Name: preparing fresh retinal slices from adult zebrafish for ex vivo imaging experiments
Uploaded: 2018-05-09T12:30:00.000+00:00
Duration: 11 min 1 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Preparing Fresh Retinal Slices from Adult Zebrafish for Ex Vivo Imaging Experiments at JoVE.com

우리 감사 랄 프 넬슨과 다니엘 Possin 안정적인 유전자 변형 zebrafish 라인의 세대를 위해이 프로토콜, 그리고에 바 Ma, 애슐리 조지 게 일 스탠 튼을 개발 하면서 생각 지도. 일 밀리, 밀리, 화장실을 NIH 네이 5T32EY007031에 NSF GRFP 2013158531 고 재 혁 고 S.B. EY026020에 의해 지원 되었다

모든 동물 실험 워싱턴 기관 동물 관리 및 사용 위원회의 대학에 의해 승인 되었다.
1. 동물 및 장비 준비
참고: 망막 안료 상피 (RPE) 조직의 그 염색 망막 기능을 어둡게 하 고 때 ex vivoimaging confocal 조직을 손상 수 망막의 외부를 둘러싼 어두운 시트입니다. 어둠 속에서 zebrafish의 RPE 망막;에서 제거 됩니다. 어두운 자국과 이미징 하기 전에 망막에서 RPE의 미래 제거를 촉진 하기 위하여 물고기를 적응.
<ol><li>물고기 산란 탱크 물고기 물으로 채워진 전송 다음 어두운 직물 산란 탱크 포장 또는 어두운 캐비닛에.<ol>
<li>다크 zebrafish 망막에서 완전 한 분리는 RPE에의 가까이 있도록 안락사 전에 적어도 1 시간에 대 한 적응. 30 분 어둠 적응은 그것의 대뇌 사이 삽입 된 남아 있을 수 있습니다 하지만 대부분 RPE 제거 충분 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>녹아 ~ 석유의 15 mL 뜨거운 접시에 50 mL 비 커에서 젤리와 다음 3 mL 슬립 팁 주사기로 액체의 3 mL을 그립니다. 주사기를 반전 테스트 튜브 랙에 놓고 석유 젤리 냉각 허용 합니다.</li>
	<li>일반 7 cm X 2.5 cm 현미경 슬라이드에 다시 사용할 수 있는 조각화 챔버를 확인 합니다.<ol>
<li>투명 매니큐어, 슬라이드의 센터에서 3 cm X 2.5 cm의 사각형을 만드는 페인트 좁은 라인을 사용 하 여 건조, 그것을 허용 하 고 라인에 매니큐어의 또 다른 레이어를 추가 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>이미징 동안 분할 영역을 커버 슬립에 이미징 사다리를 준비 합니다. 슬라이스는 사다리의 "가로 대"를 형성 합니다.<ol>
<li>정적 이미징 또는 최소한의 솔루션 흐름 주입 실험, 석유 젤리 사다리 18 m m 사각 유리 커버 슬립에 석유 젤리의 2 개의 넓은 평면 병렬 스트립의 구성 된 확인 합니다. 주사기를 사용 하 여 평평 하 게 두 ~ 냉각된 석유 젤리 커버 슬립에 떨어져 0.5 cm의 1 cm 긴 얼룩.</li>
	</ol>
</li>
	<li>조직 기계 준비.<ol>
<li>에탄올과 더블 가장자리 면도기 블레이드 깨끗 하 고 건조 공기를 허용. 그것은 분기에가 위, 먼저 세로로 잘라 반으로 다음 각 블레이드 건너.</li>
		<li>조각화 챔버 조직 슬라이서의 무대에서 무대에서 가로로 가운데 놓고 긴 가장자리 정렬에 대 한 영구 표시와 함께 표시 합니다.</li>
		<li>조직 기계 팔에 블레이드 섹션을 로드, 블레이드 거짓말 평평 하 고 가운데는 슬라이드에는 매니큐어를 건드리지 않고 확인 다음 부드럽게 블레이드 기구를 강화 합니다. 낮은 ¼ 노브를 조정 하 여 블레이드 팔 차례, 이미징 챔버의 테스트 센터에 필터 종이의 스크랩 잘라 다음 장소. 종이 되지 극복 된다 완전히, 블레이드를 다시 탑재.</li>
	</ol>
</li>
	<li>10 cm 배양 접시에서 냉각된 석유 젤리의 하나의 작은 점 배치는 주사기를 사용 하 여 ~ 1.5 c m는 센터의 오른쪽에. 향하도록 하는 석유 젤리와 집게를 사용 하 여 이미징 사다리를 누릅니다. 또 다른 작은 석유 젤리 도트 만들기 ~ 이미징 챔버의 입구 가장자리에서 1 cm.</li>
	<li>석유 젤리 주사기 20 g 바늘으로 적합 하 고 그것을 벗기다. 주사기에 바늘 누른 조각화 챔버의 중앙에 세로로 두 1 cm 긴 얇은 병렬 스트립 석유 젤리의를 만들기 위해 그것을 사용 합니다. 지구 공간 ~ 1 c m 간격.</li>
	<li>중심을 포장 하 여 재사용 가능한 와이어 눈 루프 도구를 만들기는 ~ 4 cm 세그먼트의 한 쌍의 주위 30 g 텅스텐 와이어 집게 한 번 단단히 폐쇄. 때까지 zebrafish 눈 보다 약간 더 크게 일반적으로 와이어는 집게를 위아래로 슬라이딩 하 여 루프의 직경 조절 ~ 2-3 m m. 트위스트 와이어 끝 그리고 실험실 테이프를 사용 하 여 6 cm 나무 막대기의 끝에 그들을 보호.</li>
	<li>벨의 솔루션을 준비 합니다.<ol>
<li>보충 재고 솔루션 (표 1) X 50을 해 동 하 고 실험;의 아침 신선한 HEPES-버퍼링, 비 조 벨의 솔루션 (표 2)에 추가 원뿔 원심 분리기 관 또는 무 균 병에 벨의 솔루션의 모든 10 mL에 보충 재고 솔루션의 200 µ L를 희석. 정적 이미징 실험을 위해 적어도 30 mL 실험 당 벨의 솔루션의 준비. 벨의 솔루션 관류 실험에 필요한 양의 흐름 속도 총 실험 시간에 따라 달라 집니다.</li>
		<li>확인 보충된 솔루션의 pH 7.4 디지털 pH 프로브 또는 pH 종이 사용 하 여이 고 조정 따라와 희석 NaOH 또는 HCl.</li>
		<li>얼음에 보충된 벨의 솔루션 표준 의료 산소 탱크와 호스를 장착 하는 레 귤 레이 터를 사용 하 여 적어도 5 분 동안 100% 산소 가스와 버블링 하 여 산소 또는 선택적 가스 bubbler 매니폴드 관류에 대 한 사용. 얼음 봉인된 원뿔 원심 분리기 관 또는 해 부 현미경; 근처 살 균 유리병에 산소 벨의 솔루션을 저장 이 솔루션을 사용 하 여 이미징, 해 부에 대 한 염료 또는 약리 에이전트 희석.</li>
		<li>다른 솔루션은+같은 실험에 사용 되는 경우-무료 벨소리의 솔루션 (표 3), 반복 단계 1.9.1.-1.9.3.</li>
	</ol>
</li>
	<li>해 부 현미경, 근처 다른 도구, 마이크로-가 위, 집게, 접시를 수집 하 고 물고기 물 얼음 목욕 zebrafish 안락사에 대 한 준비.</li>
</ol>2. 망막 조각 ( 그림 1참조)를 준비
<ol><li>터치 응답 손실 됩니다 때까지 빨간 주변광 (만들 수 있는 RPE 스틱 더 긴밀 하 게 망막에) 빛 적응을 최소화 하기 위해 아래 작업 얼음 목욕에 침수에 의해 제 브라를 안락사, 일반적으로 1-2 분 페 트리 접시에 생선을 전송 하는 메스를 사용 하 여 cervically 탈 구 하지만 하지 물고기를 목을 벨.</li>
	<li>한쪽 눈 주위 결합 조직 완화 와이어 루프를 사용 하 고 한 손으로 루프와 부드럽게 눈 앞으로 당겨. 다른 한편으로는에서 마이크로-가 위를 사용 하 여 눈, 눈의 뒤쪽을 절단 하지 않도록 주의 복용 아래 흰색 시 신경 절단.</li>
	<li>눈 얼음, 차가운 벨의 솔루션의 페 트리 접시에 집게를 사용 하 여 전송 하 고 두 번째 눈에 대 한 반복 합니다. RPE 망막에서 제거 될 때까지 붉은 빛 또는 어둠 속에서 눈 유지.</li>
	<li>차가운 벨의 솔루션 페 트리 접시에 일반 유리 슬라이드에 한 방울에 낮은 전력 해 부 현미경 eyecups 해 부.<ol>
<li>각 막 미세 집게와 피어스 다음 지우기, 부드럽게 제거 취 성 막과 집게와가 위는 빛 sclera. 제거 하 고 렌즈와는 공 막의 대부분을 삭제 ( 그림 1A참조), 최소한 고립 된 아이피를 처리.</li>
		<li>지방, sclera, 그리고 검은 RPE의 작은 비트의 조각에서 아이피에 연결 된 남아 있을 수 있습니다 고 나중 망막에서 제거. 망막 분리 단계 2.4.1에서에서 RPE에서, 만약 하지 섬세 한 고립 된 망막 손상에 여분의 주의 사용 하 여 같은 단계 진행.</li>
		<li>(최대 RPE) 아래로 아이피 오픈 사이드 슬라이드에 놓고 3 분 또는 분기 한 모션에 신선한 단일에 지 면도날으로 잘라 ( 그림 1B를 참조). 높은 곡선 조직의 조각을 삭제 합니다.</li>
	</ol></li>
	<li>필터 종이에 평면 마운트 망막<ol>
<li>벨의 솔루션 필터 종이 습식 및 슬라이드 아이피 조각 옆에 배치. 그것을 puncturing 피하기 위해 플랫 집게 그대로 젖은 필터 종이 처리할 때 사용 합니다. 필터 종이 및 조직 추운 벨의 솔루션을 추가 합니다.</li>
		<li>RPE와 위로 향하도록, 즉 위로 향하도록 하는 눈의 뒤를 가진 대뇌 각 아이피 조각 아래 필터 종이 또한 신중 하 게 각 손에 집게를 사용 하 여, 있습니다. 필터 종이의 중앙에 따라 한 줄에 아이피 조각 위치 ( 그림 1C참조). 모서리 또는 코너 근처만 잘 집게와 아이피 조각을 부드럽게 처리 합니다.</li>
		<li>3 건조 종이 타월에 젖은 필터 종이 필터 종이에 고착 하는 망막을 하려면 배치 하향, 수 분을 심지 하지만 그나마 s 조직 되 고 건조 하 게. 필터 종이에 평평 거짓말 아이피 조각 때까지 반복 합니다. 망막, 평평 하 게 하는 데 도움이 필터 종이의 밑면에 부드러운 흡입을 적용 하지만이 단계는 필수적입니다.</li>
