Name: g protein-selective gpcr conformations measured using fret sensors in a live cell suspension fluorometer assay
Uploaded: 2016-09-10T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 12 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about G Protein-selective GPCR Conformations Measured Using FRET Sensors in a Live Cell Suspension Fluorometer Assay at JoVE.com

RUM은 미국 심장 협회 (American Heart Association) 전 박사 원정대 (14PRE18560010)에 의해 투자되었다. 연구는 미국 심장 협회 (American Heart Association) 과학자 개발 그랜트 (13SDG14270009) SS에 NIH (1DP2 CA186752-01 및 1-R01-GM-105646-01-A1)에 의해 투자되었다

1. DNA 준비 <ol><li> 디자인 센서 모듈 클로닝 기법을 사용하여 구성한다. 이전 1 설명 된 β 2-AR 센서 설계를 참조하시기 바랍니다. </li><li> 1.9, 260 / 2.0의 (230) - - 2.29, 260 / 1.7의 280 상업 미니 프렙 키트 프로토콜에 따라 DNA를 준비하고 농도 ≥에서, 2 mM 트리스 - 염산 용액의 pH 8에 750 NG / μl를 용출. </li></ol> 2. 세포 배양 준비 <ol><li> 보충 된 4.5 g / L D- 글루코스를 함유하는 DMEM에서 배양 HEK-293T-FLP-N 세포를 10 % FBS (열 불 활성화) (V / V), 1 % L- 글루타민 보충하는 20 mM HEPES, pH가 7.5 37에서 5 % CO 2에서 가습 분위기에서 C를 °. 다음 단계에 대한 생물학적 안전 후드 세포를 처리합니다. </li><li> 세포가 여섯 잘 요리에 계대 전에 합류 단층로 성장할 수 있습니다. 컨 플루을 달성하기 위해 시간은 초기 도금 밀도에 따라 달라집니다. 사용 플레이트 그(1) 내의 포화 상태에 올 -에 대한 도금 2 일 여섯 잘 도금. 합류 10cm 조직 배양 처리 된 접시는 약 4 × 106 세포 / ml의 세포 밀도를 갖는다. 세포 배양 성장의 이미지 그림 1을 참조하십시오. </li><li> 10 ml의 PBS로 세포를 씻으, 0.25 %의 트립신를 Trypsinize (토론, 제 2 항 참조). 판 (8) × 10 5 세포 / 잘 조직에서 미디어 2 ㎖에 여섯 잘 요리 문화 처리 및 16을 준수 할 수 있도록 - 20 시간. </li></ol> 3. 형질 조건 <ol><li> (- 36 시간 20 사이) 최적의 표현을 달성하기 위해 시간의 다른 금액을 요구할 수있다 구조에 대한 형질을 비틀. 통합 실험 시간에 대한 조건을 동기화합니다. 또한, 형질 감염되지 않은 대조구의 등가 셀 밀도 분석 중에 소음 및 산란 감산을 위해 사용되어야한다. </li><li> 실온으로 형질 전환 시약을 가지고 : 감소 된 혈청 배지, DNA, 트랜 스펙 션 시약. </li><li> 안에생물학적 안전 후드가 다음의 순서로 무균 마이크로 원심 튜브에 결합 시약을 100 μL의 혈청 감소 배지 2 μg의 DNA를 혼합한다. 혼합물의 표면 또는 튜브의 측면을 건드리지 않고 미디어 / DNA 믹스로 형질 전환 시약의 6 μl를 스파이크. 물론 당 하나의 형질 전환 반응을 설정합니다. 일관된 발현 수준을 달성하기 위해 (형질 감염 시약 6 μL - - 3, 4 μg의 DNA의 1) 형질 전환 조건은 최적화 될 수있다. 더 최적화 된 비율은 표 1을 참조하십시오. </li><li> 30 분 - 15 생물학적 안전 후드에 실온에서 혼합물을 품어. 30 분 동안 배양 떠나는 경우에 반응을 사용하지 마십시오. </li><li> 에 걸쳐 잘 드롭 현명한 방식으로 세포 반응을 추가하고 부드럽게 철저한 혼합을 보장하기 위해 여섯 잘 흔들어. 