Name: single sensillum recordings for locust palp sensilla basiconica
Uploaded: 2018-06-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 16 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica at JoVE.com

이 작품은 국립 자연 과학 재단의 중국 (No.31472037)에서 교부 금에 의해 지원 됩니다. 상호 또는이 문서에서 상용 제품의 언급만을 목적으로 특정 정보를 제공 하 고 추천을 의미 하지는 않습니다.

1입니다. 악기와 곤충의 준비
<ol><li>
텅스텐 전극 및 자극 솔루션 준비
	<ol>
<li>새로운 텅스텐 와이어 (0.125 m m의 직경, 길이 75 m m)는 micromanipulator로 해결 하 고 stereomicroscope (40 배 확대)에서 약 1 분 동안 전원 공급 장치에서 제공 하는 V 10에서 주사기에 10% (w/v) 나트륨 질산염 (나노2) 솔루션에 선명 하 게.</li>
		<li>10% 나노2 솔루션, < 1 분 (그림 1A)에서 5 V에서 약 4 mm로 반복적으로 날카롭게 텅스텐 와이어를 찍어.</li>
		<li>때까지 충분히 잘 메뚜기 벨 후 각 sensillum (그림 1B)의 표 피를 관통 하는 stereomicroscope에서 자주 날카롭게 텅스텐 팁의 직경을 검사 합니다.</li>
		<li>자극 솔루션을 준비 합니다. 미네랄 오일의 화학 자극 물질의 각각 희석. 1-nonanol 및 nonanoic 산 10% 희석에 희석. E-2-hexenal, 10-2, 10-3, 10-4, 10-5에서 hexanal 희석.</li>
		<li>파스퇴르는 자극을 운반 하는 튜브 준비: 파스퇴르 튜브 필터 종이 스트립 (2 cm의 길이, 0.5 c m의 폭)를 삽입, 필터 종이 스트립에 희석된 자극 솔루션 (각 10 µ l)를 추가 하 고 다음 파스퇴르 피 펫 팁 (1 ml) 튜브를 연결.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
곤충을 준비
	<ol>
<li>60%의 상대 습도, 28-30 ° C의 온도 및 18:6 h (빛: 다크) photoperiod 붐비는 조건 하에서 신선한 밀 묘와 후면 메뚜기 (Locusta migratoria). 선택 1을 3-하루-오래 된 5번째 메뚜기 님프 탈피 하 고 기록할 때 어떤 방해를 피하기 위해 좋은 위 안테나를 제거.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
메뚜기 상 악 벨 홀더를 준비
	<ol>
<li>유리 슬라이드 (25 x 75 mm)를 사용 하 여 상 악 벨 홀더 (MPH)의 기반으로. 양면 접착 테이프를 가진 유리 슬라이드의 모서리에 플라스틱 조각 (높이, 길이 35 m m, 폭에서 10 m m 1 m m)를 부착 하 고 마지막으로 양면 접착 테이프를 가진 플라스틱 조각 위에 커버 글라스 (18 x 18 mm)을 수정. 비-슬립 층으로 커버 유리에 빨간 고무 테이프의 작은 조각을 놓습니다. 커버 유리와 플라스틱 조각 메뚜기 벨에 대 한 플랫폼을 구성합니다. 플랫폼의 높이 약 1.5 m m 이다.</li>
		<li>텅스텐 와이어 (0.125 m m의 직경, 36 m m의 길이) 안쪽에 평행 하 게 1.5 m m의 거리에 설치 플랫폼의 가장자리. 양면 접착 테이프를 가진 플랫폼에 철사의 2 개의 끝을 수정 합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2입니다. 메뚜기 상 악 Palps의 준비
<ol><li>원심 분리기 튜브 (1.5 ml) 세로로 반으로 잘라내어 바닥을 잘라. 준비 된 관으로 메뚜기를 놓습니다. 복 부 지역 및 노출 메뚜기의 머리를 두고. 양면 접착 테이프 (그림 2A)와 유리 슬라이드에 어셈블리를 수정 합니다.</li>
	<li>플랫폼에 오른쪽 상 악 벨을 당겨.</li>
	<li>벨의 4 세그먼트에 텅스텐 와이어를 넣어. 텅스텐 와이어, 상 악 벨 (그림 2A 와 2B)에서 약 2 mm의 양쪽에 접착제 퍼 티를 배치 합니다.</li>
</ol>3. 단일 Sensillum 녹음
<ol><li>저 배율 (100 배)에서 현미경으로 메뚜기 상 악 벨 준비를 놓습니다. 벨 기록 전극 (그림 3A)에 수직 될 때까지 준비의 위치를 조정 합니다.</li>
	<li>micromanipulator를 사용 하 여 메뚜기 눈에 참조 전극 (텅스텐 전극)를 삽입 합니다. (그림 3B 와 3c) micromanipulator와 상 악 벨 가까이 기록 전극 (텅스텐 전극)를 이동 합니다.</li>
	<li>상 악 벨 (그림 3B)에서 약 1 cm 냄새 배달 장치를 조정 합니다.</li>
	<li>레코딩 소프트웨어를 자동 스파이크 32를 엽니다. 녹음 매개 변수를 다음과 같이 설정: 녹음 규모 500 µ V; 300 Hz, 200 Hz;에 낮은 컷오프에 필터의 높은 컷오프 그리고 10에 pretrigger s.</li>
	<li>보편적인 ac/DC 증폭기 x 10를 기록 전극을 연결 합니다.</li>
	<li>(500 X) 높은 확대에 현미경을 전환 합니다. 상 악 벨에 basiconic sensillum의 기록 전극 삽입 하 고 섬세 하 게 기록 전극 좋은 자연 스파이크 (그림 3D)를 조정 합니다.</li>
	<li>20 ml에 지속적인 공기 흐름을 제공 하는 자극 컨트롤러/s. 10 1 미 기록 신호 자극 시간 설정 시작 10 s s 자극 펄스의 발병 하기 전에.</li>
	<li>10 x 보편적인 ac/DC 증폭기를 사용 하 여 신호를 증폭 하는. IDAC 4에 신호를 피드. 자동 스파이크 32 소프트웨어와 신호를 분석 합니다. AC 신호는 대역 통과 필터링 200 ~ 300 Hz. 사이 사용 자동 스파이크 32 소음에서 피크--물마루 진폭을 구별할 수 있다. 자연 주파수에 활동 전위 주파수 (초당 스파이크)에 증가 하는 만큼 신경의 응답을 계산 합니다. GraphPad Prism 7를 사용 하 여 통계 분석을 수행 합니다.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Carey, A. F., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfaction+from+model+systems+to+disease+control.">Insect olfaction from model systems to disease control.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (32), 12987-12995 (2011).</li><li>Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant+reception+in+insects:+roles+of+receptors,+binding+proteins,+and+degrading+enzymes.">Odorant reception in insects: roles of receptors, binding proteins, and degrading enzymes.</a> Annual Review of Entomology. 58, 373-391 (2013).</li><li>Zhang, J., Walker, W. B., Wang, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pheromone+reception+in+moths:+from+molecules+to+behaviors.">Pheromone reception in moths: from molecules to behaviors.</a> Progress in Molecular Biology and Translational Science. 130, 109-128 (2015).</li><li>Vosshall, L. B., Amrein, H., Morozov, P. S., Rzhetsky, A., Axel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+spatial+map+of+olfactory+receptor+expression+in+the+Drosophila+antenna.">A spatial map of olfactory receptor expression in the Drosophila antenna.</a> Cell. 96 (5), 725-736 (1999).</li><li>Benton, R., Vannice, K. S., Gomez-Diaz, C., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variant+ionotropic+glutamate+receptors+as+chemosensory+receptors+in+Drosophila.">Variant ionotropic glutamate receptors as chemosensory receptors in Drosophila.