	</ol></li>
	<li>RPE의 검은 시트 아이피 조각에 남아 있으면 미세 집게를 사용 하 여 부드럽게 껍질을 멀리 하나에서 시작 하는 조직 방울 벨의 솔루션에에서 앉아있는 동안 ( 그림 1D참조) 코너. 한다 망막 필터 종이, 반복 2.5.3에 wicking 단계 리프트. 망막은 표백된 시각적인 안료 인 핑크 나타날 수 있습니다.</li>
	<li>망막 해 부와 평면 추운 벨의 솔루션에 첫 번째 플랫 탑재 망막을 유지 필요한 경우 2.4-2.6 두 번째 눈에 대 한 단계를 설치를 반복 합니다. 조각화 절차 간소화, 하 두 망막의 한 필터 종이에 삽입할 수 있습니다. RPE 제거 되었습니다 일단 프로토콜 수 실시 일반 방 조명 아래 실험 어둠을 필요로 하지 않는 한.</li>
	<li>슬라이드에 필터 종이 놓고 떠나 단일에 지 면도날, 사각형으로 잘라 ~ 망막의 라인의 양쪽에 필터 종이 0.5 c m. 필터 종이 준비 조각화 약 실에, 집게를 사용 하 여 얇은 석유 젤리 라인으로 긴 필터 종이 가장자리를 밀어 이동한 3-4 방울 찬 벨소리 솔루션에서에서 망막을 담가 합니다. 참고: 일부 염료, 닥터지 염료 등 최고의에 로드 됩니다 평면 마운트 부 러 뜨 리 하기 전에이 단계에서. 이러한 로드, 조직, 멀리 사악 고 조각화 챔버에 씻어. 예를 들어, C12 558/568 BODIPY 달아 망막 하지 얼룩 세포 막 및 포토 리셉터 외부 세그먼트 ( 그림 4A참조)에 로드 될 때 ~ 5 µ g/mL 실내 온도 (일반적으로 23-27 ° C)에서 15 분 뒤에 초과 벨의 해결책에서 세척 .</li>
	<li>조직 슬라이서 단계로 조각화 챔버를 전송, 표시 된 선 따라 긴 가장자리에 위치 하 고 보안 챔버 실험실 테이프와 함께 무대에 끝납니다. 망막 및 조각화 팔에, 부드러운 압력을 사용 하 여 필터 종이 잘라 한쪽 끝에서 시작. 첫 번째 조각 잘 렸 지 완벽 하 게, 확인 다음을 사용 하 여는 마이크로미터 잘라 ~ 400 µ m 조각.</li>
	<li>이미징 사다리를 조립 한다.<ol>
<li>자리 단계는 영상에 인접 한 1.7에서 페 트리 접시에 썰어 망막 섹션 조각화 챔버 사다리 ( 그림 1E참조). 그 내용을 잠수함 추운 벨의 솔루션 접시를 채우십시오.</li>
		<li>집게를 사용 하 고 조각 빠져들 유지, 부드럽게 전송 필터 종이 망막의 스트립 사다리 오른쪽 왼쪽에서 페 트리 접시를 밀어. 직접 망막을 건드리지 않도록 주의. 조각 회전 90 ° 고 필터 종이 가장자리 석유 젤리에 매장.</li>
		<li>정밀 하 게 위치 망막 조각 사다리에 집게와 망막 레이어 해 부 현미경 아래에서 명확 하 게 볼 수 있습니다 ( 그림 1G참조). 사다리의 각 끝에 조각, 사출 또는 흐름 동안 조직의 움직임을 최소화 하기 위해 다른 조각으로 조직 안으로 직면 확인 합니다. 잘 되지 않은 어떤 망막 분할 영역 삭제 필터 종이 준수 ( 그림 2A참조).</li>
	</ol></li>
	<li>원하는 경우이 단계에서 망막 조각으로 염료를 로드 하 고 영상 전에 초과 벨의 솔루션에 씻어. 참고: Propidium 요오드 화물 (PI) 및 Hoechst 33342 튼튼하게 얼룩 죽 및 모든 세포의 핵 각각 ( 그림 2B참조), 실 온에서 20 분 동안 5 µ g/mL에서 망막 조각으로 알을 품을 때. Tetramethylrhodamine (TMRM)에 축적 되어 적극적으로 호흡 미토 콘 드리 아의 1 알을 품을 때 망막에 걸쳐 실 온에서 30 분 동안 nM.</li>
	<li>슬라이스는 착 색 하는 동안 이미징 챔버 및 사출 장치를 준비 합니다. 주사기를 사용 하 여 벨의 솔루션 튜브 및 거품 제거, 이미징 챔버 입구 배관의 오픈 엔드 연결할 플러시하고 닫는 자 지. 주사기와 주입, reagent(s) 그것을 채울 다음 튜브를 다시 연결.</li>
	<li>집게를 사용 하 여 이미징 챔버의 입구 가장자리 근처 석유 젤리의 도트에는 coverslip 누르면 이미징 챔버에 망막 조각과 coverslip 전송 ( 그림 1 H참조). 분할 영역을 커버 하 벨의 솔루션과 이미징 챔버를 채우십시오.</li>
</ol>3. 이미징 망막 조각
<ol><li>똑바로 confocal 현미경 렌즈를 담그고 20 또는 40 X 물 장착의 단계에 연결 된 주입 기구와 이미징 채워진된 챔버를 놓습니다. 보안 단계 클립 이미징 챔버.</li>
	<li>찍기 렌즈, 사다리에 낮은 고 희미 한 트랜스 조명 빛 아래 사다리의 한쪽 끝에 조각에 집중 한다. 각 조각 가로 방향, 포토 리셉터 외부 세그먼트 및 필터 종이에 안전한 접착의 존재를 검사 합니다.</li>
	<li>시간 경과 영상에 대 한 최고의 선택 하 고 시간 경과 이미지 수집을 위한 현미경 소프트웨어를 구성 합니다. 표 4 는 다양 한 형광 마커 및 염료에 대 한 일반적인 이미지 설정을 설명합니다. 참고: 이미지 수집의 속도 현미경, 형광 marker(s), 공부 되 고 생물 학적 과정에 따라 달라 집니다. 예를 들어, GCaMP3와 붉은 염료 대뇌에서 칼슘 역학 이미징에 대 한 800 x 800 픽셀 해상도, 2 µs/픽셀 스캔 속도, 및 10-s 프레임 속도 사용 합니다.<ol>
<li>사용 가능한 경우 슬라이스 (포토 리셉터 외부 세그먼트, 셀 시체, 핵) 시간 경과 하는 동안 잠재적인 재교육 지원에 물리적 랜드마크를 추적 하는 소프트웨어를 사용 합니다. 또한 조각에 걸쳐 실시간으로 형광을 모니터링 하는 소프트웨어를 설정 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>이미징 시작 하 고 초기 형광을 모니터링 합니다. 조각에 걸쳐 형광 (일반적으로 2-5 분) 안에 안정화, 실험으로 진행. 주입, 주사기 자 지, 다음 천천히 우울 열고 혼합 지원을 두 번 플런저에 다시 그립니다. 참고: 예를 들어, protonophore 이미징 챔버에 1 µ M의 최종 농도 도달 하는 CCCP의 집중된 솔루션을 주입 하 여 미토 콘 드리 아 기능을 폐지. 이는 강력한 캘리포니아2 + GCaMP에 의해 보고 된 포토 리셉터 cytosol에서 버스트 다음 TMRM에 의해 보고 된 미토 콘 드리 아 막 잠재력에 있는 꾸준한 감소를 유도 합니다.</li>
	<li>밀접 하 게, 실험 기간 동안 드리프트에 대 한 슬라이스를 모니터링 하 고 소프트웨어를 사용 하 여 실제 건축물에 따라 마이크로 조정. 일반적으로 주입 하는 동안 Z-방향으로 드리프트 또는 관류는 < 5 µ m.</li>
</ol>4. 관류 실험 솔루션 변경 또는 지속적으로 흘러 어디 동안 망막 조각 이미징
참고: 망막 이미징 관류 실험 동안 조각 솔루션은 변경 또는 지속적으로 흘러 정적 이미징 또는 주입 실험, 다음 수정에 대 한 설치와 비슷합니다.
<ol><li>석유 젤리 사다리 단계 1.4에서에서 설명한, 대신 sturdier 왁 스 사다리를 사용 하 여 망막 조각 솔루션 흐름 동안 꾸준히 개최.<ol>
<li>Unflavored 치과 왁 스의 2 개의 작은 병렬 실린더 장소 ~ 0.5 c m는 coverslip에 떨어져. 평평한 표면에 엄지 손가락을 사용 하 여 누릅니다 각 실린더는 coverslip의 병렬 가장자리 쪽으로. 둘 다 점수 #1 coverslip 가로로 병합 된 실린더 다음 주걱으로 왁 스 스트립 사이 석유 젤리의 얇은 층을 얼룩 ( 그림 1E, 오른쪽 참조).</li>
		<li>2.10.2 단계에서 이미징 사다리를 어셈블할 때 좋은 집게 (그림 1G)을 사용 하 여 왁 스 점수에 슬라이스 필터 종이 가장자리를 누릅니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>단계 2.12에서에서 관류에 대 한 설정, preoxygenated 솔루션, 주사기 저수지를 작성 하거나 선택적 가스 매니폴드를 사용 하 여 산소 각 저수지에 솔루션을 합니다. 플러시 벨의 솔루션, 모든 튜브 확인 모든 라인 흐름을 열었을 때 큰 거품을 제거 합니다.</li>
	<li>단계 2.13에서에서 이미징 챔버를 작성 하기 전에 주사기 사용 하 여 흐름 중 옆으로 미끄러지기에서 그것을 방지 하기 위해 coverslip의 각 노출된 모서리에 놓고 석유 젤리의 다른 점.</li>
	<li>이미징 챔버 가득 현미경 스테이지에 장착 된 경우는 흡 인기 켜고 흡 인기 튜브를 연결. 벨의 솔루션의 흐름을 테스트 하 고는 micropositioner를 사용 하 여 적은 양의 액체 챔버 오버플로 전에 그려지도록는 유출 챔버를 통해 흡 인기 튜브를 놓다 (일반적으로 ~ 2 mL/min 흐름 속도 대 한 솔루션 표면 위에 1 mm). 3.4 단계에서 분할 영역을 선택 하는 동안 흐르는 벨의 솔루션을 계속.</li>
	<li>단계 3.4 관류에서에서 실험을 수행 하는 두 번째 솔루션을 여는 동안 첫 번째 솔루션의 자 지를 폐쇄 하 여 솔루션의 흐름을 전환 합니다.<ol>
<li>예를 들어, 두 개의 주사기 저수지 벨의 솔루션 또는 Na+로 가득 사용 extracellular 나+ 이미징 상공에서 고갈-무료 솔루션 (표 3). 기준선 설정 없음+로 전환 후에 벨의 솔루션 흐름-무료 솔루션. 이 결과 큰 cytosolic 캘리포니아2 + 포토 리셉터 외부 세그먼트 증가 셀 시체 ( 그림 4참조).</li>
	</ol>
</li>
	<li>중력 먹인 관류 시스템 이미징 동안 흐름 속도 상수 이므로 각 저수지에서 솔루션의 수준을 모니터링 합니다. 저수지에서 산소 솔루션 필요에 따라 위쪽 또는 지속적인 산소 가스 매니폴드와 버블링을 유지.</li>
</ol>