물론 당 하나의 반응을 추가합니다. </li><li> 식 20 시간 후, 모니터 형광 조직 배양 형광 현미경을 사용. 40X에서 셀의 10 배 목표와 단백질 현지화와 인구 식을 평가합니다. OBS원형질막 (PM)에서의 단백질 발현에 정말 짜증나. 실질적인 내재화가 언급되는 경우 현저한 발​​현이 PM에 검출 될 때까지, 형질 감염을 모니터링한다. </li></ol> 4. 시약 및 장비 준비 <ol><li> -80 ° C에서 100 mM의 약물 주식과 상점을 준비 : 이소 중주 석산 (100 밀리미터 300 밀리미터의 아스코르브 산을 포함 DH 2 O에서). 즉시 차가운 룸, 플래시 동결 / 얼음합니다. 분액했다 1 년까지 사용할 수있다. </li><li> 셀 버퍼를 준비합니다 (~ 2 ㎖ / 조건) 37 ° C의 물을 욕조에 저장. 매일 신선한합니다. 셀 버퍼 구성 요소에 대한 참조 표 2. </li><li> 약물 완충액 (10 ㎖)을 제조하고 실온에서 보관. 의약품 버퍼 구성 요소에 대한 참조 표 2. </li><li> 산성은 진한 염산을 사용하여 큐벳을 씻는다. 약한베이스 (1 M KOH)으로 중화하고, 철저하게 DH 2 O와 큐벳을 세척 </li><li> 여러 가지로 형광 주위에 워크 스테이션을 준비합니다10, 200, 1,000 μL 피펫 팁, 초순수 H 2 O와 함께 10 분 카운트 다운, 큐벳 청소를위한 팁, 섬세한 작업 와이프와 접근 진공 라인 및 분출 병 설정 타이머의 상자 </li><li> 형광 및 열 블록에 37 ° C 외부 수조를 가열한다. </li><li> 형광 분석기를 켜십시오; 430 nm의 대역 통과 8 나노 미터의 여기에 CFP 수집을 위해 형광 수집 프로그램을 설정; 방출 범위 450 nm의 - 600 nm의 대역 통과 4 nm의. 600 nm의 대역 통과 4 nm의 - 전용 센서 제어 등 YFP 수집을 위해 490 nm의 대역 통과 8 nm의, 방출 범위 500 세트 여기 (토론 참조). CFP 컬렉션 설정이 실험에서 FRET 스펙트럼을 얻기 위해 사용될 것이다. </li><li> 아래의 그림 2와 같이 열 블록에 열두 1.5 ml의의 microcentrifuge 튜브를 놓습니다. 이 튜브는 셀 나누어지는 튜브를위한 홀더이다 (500 μL의 마이크로 원심 튜브.) 여기에 배치 큐벳을 완화하기 위해 홀더 1과 7에서 조직의 작은 조각을 놓습니다. 참고 : 처리되지 않은 상태 및 교차 오염을 방지하기 위해 약물 조건에 대해 별도의 큐벳을 사용합니다. </li></ol><img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/54696/54696fig2.jpg" /> 그림 2. microcentrifuge 관은 설정 및 치료 샘플에 대한 열 블록 큐벳에 위치 참조 위치 1에 있습니다.; 셀 나누어지는 튜브 2 위치에 있습니다 - 약물 치료 샘플 6. 큐벳 위치 7에; 셀 나누어지는 튜브 위치에있는 8 - 12 <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54696/54696fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <ol start="9"><li> 미니 37 ° C의 물을 욕조를 만드는 물 ~ 750 ㎕를 12 - 6, 8 - 홀더 2를 입력합니다. </li><li> 미니 수조 (- 6, 8-12 홀더 2)에 세포 씩위한 열 500 μL의 microcentrifuge 튜브를 놓습니다. 각 튜브 (untreate 5 조건의 개별 반복 될 것입니다D, 처리 (5) 약물). </li><li> 표현 세포 모니터 (단계 3.6 참조). </li></ol> 5. 실험 및 데이터 수집 <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/54696/54696fig3.jpg" /> 그림 3. 