</a> Cell. 136 (1), 149-162 (2009).</li><li>Vosshall, L. B., Stocker, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+architecture+of+smell+and+taste+in+Drosophila.">Molecular architecture of smell and taste in Drosophila.</a> Annual Review of Neuroscience. 30, 505-533 (2007).</li><li>de Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">Odor coding in the Drosophila antenna.</a> Neuron. 30, 537-552 (2001).</li><li>Roelofs, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sex+pheromone+production+and+perception+in+European+corn+borer+moths+is+determined+by+both+autosomal+and+sex-linked+genes.">Sex pheromone production and perception in European corn borer moths is determined by both autosomal and sex-linked genes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 84 (21), 7585-7589 (1987).</li><li>Larsson, M. C., Leal, W. S., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+receptor+neurons+detecting+plant+odours+and+male+volatiles+in+Anomala+cuprea+beetles+(Coleoptera:+Scarabaeidae).">Olfactory receptor neurons detecting plant odours and male volatiles in Anomala cuprea beetles (Coleoptera: Scarabaeidae).</a> Journal of Insect Physiology. 47 (9), 1065-1076 (2001).</li><li>Zhang, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+basis+of+alarm+pheromone+detection+in+aphids.">Molecular basis of alarm pheromone detection in aphids.</a> Current Biology. 27 (1), 55-61 (2017).</li><li>Cui, X., Wu, C., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+response+patterns+of+16+olfactory+neurons+from+the+trichoid+sensilla+to+odorant+from+fecal+volatiles+in+the+locust,+Locusta+migratoria+manilensis.">Electrophysiological response patterns of 16 olfactory neurons from the trichoid sensilla to odorant from fecal volatiles in the locust, Locusta migratoria manilensis.</a> Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 77 (2), 45-57 (2011).</li><li>Sharma, K. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cuticular+hydrocarbon+pheromones+for+social+behavior+and+their+coding+in+the+ant+antenna.">Cuticular hydrocarbon pheromones for social behavior and their coding in the ant antenna.</a> Cell Reports. 12 (8), 1261-1271 (2015).</li><li>de Bruyne, M., Clyne, P. J., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+a+model+olfactory+organ:+the+Drosophila+maxillary+palp.">Odor coding in a model olfactory organ: the Drosophila maxillary palp.</a> Journal of Neuroscience. 19 (11), 4520-4532 (1999).</li><li>Syed, Z., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maxillary+palps+are+broad+spectrum+odorant+detectors+in+Culex+quinquefasciatus.">Maxillary palps are broad spectrum odorant detectors in Culex quinquefasciatus.</a> Chemical Senses. 32 (8), 727-738 (2007).</li><li>Lu, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+maxillary+palp+of+the+malaria+vector+mosquito+Anopheles+gambiae.">Odor coding in the maxillary palp of the malaria vector mosquito Anopheles gambiae.</a> Current Biology. 17 (18), 1533-1544 (2007).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+sensillum+recordings+in+the+insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> Journal of Visualized Experiments. 36, e1725 (2010).</li><li>Grant, A. J., Wigton, B. E., Aghajanian, J. G., O'Connell, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+responses+of+receptor+neurons+in+mosquito+maxillary+palp+sensilla+to+carbon+dioxide.">Electrophysiological responses of receptor neurons in mosquito maxillary palp sensilla to carbon dioxide.</a> Journal of Comparative Physiology A. 177 (4), 389-396 (1995).</li><li>Blaney, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ultrastructure+of+an+olfactory+sensillum+on+the+maxillary+palps+of+Locusta+migratoria+(L.).">The ultrastructure of an olfactory sensillum on the maxillary palps of Locusta migratoria (L.).</a> Cell and Tissue Research. 184 (3), 397-409 (1977).</li><li>Hassanali, A., Njagi, P. G. N., Bashir, M. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemical+ecology+of+locusts+and+related+acridids.">Chemical ecology of locusts and related acridids.</a> Annual Review of Entomology. 50, 223-245 (2005).</li><li>Chapman, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contact+chemoreception+in+feeding+by+phytophagous+insects.">Contact chemoreception in feeding by phytophagous insects.