합물을 인트라보네주사로 마취한다.</li>
	<li>수술 전에는 제모 크림을 사용하여 마우스 가슴을 뒤풀이고 요오드로 피부를 살균하십시오.</li>
	<li>수술대에 마우스를 놓고 카테터를 기관체에 삽입하여 기계 환기를 통해 산소를 보충합니다.</li>
	<li>외과 가위를 사용하여 피부를 부드럽게 잘라낸 다음 마이크로 가위로 늑간 근육을 관통합니다. 2차 및 3번째 왼쪽 갈비뼈를 5-0 실크 봉합사를 사용하여 분리하여 가슴 구멍을 유지합니다.</li>
	<li>8-0바늘 홀더를 사용하여 왼쪽 전방 내림차순(LAD) 관상 동맥을 조심스럽게 리게이트합니다. 폴리 프로필렌 봉합사 및 전기 카우테리를 사용하여 봉합사를 잘라.</li>
	<li>전방 좌심실 벽의 즉각적인 색상 변화를 관찰하십시오.</li>
</ol>5. MSC 로딩 GH 하이드로겔의 인트라미카르탈 이식
<ol><li>LAD 결찰에 의한 심근 경색을 유도한 후, 26G 바늘을 장착한 이중 주사기를 사용하여 경색 국경 영역(총 2 x 105 MSC/20 μL)의 두 가지 지점에 MSC 로딩 GH 용액 10μL을 주입합니다.<ol>
<li>1단계에서 설명된 동일한 절차에 따라 MSC 로딩 GH 솔루션을 듀얼 주사기로 준비하고 전송합니다. 참고: 경질 지역 내에서 MSC 로딩 GH 하이드로겔의 이식을 평가하기 위해 MSC와 GH 컨쥬게이트는 각각 PHK26 및 형광제 이소티오카네이트(FITC)로 사전 표지되었다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>열린 가슴 구멍을 복원하고 5-0 봉합사를 사용하여 근육과 피부를 닫습니다. 참고: 가슴 이닫기 전에 카테터 주사기를 사용하여 공기를 제거합니다.</li>
	<li>기관관을 제거하고 복구 하는 동안 적외선 램프 아래 케이지에 마우스를 배치 합니다.</li>
	<li>수술 후 진통의 경우 피하 케토프로펜 주사(하루 5 mg/kg)를 최소 72시간 동안 투여하십시오. 모든 마우스는 수술 후 적절한 회복뿐만 아니라 적절한 통증 치료를 보장하기 위해 적절한 시간 동안 면밀히 모니터링해야합니다.</li>
</ol>6. 에코카르디그래피
<ol><li>이식 후 4주 후, 처음에는 5%의 이소플루란으로 마우스를 마취한 다음 이소플루란 농도를 1%로 조절한다.</li>
	<li>제모 크림을 사용하여 가슴을 뒤처질시키고 마우스를 가열 패드에 놓습니다. 가슴에 초음파 트랜스듀서 젤을 바치면 됩니다.</li>
	<li>2차원 파라스테랄 짧은 축 뷰를 획득하고 유두 근육 수준에서 M 모드 추적을 기록합니다. 참고: 왼쪽 파라스테럴 라인에 선형 어레이 변환기(7\u201215 MHz)를 배치하고 해부학 구조를 봅니다.</li>
	<li>LVAW, LVID 및 LVPW에 대한 해당 라인을 측정하여 심장 벽 두께, 챔버 치수 및 분수 단축을 얻습니다. 참고: 동일한 해부학 적 위치에서 적절한 평가를 보장하기 위해 유두 근육의 수준에서 배출 분수 (EF), 분수 단축 (FS), 및 최종 수축부(ESV)를 포함한 심장 기능을 비교합니다.</li>
</ol>7. 조직학적 평가
<ol><li>MSC-로딩 GH 하이드로겔을 경각심에 이식한 후 소정의 시간에,CO2 챔버에서 마우스를 안락사시키고 조직학적 분석을 위해 심장을 수집한다15.</li>
	<li>헤마톡시린과 에오신(H&E) 및 마슨의 트리크롬(MT) 염색의 경우, 해부된 심장 조직을 4% 파라포름알데히드(PFA)로 수정하고 파라핀에 포함시한다. 다음으로, 표준프로토콜(17)에따라 MT 얼룩으로 미세토메를 사용하여 파라핀 임베디드 심장 블록을 4 μm 직렬 섹션으로 잘라냅니다.</li>
	<li>20배 배율로 슬라이드 스캐너에서 이미지를 획득하고 치료 그룹의 경색 크기를 계산합니다. 광원 크기 (%) = 총 경색 주위 / 총 LV 둘레 × 100</li>
	<li>중간 선 길이 측정하여 둘 다 둘다 계산합니다. LV 미드라인 둘레의 경우 내막과 상골 표면 사이의 중심선 길이를 측정합니다. 미드라인 경외도의 경우, 심근18의전체 두께의 50% 이상을 포함하는 경색의 길이를 측정한다. 참고: ImageJ 소프트웨어를 사용하여 모든 이미지 분석을 수행했습니다.</li>
	<li>유두 근육 수준에서 흉터의 벽 두께를 측정합니다.</li>
	<li>콜라겐 영역의 일부를 계산합니다. 콜라겐 영역 (%) = 간질 섬유증 /심근 세포 영역 x 100의 총 면적</li>
</ol>

<ol>
	<li>Jhund, P. S., McMurray, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+failure+after+acute+myocardial+infarction:+a+lost+battle+in+the+war+on+heart+failure.">Heart failure after acute myocardial infarction: a lost battle in the war on heart failure.</a> Circulation. 118 (20), 2019-2021 (2008).</li><li>Cahill, T. J., Kharbanda, R. 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저자는이 작품으로 선언 하는 이해의 충돌이 없습니다.