실험 회로도. 실험에 대한 상세한 단계별 가이드는 최대 및 실행 설정합니다. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54696/54696fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <ol><li> 실험 회로도에 대한 참조 그림 3. 세포가 형광 현미경으로 감지 단백질 발현에 따라, 수확 될 준비가되면 (토론, 제 4 항 참조) 생물 안전 후드, 부드럽게 P1,000과 그들의 문화에 ~ 1 미디어 ml의에 resuspend 세포를 제거하고 재 부유를 전송 1.5 ml의 microcentrifuge 관에. 참고 :이 N 말단을 소화하고있다으로 트립신을 사용하지 마십시오 /또는 GPCR 센서의 주머니를 결합. </li><li> 재 부유에 적절한 세포 밀도를 보장하기 위해 세포를 계산합니다. 4 × 106 세포 / mL로 재현 탁 대 음량을 최적화한다. </li><li> 3 분 동안 실온에서 290 × g으로 스윙 버킷 원심 분리기에서 세포를 스핀. 원심 분리 후 상층 액을 제거합니다. </li><li> 부드럽게 (37 ° C에서 보관) 1 ml의 세포 버퍼에 세포를 재현 탁 단계 5.3를 반복합니다. 두 번째 스핀 동안, -80 ° C에서 100 mM의 약물 재고 나누어지는를 수집합니다. 1 mM의 작업 주식에 대한 약물 버퍼 100 희석하고, 실온에서 보관 : 1을 확인합니다. </li><li> 두 번째, 원심 분리 후에, 세포 완충액 (4 × 106 세포 / ㎖) 1 ㎖에 재현 탁 상등액 부드럽게 세포를 제거한다. 세포를 1 ml의 빈 셀로서 완충액 1 ㎖를 사용하여 분광 광도계의 측정 시료 OD 600. 일회용 플라스틱 큐벳에 세포를 분배하고 즉시 분광 광도법 따르는 microcentrifuge 관에 다시 전송합니다. </li><li> 제어 형질 감염되지 않은 CEL의 경우리터 조건 스펙트럼, 부드럽게, P1,000 피펫 1 ML의 세포 버퍼에 형질 감염되지 않은 세포를 재현 탁 큐벳과 여기 430 nm에서 FRET 스펙트럼을 취득하는 세포의 90 μl를 추가, 대역 통과 8 nm의, 방출 450-600 nm의 대역 통과 4 nm의. 세포의 신선한 90 μl의 5 반복 스펙트럼 - 3를 수집합니다. 샘플 사이의 초순수 H 2 O와 큐벳을 사양 사이에 37 ° C에서 세포의 재고를 유지하는 각각의 샘플 나누어지는 사이에 P1,000 부드럽게 재현 탁하고, 린스. </li><li> 6 - 8 - 열 블록 (12)에 실험 조건, 90 분취 홀더 (2)의 500 ㎕를 각 튜브로 형질 감염된 세포의 용 μL. 조심스럽게 각 나누어지는 사이 P1,000 피펫으로 세포의 주식을 재현 탁. </li><li> 처리되지 않은 상태 샘플 6 - 세포를 분주 한 후, 2 튜브 의약품 버퍼의 10 μl를 추가합니다. </li><li> 튜브 (8)에 1 mM의 약물 용액 10 μl를 추가하여 실험을 시작, 10 분에서 카운트 다운, 부드럽게 P200의 피펫과 튜브를 혼합하는 타이머를 시작합니다. 닫기 튜브 (37)에 반환C 열 블록 °. </li><li> 즉시, (새로운 팁을 사용) P200으로 부드럽게 혼합 관 (2)을 받아 처리되지 않은 상태 큐벳에 세포 현탁액의 90 μl를 추가하고, 형광의 장소. </li><li> 600 nm의 대역 통과 4 nm의 - 여기 430 nm의 대역 통과 8 nm의, 방출 (450)에서 FRET 스펙트럼을 획득. </li><li> 9 분에서 - 10 초, 부드럽게, 1 mM의 약물 용액 10 μL와 튜브 (9) 스파이크 P200 (새 팁을 사용)과 혼합하고, 블록을 가열 튜브를 반환합니다. </li><li> 튜브 (10)와 관 (3)과 5.12와 5.11 - 반복 5.10 단계를 반복합니다. </li><li> 스펙트럼은 모든 처리되지 않은 상태의 샘플을 수집하고, 약물이 모든 약물 조건 샘플에 추가 될 때까지 1 분 간격 (8시 10분, 7시 10분 등)에서 5.13 - 반복 5.10 단계를 반복합니다. 