</a> Annual Review of Entomology. 48, 455-484 (2003).</li><li>Chapman, R. F., Sword, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+importance+of+palpation+in+food+selection+by+a+polyphagous+grasshopper+(Orthoptera:+Acrididae).">The importance of palpation in food selection by a polyphagous grasshopper (Orthoptera: Acrididae).</a> Journal of Insect Behavior. 6, 79-91 (1993).</li><li>Winstanley, C., Blaney, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemosensory+mechanisms+of+locusts+in+relation+to+feeding.">Chemosensory mechanisms of locusts in relation to feeding.</a> Entomologia Experimentalis et Applicata. 24, 750-758 (1978).</li><li>Blaney, W., Duckett, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+significance+of+palpation+by+the+maxillary+palps+of+Locusta+migratoria+(L.):+an+electrophysiological+and+behavioural+study.">The significance of palpation by the maxillary palps of Locusta migratoria (L.): an electrophysiological and behavioural study.</a> Journal of Experimental Biology. 63, 701-712 (1975).</li><li>Blaney, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+responses+of+the+terminal+sensilla+on+the+maxillary+palps+of+Locusta+migratoria+(L.)+to+some+electrolytes+and+non-electrolytes.">Electrophysiological responses of the terminal sensilla on the maxillary palps of Locusta migratoria (L.) to some electrolytes and non-electrolytes.</a> Journal of Experimental Biology. 60, 275-293 (1974).</li><li>Jin, X., Zhang, S., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+odorant-binding+and+chemosensory+proteins+and+spatial+map+of+chemosensilla+on+labial+palps+of+Locusta+migratoria+(Orthoptera:+Acrididae).">Expression of odorant-binding and chemosensory proteins and spatial map of chemosensilla on labial palps of Locusta migratoria (Orthoptera: Acrididae).</a> Anthropod Structure &amp; Development. 35 (1), 47-56 (2006).</li><li>Zhang, L., Li, H., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+olfactory+pathways+to+detect+aldehydes+on+locust+mouthpart.">Two olfactory pathways to detect aldehydes on locust mouthpart.</a> International Journal of Biological Sciences. 13 (6), 759-771 (2017).</li><li>Dweck, H. K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+channels+associated+with+the+Drosophila+maxillary+palp+mediate+short-+and+long-range+attraction.">Olfactory channels associated with the Drosophila maxillary palp mediate short- and long-range attraction.</a> eLife. 5, e14925 (2016).</li><li>Bohbot, J. D., Sparks, J. T., Dickens, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+maxillary+palp+of+Aedes+aegypti,+a+model+of+multisensory+Integration.">The maxillary palp of Aedes aegypti, a model of multisensory Integration.</a> Insect Biochemistry and Molecular Biology. 48, 29-39 (2014).</li><li>Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+recording+from+Drosophila+labellar+taste+sensilla.">Electrophysiological recording from Drosophila labellar taste sensilla.</a> Journal of Visualized Experiments. 84, e51355 (2014).</li><li>Ng, R., Lin, H. H., Wang, J. W., Su, C. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+recording+from+Drosophila+trichoid+sensilla+in+response+to+odorants+of+low+volatility.">Electrophysiological recording from Drosophila trichoid sensilla in response to odorants of low volatility.</a> Journal of Visualized Experiments. 125, e56147 (2017).</li><li>Syed, Z., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+measurements+from+a+moth+olfactory+system.">Electrophysiological measurements from a moth olfactory system.</a> Journal of Visualized Experiments. 49, e2489 (2011).</li><li>Saha, D., Leong, K., Katta, N., Raman, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-unit+recording+methods+to+characterize+neural+activity+in+the+locust+(Schistocerca+Americana)+olfactory+circuits.">Multi-unit recording methods to characterize neural activity in the locust (Schistocerca Americana) olfactory circuits.</a> Journal of Visualized Experiments. 71, e50139 (2013).</li><li>Liu, F., Liu, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+single+sensillum+recording+to+detect+olfactory+neuron+responses+of+bed+bugs+to+semiochemicals.">Using single sensillum recording to detect olfactory neuron responses of bed bugs to semiochemicals.</a> Journal of Visualized Experiments. 107, e53337 (2016).</li></ol>