주사용 GH 하이드로겔은 상균하게 시상에 다양한 치료제를 통합하는 능력 때문에 생체 내 응용 분야에서 큰 잠재력을 가지고 있습니다. 또한, 그들의 물리적 및 생화확적인 속성은 질병 의존적 요구 사항에 따라 쉽게 조작될 수 있습니다. 이러한 점에서, 주사용 하이드로겔은 현재 심장 줄기 세포 치료의 주요 한계를 해결하기 위해 제안된 생존 및 세포 보존(즉, 24시간 이식 후 10% 이내)에서19,20. 이러한 열악한 결과를 극복하기 위해, 본 원에 기재된 프로토콜은 심근 이식 후 시상에서 교차 연결할 수 있는 GH 하이드로겔을 사용하여 세포 보유 및 생존을 개선하는 간단하고 실행 가능한 방법을 제공하며, 이는 뮤린 MI 모델에서 심장 구조및 기능에 유리한 영향을 미쳤다.
이 기술의 주요 이점 특징은 모든 유형의 세포 및 생체 분자와 함께 광범위한 생체 내 적용성이며, 이는 단순히 주입 전에 pregel GH 용액과 혼합하여 로드할 수 있습니다. 또한, 기증자-호스트 상호 작용의 포괄적인 이해를 얻기 위하여는, GH 의 간단한 표지 접근은 생체 안정성, 호스트 통합 및 흡수 운동학에 있는 그들의 변경을 추적하기 위하여 적응될 수 있습니다. 우리의 지식에, 치료 줄기 세포와 결합 된 주 사용 젤라틴 기반 하이드로 겔의 사용은 시험관 내 및 생체 내 심장 조직의 회복 잠재력을 검증하는 첫번째이었다15.
이 연구의 현재 단계에서, MSC로로드되는 GH 하이드로겔, 주입, 현장에서 교차 연결뮤린 MI 모델에서 자신의 적용가능성을 평가하기 위한 개념의 증거로 사용되었다. 이 방법은 겉으로는 이식된 심장 조직에서 MSC 이식 및 유지를 향상시켰지만, 주사 중 상세한 조건은 주사 부위(즉, 페리-광원 영역 또는 광원 영역), 주사의 부피 및 수, 하이드로겔의 강성(즉, 주입하기 어렵거나 누출하기 쉬운)과 같은 치료 효능을 최적화하는 데 고려해야 합니다.
결론적으로, 우리는 LAD 결찰에 의한 대표적인 뮤린 MI 모델에 대한 프로토콜과 이식된 MSC의 유지 및 이식을 개선하기 위해 시투 교차 연결된 하이드로겔을 사용하여 줄기 세포의 자궁 내 이식을 위한 실용적인 방법을 시연했습니다. 이러한 기술은 MSC 로딩 주사용 하이드로겔의 인트라미카르방 이식을 위한 효과적인 방법을 제공하고 큰 동물 및 임상 번역에 적용할 수 있는 그들의 큰 잠재력을 강조합니다.

심장 줄기 세포 치료는 심근 수리 및 재생1,2에대한 잠재적 인 접근법으로 부상하고있다. 최근 동물모델 및 임상시험에서 양성결과에도 불구하고 심근수리를 위한 줄기세포 기반 요법의 적용은 극각심장조직에서 주입된 세포의 생존율이 낮고 생존율이낮아서3,4. 그 결과, 주사용 생체재료5,심장 패치6,세포시트7을포함한 세포 기반 조직 공학의 사용은 숙주 심근 내의 세포 보존 및 통합을 개선하기 위해 집중적으로 연구되고 있다.
생체 공학 심장 조직 수리에 대한 다양한 잠재적 접근법 중, 관해 줄기 세포 (MSC), 배아 줄기 세포 (ESC), 유도 만능 줄기 세포 (iPSC)와 같은 적절한 세포 유형과 결합 된 주사용 하이드로겔은 심근 부위에 세포를 효과적으로 전달하는 매력적인옵션입니다 8,9. 잘 알려진 천연 폴리머인 젤라틴은 생체 적합성, 상당한 생분해성 및 생체 의학 응용 분야에서 사용되는 광범위한 생체 재료와 비교할 때 면역원성을 감소시키기 때문에 주사용 매트릭스로 사용할 수 있습니다. 젤라틴 기반 주 사용 플랫폼은 큰 잠재력을 가지고 있지만, 생체 내의 적용성은 낮은 기계적 강성과 생리 환경에서 쉽게 저하성에 따라 제한된 남아있다.
이러한 한계를 극복하기 위해 하이드록시페닐 프로피온산으로 구성된 젤라틴 기반 하이드로겔의 참신하고 간단한 디자인이 생체 내 적용을 위해 제안되었습니다. 젤라틴-하이드록시페닐 프로피오닉산(GH) 컨쥬게이트는 효소, 고추냉이 과산화효소(HRP)의 존재 시정에서 교차연결될 수 있으며, 그 후 하이드로겔 내의 다양한 약물, 생체분자또는 세포를 캡슐화하여 조직 공학 응용 분야에서 큰 잠재력을시사한다. 또한, 최근 캡슐화된 MSC를 함유한 GH 하이드로겔의 치료 효과를 조사하고, 뮤린모델(15)에서MI 후 성공적인 심장 수리 및 재생에 대한 사용을 입증하였다. 이 프로토콜에서, 우리는 GH 하이드로겔 내의 캡슐화 및 체외 3차원 (3D) 증식을 위한 간단한 기술을 설명합니다. 또한 관상 동맥 결찰및 MSC 로딩 GH 하이드로겔의 자궁 내 이식을 통해 뮤린 MI 모델을 생성하도록 설계된 외과 적 수술을 원각 심장으로 소개합니다.