교차 오염을 방지하기 위해 각 피펫의 단계에 대한 신선한 팁을 사용합니다. </li><li> 5 분에서 - 10 초, 부드럽게 P200의 피펫과 튜브 8 (약 조건을) 혼합 시작 형광 분석기 약물 치료 샘플과 장소에 대해 별도의 큐벳에 세포 현탁액의 90 μl를 추가합니다. </li><li> F 획득RET 스펙트럼 (설정에 대한 단계 5.11 참조). </li><li> 나머지 약물 조건 샘플 (- 12 튜브 9) 1 분 간격 (4시 10분, 3시 10분 등)에서 5.16 - 반복 5.15 단계를 반복합니다. </li><li> 실험 종료 후, 철저하게 초순수 H 2 O와 큐벳을 세척, 프로젝트 파일을 저장하고 다음 조건 튜브 주식 재. 세척 단계에서 교차 오염을 방지하기 위해주의하십시오. 가 H 2 O 병뿐만 아니라 세척 사이의 진공 라인에 팁을 변경합니다. </li></ol> 6. 데이터 분석 <ol><li> 저장하고 SPC 수출 데이터 파일은 분석에 사용되는 포맷합니다. 분석 프로그램은 Sivaramakrishnan 연구소 간행물 웹 사이트에서 다운로드 할 수 있습니다. </li><li> 분석 프로그램 (V9, V15), 형질 감염되지 않은 샘플 파일 (형질 감염되지 않은 세포 스펙트럼 수집 단계 5.6 참조) 데이터 입력, 출력 데이터 파일 및 쉼표로 구분 된 값 (CSV) 파일을 포함하는 분석 소프트웨어에 대한 경로 파일을 만듭니다. </li><li> 다음 정보를 입력CSV 파일에 포함하여 각 샘플에 대한 사용 조건 (표 3의 샘플을 참조) 지정 : 파일 이름 - 개별 SPC 그래프 파일 수용체 -하는 GPCR 구조 지명자는 시험 하였다 (예를 들어, Β2) 바인더 - 지정되는 구조의 펩타이드 변형 시험 하였다 (예를 들면, S) 작용제 - (N)을 치료 지정 또는 약물 치료 (D) 조건 디렉토리 - SPC 파일은 일반적으로 저장 날짜별로 정리되는 경로 폴더 OD - 분광 광도계에서 시료의 기록 광학 밀도 </li><li> 샘플에서 버퍼와 산란 소음을 뺄 형질 감염되지 않은 샘플 (단계 5.6)에 대한 파일 이름을 입력합니다. </li><li> 분석 프로그램에 조건을 입력합니다. </li><li> 실행 프로그램은 개별 조건 (V9) 내에서 조건 (V15)에서 샘플을 분석합니다. </li><li> 데이터 세트의 명백한 아웃 라이어있는 샘플 파일을 제외하거나 증가 또는 INDIVI의 OD 값을 감소시킴으로써 공제 조정이중 파일입니다. </li><li> 액세스를위한 계산 된 출력 파일로 내보내기 데이터 비율 (525 나노 미터 / 475 nm의) FRET. </li><li> 치료 (약물) 조건에 대한 개별 FRET 비율에서 처리되지 않은 상태의 평균 FRET 비율을 뺀 ΔFRET을 계산합니다. </li></ol>

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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+control+of+protein+interaction+using+a+modular+ER/K+&#945;-helix+linker.">Systemic control of protein interaction using a modular ER/K &#945;-helix linker.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 108, 20467-20472 (2011).</li><li>Shaner, N. C., Steinbach, P. A., Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+guide+to+choosing+fluorescent+proteins.">A guide to choosing fluorescent proteins.</a> Nat. Methods. 2 (12), 905-909 (2005).</li></ol>

저자는 더 경쟁 관심이 없음을 선언합니다.