저자는 공개 없다.

곤충 음식 냄새를 감지 하는 palps에 의존 하 고 그들의 palps speciation13,27에 중요 한 역할을 것으로 추정 된다. palps 간단한 후 각 장기 고는 neuromolecular의 탐험에 대 한 매력적인 모델 네트워크 기본 chemosensation28로 증가 관심을 받고 있다.
Labellar 곤충 및 벨 SSRs 성공적으로 수행 되었습니다 초파리 melanogaster, Anopheles gambiae, 및 Culex quinquefasciatus13,,1415,16 , 17 하지만 거의 비디오 프레 젠 테이 션16,29의 형태로 보고 되었습니다. 더듬이 SSRs에 비디오 데이터 침대 버그 (Cimex lectularius)16, , Schistocerca 아메리, 배꼽 orangeworm 나 방 (Amyeloistransitella), 초파리에 사용할 수 있는 반면, 30 , 31 , 32 , 33.
메뚜기 벨 sensilla basiconica 메뚜기 더듬이 sensilla와 다른 많은 곤충 sensilla 다른 특정 구조를가지고. 여기 설명 하는 방법을 사용 하 여, 활동 전위 생성 메뚜기 벨 sensilla basiconica 하위 pb1 고 pb2 기록 될 수 있습니다 (그림 4 및 그림 5) 차별.
중요 한 단계는 기록 전극의 침투 이다. 기록 전극은 sensillum의 베이스에 삽입 하 고 고급 좋은 신호 취득 될 때까지 한다. 또한,는 벨의 돔 기록 전극은 sensillum의 베이스에 삽입 될 때 붕괴에서 방지 하기 위해 중요 하다. 이를 위해, 우리는 특별 한 메뚜기 상 악 벨 홀더 (MPH)를 포함 하 여 플랫폼을 설정 하 고는 벨의 4 세그먼트 압축 텅스텐 와이어를 사용. 이 절차의 많은 반복이 효과적 임을 보여 줍니다. 여러 odorants sensilla에 신경의 응답 패턴을 바탕으로, 우리, 처음으로, 확인 즉 pb1 및 pb2 sensilla 메뚜기 상 악 벨에 basiconica의 두 하위.
이 게시에 설명 된 기술의 한계는 큰 곤충 (예, 그리고 나 방, 딱정벌레, 메뚜기)를 기록 하는 데 사용 될 수 하지 작은 곤충 (예:파리, 모기), 그들의 자신의 플랫폼을가지고 기록 하 고 기술13,14,15,,1617. 이 방법은 기존의 방법에 무료입니다.
결론적으로, 곤충 벨 sensilla basiconica에서 SSR의 매우 효과적인 프로토콜 자세히 설명 되어 있습니다. 이 프로토콜은 진드기에 곤충 후각이의 분자 및 세포 메커니즘의 연구에 유용한 기술 연구를 제공할 수 있습니다. 가스 착 색 인쇄기와 연결 하는이 방법은 유리한 식량 자원의 추출 물에 자연 electrophysiologically-액티브 ligands를 식별 하기 위해 사용 될 수 있습니다.