<ol>
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M., Holzhausen, L., Kramer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+an+optogenetic+pH+sensor+reveals+that+protons+mediate+lateral+inhibition+in+the+retina.">Imaging an optogenetic pH sensor reveals that protons mediate lateral inhibition in the retina.</a> Nat. Neurosci. 17 (2), 262-268 (2014).</li><li>Van Hook, M., Thoreson, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+Whole-cell+Recordings+from+Photoreceptors+and+Second-order+Neurons+in+an+Amphibian+Retinal+Slice+Preparation.">Simultaneous Whole-cell Recordings from Photoreceptors and Second-order Neurons in an Amphibian Retinal Slice Preparation.</a> J. Vis. Exp. 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Sci. 48 (2), 522-529 (2007).</li><li>George, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptojanin+1+is+required+for+endolysosomal+trafficking+of+synaptic+proteins+in+cone+photoreceptor+inner+segments.">Synaptojanin 1 is required for endolysosomal trafficking of synaptic proteins in cone photoreceptor inner segments.</a> PLoS ONE. 9 (1), e84394 (2014).</li><li>Shin, J., Chen, J., Solnica-Krezel, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+homologous+recombination-mediated+genome+engineering+in+zebrafish+using+TALE+nucleases.">Efficient homologous recombination-mediated genome engineering in zebrafish using TALE nucleases.</a> Development. 141 (19), 3807-3818 (2014).</li><li>Giarmarco, M., Lindsay, K., Du, J., Cleghorn, W., Brockerhoff, S., Hurley, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+Real-time+Glucose+Uptake+Reveals+Distinct+Transport+Among+Cell+Types.">Imaging Real-time Glucose Uptake Reveals Distinct Transport Among Cell Types.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. , (2015).</li><li>Kanow, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biochemical+adaptations+of+the+retina+and+retinal+pigment+epithelium+support+a+metabolic+ecosystem+in+the+vertebrate+eye.">Biochemical adaptations of the retina and retinal pigment epithelium support a metabolic ecosystem in the vertebrate eye.</a> eLife. 6, (2017).</li><li>Giarmarco, M., Cleghorn, W., Sloat, S., Hurley, J., Brockerhoff, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondria+Maintain+Distinct+Ca2++Pools+in+Cone+Photoreceptors.">Mitochondria Maintain Distinct Ca2+ Pools in Cone Photoreceptors.</a> J. Neurosci. 37 (8), 2061-2072 (2017).</li><li>Uckermann, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+staining+by+vital+dyes+of+M&#252;ller+glial+cells+in+retinal+wholemounts.">Selective staining by vital dyes of M&#252;ller glial cells in retinal wholemounts.</a> Glia. 45 (1), 59-66 (2003).</li><li>Johnson, S., Rabinovitch, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+imaging+of+excised+tissue+using+vital+dyes+and+confocal+microscopy.">Ex vivo imaging of excised tissue using vital dyes and confocal microscopy.</a> Current protocols in cytometry. , (2012).</li><li>Kulkarni, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+Ca2++Dynamics+in+Cone+Photoreceptor+Axon+Terminals+of+the+Mouse+Retina.">Imaging Ca2+ Dynamics in Cone Photoreceptor Axon Terminals of the Mouse Retina.</a> J. Vis. Exp. (99), (2015).</li></ol>

저자 들은 아무 경쟁 금융 관심사 선언 합니다.

신선한 zebrafish 망막 조각의 비보 전 영상 포토 리셉터 생물학20,,2122, 공부에 대 한 다양 한 도구를 것을 입증 했다 그리고 고유에서 완전히 성숙, 단일 셀의 분석 수 있습니다. 차별화 된 망막입니다. 연습으로, 망막의 동일한 부분에서 직렬 조각을 사용 하 여 단일 물고기에서 조직으로 여러 실험을 실시 가능 하다. 과제 및 전기 생리학 연구14수 륙 양용 망막 조각의 준비에 관한 제안, 이미징 실험에 대 한 중요 한 고려 사항이 있다.
대뇌, 대 한 세포 생존 능력 일반적으로와 상관 한다 세포 형태학, 그래서는 RPE 제거 된 후에 특히 최소한으로, 섬세 한 망막을 처리 하는 것이 중요 하다. 슬 라이 싱, 후 미세 집게를 사용 하 여 신중 하 게 위로, 분할 영역을 해제 하는 대신 조각화 챔버 사다리에 그들을 전송 (그림 1 층)에서 수평으로 분할 영역을 슬라이드 및 항상 계속 벨의 솔루션에 잠긴 조각. 만약에 가능 하다 면, 전송 하는 동안 흔들어에서 조각에 손상을 최소화 하기 위해 confocal 현미경 근처 망막 조각의 사다리 조립.
필터 종이에 망막 조직의 강한 접착이 주입 또는 관류 실험 동안 안정적으로 유지 됩니다 분할 영역을 만들기 위한 중요 합니다. 그것은 형태학 및 이미징 (그림 2A); 직전 안정성에 대 한 각 슬라이스를 신중 하 게 검사 하는 데 필요한 부드럽게 특정 조각의 안정성 밝히지 조각 운동 confocal 눈 렌즈를 통해 보는 동안 현미경 테이블을 두드리는. 예방 조치에도 불구 하 고 Z-방향으로 주입 하는 동안 표류 또는 제어 염료, 닥터지 염료 막 및 미토 콘 드리 아을 안정적으로 같은 라벨에 대 한 식별 셀 구조에 유용 하다 그래서 관류 분석, 과제를 제시할 수 있습니다 정규화 (그림 4A, 자홍). 분할 영역 > 10 µ m Z-방향으로 표류 하는 경우 사용 가능한 단일 셀 데이터를 추출 수 않을 수 있습니다. X-Y 방향으로 적당 한 드리프트 ImageJ (RRID:SCR_002285)에 대 한 MultiStackReg 등 등록 소프트웨어를 사용 하 여 처리 후에 수정 될 수 있습니다.
정적 조건 하에서 형광 표식 망막 조각에의 해야 안정적으로 유지, 비록 photobleaching 이미징 동안 발생할 수 있습니다. 레이저 강도 같은 매개 변수를 수정 하 여 레이저 노출 시간이 만료 된 동안 최소화, 스캔 속도 및 프레임 속도를 주의 한다. 이미지 컨트롤은 각 형광 마커 사용에 권장 됩니다. 컨트롤에는 주입 또는 별도 실험, 약리 에이전트 없이 명종의 솔루션을 perfusing 또는 constitutively 형광 바이오 센서 비 마커와 이미징 실험을 실시 포함 됩니다.
사용 되 고 confocal 여기 레이저에 따라 안료는 RPE에 autofluorescence을 하 고도 부 러 뜨 리 하기 전에이 조직의 대부분을 제거 하는 것이 중요 하다 그래서 이미징, 하는 동안 열을 생성 수 있습니다. Dark-adapting 기본 망막에 손상을 최소화 하면서는 RPE의 제거에 에이즈를 동물. RPE의 이미지를 무 능력은이 슬라이스 준비의 한계가 투명 RPE로 알 비 노 동물을 사용 하 여 극복할 수 있습니다. 또 다른 한계는 그 망막 신경 절 세포와 뮐러 셀의 끝 발 수 될 드러나지 보기에서 필터 종이; 필터 종이에 내려 포토 리셉터 측면으로 탑재 하 고 다음 슬라이스 안쪽 망막의 명확한 보기를 제공 하는 대체 준비로 망막은 평면 있을 수 있습니다. 그것은 또한 넓은 분야 amacrine 세포 등 일부 셀의 긴 가로 계획 해 부 또는 슬라이스 서비스 될 수 있습니다 주의 하는 것이 중요. 마지막 한계는 많은 형광 염료 nonspecifically에 축적 포토 리셉터 외부 세그먼트, 그래서 망막의이 부분에 대 한 권장 표시기 염료 보다는 유전자 인코딩 사용 바이오 센서 이다.
조직에 대 한 다양 한 범위의 사용 가능한 형광 셀 기자 염료23,24 를 주어 지 고 유전자 인코딩 zebrafish2,,34, 에서 성공적으로 사용 하는 형광 바이오 센서 5,이 슬라이스 준비 여러 망막 세포 유형 (, 그림 3 그림 4에서 예를 참조)에서 수많은 생물 학적 과정을 공부 하는 데 사용할 수. 신선한 망막 조각 라이브 셀 슈퍼 해상도 현미경을 사용 하 여 이미징 subcellular 수준에서 흥미 진 진한 새로운 통찰력 망막 기능과 건강을 또한 제공할 수 있습니다. 또한,이 메서드는 마우스 망막 조각25의 비보 전 영상에 대 한 적용할 수 있습니다. 반면 신선한 망막 조각의 성공적인 준비 연습, 성숙한 망막에 있는 세포 특정 생물 학적 질문의 넓은 범위를 해결 하는 데 유용 되는 강력한 도구입니다.