이 시스템 FRET 측정 타이트 동적 범위는이 프로토콜의 모든 단계에서 중요한 품질 관리의 필요성을 강화한다. 성공적인 FRET 실험을 보장하기 위해 가장 중요한 단계는 분석을 실행하는 동안 1) 세포 배양, 2) 형질 3) 단백 발현 및 4) 적시 정밀한 조정한다. 셀 건강 관리 / 도금 품질이 불가능 FRET 어떤 일관된 변화를 검출 할 수있는 실험 시스템 불량 셀 건강의 신호 - 대 - 잡음에 상당한 영향을 미칠 수있다. 이는 세포주, 처리 및 배양 조건에 따라 달라질 수 있지만 보수적으로, 세포는 약 20 대 건강한 통로이다. 세포가 일단 어려움 합류 단층으로 성장 이상의 돌기 패턴 실험 배경 노이즈가 저하 될 것이다 (도 1 (b)를 참조)에 지속적으로 성장하기. 일상 메디칼을 포함하여 조심 세포 유지 보수,유지 플레이트에서 비 부착 세포 파편 제 거부 변경 정기적는 6 웰 도금 및 형질 세포에 대한 품질을 개선한다. 나쁜 형질 전환 효율에 영향을 미치는 세포 덩어리는, 효과적으로 유지 보수 판의 트립신 처리하여 개별 세포로 분리 할 수​​있다 : 37, 장소 접시를 30 초 동안 10 ml의 0.25 % 트립신과 10cm에게 합류 요리를 취급 트립신을 제거하지만 약 200 μl를 떠나 3 분 - 2 C 배양기를 °. 세포는 쉽게 요리를 나서야 및 응집에 덜 민감합니다. 이 실험에 대한 형질 전환 공정을 최적화하는 것이 중요하다. 효율적인 형질 전환 및 최적의 표현을위한 80 %의 합류 - 식스 우물은 이상적 (60)이어야합니다. 형질 6 시간, 또는 세포의 70 % 이상이 부착 될 때까지 - 너무 적은 세포가 부착 된 경우 (&lt;60 %), 약 2 기다립니다. 오버 합류 (&gt; 80 %)이다 식스 우물은 형질 전환 효율을 감소시킬 것이다. 이하에서 형질셀 컨 플루는 세포 사멸 속도를 증가시킨다. DNA 농도 및 순도 (단계 1.2 참조) 또한 중요하다. 낮은 농도 및 / 또는 품질이 낮은 DNA 제제를 사용하면 부정적으로, 형질 조건이 구조에 따라 조절 될 수있다 형질 전환 효율에 영향을 미칠 자세한 내용은 표 1을 참조하십시오. 조직 배양 형광 현미경을 이용하여 단백질 발현의 정확하고 일관된 모니터링이 과정에서 다른 중요한 단계이다. 이 단계는 개별적으로 판정 될 수 있지만, 그들이 여기 상세한되지 않지만, 정량적 시간 이상 발현을 모니터링 같은 현미경과 같은 다른 기법을 사용할 수있다. 우리는 우리의 시스템에서 성공적으로 테스트 한 구조의 경우, 표현은 최적의 표현에 도달하는 데 약 18-36 시간이 걸립니다. 우리의 경험에 의하면,이 시간 창 동안 그 표시 가난한 표현이 거의 40 시간 후 개선되지 구성한다. 구조는 우리가 degradatio의 흔적을 표시하지 않은으로 게시 한N, 그러나 이것은 일부의 GPCR에 대한 문제가 될 수 있습니다. 우리의 분석에서, 센서 저하가 30 시간 동안 형질 항상 가능하다. 센서 무결성 YFP / CFP 비율을 사용하여 테스트 할 수 있습니다 : 525 nm의이 YFP-흥분 (490 ㎚) 스펙트럼에서 읽기, 475 nm의 CFP-흥분 (430 ㎚) 스펙트럼에서 읽기. 