동물 외 인 화학 신호를 감지 하는 chemosensory 기관의 범위를 진화 했다. 곤충, 가장 중요 한 chemosensory 기관에서는 안테나와는 palps 있습니다. 이러한 기관에 chemosensory sensilla 라는 chemosensory 머리카락의 여러 종류 머리카락 내 chemosensory 뉴런 (CSNs) 의해 innervated 있습니다. CSNs chemosensory sensilla에 특정 화학 신호는 중앙 신경 시스템1,2,3 이후에 전송 되는 전기 잠재력에 화학 자극에서 신호 변환 통해 인식 .
CSNs 익스프레스 다양 한 chemosensory 수용 체 [예를 들어, odorant 수용 체 (ORs)], ionotropic 수용 체 (국세청), 그리고 chemosensation 의 다른 종류와 관련 된 외 인 화학 신호를 인코딩하는 그들의 세포 막에 미각 수용 체 (GRs) 4,,56. CSNs의 특성 곤충 chemoreception의 세포 및 분자 메커니즘의 해명에 열쇠 이다. 이제 단일 sensillum 기록 (SSR)은 널리 사용 되는 기술 등 많은 곤충의 더듬이 sensilla에 곤충 CSNs 특성 파리7, 나 방8,9, aphids10, 메뚜기11, 딱정벌레 그리고 개미12. 그러나, 몇 가지 연구에 적용 된는 SSR 곤충 palps13,14,15,,1617, 때문에 그들의 sensilla의 특정 구조를 electrophysiological 녹음 어려운18.
메뚜기 메뚜기 (메뚜기목)의 심각한 작물 피해 및 경제적 손실19에 종종 발생할. palps 메뚜기20,,2122,,2324의 식품 선택에 중요 한 역할을 추정 된다. 두 가지 유형의 chemosensory sensilla 스캐닝 전자 현미경 (SEM)에 의해 조사 됩니다. 일반적으로, 350 sensilla chaetica와 7-8 sensilla basiconica 메뚜기 palps18의 각 돔에서 관찰 된다. Sensilla chaetica는 비 휘발성 화학 신호를 감지 하는 미각 sensilla sensilla basiconica 휘발성 화학 신호를 감지 하는 후 각 기능을가지고 반면.
메뚜기 palps sensilla basiconica (ca. 12 µ m)의 머리 소켓의 직경 sensilla chaetica의 그들 보다는 훨씬 더는 (ca. 8 µ m)18,25. 에 palps sensilla basiconica의 cuticular 벽은 더듬이 sensilla18의 그것 보다 훨씬 두꺼운. 또한,는 벨의 돔 매우 유연한 표 피 내에서 액체 내용이 있다. 이러한 특성 의미는 microelectrode와 좋은 electrophysiological 신호 취득 침투 더듬이 sensilla 보다 더 어려운. 이 논문에서는, 메뚜기 벨 sensilla basiconica에 대 한 상세 하 고 매우 효과적인 SSR 프로토콜 비디오와 함께 제공 됩니다.

<table><tbody><tr><td>Tungsten wire</td><td>ADVENT</td><td>W559504</td><td>Used for making the electrode and fixing the palp</td></tr><tr><td>NaNO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-aldrich</td><td>563218-25G</td><td>Used for sharpening the tungsten wire</td></tr><tr><td>AC Power Supply</td><td>Syntech</td><td>A2-70</td><td>Providing the voltage in sharpening the tungsten wire</td></tr><tr><td>Stereoscope</td><td>Motic</td><td>SMZ-163</td><td>Used for observing the sharpening of tungsten wire</td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Olympus</td><td>W-51</td><td>Used for observing the sensilla on locust maxillary palp</td></tr><tr><td>Intelligent Data Acquisition Controller</td><td>Syntech</td><td>IDAC-4</td><td>Real-time on screen display of all signals before and during recording</td></tr><tr><td>Stimulus controller</td><td>Syntech</td><td>CS-55</td><td>Used for controlling the stimulus application</td></tr><tr><td>Electronic micromanipulator</td><td>C.M.D.T</td><td>CFT-8301D</td><td>Used for minor movement of the recording electrode</td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>Narishige</td><td>MN-151</td><td>Used for minor movement of the reference electrode</td></tr><tr><td>Speaker</td><td>EDIFIER</td><td>R101T06</td><td>Connected with IDAC-4 and providing sound for the signal</td></tr><tr><td>Magnetic base</td><td>PDOK</td><td>PD-101</td><td>Used to hold the electrode, and stimulus delivery tube</td></tr><tr><td>Vibration Isolation Table</td><td>TianHe</td><td>HAP-100-1208</td><td>Used for isolating the vibration from the equipment</td></tr><tr><td>Glass slide</td><td>CITOGLAS</td><td>ZBP-407</td><td>Used for making the base for the MPH</td></tr><tr><td>Blu-tack</td><td>Bostik</td><td>Blu-tack-45g</td><td>Fixing the tungsten wire</td></tr><tr><td>Pasteur tube</td><td>YARE</td><td>WITEG</td><td>Placing the filter paper containing stimuli stimulus solutions</td></tr></tbody></table>

single sensillum recordings for locust palp sensilla basiconica

메뚜기 mouthparts의 palps 기존의 미각 기관 (이전 라는 터미널 sensilla sensilla chaetica 통해 비 휘발성 화학 신호의 탐지를 위해 특히 메뚜기의 식품 선택에 중요 한 역할을 재생 하는 것으로 간주 됩니다. 또는 볏된 sensilla)입니다. 이제 증거는 후 각 기능을가지고 하는 이러한 palps 증가입니다. Odorant 수용 체 (LmigOR2)와 odorant 의무적인 단백질 (LmigOBP1)는 되었습니다 지역화 신경 및 액세서리 셀에 각각,는 palps sensilla basiconica에서. 단일 sensillum (SSR) 녹음 사용 됩니다 odorant 수용 체 신경의 응답을 기록 심사 특정 odorant 수용 체에 활성 ligands를 위한 효과적인 방법입니다. SSR 벨 sensilla에 odorant 수용 체의 기능 연구에 사용 됩니다. palps의 돔에 있는 sensilla basiconica의 구조는 안테나에 그들의 구조에서 약간 다릅니다. 따라서, odorants에 의해 elicited는 SSR을 수행할 때 몇 가지 구체적인 조언을 최적의 결과 얻기 위해 유용할 수 있습니다. 이 문서에는 SSR 곤충 벨 sensilla basiconica에서에 대 한 상세 하 고 매우 효과적인 프로토콜 도입 되었습니다.