제 브라 (Danio rerio) 의료 및 기본적인 과학 연구1, 작은 크기, 빠른 개발 및 척추 기관 시스템 때문에 널리 사용 되는. Transgenesis에 대 한 설립된 방법과 결합 zebrafish 애벌레의 자연적인 투명도 살아있는 동물에서 세포 프로세스의 상세한 시각화를 사용할 수 있습니다. 다양 한 유전자 인코딩된 형광 바이오 센서는 감지 캘리포니아2 + 2, 과산화 수소3, apoptotic 활성화4 ATP5특정 zebrafish 셀에 표적이 되었습니다.
Vivo에서 화상 진 찰 zebrafish 애벌레의 신경 과학, 두뇌 회로6 의 매핑 등의 분야에서 혁신을 주도하 고 있다 및 중앙 신경 조직에 대 한 약물 개발 무질서7. Zebrafish는 비전 연구에 적합 그들의 망막 기능 구조 및 더 높은 척추 동물의 신경 종류 그리고 강력한 시각적 동작8,9표시 때문에. 여러 종류의 망막 유년 인간의 질병에 유사한 성공적으로 모델링 되 고 제 브라10,11, 망막2, 내 변질 개별 대뇌의 라이브 영상 등에서 공부 12.
애벌레 zebrafish 이미징 비보에 유용한 도구 동안, 그것은 더 많은 도전으로 물고기 성장 하 고 착 색, 개발 몇 가지 약리 치료 전체 동물을 침투 수 없습니다 된다. 또한, 특정 세포 프로세스 개발 및 나이, 성인 동물에 이해 기능과 질병의 진행에 대 한 중요 한 나중 시간 포인트를 만들고 변경 합니다. Immunoblot, quantitiative PCR, O2 소비, 및 metabolomic 분석 같은 방법을 전체적으로 망막의 생물학에 대 한 중요 한 단서를 제공할 수 있습니다 하지만 그것은 개별 종류의 세포에 의해 영향을 받는 기부를 분별 하기 어려운 생화학 질병입니다. 이러한 문제를 무시 비보 전 고립 된 망막 조직을 이미징 하 고 평면 이미징 하는 동안 탑재 된 망막 월급 외부 망막13의 보기, 깊은 내부 망막 기능 가려진. 가로 망막 조각, 그에 제시 모든 레이어 및 셀의 명확한 보기를 활성화 하려면 고정 immunohistochemical 분석 하지만 정상적인 기능 및 질병에 관련 된 동적 프로세스의 단일 스냅숏을 제공.
여기, 우리 이미징 성인 제 브라에서 비보 전 가로 망막 분할 영역을 생성 하기 위한 방법을 제시. 그것은 비슷한 electrophysiological 및 형태학 연구14,15, ex vivo 공초점 레이저를 사용 하 여 이미징 시간 경과 대 한 중요 한 수정에 대 한 수 륙 양용 그리고 zebrafish 망막 슬라이스를 준비 하기 위한 방법 현미경 검사 법입니다. 바이오 센서 또는 분할 영역에 염료의 형광 응답 약리 에이전트 관류를 사용 하 여 제공 하면서 confocal 현미경으로 실시간으로 모니터링 된다. 메서드가 대뇌 이미징 개발 되었습니다, 그것은 적절 한 형광 마커 뮐러 셀, 양극 세포, 수평 세포, amacrine 세포, 또는 망막 신경 절 세포를 시각화에 대 한 사용 가능한 수 있습니다. 또한, 조각 보고서 세포 생존 능력, 기공을 전송, 미토 콘 드 리아 기능, 또는 산화 환 원 상태에 형광 세포 투과성 염료로 로드할 수 있습니다. 이 다재 다능 한 준비는 망막, 캘리포니아2 + 역학, 대사 상태, 신호 변환 등을 통해 다양 한 subcellular 프로세스의 시각화 수 있습니다.

<table><tbody><tr><td>zebrafish</td><td>Univeristy of Washington South Lake Union Aquatics Facility</td><td></td><td>stocks maintained in-house as stable transgenic lines</td></tr><tr><td>petroleum jelly</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-090-843</td><td>for petroleum jelly syringe</td></tr><tr><td>3-mL slip tip syringe</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-823-436</td><td>for petroleum jelly syringe</td></tr><tr><td>20g 3.8 cm slip tip needle</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-826-5B</td><td>for petroleum jelly syringe</td></tr><tr><td>plain 7 cm X 2.5 cm microscope slide</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-A3</td><td>for eyecup dissection, slicing chamber</td></tr><tr><td>Seche Vite clear nail polish</td><td>Amazon</td><td>B00150LT40</td><td>for slicing chamber</td></tr><tr><td>18 mm X 18 mm #1 glass coverslips</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-542A</td><td>for imaging ladders</td></tr><tr><td>unflavored dental wax</td><td>Amazon</td><td>B01K8WNL5A</td><td>for imaging ladders</td></tr><tr><td>double edge razor blades</td><td>Stoelting</td><td>51427</td><td>for tissue slicing</td></tr><tr><td>tissue slicer with digital micrometer</td><td>Stoelting</td><td>51415</td><td>for tissue slicing</td></tr><tr><td>filter paper - white gridded mixed cellulose, 13 mm diameter, 0.45 &amp;micro;m pore size</td><td>EMD Millipore</td><td>HAWG01300</td><td>filter paper for mounting retinas</td></tr><tr><td>10 cm petri dish</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB0875712</td><td>for fish euthanasia, dissection, imaging ladder assembly</td></tr><tr><td>15 cm plain-tipped wood applicator stick</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-112</td><td>for wire eye loop tool</td></tr><tr><td>30g (0.25 mm diameter) tungsten wire</td><td>Fisher Scientific</td><td>AA10408G6</td><td>for wire eye loop tool</td></tr><tr><td>D-glucose</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G8270</td><td>component of supplement stock solution</td></tr><tr><td>sodium L-lactate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L7022</td><td>component of supplement stock solution</td></tr><tr><td>sodium pyruvate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P2256</td><td>component of supplement stock solution</td></tr><tr><td>L-glutamine</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G3126</td><td>component of supplement stock solution</td></tr><tr><td>&amp;nbsp;L-glutathione, reduced</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G4251</td><td>component of supplement stock solution</td></tr><tr><td>L-ascorbic acid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A5960</td><td>component of supplement stock solution</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S7653</td><td>component of Ringer&#039;s solution</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9333</td><td>component of Ringer&#039;s solution</td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; &amp;middot; 2H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C3881</td><td>component of Ringer&#039;s solution</td></tr><tr><td>NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S8282</td><td>component of Ringer&#039;s solution</td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; &amp;middot; 6H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M0250</td><td>component of Ringer&#039;s solution</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H3375</td><td>component of Ringer&#039;s solution</td></tr><tr><td>Tris base</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP152</td><td>component of Na&lt;sup&gt;+&lt;/sup&gt;-free Ringer&#039;s solution</td></tr><tr><td>6 N HCl</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-003-063</td><td>component of Na&lt;sup&gt;+&lt;/sup&gt;-free Ringer&#039;s solution</td></tr><tr><td>KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P5655</td><td>component of Na&lt;sup&gt;+&lt;/sup&gt;-free Ringer&#039;s solution</td></tr><tr><td>50 mL conical centrifuge tube</td><td>Denville Scientific</td><td>C1062-P</td><td>container for Ringer&#039;s solution</td></tr><tr><td>Vannas scissors - 8 cm, angled 5 mm blades</td><td>World Precision Instruments</td><td>501790</td><td>micro-scissors for eyecup dissection</td></tr><tr><td>Swiss tweezers - #5, 11 cm, straight, 0.06 X 0.07 mm tips</td><td>World Precision Instruments</td><td>504510</td><td>fine forceps for eyecup dissection and slice manipulation</td></tr><tr><td>single edge razor blades</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-640</td><td>for eyecup dissection and trimming filter paper</td></tr><tr><td>EMD Millipore filter forceps</td><td>Fisher Scientific</td><td>XX6200006P</td><td>flat forceps for handling wet filter paper</td></tr><tr><td>C&lt;sup&gt;12&lt;/sup&gt; 558/568 BODIPY</td><td>Fisher Scientific</td><td>D3835</td><td>stains live cell nuclei; incubate 5 &amp;micro;g/mL for 15 min at room temperature</td></tr><tr><td>propidium iodide (PI)</td><td>Fisher Scientific</td><td>P3566</td><td>stains dead cell nuclei; incubate 5 &amp;micro;g/mL for 20 min at room temperature</td></tr><tr><td>Hoechst 33342</td><td>Fisher Scientific</td><td>62249</td><td>stains live cell nuclei; incubate 5 &amp;micro;g/mL for 20 min at room temperature</td></tr><tr><td>Tetramethylrhodamine, methyl ester (TMRM)</td><td>Fisher Scientific</td><td>T668</td><td>stains functional, negatively-charged mitochondria; incubate 1 nM for 30 min at room temperature</td></tr><tr><td>tissue perfusion chamber</td><td>Cell MicroControls</td><td>BT-1-18/BT-1-18BV [-SY]</td><td>imaging chamber for injection or perfusion</td></tr><tr><td>2-(N-(7-Nitrobenz-2-oxa-1,3-diazol-4-yl)Amino)-2-Deoxyglucose (NBDG)</td><td>Fisher Scientific</td><td>N13195</td><td>fluorescent glucose analog adminitered orally to zebrafish 30 min prior to euthanasia</td></tr><tr><td>Olympus laser scanning confocal microscope</td><td>Olympus</td><td>FV1000</td><td>confocal microscope for visualizing fluorescence of slices at single-cell resolution</td></tr><tr><td>Carbonyl cyanide 3-chlorophenylhydrazone (CCCP)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C2759</td><td>experimental reagent which ablates mitochondrial respiration; treat slices to a final concentration of 1 &amp;micro;M</td></tr><tr><td>miniature aspirator positioner</td><td>Cell MicroControls</td><td>FL-1</td><td>for perfusion</td></tr><tr><td>perfusion manifold, gas bubbler manifold, flow valve, 60cc syringe holder</td><td>Warner Instruments</td><td>various</td><td>for perfusion</td></tr></tbody></table>