<table><tbody><tr><td>4 % paraformaldehyde (PFA)</td><td>Intron</td><td>IBS-BP031-2</td><td></td></tr><tr><td>5-0 silk suture</td><td>AILEE</td><td>SK534</td><td></td></tr><tr><td>8-0 polypropylene suture</td><td>ETHICON</td><td>M8732H</td><td></td></tr><tr><td>8-well chamber slide</td><td>Nunc LAB-TEK</td><td>154534</td><td></td></tr><tr><td>Angiocath Plus (22GA) catheter</td><td>BD Angiocath Plus</td><td>REF382423</td><td></td></tr><tr><td>Antibiotic-antimyocotic</td><td>Gibco</td><td>15240-062</td><td></td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td>GYROGEN</td><td>1582MGR</td><td></td></tr><tr><td>Confocal microscope</td><td>Zeiss</td><td>LSM 510</td><td></td></tr><tr><td>Cover slipe</td><td>MARIENFELD</td><td>101242</td><td></td></tr><tr><td>Deluxe High Temperature Cautery kit</td><td>Bovie</td><td>QTY1</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Gibco</td><td>11995-065</td><td></td></tr><tr><td>DPBS</td><td>Gibco</td><td>14040-133</td><td></td></tr><tr><td>Dual-syringe</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>EOSIN</td><td>SIGMA-ALDRICH</td><td>HT110116</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>EMSURE</td><td>K49350783 739</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Gibco</td><td>16000-044</td><td></td></tr><tr><td>Fechtner conjunctiva forceps titanium</td><td>WORLD PRECISISON INSTRUMENTS</td><td>WP1820</td><td></td></tr><tr><td>Fluorescein isothiocyanate isomer I (FITC)</td><td>SIGMA-ALDRICH</td><td>F7250</td><td></td></tr><tr><td>Forcep</td><td>HEBU</td><td>HB0458</td><td></td></tr><tr><td>Hair removal cream</td><td>Ildong Pharmaceutical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heating pad</td><td>Stoelting</td><td>50300</td><td>Homeothermic Blanket System</td></tr><tr><td></td><td></td><td>50301</td><td>Replacement Heating Pad for 50300 (10 X 12.5cm)</td></tr><tr><td>Hematoxylin</td><td>SIGMA-ALDRICH</td><td>HHS80</td><td></td></tr><tr><td>Horseradish peroxide (HRP; 250-330 U/mg)</td><td>SIGMA-ALDRICH</td><td>P8375</td><td></td></tr><tr><td>Hydrogen peroxide (H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;; 30 wt % in H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O)</td><td>SIGMA-ALDRICH</td><td>216763</td><td></td></tr><tr><td>Iodine</td><td>Green Pharmaceutical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LIVE/DEAD cell staining kit</td><td>Thermo Fisher</td><td>R37601</td><td></td></tr><tr><td>Mechanical ventilator</td><td>Harvard Apparatus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro centrifuge</td><td>HANIL</td><td>Micro 12</td><td></td></tr><tr><td>Micro needle holder</td><td>KASCO</td><td>37-1452</td><td></td></tr><tr><td>Micro scissor</td><td>HEBU</td><td>HB7381</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>OLYMPUS</td><td>SZ61</td><td></td></tr><tr><td>MT staining kit</td><td>SIGMA-ALDRICH</td><td>HT1079-1SET</td><td>Weigert&amp;rsquo;s iron hematoxylin solution</td></tr><tr><td></td><td></td><td>HT15-1KT</td><td>Trichrome Stain (Masson) Kit</td></tr><tr><td>Paraffin</td><td>LK LABKOREA</td><td>H06-660-107</td><td></td></tr><tr><td>PBS buffer</td><td>Gibco</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>PHK26 staining kit</td><td>SIGMA-ALDRICH</td><td>MINI26</td><td></td></tr><tr><td>Slide scanner</td><td>Leica</td><td>SCN400</td><td></td></tr><tr><td>Surgical scissor</td><td>HEBU</td><td>HB7454</td><td></td></tr><tr><td>Surgical tape</td><td>3M micopore</td><td>1530-1</td><td></td></tr><tr><td>Tissue cassette</td><td>Scilab Korea</td><td>Cas3003</td><td></td></tr><tr><td>Transducer gel</td><td>SUNGHEUNG</td><td>SH102</td><td></td></tr><tr><td>Trout-Barraquer needle holder curved</td><td>KASCO</td><td>50-3710c</td><td></td></tr><tr><td>Ultrasound system</td><td>Philips</td><td>Affiniti 50</td><td></td></tr><tr><td>Xylene</td><td>JUNSEI</td><td>25175-0430</td><td></td></tr></tbody></table>