메뚜기 상 악 벨에 두 sensilla 하위 (pb1 및 pb2) 화학 odorants (10 %1 nonanol 및 10 %nonanoic 산)에 다른 응답 역학에 따라 식별 됩니다. Pb1에 있는 신경 세포 생산 1-nonanol 보다 pb2에 신경 동안 nonanoic 산에 상당히 적은 1-nonanol nonanoic 산 (그림 4)와 비교 하 여 활성화에 훨씬 더 많은 스파이크. Hexanal 및 E-2-Hexenal 응답 (POR)26여 메뚜기 벨을 보여주고 수 있습니다. Hexanal는 풍부한 호스트 녹색 식물 잎 휘발성 음식 소스26추가 확인에 기여할 수 있는 이다. Pb1 뉴런에 마지막 elicited 스파이크 pb2 그들은 E-2-hexenal (그림 4)에 의해 자극 하는 때의 그 이상. Pb1에 pb2 신경 마찬가지로 강력한 응답 hexanal (그림 4)을 전시 한다. 비교 하기 전에 기간 5 s와 5 사이 모든 스파이크의 의미 변화 s 후 자극 1 nonanol에 대 한 응답 nonanoic 산 pb1, 하지만 반대로 pb2 보다 상당히 높은 임을 나타냅니다 (그림 5). Sensilla의 이러한 두 개의 하위에서 뉴런 E-2-hexenal 고 hexanal, 복용량에 독립적으로 반응 하 고 이러한 두 알데하이드에 그들의 응답 패턴 (그림 6A , 6B) 다.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig1.jpg"> 그림 1입니다. 전극 준비. (A)이이 패널의 전극이 기구는 일반 볼 보여 줍니다. 주사기 10% 나노2 (왼쪽)를 포함 하는 전극 (오른쪽)을 날카롭게 하는 데 사용 됩니다. (B)이이 패널 (적당 한 a:, b: 부적 한) 전극 팁의 가까운 보기를 보여줍니다. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig2.jpg"> 그림 2입니다. 메뚜기 상 악 벨 홀더 (MPH). (A)는 MPH와는 메뚜기 현미경 아래 위치 하기 전에 유리 슬라이드에 거치 된다. (B)이이 패널 플랫폼에 텅스텐 와이어로 고정 메뚜기 상 악 벨의 클로즈업을 보여줍니다. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig3.jpg"> 그림 3입니다. 단일 sensillum 녹음. (A)이이 패널 전기 생리학 설치의 보기를 표시 합니다. (B)이이 패널의 현미경에 장착 된 메뚜기 준비 가까운 보기를 보여줍니다. (C)이이 이미지는 100 배 확대에서 메뚜기 상 악 벨을 보여준다. (D)이이 이미지는 500 배 확대에는 벨을 보여 줍니다. 화살표는 basiconic sensillum를 나타냅니다. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig4.jpg"> 그림 4입니다. 메뚜기 상 악 벨의 단일 sensillum 녹음의 응답 흔적. 이 패널에 pb1 의미 벨 sensilla basiconica;의 하위 1 pb2 벨 sensilla basiconica의 하위 2 의미합니다. 흔적 위에 막대 자극 기간을 나타냅니다 (1 s). 이 음반에 대 한 모든 냄새는 1%로 희석 하는 E-2-hexenal 및 hexanal, 제외한 10% 희석에서 사용 됩니다. 이 수치는 장 외 에서 수정 26. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig5v2.jpg"> 그림 5입니다. Pb1 pb2 nonanoic 산 및 1 nonanol에 의해 자극된에 신경에 있는 스파이크의 평균 숫자 비교. 스파이크의 평균 숫자는 자극 전후 기간 5 s에 계산 됩니다. Pb1, 1 nonanol에 대응 하는 신경에 있는 스파이크의 평균 숫자는 nonanoic 산에 반응 하는 신경에 있는 스파이크의 그들 보다는 상당히 높은 증가 (n = 11 palps; ANOVA 테스트- 특별 게시물 t; p < 0.0001), pb2 달리 (n = 10 palps; ANOVA 테스트- 특별 게시물 t; p = 0.0110). 오차 막대를 나타내는 SEM. 이 수치는 장 외 에서 수정 26. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig5v2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig6v3.jpg"> 그림 6입니다. Pb1 pb2 응답 복용량 독립적으로 E-2-hexenal 고 hexanal에 뉴런의 패턴. (A)이이 패널에서는 pb1 뉴런의 패턴 (± SEM; n = 12 palps). (B)이이 패널에서는 pb2 뉴런의 패턴 (± SEM; n = 10 palps). 이 수치는 장 외 에서 수정 26. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig6large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>

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Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica

이 종이에 곤충 mouthparts의 palps sensilla basiconica에서 단일 sensillum 기록에 대 한 상세 하 고 매우 효과적인 프로토콜을 설명합니다.