preparing fresh retinal slices from adult zebrafish for ex vivo imaging experiments

망막은 비전의 첫 번째 단계를 통합 하는 복잡 한 조직. 망막 세포의 기능 장애는 많은 눈부신 질병의 품질 증명 그리고 미래 치료 세포는 정상적으로 작동 하는 어떻게 다른 망막에 대 한 기본적인 이해에 경첩. 특정 종류의 기여는 망막 세포 주위에 점감 된다 때문에 생 화 확 적인 방법으로 정보를 얻고 어려운 입증 되었습니다. 라이브 망막 이미징 subcellular 수준, 유전자 인코딩된 형광 바이오 센서의 증가 덕분에 수많은 생물 학적 과정의 보기를 제공할 수 있습니다. 그러나,이 기술은 지금까지 tadpoles 그리고 zebrafish 애벌레, 고립 된 망막의 바깥쪽 망막 레이어 또는 살아있는 동물에서 망막의 낮은 해상도 이미징 있었습니다. 여기 우리 confocal 현미경 검사 법을 통해 라이브 영상에 대 한 성인 제 브라에서 라이브 비보 전 망막 슬라이스를 생성 하기 위한 방법을 제시. 이 준비는 대부분 세포 유형 confocal 이미징 실험 살포를 사용 하 여 수행 볼 수와 모든 망막 레이어 가로 분할 영역 생성 합니다. 유전자 변형 zebrafish 표현 형광 단백질 또는 특정 망막 세포 유형 또는 세포 바이오 센서는 그대로 망막에서 단일 셀 정보를 추출 하는 데 사용 됩니다. 또한, 망막 조각 방법의 다양성에 추가 하는 형광 표시기 염료로 로드할 수 있습니다. 이 프로토콜 이미징 캘리포니아2 + 제 브라 콘 대뇌, 내 개발 되었습니다 하지만 적절 한 표시와 함께 그것은 수 적응 측정 캘리포니아2 + 또는 뮐러 셀, 바이 폴라 및 수평 세포, microglia, amacrine 세포, 또는 망막에서 대사 산물 신경 절 세포입니다. 이 메서드는 셀 형식을 공부에 적합 하지 않습니다 그래서 망막 안료 상피 조각에서 제거 됩니다. 연습, 여러 실험에 대 한 하나의 동물에서 직렬 슬라이스를 생성 가능 하다. 이 적응 기술에 대 한 망막 세포 생물학, 캘리포니아2 +, 에너지 항상성 많은 질문에 응답 하기 위한 강력한 도구를 제공 합니다.