intramyocardial transplantation of msc-loading injectable hydrogels after myocardial infarction in a murine model

포스트인파르트 심부전을 예방하기 위한 현재 심장 줄기 세포 치료법에 직면한 주요 문제 중 하나는 부상당한 심근 내의 이식된 세포의 낮은 유지율과 생존율이 치료 효능을 제한하는 것입니다. 최근에는 스캐폴딩 생체 재료의 사용이 줄기 세포 치료제를 개선하고 극대화하는 데 주목받고 있습니다. 이 프로토콜의 목적은 주사용 하이드록시페닐 프로피온산(GH) 하이드로겔을 사용하여 골수 유래 중간엽 줄기 세포(MSC)를 이식하는 간단하고 간단한 기술을 도입하는 것입니다. 하이드로겔은 시투에서 교차 연결되는 능력과 높은 생체 적합성으로 인해 심장 조직 엔지니어링 응용 을 위한 세포 전달 플랫폼으로서 유리합니다. 우리는 MSC 로딩 GH 하이드로겔 (MSC/하이드로겔)을 제조하고 체외 배양에서 3차원 (3D)에서 생존과 증식을 평가하는 간단한 방법을 제시합니다. 또한, 마우스에서 MSC/하이드로겔의 자궁내 이식 기술을 시연하여 왼쪽 전방 내림차순(LAD) 관상 동맥 결찰 및 후속 MSC/하이드로겔 이식을 통해 심근 경색(MI)을 유도하는 수술 절차를 설명하고 있습니다.

광원심근에 효과적으로 MSC를 전달하기 위해 도 1에 설명된 시투 교차 연결 하이드로겔에서 MSC 로딩이 이 프로토콜에 사용되었다. 생체 내 이식 이전에, GH 하이드로겔에서 MSC의 증식 및 생존은 체외 라이브/죽은 세포 염색 분석서에서 3D에 의해 확인되었다(라이브: 녹색; 죽은: 빨강). 그림 2에도시된 바와 같이, 대표적인 이미지는 충분한 MSC 확산을 나타내며, GH 하이드로겔 내의 분기 네트워크를 보여 주었다. 또한, 14일째에 광범위한 다세포 3D 구조가 명확하게 관찰되었으며, 이는 GH 하이드로겔이 캡슐화된 세포에 적합한 미세 환경을 제공할 수 있음을 나타낸다.
LAD 결찰을 통해 MI를 유도한 후, MSC 로딩 GH 하이드로겔은 peri-farct영역(그림 3A)으로이식되었다. 도 3B에도시된 바와 같이, MSC와 젤은 극각지역 내에서 적절히 유지되었다. PHK26(빨간색)으로 염색된 MSC는 FITC(녹색)로 염색된 GH 하이드로겔에 잘 통합되어 생체 내 적용을 위해 경각선 하트에 성공적인 이식과 유지를 제시했습니다.
뮤린 MI 모델에서 MSC-로딩 GH 하이드로겔의 치료 효과를 확인하기 위해, 심장 기능 및 구조의 변화는 28일째에 심초음파 및 조직학 분석에 의해 평가되었고, 다른 치료 군 들 사이에서 비교하였다. 대표적인 에코카르디그래피는 다른 그룹과 비교하여 MSC/젤 처리군에서 FS, EF 및 ESV를 포함한 향상된 심장 기능을보였다(도 4). 또한, 조직학적 분석은 다른 그룹보다 더 적은 섬유증, 두꺼운 경질 벽 및 MSC/젤 처리군에서 더 작은 경색 크기를 나타내었으며, 이는 이 프로토콜이 LV 리모델링을 현저히 감쇠시킴으로써 유익한 효과를 기여했다는 것을나타낸다(그림 5).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61752/61752fig01.jpg"> 그림 1: 주 사용 가능한 하이드로겔을 사용하여 줄기 세포 보존 및 이식을 개선하기위한 프로세스의 계획. 골수 유래 MSC를 함유한 시투 교차 연계 가능한 GH 하이드로겔에서 자궁내 심근 주입에 의해 제조 및 이식된 경질심장에 이식하였다. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/61752/61752fig01large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61752/61752fig02.jpg"> 그림 2: 시험관 내 3D MSC 내의 GH 하이드로겔. 3, 5, 7, 14일 후 의 배양(200x 배율; 스케일 = 100 μm) 이후에 살아있는/죽은 세포 염색 에 따른 공초점 현미경을 통해 얻은 라이브(녹색)/죽은(빨간색) MSC의 대표적인 이미지. 이미지와 비디오는 부분적으로 김 외15의허가하에 적용되었다. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/61752/61752fig02large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61752/61752fig03.jpg"> 그림 3: MSC/하이드로겔의 생체 내 이식. (A)MI의 유도 후 내트라메쿄 심근 이식을 보여주는 회로도도(B) 이식된 MSC 및 GH 하이드로겔의 대표적인 이미지는 PKH26(빨간색) 및 FITC(녹색)로 각각 표기되어 있다. 마우스는 이식 1, 3, 5, 또는 7일 후에 희생되었고 그들의 마음은 MSC 및 GH 하이드로겔 이식의 정도를 평가하기 위하여 그 때 절제되었다. 절제된 심혼은 냉동 고정되어, 직렬 섹션으로 준비되고, 공초점 현미경(200배배율; 규모 = 100 μm)을 통해 이미지화되었다. 이미지는 부분적으로 김 외15의허가하에 적용되었다. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/61752/61752fig03large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61752/61752fig04.jpg"> 그림 4: MSC/하이드로겔 이식 후 심장 기능의 개선. (A)에코카르디그래피의 대표적인 비디오. (B)디아스톨(LVAWd)과 시스톨(LVAW)의 좌심실 전방 벽 두께, 디아스톨(LVID)의 내부 직경, 시스톨레(LVID) 및 후방 벽 두께(LVPWd) 및 슬래스톨(LVW)을 포함한 측정을 포함하는 대표적인 짧은 축 M-모드 이미지. (C\u2012E) 모든 치료군의 이식 28일 후 배출 분획(EF), 분수 단축(FS), 및 최종 수축부(ESV)의 기능적 개선. 데이터는 ± 표준 편차(* p&05, **p&001, ***p & 0.0001; n = 그룹당 9\u201212). 동영상과 결과는 김외15의허락으로 부분적으로 조정되었다. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/61752/61752fig04large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61752/61752fig05.jpg"> 그림 5: MSC/하이드로겔 이식 후 심장 구조의 개선. (A)조직학적 평가의 대표적인 이미지. (B\u2012D) 구조적 개선은 경색 크기로 관찰되었으며, 덜 경포한 벽 희석 및 섬유증이 관찰되었습니다. 배율 = 1mm. 데이터는 표준 편차(* p&05, **p&0.001, ***p & 0.0001) ± 표준 편차로 표현됩니다. n = 그룹당 4\u20127). 이미지와 결과는 김외15의허락으로 부분적으로 조정되었다. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/61752/61752fig05large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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Intramyocardial Transplantation of MSC-Loading Injectable Hydrogels after Myocardial Infarction in a Murine Model