설정의 단계 4.6를 참조하십시오. 1.8의 이상적인 비율 2.0 - 권장 YFP / CFP 비율 1.7의 범위이다. 이 값은 CFP14 YFP에 대하여 대략 두 배 큰 휘도에 의존한다. 최소한의 저하와 불가분의 센서는 따라서 모두 형광체를 포함하고 YFP이있을 것이다 : 약 2 CFP 비율 : 1. 센서 품질이 확인 된 후에는 세포막에서 단백질 발현 및 분포를 확인하는 것이 중요하다. 중요한 세포 내 발현은 단백질 분해, 국제화, 또는 단백질의 지속적인 인신 매매 중 하나의 결과 일 수있다. 모니터는 표현은 세포막에서 강화되어 있는지 확인하기 위해 시간이 지남에 따라 구성한다. 다음 치명타식의 iCal의 도전은 형질 전환 효율이다. 약 70 % + 형질 전환 효율이 형광 시스템에서 충분한 신호 대 노이즈 검출이 필요하다. 적은 세포가 형질 전환되는 경우, 신호 - 대 - 잡음의 양을 여전히 검출 할 수 있지만, 하나의 FRET 시험에서의 샘플들 사이 덜 일치된다. 이것은 시스템의 좁은 동적 범위 내에 정확한 데이터 분석을 방해 할 것이다. 발현 수준은 실험 기간 동안 충분한 신호대 잡음비를 달성하는데 중요한 장애물을 제시한다. 형광 분석기에 의해 검출 발현 들어, 1.5의 475 nm 내지 450 nm의 (셀 산란) 사이의 신호의 비율은 FRET의 변화를 검출하기에 충분하지만 최적의 표현식은 약 2.0의 비를 가질 것이다. 참고로, β2-AR 데이터는 1 × 106 CPS (475 ㎚), 2.5의 신호 대 잡음비에 4 × 10 5 CPS (450 ㎚)의 신호대 범위에서 수집된다. 이 비율은 variabi의 양을 줄일 수또한 데이터 분석에 영향을 줄 수있는 샘플 사이 lity. 이러한 발현 수준은 감도와 형광 광학계의 최적 정렬 대상이고; 다른 시스템은 적절한 신호대 최적화를위한 다른 파라미터를 필요로 할 수있다. 세포는 시간과 온도에 매우 민감하다. 실험 절차가 시작되면, 부드러운 핸들링은 세포 사멸을 방지하기 위해 필수적이다. 특정 물류 조치 과정을 신속하고 확실 모든 장비가 제대로 작동하고 미리 실험의 목표를 계획하고 워크 스테이션을 준비를 포함하여 적시에 실수를 피하기 위해 취할 수 있습니다. 수확의 30 분 안에 세포를 사용하기에 이상적이며, 우리의 시스템에서,이 프로토콜은 20 분 이내에 실행됩니다. 기술을 습득 한 후에, 즉 형질 최적화 운동 자체의 손재주,이 실험은, 서로에 대해 다양한 구조를 비교하는 투여 량을 다시 생성 할 수있다곡선 sponse, 상기 센서는 전장 G 단백질로 확장 될 수있다. 여기에 사용되는 FRET 센서는 GPCR FRET 센서의 고유 한 발전이지만,이 특정 실험 장치는 센서의 구현을위한 잘 특징 분석으로 자세히 설명되어 있습니다. 형광 분석기 기반 분석은 세포의 많은 인구 각 실험에서 평가 될 수 있으므로 생체 내 환경을 유지하고, 정제 된 단백질이나 세포막로 준비에 의존하지 않는 수있다. 이 실험 설계는 또한 GPCR의 아고 니스트 자극에 따라 시스템에서 보이는 아주 작은 변화를 검출하기 위해 최적화되었다.