메뚜기 벨 Sensilla Basiconica에 대 한 단일 Sensillum 녹음

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially ...

single-sensillum-recordings-for-locust-palp-sensilla-basiconica

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.1K 조회수.  China Agricultural University. 이 종이에 곤충 mouthparts의 palps sensilla basiconica에서 단일 sensillum 기록에 대 한 상세 하 고 매우 효과적인 프로토콜을 설명합니다.

비디오: Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

곤충의 단일 Sensillum 레코딩 Drosophila melanogaster과 아노 펠 레스 gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

연구

신경과학

Electrophysiological Measurements from a Moth Olfactory System

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single sensillum recordings (SSR), which are summed responses from all odorant receptor neurons (ORNs) located on the antenna and from those housed in individual sensilla, respectively. These approaches have been exploited for getting a better understanding of insect chemical communication. The identified stimuli can then be used as either attractants or repellents in management strategies for insect pests.

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single sensillum recordings (SSR), which are summed responses from all odorant receptor neurons (ORNs) located on the antenna and from those housed in individual sensilla, respectively.

모쓰 강한 시스템에서 Electrophysiological 측정

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single ...

Electrophysiology of Scorpion Peg Sensilla

We describe a modification of an existing tip-recording technique1,2 for electrophysiologically investigating short, peg-like sensory sensilla3,4. On the mid-ventral surface of all scorpions are two appendages called pectines, which have dense fields of mechano- and chemosensory peg sensilla5,6. One method for assessing chemoresponsiveness of these sensilla uses a tungsten electrode for extracellularly recording neural activity within a sensillum as a volatile odorant is introduced to the sensory field5,7. The limitations of this method include slow data collection and uncontrolled stimulant introduction to, and removal from, the peg field. To overcome these limitations, we developed a new tip-recording technique that uses nonpolar mineral oil as a medium through which to deliver water-based tastants to individual peg sensilla8,9. We have successfully applied this method to obtain sensillar chemoresponses to citric acid, ethanol, and salt. Here we describe the experimental protocol for such a study9. We think this new method may be useful for studying the response properties of other arthropod chemosensory systems, including those of insects10, 11 and crustaceans12.

This article describes an electrophysiological method for isolating chemical stimulation to individual sensilla via extracellular, tip-recordings under mineral oil.

전갈 페그 Sensilla의 전기 생리학

We describe a modification of an existing tip-recording technique1,2 for electrophysiologically investigating short, peg-like sensory sensilla3,4. On the ...

Sample Preparation Method of Scanning and Transmission Electron Microscope for the Appendages of Woodboring Beetle

This report described sample preparation methods that scanning and transmission electron microscope observations, demonstrated by preparing appendages of the woodboring beetle, Chlorophorus caragana Xie &#38; Wang (2012), for both types of electron microscopy. The scanning electron microscopy (SEM) sample preparation protocol was based on sample chemical fixation, dehydration in a series of ethanol baths, drying, and sputter-coating. By adding Tween 20 (Polyoxyethylene sorbitan laurate) to the fixative and the wash solution, the insect body surface of woodboring beetle was washed more cleanly in SEM. This study&#39;s transmission electron microscopy (TEM) sample preparation involved a series of steps including fixation, ethanol dehydration, embedding in resin, positioning using fluorescence microscopy, sectioning, and staining. Fixative with Tween 20 enabled penetrate the insect body wall of woodboring beetle more easily than it would had been without Tween 20, and subsequently better fixed tissues and organs in the body, thus yielded clear transmission electron microscope observations of insect sensilla ultrastructures. The next step of this preparation was determining the positions of insect sensilla in the sample embedded in the resin block by using fluorescence microscopy to increase the precision of target sensilla positioning. This improved slicing accuracy.

In order to observe ultrastructure of insect sensilla, scanning and transmission electron microscopy (SEM and TEM, respectively) sample preparation protocol were presented in the study. Tween 20 was added into the fixative to avoid sample deformation in SEM. Fluorescence microscopy was helpful for improving slicing accuracy in TEM.

목공 딱정벌레의 부속물을 위한 주사 및 투과 전자 현미경의 시료 제조 방법

This report described sample preparation methods that scanning and transmission electron microscope observations, demonstrated by preparing appendages of ...

환경과학

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

메뚜기에 신경 활동을 특성화하기 위해 다중 단위 기록 방법 (<em&gt; Schistocerca 아메리카나</em&gt;) 강한 회로

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

에서 전기 생리학 기록<em&gt; 초파리</em&gt; Labellar는 Sensilla 맛

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house single or multiple neurons inside, are considered to make the major contribution in responding to the chemical stimuli. By directly recording action potential in the olfactory sensillum after exposure to stimuli, single sensillum recording (SSR) technique provides a powerful approach for investigating the neural responses of insects to chemical stimuli. For the bed bug, which is a notorious human parasite, multiple types of olfactory sensillum have been characterized. In this study, we demonstrated neural responses of bed bug olfactory sensilla to two chemical stimuli and the dose-dependent responses to one of them using the SSR method. This approach enables researchers to conduct early screening for individual chemical stimuli on the bed bug olfactory sensilla, which would provide valuable information for the development of new bed bug attractants or repellents and benefits the bed bug control efforts.

Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

Semiochemicals에 침대 버그의 후각 신경 세포 응답을 감지하기 위해 단일 ​​Sensillum 기록을 사용하여

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

Localization of Odorant Receptor Genes in Locust Antennae by RNA In Situ Hybridization

Insects have evolved sophisticated olfactory reception systems to sense exogenous chemical signals. These chemical signals are transduced by Olfactory Receptor Neurons (ORNs) housed in hair-like structures, called chemosensilla, of the antennae. On the ORNs&#39; membranes, Odorant Receptors (ORs) are believed to be involved in odor coding. Thus, being able to identify genes localized to the ORNs is necessary to recognize OR genes, and provides a fundamental basis for further functional in situ studies. The RNA expression levels of specific ORs in insect antennae are very low, and preserving insect tissue for histology is challenging. Thus, it is difficult to localize an OR to a specific type of sensilla using RNA in situ hybridization. In this paper, a detailed and highly effective RNA in situ hybridization protocol particularly for lowly expressed OR genes of insects, is introduced. In addition, a specific OR gene was identified by conducting double-color fluorescent in situ hybridization experiments using a co-expressing receptor gene, Orco, as a marker.

Localization of Odorant Receptor Genes in Locust Antennae by RNA In Situ Hybridization

This paper describes a detailed and highly effective RNA in situ hybridization protocol particularly for low-level expressed Odorant Receptor (OR) genes, as well as other genes, in insect antennae using digoxigenin (DIG)-labeled or biotin-labeled probes.

RNA에 의한 Locust Antenna 내의 악취 수용체 유전자의 국산화<em&gt; 현장에서</em&gt; 하이브리드 화

Insects have evolved sophisticated olfactory reception systems to sense exogenous chemical signals. These chemical signals are transduced by Olfactory ...

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, oviposition, and mating. Myriad chemicals of varying volatilities have been identified as natural odorants that activate insect Olfactory Receptor Neurons (ORNs). However, studying the olfactory responses to low-volatility odorants has been hampered by an inability to effectively present such stimuli using conventional odor-delivery methods. Here, we describe a procedure that permits the effective presentation of low-volatility odorants for in vivo Single-Sensillum Recording (SSR). By minimizing the distance between the odor source and the target tissue, this method allows for the application of biologically salient but hitherto inaccessible odorants, including palmitoleic acid, a stimulatory pheromone with a demonstrated effect on ORNs involved in courtship and mating behavior1. Our procedure thus affords a new avenue to assay a host of low-volatility odorants for the study of insect olfaction and pheromone communication.

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

The overall goal of this protocol is to demonstrate how to present odorants of low volatility for single-sensillum recording from Drosophila olfactory receptor neurons that respond to long-chain cuticular pheromones.

에서 전기 생리 학적 기록<em&gt; Drosophila</em&gt; 낮은 휘발성의 냄새에 반응하는 Trichoid Sensilla

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, ...

곤충 맛 뉴런 활동의 향상된 분석을 위한 새로운 방법

Base Recording: A Technique for Analyzing Responses of Taste Neurons in Drosophila

Insects taste the external world through taste hairs, or sensilla, that have pores at their tips. When a sensillum comes into contact with a potential food source, compounds from the food source enter through the pore and activate neurons within. For over 50 years, these responses have been recorded using a technique called tip recording. However, this method has major limitations, including the inability to measure neural activity before or after stimulus contact and the requirement for tastants to be soluble in aqueous solutions. We describe here a technique that we call base recording, which overcomes these limitations. Base recording allows the measurement of taste neuron activity before, during, and after the stimulus. Thus, it allows extensive analysis of OFF responses that occur after a taste stimulus. It can be used to study hydrophobic compounds such as long-chain pheromones that have very low solubility in water. In summary, base recording offers the advantages of single-sensillum electrophysiology as a means of measuring neuronal activity - high spatial and temporal resolution, without the need for genetic tools - and overcomes key limitations of the traditional tip recording technique.

저자 스포트라이트: 화학수용의 발전 – 곤충 냄새 수용체에서 비코딩 RNA까지

A rarely used method of electrophysiological recording, base recording, allows analysis of features of taste coding that cannot be examined by conventional recording methods. Base recording also allows the analysis of taste responses to hydrophobic stimuli that cannot be studied using traditional electrophysiological methods.

염기 기록: 초파리에서 미각 뉴런의 반응을 분석하는 기법

Insects taste the external world through taste hairs, or sensilla, that have pores at their tips. When a sensillum comes into contact with a potential ...

메뚜기 벨 Sensilla Basiconica에 대 한 단일 Sensillum 녹음

요약

더 많은 비디오 탐색

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메뚜기에 신경 활동을 특성화하기 위해 다중 단위 기록 방법 (

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Semiochemicals에 침대 버그의 후각 신경 세포 응답을 감지하기 위해 단일 Sensillum 기록을 사용하여

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