줄기 세포 기지를 둔 치료는 심근 경색 후에 부상당한 심장 조직을 복구하는 능률적인 전략으로 부상했습니다. 우리는 효소적으로 교차 연결 될 수있는 젤라틴 하이드로 겔을 사용하여 줄기 세포 이식에 대한 최적의 생체 내 응용 프로그램을 제공합니다.

Murine 모델에서 심근 경색 후 MSC 로딩 주사용 하이드로겔의 자궁 내 이식

One of the major issues facing current cardiac stem cell therapies for preventing postinfarct heart failure is the low retention and survival rates of ...

intramyocardial-transplantation-msc-loading-injectable-hydrogels

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

4.3K 조회수.  The Catholic University of Korea. 줄기 세포 기지를 둔 치료는 심근 경색 후에 부상당한 심장 조직을 복구하는 능률적인 전략으로 부상했습니다. 우리는 효소적으로 교차 연결 될 수있는 젤라틴 하이드로 겔을 사용하여 줄기 세포 이식에 대한 최적의 생체 내 응용 프로그램을 제공합니다.

비디오: Intramyocardial Transplantation of MSC-Loading Injectable Hydrogels after Myocardial Infarction in a Murine Model

Coronary Artery Ligation and Intramyocardial Injection in a Murine Model of Infarction

Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo. With the advent of genetic modifications to the whole organism or the myocardium and an array of biological and/or synthetic materials, there is great potential for any combination of these to assuage the extent of acute ischemic injury and impede the onset of heart failure pursuant to myocardial remodeling. 
Here we present the methods and materials used to reliably perform this microsurgery and the modifications involved for temporary (with reperfusion) or permanent coronary artery occlusion studies as well as intramyocardial injections. The effects on the heart that can be seen during the procedure and at the termination of the experiment in addition to histological evaluation will verify efficacy. 
Briefly, surgical preparation involves anesthetizing the mice, removing the fur on the chest, and then disinfecting the surgical area. Intratracheal intubation is achieved by transesophageal illumination using a fiber optic light. The tubing is then connected to a ventilator. An incision made on the chest exposes the pectoral muscles which will be cut to view the ribs. For ischemia/reperfusion studies, a 1 cm piece of PE tubing placed over the heart is used to tie the ligature to so that occlusion/reperfusion can be customized. For intramyocardial injections, a Hamilton syringe with sterile 30gauge beveled needle is used. When the myocardial manipulations are complete, the rib cage, the pectoral muscles, and the skin are closed sequentially. Line block analgesia is effected by 0.25% marcaine in sterile saline which is applied to muscle layer prior to closure of the skin. The mice are given a subcutaneous injection of saline and placed in a warming chamber until they are sternally recumbent. They are then returned to the vivarium and housed under standard conditions until the time of tissue collection. At the time of sacrifice, the mice are anesthetized, the heart is arrested in diastole with KCl or BDM, rinsed with saline, and immersed in fixative. Subsequently, routine procedures for processing, embedding, sectioning, and histological staining are performed. 
Nonsurgical intubation of a mouse and the microsurgical manipulations described make this a technically challenging model to learn and achieve reproducibility. These procedures, combined with the difficulty in performing consistent manipulations of the ligature for timed occlusion(s) and reperfusion or intramyocardial injections, can also affect the survival rate so optimization and consistency are critical.