안정적인 위치 및 조각 가로 방향을 주입 또는 약리 에이전트의 관류와 성공적인 이미징에 열쇠입니다. 신중 하 게 검토 하 고 모든 망막 레이어는 표시 (그림 2A, 슬라이스 ii) 확인 하는 데 필요한 confocal 영상 전에 분할 영역 위치. 조각 회전 (그림 2A, 슬라이스 iii)를 약간 앞으로 하 고 외부 세그먼트의 번들 표시 됩니다 작은 조정 초점으로 원하는 망막 레이어를가지고 포 셉으로 만들어질 수 있다. 분할 영역 필터 종이에 제대로 준수 (그림 2A, 나 슬라이스) RPE 유지 또는 (그림 2A, 4 슬라이스) 시간 경과 영상에 대 한 사용할 수 없습니다.
세포 생존 능력은 중요 하 게 관찰 하는 생리 적 프로세스 비보 전; 세포 생존 능력에 얼룩 같은 propidium 요오드 화물 (PI) 연습 망막 부 러 뜨 리는 동안 세포 건강을 시험 하는 것이 좋습니다. 모든 조각 잘라 가장자리 근처에 죽은 세포는 조각으로 그들의 핵 (그림 2B, 왼쪽된 패널), 5-10 µ m 깊이 동안에 PI를 축적 됩니다, 그리고 정상적인 형태와 PI 얼룩이 지 건강 한 세포가 몇 군데 있습니다. 예를 들어 대뇌에 컷된 가장자리 아래 PI 부정적인 셀 (그림 2B, 오른쪽 패널) 틀에 박힌 편광, 길쭉한 형태 일반적으로 표시 됩니다. 대뇌 산소 벨의 솔루션에 저장 될 때 적어도 4 h에 대 한 망막 조각에 남아 있습니다.
많은 망막 세포 구조 유전자 변형 마커 및 염료;의 조합을 사용 하 여 구상 될 수 있다 더블, 트리플 형광 라벨와 함께 신선한 망막 조각의 예 confocal 이미지는 그림 3에 표시 됩니다. 핵을 기준으로 콘 포토 리셉터 바인딩과 그물 (ER)의 역학 관계를 시각화 하려면 콘 응급실17 를 타겟으로 하는 GFP를 표현 하는 유전자 변형 물고기에서 망막 조각 핵 염료 (그림 3A)와 counterstained 수 있습니다. GFP 융합 말라18 (그림 3B)를 표현 하는 유전자 변형 zebrafish에서 망막 분할 영역을 사용 하 여 말라 골격을 볼 비슷한 전략을 사용할 수 있습니다. 다른 셀 특정 발기인, 뮐러 셀 수 수 빨간 형광 단백질 tdTomato19 표시와 망막 조각 (그림 3C, 맨 위 패널)에 시각. 망막에 포도 당 통풍 관 분석 vivo에 는 형광 포도 당 아날로그 (NBDG), 세포는 망막 슬라이스21 (그림 3C, 하단 패널)에서 볼 수로 통합 된다와 구두로 gavaging 성인 zebrafish에 의해 될 수 있습니다. 이중 유전자 변형 zebrafish 여러 셀 프로세스 또는 연동, 콘의 하위 Ca2 + 역학 등 셀 형식 모니터링 하는 데 사용할 수 있습니다. 그림 3D tdTomato mitochondrially 대상 Ca2 + 센서 (미토-GCaMP) 모든 콘22 표현 함께 긴 파장 콘2 에 표현 된 실험의이 유형에 대 한 트리플 라벨링 제도 보여줍니다. 그리고 핵 얼룩입니다.
망막 세포의 시간 경과 영상이 슬라이스 준비의 중요 한 이점은 이다. 예를 들어, 캘리포니아2 + 변동 콘 포토 리셉터 cytosol에 관찰 하 고 나중 약리 조작, 그림 4에 묘사 된 실험 동안 정량 될 수 있습니다. 그림 4A 망막 조각 표현 Ca2 + 센서 GCaMP2 (위) 또는 제어 eGFP16 (아래) 붉은 질 성 염료와 counterstained 콘 대뇌에서 보여줍니다. 이 실험은+ 은 isotonically 고갈 관류를 사용 하 여 이미징 상공에서 GCaMP (그림 4A, 맨 위 패널)에 의해 반영 cytosolic 캘리포니아2 + 외부 세그먼트와 세포 체에 대 한 큰 증가 evoking. 망막의 형광 조각 표현 캘리포니아2 +-구분 eGFP (그림 4A, 하단 패널)이이 치료에 의해 영향을 받지 않습니다. 시간 경과 영화는 격리 하 고 단일 원뿔 외부 세그먼트, 세포 기관, 및 시 냅 스 (그림 4B)에서 형광 응답 계량 ImageJ 소프트웨어를 사용 하 여 분석할 수 있습니다.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="3">보완 솔루션</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>주식 * 농도 (mM) X 50</td>
			<td>작업 농도 (mM)</td>
		</tr>
<tr>
<td>D-포도 당</td>
			<td>500</td>
			<td>10</td>
		</tr>
<tr>
<td>나트륨 젖 산</td>
			<td>50</td>
			<td>1</td>
		</tr>
<tr>
<td>나트륨 pyruvate</td>
			<td>25</td>
			<td>0.5</td>
		</tr>
<tr>
<td>L-글루타민</td>
			<td>25</td>
			<td>0.5</td>
		</tr>
<tr>
<td>감소 티</td>
			<td>25</td>
			<td>0.5</td>
		</tr>
<tr>
<td>의약품</td>
			<td>15</td>
			<td>0.3</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="3">* 저장-20 º C에서 aliquots < 6 개월; 신선한 벨의 솔루션에 추가</td>
		</tr>
</tbody></table>표 1입니다. 50 X의 구성 요소 보충 마지막 작업 농도 및 재고 솔루션.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="2">벨의 솔루션</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>농도 (mM)</td>
		</tr>
<tr>
<td>NaCl</td>
			<td>133</td>
		</tr>
<tr>
<td>KCl</td>
			<td>2.5</td>
		</tr>
<tr>
<td>CaCl2 · 2 H2O</td>
			<td>2</td>
		</tr>
<tr>
<td>NaH2포4
</td>
			<td>1.5</td>
		</tr>
<tr>
<td>MgCl2 · 6 H2O</td>
			<td>1.5</td>
		</tr>
<tr>
<td>HEPES</td>
			<td>10</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="2">pH를 7.4 NaOH를 사용 하 여</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="2">< 1 개월 무 균 병에 4 º C에 저장</td>
		</tr>
</tbody></table>표 2입니다. 표준 벨의 솔루션의 구성 요소입니다.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="2">나+-무료 벨소리의 솔루션</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>농도 (mM)</td>
		</tr>
<tr>
<td>트리 스</td>
			<td>147</td>
		</tr>
<tr>
<td>HCl</td>
			<td>120</td>
		</tr>
<tr>
<td>KCl</td>
			<td>1</td>
		</tr>
<tr>
<td>CaCl2 · 2 H2O</td>
			<td>2</td>
		</tr>
<tr>
<td>KH2포4
</td>
			<td>1.5</td>
		</tr>
<tr>
<td>MgCl2 · 6 H2O</td>
			<td>1.5</td>
		</tr>
<tr>
<td>HEPES</td>
			<td>10</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="2">pH를 7.4 HCl을 사용 하 여</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="2">< 1 개월 무 균 병에 4 º C에 저장</td>
		</tr>
</tbody></table>테이블 3입니다. 나의 구성 요소+-무료 벨소리의 솔루션.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="4">Confocal 영상 설정</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="2">Fluorophore</td>
			<td colspan="2">여기</td>
			<td rowspan="2">배기 필터</td>
		</tr>
<tr>
<td>파장</td>
			<td>레이저 강도</td>
		</tr>
<tr>
<td>GFP (GCaMP 포함)</td>
			<td>488 nm</td>
			<td>2-5%</td>
			<td>eGFP 또는 AlexaFluor 488</td>
		</tr>
<tr>
<td>tdTomato</td>
			<td>559 nm</td>
			<td>5%</td>
			<td>AlexaFluor 594</td>
		</tr>
<tr>
<td>PI</td>
			<td>559 nm</td>
			<td>2%</td>
			<td>PI</td>
		</tr>
<tr>
<td>Hoechst 33342</td>
			<td>405 nm</td>
			<td>1%</td>
			<td>DAPI</td>
		</tr>
<tr>
<td>NBDG</td>
			<td>488 nm</td>
			<td>10%</td>
			<td>eGFP 또는 AlexaFluor 488</td>
		</tr>
<tr>
<td>C12 558/568 BODIPY</td>
			<td>559 nm</td>
			<td>1%</td>
			<td>AlexaFluor 594</td>
		</tr>
<tr>
<td>TMRM</td>
			<td>559 nm</td>
			<td>3%</td>
			<td>RFP</td>
		</tr>
</tbody></table>표 4입니다. 형광 표식 및 그림 2-4에서 제시 하는 염료에 대 한 이미징 조건.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56977/56977fig1.jpg"> 그림 1입니다. 신선한 zebrafish 망막 슬라이스를 준비 하기 위한 회로도. (A)는 아이피를 멀리 해 부 그리고 렌즈 및 sclera (2.4.1 단계.) 삭제. (B) 3 조각;으로 아이피를 잘라 작은 가장자리 조각 (2.4.2 단계.)를 삭제 합니다. (C) 필터 종이 (단계 2.5.1.-2.5.2.) 쪽으로 직면 하는 내부 망막으로 아이피 조각 아래 필터 종이 끕니다. (D) 필터 종이 (단계 2.5.3.)를 통해 아래쪽으로 벨의 해결책을 심지에 종이 타월을 사용 하 여 결합 망막 다음 부드럽게 껍질 멀리 RPE 집게 (단계 2.6)와 나머지. 필터 종이를 조각화 챔버 조직 슬라이서 무대에 이동한 400 µ m 조각 잘라 (2.8 단계., 2.9.). (E) 이동 조각와 챔버와 벨의 솔루션 (2.10.1 단계.)의 페 트리 접시에 왁 스 또는 바 셀 린 사다리를 슬라이스. (F) 미세 집게를 사용 하 여 조각 빠져들을 유지 하면서 사다리를 조각화 상공에서 단일 조각을 슬라이드. (G) 회전 필터 종이 (검정) 90 °를 제거 하 고 왁 스 또는 바 셀 린 (단계 2.10.2.-2.10.3.)에 필터 종이의 가장자리를 묻어. (H) 최종 이미징 챔버의 회로도 사다리와 조각 로드. <a href="https://cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56977/56977fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56977/56977fig2.jpg"> 그림 2입니다. 신선한 zebrafish 망막의 예 조각 필터 종이 세포 생존 능력에 표시 적절 한 접착. (A) 석유 젤리 사다리에 신선한 망막 조각의 이미지를 명시. 분할 영역 ii 및 iii 좋은 접착 및 가로 망막 레이어를 표시합니다. 분할 영역 나 iv 상당한 RPE, 유지 또는 높은 곡선 및 필터 종이를 잘 준수 하지 및 몇 군데 수 없습니다 눈금 막대 = 200 µ m. (B) 탑-다운 Z의 몽타주 eGFP 콘 대뇌 (Tg(gnat2:eGFP)16)에서 표현 하는 유전자 변형 zebrafish에서 신선한 망막 슬라이스. Hoechst 염료 레이블 모든 핵; propidium 요오드 화물 (PI) counterstaining (왼쪽) 조각 컷된 가장자리 근처에 표시 되는 죽은 세포의 핵을 라벨. Z-스택 단계 크기 = 1 개의 µ m; 눈금 막대 = 20 µ m. 형광 이미징 조건 표 4에 설명 되어 있습니다. <a href="https://cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56977/56977fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56977/56977fig3.jpg"> 그림 3입니다. 조각의 더블 및 트리플 표시 된 비보 전 망막 유전자 변형 성인 제 브라에서 confocal 이미지 샘플. (A) 2 컬러 이미징 체계 유전자 변형 GFP 채용 Hoechst 핵 counterstain (파란색, 아래)와 콘 (Tg(gnat2:calr-GFP)17, 위쪽)에 떠다니고 그물을 태그. (B) GFP Hoechst 핵 counterstain (파란색, 아래)와 콘 (Tg(gnat2:LifeAct-GFP)18, 위쪽)에 걸을 태그. (C)는 제 브라에서 뮐러 셀 (Tg(GFAP:tdTomato)19, 최고)를 표시 하는 RFP 먹이 콘20,21 (그린, 하단)으로 포도 당 통풍 관을 보여주는 형광 포도 당 (NBDG). (이 이미지는 Kanow, 그 외 의 그림 2B 에서 21) (D) 이중 유전자 변형 제 브라를 사용 하 여 3 색 이미징의 예. 왼쪽, RFP 긴 파장 콘 대뇌 (Tg(trβ2:tdTomato)2)를 대상으로. 센터, 칼슘 바이오 센서 콘 포토 리셉터 미토 콘 드리 아 (Tg(gnat2:mito-GCaMP3)22)를 대상으로 하는 GCaMP. 바로, tdTomato (마젠타), 미토-GCaMP (녹색), 그리고 Hoechst 핵 counterstain (블루)의 이미지를 중첩. 이미지는 최대 강도 Z-계획 9 프레임 7 µ m 조직 깊이; 스케일 바 대표 10 µ m. 형광 이미징 조건 표 4에 설명 되어 있습니다. <a href="https://cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56977/56977fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56977/56977fig4.jpg"> 그림 4입니다. 캘리포니아2 + 영상 GCaMP 및 제어 eGFP와. (A)는 형광 캘리포니아2 + 바이오 센서 GCaMP (gnat2:GCaMP32, 최고) 표현 신선한 망막 슬라이스 또는 콘 대뇌에서 eGFP (아래)의 대표 이미지. 왼쪽, 기준선;에서 조각 후 나+ isotonically 트랩 대뇌에 캘리포니아2 + 트리 기반 벨의 솔루션의 관류를 사용 하 여 이미징 상공에서 고갈 되었다, 2 분 조각. 스케일 바 = 10 µ m. 형광 이미징 조건 표 4에 설명 되어 있습니다. (B) 나+ 고갈의 시간 경과 영상 중 하나의 포토 리셉터 구획 (외부 세그먼트, 세포 기관, 및 시 냅 스)의 형광 변화를 의미 한다. 조각 몇 군데 했다 모든 10의 ImageJ를 사용 하 여 스택 처리 및 GCaMP 또는 eGFP의 형광 막 염료에서 신호를 표준화 했다. 실선, GCaMP (외부 세그먼트에 대 한 n = 15, 셀 시체 = 24, 시 냅 스 = 26); 파선, eGFP (외부 세그먼트에 대 한 n = 26, 셀 시체 = 20, 시 냅 스 = 31). 오차 막대는 뜻의 표준 오류를 나타냅니다. <a href="https://cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56977/56977fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>

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Preparing Fresh Retinal Slices from Adult Zebrafish for Ex Vivo Imaging Experiments

망막 조직을 이미징 전통적인 생 화 확 적인 방법에서 수집 될 수 없는 단일 셀 정보를 제공할 수 있습니다. 이 프로토콜 confocal 영상에 대 한 제 브라에서 망막 조각의 준비를 설명합니다. 형광 유전자 센서를 인코딩 또는 표시기 염료 별개 망막 세포 유형에 수많은 생물 학적 과정의 시각화를 허용.