Numerous genetic manipulations and/or intramyocardial injections of genes, proteins, cells, and/or biomaterials are superimposed upon the dimension of time in studies of acute ischemia/ reperfusion injury and chronic remodeling in mice. This video illustrates the microsurgical procedures for ischemia/reperfusion, permanent coronary artery ligation, and intramyocardial injection studies.

경색의 Murine 모델에서 관상 동맥 내고과 Intramyocardial 사출

Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo.  With the advent of genetic modifications to ...

연구

의학

Enhancing the Engraftment of Human Induced Pluripotent Stem Cell-derived Cardiomyocytes via a Transient Inhibition of Rho Kinase Activity

A crucial factor in improving cellular therapy effectiveness for myocardial regeneration is to safely and efficiently increase the cell engraftment rate. Y-27632 is a highly potent inhibitor of Rho-associated, coiled-coil-containing protein kinase (RhoA/ROCK) and is used to prevent dissociation-induced cell apoptosis (anoikis). We demonstrate that Y-27632 pretreatment for human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hiPSC-CMs+RI) prior to implantation results in a cell engraftment rate improvement in a mouse model of acute myocardial infarction (MI). Here, we describe a complete procedure of hiPSC-CMs differentiation, purification, and cell pretreatment with Y-27632, as well as the resulting cell contraction, calcium transient measurements, and transplantation into mouse MI models. The proposed method provides a simple, safe, effective, and low-cost method which significantly increases the cell engraftment rate. This method cannot only be used in conjunction with other methods to further enhance the cell transplantation efficiency but also provides a favorable basis for the study of the mechanisms of other cardiac diseases.

In this protocol, we demonstrate and elaborate on how to use human induced pluripotent stem cells for cardiomyocyte differentiation and purification, and further, on how to improve its transplantation efficiency with Rho-associated protein kinase inhibitor pretreatment in a mouse myocardial infarction model.

로 키나아제 활성의 일시적인 억제를 통해 인간 유도 만능 줄기 세포 유래 심근 세포의 생착을 강화

A crucial factor in improving cellular therapy effectiveness for myocardial regeneration is to safely and efficiently increase the cell engraftment rate. ...

생화학

Intramyocardial Cell Delivery: Observations in Murine Hearts

Previous studies showed that cell delivery promotes cardiac function amelioration by release of cytokines and factors that increase cardiac tissue revascularization and cell survival. In addition, further observations revealed that specific stem cells, such as cardiac stem cells, mesenchymal stem cells and cardiospheres have the ability to integrate within the surrounding myocardium by differentiating into cardiomyocytes, smooth muscle cells and endothelial cells.
Here, we present the materials and methods to reliably deliver noncontractile cells into the left ventricular wall of immunodepleted mice. The salient steps of this microsurgical procedure involve anesthesia and analgesia injection, intratracheal intubation, incision to open the chest and expose the heart and delivery of cells by a sterile 30-gauge needle and a precision microliter syringe.
Tissue processing consisting of heart harvesting, embedding, sectioning and histological staining showed that intramyocardial cell injection produced a small damage in the epicardial area, as well as in the ventricular wall. Noncontractile cells were retained into the myocardial wall of immunocompromised mice and were surrounded by a layer of fibrotic tissue, likely to protect from cardiac pressure and mechanical load.

Intramyocardial cell delivery in murine models of cardiovascular diseases, such as hypertension or myocardial infarction, is widely used to test the therapeutic potential of different cell types in regenerative studies. Therefore, a detailed description and a clear visualization of this surgical procedure will help to define the limits and advantages of cardiovascular cell therapeutic analyses in small rodents.

심근 내 휴대 납품 : 쥐과 마음의 관찰

Previous studies showed that cell delivery promotes cardiac function amelioration by release of cytokines and factors that increase cardiac tissue ...

LAD-Ligation: A Murine Model of Myocardial Infarction

Research models of infarction and myocardial ischemia are essential to investigate the acute and chronic pathobiological and pathophysiological processes in myocardial ischemia and to develop and optimize future treatment.
Two different methods of creating myocardial ischemia are performed in laboratory rodents. The first method is to create cryo infarction, a fast but inaccurate technique, where a cryo-pen is applied on the surface of the heart (1-3). Using this method the scientist can not guarantee that the cryo-scar leads to ischemia, also a vast myocardial injury is created that shows pathophysiological side effects that are not related to myocardial infarction. The second method is the permanent ligation of the left anterior descending artery (LAD). Here the LAD is ligated with one single stitch, forming an ischemia that can be seen almost immediately. By closing the LAD, no further blood flow is permitted in that area, while the surrounding myocardial tissue is nearly not affected. This surgical procedure imitates the pathobiological and pathophysiological aspects occurring in infarction-related myocardial ischemia.
The method introduced in this video demonstrates the surgical procedure of a mouse infarction model by ligating the LAD. This model is convenient for pathobiological and pathophysiological as well as immunobiological studies on cardiac infarction. The shown technique provides high accuracy and correlates well with histological sections.

This video demonstrates how to use a fast and reliable model to study pathobiological and pathophysiological processes of myocardial ischemia.

내사 - 결합 : 심근 경색의 Murine 모델

Research models of infarction and myocardial ischemia are essential to investigate the acute and chronic pathobiological and pathophysiological processes ...

생물학

Ultrasound-guided Transthoracic Intramyocardial Injection in Mice

Murine models of cardiovascular disease are important for investigating pathophysiological mechanisms and exploring potential regenerative therapies. Experiments involving myocardial injection are currently performed by direct surgical access through a thoracotomy. While convenient when performed at the time of another experimental manipulation such as coronary artery ligation, the need for an invasive procedure for intramyocardial delivery limits potential experimental designs. With ever improving ultrasound resolution and advanced noninvasive imaging modalities, it is now feasible to routinely perform ultrasound-guided, percutaneous intramyocardial injection. This modality efficiently and reliably delivers agents to a targeted region of myocardium. Advantages of this technique include the avoidance of surgical morbidity, the facility to target regions of myocardium selectively under ultrasound guidance, and the opportunity to deliver injectate to the myocardium at multiple, predetermined time intervals. With practiced technique, complications from intramyocardial injection are rare, and mice quickly return to normal activity on recovery from anesthetic. Following the steps outlined in this protocol, the operator with basic echocardiography experience can quickly become competent in this versatile, minimally invasive technique.

Echocardiography-guided percutaneous intramyocardial injection represents an efficient, reliable, and targetable modality for the delivery of gene transfer agents or cells into the murine heart. Following the steps outlined in this protocol, the operator can quickly become competent in this versatile, minimally invasive technique.

마우스의 초음파 유도 경 흉부 심근 내 주입

Murine models of cardiovascular disease are important for investigating pathophysiological mechanisms and exploring potential regenerative therapies. ...

A Hydrogel Construct and Fibrin-based Glue Approach to Deliver Therapeutics in a Murine Myocardial Infarction Model.

The murine MI model is widely recognized in the field of cardiovascular disease, and has consistently been used as a first step to test the efficacy of treatments in vivo1. The traditional, established protocol has been further fine-tuned to minimize the damage to the animal. Notably, the pectoral muscle layers are teased away rather than simply cut, and the thoracotomy is approached intercostally as opposed to breaking the ribs in a sternotomy, preserving the integrity of the ribcage. With these changes, the overall stress on the animal is decreased. 
Stem cell therapies aimed to alleviate the damage caused by MIs have shown promise over the years for their pro-angiogenic and anti-apoptotic benefits. Current approaches of delivering cells to the heart surface typically involve the injection of the cells either near the damaged site, within a coronary artery, or into the peripheral blood stream2-4. While the cells have proven to home to the damaged myocardium, functionality is limited by their poor engraftment at the site of injury, resulting in diffusion into the blood stream5. This manuscript highlights a procedure that overcomes this obstacle with the use of a cell-encapsulated hydrogel patch. The patch is fabricated prior to the surgical procedure and is placed on the injured myocardium immediately following the occlusion of the left coronary artery. To adhere the patch in place, biocompatible external fibrin glue is placed directly on top of the patch, allowing for it to dry to both the patch and the heart surface. This approach provides a novel adhesion method for the application of a delicate cell-encapsulating therapeutic construct.

This protocol aims to alleviate the limitation of poor cell engraftment for stem cell treatment of myocardial infarctions through the use of a hydrogel system and a fibrin-based glue. With this approach, cell-to-tissue contact post-infarction can be maintained, increasing the therapeutic potential of beneficial agents at the site of injury.

하이드로 겔은 구축 및 쥐 심근 경색 모델에서 치료를 제공하기 위해 접착제 접근을 섬유소 기반.

The murine MI model is widely recognized in the field of cardiovascular disease, and has consistently been used as a first step to test the efficacy of ...