Ex Vivo 실험 이미징에 대 한 성인 제 브라에서 준비 신선한 망막 조각

The retina is a complex tissue that initiates and integrates the first steps of vision. Dysfunction of retinal cells is a hallmark of many blinding ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Preparing Fresh Retinal Slices from Adult Zebrafish for Ex Vivo Imaging Experiments

9.1K 조회수.  University of Washington. 망막 조직을 이미징 전통적인 생 화 확 적인 방법에서 수집 될 수 없는 단일 셀 정보를 제공할 수 있습니다. 이 프로토콜 confocal 영상에 대 한 제 브라에서 망막 조각의 준비를 설명합니다. 형광 유전자 센서를 인코딩 또는 표시기 염료 별개 망막 세포 유형에 수많은 생물 학적 과정의 시각화를 허용.

비디오: Preparing Fresh Retinal Slices from Adult Zebrafish for Ex Vivo Imaging Experiments

Culture of Adult Transgenic Zebrafish Retinal Explants for Live-cell Imaging by Multiphoton Microscopy

An endogenous regeneration program is initiated by M&#252;ller glia in the adult zebrafish (Danio rerio) retina following neuronal damage and death. The M&#252;ller glia re-enter the cell cycle and produce neuronal progenitor cells that undergo subsequent rounds of cell divisions and differentiate into the lost neuronal cell types. Both M&#252;ller glia and neuronal progenitor cell nuclei replicate their DNA and undergo mitosis in distinct locations of the retina, i.e. they migrate between the basal Inner Nuclear Layer (INL) and the Outer Nuclear Layer (ONL), respectively, in a process described as Interkinetic Nuclear Migration (INM). INM has predominantly been studied in the developing retina. To examine the dynamics of INM in the adult regenerating zebrafish retina in detail, live-cell imaging of fluorescently-labeled M&#252;ller glia/neuronal progenitor cells is required. Here, we provide the conditions to isolate and culture dorsal retinas from Tg[gfap:nGFP]mi2004 zebrafish that were exposed to constant intense light for 35 h. We also show that these retinal cultures are viable to perform live-cell imaging experiments, continuously acquiring z-stack images throughout the thickness of the retinal explant for up to 8 h using multiphoton microscopy to monitor the migratory behavior of gfap:nGFP-positive cells. In addition, we describe the details to perform post-imaging analysis to determine the velocity of apical and basal INM. To summarize, we established conditions to study the dynamics of INM in an adult model of neuronal regeneration. This will advance our understanding of this crucial cellular process and allow us to determine the mechanisms that control INM.

Zebrafish retinal regeneration has mostly been studied using fixed retinas. However, dynamic processes such as interkinetic nuclear migration occur during the regenerative response and require live-cell imaging to investigate the underlying mechanisms. Here, we describe culture and imaging conditions to monitor Interkinetic Nuclear Migration (INM) in real-time using multiphoton microscopy.

다중 광자 현미경으로 라이브 셀 이미징을위한 성인 형질 전환 Zebrafish의 망막의 Explants의 문화

An endogenous regeneration program is initiated by M&#252;ller glia in the adult zebrafish (Danio rerio) retina following neuronal damage and death. The ...

연구

발생학

Correlative Super-resolution and Electron Microscopy to Resolve Protein Localization in Zebrafish Retina

We present a method to investigate the subcellular protein localization in the larval zebrafish retina by combining super-resolution light microscopy and scanning electron microscopy. The sub-diffraction limit resolution capabilities of super-resolution light microscopes allow improving the accuracy of the correlated data. Briefly, 110 nanometer thick cryo-sections are transferred to a silicon wafer and, after immunofluorescence staining, are imaged by super-resolution light microscopy. Subsequently, the sections are preserved in methylcellulose and platinum shadowed prior to imaging in a scanning electron microscope (SEM). The images from these two microscopy modalities are easily merged using tissue landmarks with open source software. Here we describe the adapted method for the larval zebrafish retina. However, this method is also applicable to other types of tissues and organisms. We demonstrate that the complementary information obtained by this correlation is able to resolve the expression of mitochondrial proteins in relation with the membranes and cristae of mitochondria as well as to other compartments of the cell.

This protocol describes the necessary steps to obtain subcellular protein localization results on zebrafish retina by correlating super-resolution light microscopy and scanning electron microscopy images.

Zebrafish 망막에 단백질 지 방화를 해결 하기 위해 상호 슈퍼 해상도 전자 현미경 검사 법

We present a method to investigate the subcellular protein localization in the larval zebrafish retina by combining super-resolution light microscopy and ...

Retrograde Labeling of Retinal Ganglion Cells in Adult Zebrafish with Fluorescent Dyes

As retrograde labeling retinal ganglion cells (RGCs) can isolate RGCs somata from dying sites, it has become the gold standard for counting RGCs in RGCs survival and regeneration experiments. Many studies have been performed in mammalian animals to research RGCs survival after optic nerve injury. However, retrograde labeling of RGCs in adult zebrafish has not yet been reported, though some alternative methods can count cell numbers in retinal ganglion cell layers (RGCL). Considering the small size of the adult zebrafish skull and the high risk of death after drilling on the skull, we open the skull with the help of acid-etching and seal the hole with a light curing bond, which could significantly improve the survival rate. After absorbing the dyes for 5 days, almost all the RGCs are labeled. As this method does not need to transect the optic nerve, it is irreplaceable in the research of RGCs survival after optic nerve crush in adult zebrafish. Here, we introduce this method step by step and provide representative results.

We introduce an efficient method to retrograde label retinal ganglion cells (RGCs) in adult zebrafish.

형광 염료와 성인 Zebrafish의 망막 신경절 세포의 퇴행성 라벨링

As retrograde labeling retinal ganglion cells (RGCs) can isolate RGCs somata from dying sites, it has become the gold standard for counting RGCs in RGCs ...

신경과학

A Novel Light Damage Paradigm for Use in Retinal Regeneration Studies in Adult Zebrafish

Light-induced retinal degeneration (LIRD) is commonly used in both rodents and zebrafish to damage rod and cone photoreceptors. In adult zebrafish, photoreceptor degeneration triggers M&#252;ller glial cells to re-enter the cell cycle and produce transient-amplifying progenitors. These progenitors continue to proliferate as they migrate to the damaged area, where they ultimately give rise to new photoreceptors. Currently, there are two widely-used LIRD paradigms, each of which results in varying degrees of photoreceptor loss and corresponding differences in the regeneration response. As more genetic and pharmacological tools are available to test the role of individual genes of interest during regeneration, there is a need to develop a robust LIRD paradigm. Here we describe a LIRD protocol that results in widespread and consistent loss of both rod and cone photoreceptors in which we have combined the use of two previously established LIRD techniques. Furthermore, this protocol can be extended for use in pigmented animals, which eliminates the need to maintain transgenic lines of interest on the albino background for LIRD studies.

Multiple light damage protocols have been described to damage photoreceptors and consequently induce a retinal regeneration response in adult zebrafish. This protocol describes an improved method that can be used in pigmented animals and that damages the vast majority of rod and cone photoreceptors across the entire retina.

성인 Zebrafish의 망막 재생 연구에있는 사용을위한 비발 한 가벼운 손상 패러다임

Light-induced retinal degeneration (LIRD) is commonly used in both rodents and zebrafish to damage rod and cone photoreceptors. In adult zebrafish, ...

Microdissection of Zebrafish Embryonic Eye Tissues

Zebrafish is a popular animal model for research on eye development because of its rapid ex utero development and good fecundity. By 3 days post fertilization (dpf), the larvae will show the first visual response. Many genes have been identified to control a proper eye development, but we are far from a complete understanding of the underlying genetic architecture. Whole genome gene expression profiling is a useful tool to elucidate genetic regulatory network for eye development. However, the small size of the embryonic eye in zebrafish makes it challenging to obtain intact and pure eye tissues for expression analysis. For example, the anterior-posterior length of the eye between day 2 and 3 is only approximately 200-300 &mu;m, while the diameter of the lens is less 100 &mu;m. Also, the retinal pigment epithelium (RPE) underlying the retina is just a single-layer epithelium. While gene expression profiles can be obtained from the whole embryo, they do not accurately represent the expression of these tissues. Therefore pure tissue must be obtained for a successful gene expression profiling of eye development. To address this issue, we have developed an approach to microdissect intact retina and retina with RPE attached from 1-3 dpf, which cover major stages of eye morphogenesis. All procedures can be done with fine forceps and general laboratory supplies under standard stereomicroscopes. For retinal dissection, the single-layer RPE is removed and peeled off by brushing action and the preferential adherence of the RPE remnants to the surface of the culture plate for dissection. For RPE-attached retinal dissection, the adherence of RPE to the dissection plate is removed before the dissection so that the RPE can be completely preserved with the retina. A careful lifting action of this tissue can efficiently separate the presumptive choroid and sclera. The lens can be removed in both cases by a chemically etched tungsten needle. In short, our approach can obtain intact eye tissues and has been successfully utilized to study tissue-specific expression profiles of zebrafish retina1, 2 and retinal pigment epithelium3.

This article describes an approach to microdissect zebrafish retinas with and without retinal pigment epithelium attached, from one to three days postfertilization embryos.

Zebrafish 배아 눈 조직의 Microdissection

Zebrafish is a popular animal model for research on eye development because of its rapid ex utero development and good fecundity. By 3 days post ...