Ultrasound-guided Intracardiac Injection of Human Mesenchymal Stem Cells to Increase Homing to the Intestine for Use in Murine Models of Experimental Inflammatory Bowel Diseases

Crohn&#39;s disease (CD) is a common chronic inflammatory disease of the small and large intestines. Murine and human mesenchymal stem cells (MSCs) have immunosuppressive potential and have been shown to suppress inflammation in mouse models of intestinal inflammation, even though the route of administration can limit their homing and effectiveness 1,3,4,5. Local application of MSCs to colonic injury models has shown greater efficacy at ameliorating inflammation in the colon. However, there is paucity of data on techniques to enhance the localization of human bone marrow-derived MSCs (hMSCs) to the small intestine, the site of inflammation in the SAMP-1/YitFc (SAMP) model of experimental Crohn&#39;s disease. This work describes a novel technique for the ultrasound-guided intracardiac injection of hMSCs in SAMP mice, a well-characterized spontaneous model of chronic intestinal inflammation. Sex- and age-matched, inflammation-free AKR/J (AKR) mice were used as controls. To analyze the biodistribution and the localization, hMSCs were transduced with a lentivirus containing a triple reporter. The triple reporter consisted of firefly luciferase (fl), for bioluminescent imaging; monomeric red fluorescent protein (mrfp), for cell sorting; and truncated herpes simplex virus thymidine kinase (ttk), for positron emission tomography (PET) imaging. The results of this study show that 24 h after the intracardiac administration, hMSCs localize in the small intestine of SAMP mice as opposed to inflammation-free AKR mice. This novel, ultrasound-guided injection of hMSCs in the left ventricle of SAMP mice ensures a high success rate of cell delivery, allowing for the rapid recovery of mice with minimal morbidity and mortality. This technique could be a useful method for the enhanced localization of MSCs in other models of small-intestinal inflammation, such as TNF&#916;RE6. Future studies will determine if the increased localization of hMSCs by intra-arterial delivery can lead to increased therapeutic efficacy.

Murine studies in models of colonic inflammation have demonstrated that a small percentage (1 - 5%) of mesenchymal stem cells (MSC) injected intravenously or intraperitoneally home to the inflamed colon1,2. This study shows that ultrasound-guided intracardiac injections of MSCs result in increased localization to the intestine.

초음파 유도 Intracardiac 주입 실험 선 동적인 장 질병의 Murine 모델에 사용 하기 위해 내장을 추적 증가 인간 중간 엽 줄기 세포의

Crohn&#39;s disease (CD) is a common chronic inflammatory disease of the small and large intestines. Murine and human mesenchymal stem cells (MSCs) have ...

Transplantation of a 3D Bioprinted Patch in a Murine Model of Myocardial Infarction

Testing regenerative properties of 3D bioprinted cardiac patches in vivo using murine models of heart failure via permanent left anterior descending (LAD) ligation is a challenging procedure and has a high mortality rate due to its nature. We developed a method to consistently transplant bioprinted patches of cells and hydrogels onto the epicardium of an infarcted mouse heart to test their regenerative properties in a robust and feasible way. First, a deeply anesthetized mouse is carefully intubated and ventilated. Following left lateral thoracotomy (surgical opening of the chest), the exposed LAD is permanently ligated and the bioprinted patch transplanted onto the epicardium. The mouse quickly recovers from the procedure after chest closure. The advantages of this robust and quick approach include a predicted 28-day mortality rate of up to 30% (lower than the 44% reported by other studies using a similar model of permanent LAD ligation in mice). Moreover, the approach described in this protocol is versatile and could be adapted to test bioprinted patches using different cell types or hydrogels where high numbers of animals are needed to optimally power studies. Overall, we present this as an advantageous approach which may change preclinical testing in future studies for the field of cardiac regeneration and tissue engineering.

This protocol aims to transplant a 3D bioprinted patch onto the epicardium of infarcted mice modeling heart failure. It includes details regarding anesthesia, the surgical chest opening, permanent ligation of the left anterior descending (LAD) coronary artery and application of a bioprinted patch onto the infarcted area of the heart.

심근 경색의 뮤린 모델에서 3D 생체 인쇄 패치의 이식

Testing regenerative properties of 3D bioprinted cardiac patches in vivo using murine models of heart failure via permanent left anterior descending (LAD) ...

생체공학

Establishing a Swine Model of Post-myocardial Infarction Heart Failure for Stem Cell Treatment

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major causes of mortality and morbidity around the world. Cell-based therapies for cardiac repair and improvement of left ventricular function after MI have attracted considerable attention. Accordingly, the safety and efficacy of these cell transplantations should be tested in a preclinical large animal model of HF prior to clinical use. Pigs are widely used for cardiovascular disease research due to their similarity to humans in terms of heart size and coronary anatomy. Therefore, we sought to present an effective protocol for the establishment of a porcine chronic HF model using closed-chest coronary balloon occlusion of the left circumflex artery (LCX), followed by rapid ventricular pacing induced with pacemaker implantation. Eight weeks later, the stem cells were administered by intramyocardial injection in the peri-infarct area. Then the infarct size, cell survival, and left ventricular function (including echocardiography, hemodynamic parameters, and electrophysiology) were evaluated. This study helps establish a stable preclinical large animal HF model for stem cell treatment.

We sought to establish a swine model of heart failure induced by left circumflex artery blockage and rapid pacing to test the effect and safety of intramyocardial administration of stem cells for cell-based therapies.

줄기 세포 치료를위한 심근 경색 심부전의 돼지 모델 설립

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

뮤린 모델에서 허혈혈 재관류 부상 후 줄기 세포의 지연 된 자궁 내 납품

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...