생물학

Multicolor Time-lapse Imaging of Transgenic Zebrafish: Visualizing Retinal Stem Cells Activated by Targeted Neuronal Cell Ablation

High-resolution time-lapse imaging of living zebrafish larvae can be utilized to visualize how biological processes unfold (for review see 1). Compound transgenic fish which express different fluorescent reporters in neighboring cell types provide a means of following cellular interactions 2 and/or tissue-level responses to experimental manipulations over time. In this video, we demonstrate methods that can be used for imaging multiple transgenically labeled cell types serially in individual fish over time courses that can span from minutes to several days. The techniques described are applicable to any study seeking to correlate the "behavior" of neighboring cells types over time, including: 1) serial 'catch and release' methods for imaging a large number of fish over successive days, 2) simplified approaches for separating fluorophores with overlapping excitation/emission profiles (e.g., GFP and YFP), 3) use of hypopigmented mutant lines to extend the time window available for high-resolution imaging into late larval stages of development, 4) use of membrane targeted fluorescent reporters to reveal fine morphological detail of individual cells as well as cellular details in larger populations of cells, and 5) a previously described method for chemically-induced ablation of transgenically targeted cell types; i.e., nitroreductase (NTR) mediated conversion of prodrug substrates, such as metronidazole (MTZ), to cytotoxic derivatives 3,5.
As an example of these approaches, we will visualize the ablation and regeneration of a subtype of retinal bipolar neuron within individual fish over several days. Simultaneously we will monitor several other retinal cell types, including neighboring non-targeted bipolar cells and potential degeneration-stimulated retinal stem cells (i.e., M&#971;ller glia). This strategy is being applied in our lab to characterize cell- and tissue-level (e.g., stem cell niche) responses to the selective loss and regeneration of targeted neuronal cell types.

In this video, techniques for multicolor confocal time-lapse imaging and targeted cell ablation are provided. Time-lapse imaging is used to monitor the behavior of multiple cell types of interest in vivo. Targeted cell ablation facilitates the study neural circuit function and cell-specific neuronal regeneration paradigms.

트렌스 제닉 Zebrafish의 여러 가지 빛깔의 시간 저속 영상 : 타겟의 연결을 세포 절제에 의해 활성화 떠올리 망막 줄기 세포

High-resolution time-lapse imaging of living zebrafish larvae can be utilized to visualize how biological processes unfold (for review see 1). Compound ...

Eye Removal in Living Zebrafish Larvae to Examine Innervation-dependent Growth and Development of the Visual System

Zebrafish exhibit remarkable life-long growth and regenerative abilities. For example, specialized stem cell niches established during embryogenesis support continuous growth of the entire visual system, both in the eye and the brain. Coordinated growth between the retinae and the optic tectum ensures accurate retinotopic mapping as new neurons are added in the eyes and brain. To address whether retinal axons provide crucial information for regulating tectal stem and progenitor cell behaviors such as survival, proliferation, and/or differentiation, it is necessary to be able to compare innervated and denervated tectal lobes within the same animal and across animals. 
Surgical removal of one eye from living larval zebrafish followed by observation of the optic tectum achieves this goal. The accompanying video demonstrates how to anesthetize larvae, electrolytically sharpen tungsten needles, and use them to remove one eye. It next shows how to dissect brains from fixed zebrafish larvae. Finally, the video provides an overview of the protocol for immunohistochemistry and a demonstration of how to mount stained embryos in low-melting-point agarose for microscopy.

The article explains how to surgically remove eyes from living zebrafish larvae as the first step toward investigating how retinal input influences optic tectum growth and development. In addition, the article provides information about larval anesthetization, fixation, and brain dissection, followed by immunohistochemistry and confocal imaging.

살아있는 제브라 피쉬 유충의 눈 제거는 시각 시스템의 신경 의존적 인 성장과 발달을 조사합니다.

Zebrafish exhibit remarkable life-long growth and regenerative abilities. For example, specialized stem cell niches established during embryogenesis ...

Studying Diabetes Through the Eyes of a Fish: Microdissection, Visualization, and Analysis of the Adult tg(fli:EGFP) Zebrafish Retinal Vasculature

Diabetic retinopathy is the leading cause of blindness among middle-aged adults. The rising prevalence of diabetes worldwide will make the prevention of diabetic microvascular complications one of the key research fields of the next decades. Specialized, targeted therapy and novel therapeutic drugs are needed to manage the increasing number of patients at risk of vision-loss. The zebrafish is an established animal model for developmental research questions with increasing relevance for modeling metabolic multifactorial disease processes. The advantages of the species allow for optimal visualization and high throughput drug screening approaches, combined with the strong ability to knock out genes of interest. Here, we describe a protocol which will allow easy analysis of the adult tg(fli:EGFP) zebrafish retinal vasculature as a fast read-out in settings of long-term vascular pathologies linked to neoangiogenesis or vessel damage. This is achieved via dissection of the zebrafish retina and whole-mounting of the tissue. Visualization of the exposed vessels is then achieved via confocal microscopy of the green EGFP reporter expressed in the adult retinal vasculature. Correct handling of the tissue will lead to better outcomes and less internal vessel breakage to assure the visualization of the unaltered vascular structure. The method can be utilized in zebrafish models of retinal vasculopathy linked to changes in the vessel architecture as well as neoangiogenesis.

Studying Diabetes Through the Eyes of a Fish: Microdissection, Visualization, and Analysis of the Adult tgfli:EGFP Zebrafish Retinal Vasculature

Here, we discuss a method protocol which will allow an easy analysis of the adult tg(fli:EGFP) zebrafish retinal vasculature as a fast read-out in settings of long-term vascular pathologies linked to neoangiogenesis and structural changes.

물고기는 눈을 통해 당뇨병을 공부: 기정, 시각화, 및 성인 tg(fli:EGFP) Zebrafish 망막 맥 관 구조 분석

Diabetic retinopathy is the leading cause of blindness among middle-aged adults. The rising prevalence of diabetes worldwide will make the prevention of ...

의학

ROS Live Cell Imaging During Neuronal Development

Reactive oxygen species (ROS) are well-established signaling molecules, which are important in normal development, homeostasis, and physiology. Among the different ROS, hydrogen peroxide (H2O2) is best characterized with respect to roles in cellular signaling. H2O2 has been implicated during the development in several species. For example, a transient increase in H2O2 has been detected in zebrafish embryos during the first days following fertilization. Furthermore, depleting an important cellular H2O2 source, NADPH oxidase (NOX), impairs nervous system development such as the differentiation, axonal growth, and guidance of retinal ganglion cells (RGCs) both in&#160;vivo and in vitro. Here, we describe a method for imaging intracellular H2O2 levels in cultured zebrafish neurons and whole larvae during development using the genetically encoded H2O2-specific biosensor, roGFP2-Orp1. This probe can be transiently or stably expressed in zebrafish larvae. Furthermore, the ratiometric readout diminishes the probability of detecting artifacts due to differential gene expression or volume effects. First, we demonstrate how to isolate and culture RGCs derived from zebrafish embryos that transiently express roGFP2-Orp1. Then, we use whole larvae to monitor H2O2 levels at the tissue level. The sensor has been validated by the addition of H2O2. Additionally, this methodology could be used to measure H2O2 levels in specific cell types and tissues by generating transgenic animals with tissue-specific biosensor expression. As zebrafish facilitate genetic and developmental manipulations, the approach demonstrated here could serve as a pipeline to test the role of H2O2 during neuronal and general embryonic development in vertebrates.

This protocol describes the use of a genetically encoded hydrogen peroxide (H2O2)-biosensor in cultured zebrafish neurons and larvae for assessing the physiological signaling roles of H2O2 during nervous system development. It can be applied to different cell types and modified with experimental treatments to study reactive oxygen species (ROS) in general development.

신경 발달 도중 ROS 살아있는 세포 화상 진찰

Reactive oxygen species (ROS) are well-established signaling molecules, which are important in normal development, homeostasis, and physiology. Among the ...

Nitroreductase/Metronidazole-Mediated Ablation and a MATLAB Platform (RpEGEN) for Studying Regeneration of the Zebrafish Retinal Pigment Epithelium

The retinal pigment epithelium (RPE) resides at the back of the eye and performs functions essential for maintaining the health and integrity of adjacent retinal and vascular tissues. At present, the limited reparative capacity of mammalian RPE, which is restricted to small injuries, has hindered progress to understanding in vivo RPE regenerative processes. Here, a detailed methodology is provided to facilitate the study of in vivo RPE repair utilizing the zebrafish, a&#160;vertebrate model capable of robust tissue regeneration. This protocol describes a transgenic nitroreductase/metronidazole (NTR/MTZ)-mediated injury paradigm (rpe65a:nfsB-eGFP), which results in ablation of the central two-thirds of the RPE after 24 h treatment with MTZ, with subsequent tissue recovery. Focus is placed on RPE ablations in larval zebrafish and methods for testing the effects of pharmacological compounds on RPE regeneration are also outlined. Generation and validation of RpEGEN, a MATLAB script created to automate quantification of RPE regeneration based on pigmentation, is also discussed. Beyond active RPE repair mechanisms, this protocol can be expanded to studies of RPE degeneration and injury responses as well as the effects of RPE damage on adjacent retinal and vascular tissues, among other cellular and molecular processes. This zebrafish system holds significant promise in identifying genes, networks, and processes that drive RPE regeneration and RPE disease-related mechanisms, with the long-term goal of applying this knowledge to mammalian systems and, ultimately, toward therapeutic development.

Nitroreductase/Metronidazole-Mediated Ablation and a MATLAB Platform RpEGEN for Studying Regeneration of the Zebrafish Retinal Pigment Epithelium

This protocol describes the methodology to genetically ablate the retinal pigment epithelium (RPE) using a transgenic zebrafish model. Adapting the protocol to incorporate signaling pathway modulation using pharmacological compounds is extensively detailed. A MATLAB platform for quantifying RPE regeneration based on pigmentation was developed and is presented and discussed.

니트로환원효소/메트로니다졸 매개 절제 및 제브라피쉬 망막 색소 상피의 재생 연구를 위한 MATLAB 플랫폼(RpEGEN)

The retinal pigment epithelium (RPE) resides at the back of the eye and performs functions essential for maintaining the health and integrity of adjacent ...