G 단백질 결합 수용체 (GPCR에)는 일곱 횡단 수용체이다. 인간 게놈 혼자 빛, 냄새 물질, 호르몬, 펩티드, 약물 및 다른 작은 분자를 포함하는 리간드의 다양한에 의해 활성화 된 GPCR, 코딩 약 800 유전자를 포함하고 있습니다. 시장 대상의 GPCR에 현재 모든 의약품의 약 30 %가 많은 질병 상태 2에서 큰 역할을하기 때문이다. 이 수용체 가족에서 수행 광범위한 작업의 수십 년에도 불구하고, 특히 GPCR 이펙터 상호 작용을 유도 분자 메커니즘에 관해서, 분야에서 상당한 뛰어난 질문이 남아있다. 지금까지 단 하나의 고해상도 결정 구조가 β 2 아드레날린 수용체 (β 2-AR)과 G 단백질 (3) 사이의 상호 작용에 대한 통찰력을 제공 간행되었다. 함께 지난 30 년의 광범위한 연구와 함께,이에 중요한 하나의 특정 구성 요소를 반복한다상호 다음 Gα 서브 유닛 C 말단. 이 구조는 GPCR 4 G 단백질 선택 5-6 모두에 의해 G 단백질의 활성화를 위해 중요하다. 따라서, Gα C 말단은 GPCR의 리간드 자극에 선택적 G​​ 단백질의 활성화 사이의 중요한 링크를 제공합니다. 지난 10 년간 연구 된 GPCR은 GPCR의 입체의 하위 집합을 안정화 리간드가 결합하여, 광범위한 구조적인 풍경을 채우는 것이 좋습니다. 결정학, NMR 및 형광 분광법 및 질량 분석법을 포함한 여러 기술은 GPCR 구조적 프리를 조사 할 수 있지만, 이펙터 선택 7의 기능적 의미를 명료하게하기 위해 소수의 방법이있다. 여기서는 G 단백질의 입체 선택적 G​​PCR을 검출하기 Fӧrster 공명 에너지 전달 (FRET) - 기반 방식을 설명합니다. FRET는 방출 (기증자)이 겹치는 두 형광의 근접 평행 방향에 의존차 여기 (수용체) 스펙트럼 (8). 도너 및 억 셉터는 형광 단백질 구조적 변화 또는 단백질 - 단백질 상호 작용 중 하나의 결과로 서로 가까이 올 때, 그들 사이의 FRET은 증가하고, 방법 (8)의 범위를 이용하여 측정 할 수있다. FRET 기반의 바이오 센서는 GPCR 필드 9에서 널리 사용되어왔다. 이들은 세포 세번째 루프 GPCR C 말단에 도너와 억 셉터를 삽입하여 GPCR의 형태 변화를 조사하기 위해 사용되었다; 센서는 별도로 FRET 쌍 (10)과 GPCR 및 이펙터 (G 단백질 서브 유닛 / arrestins)를 라벨에 의해 GPCR 및 이펙터 상호 작용을 조사하기 위해 설계되었습니다; 일부 센서는 G 단백질 (11)의 구조적인 변화를 감지. 이 바이오 센서는 구조적인 GPCR의 변화와 이펙터, GPCR 이펙터 상호 작용 동력학 및 알로 스테 릭 리간드 (12)를 포함하여 뛰어난 질문의 군중을 요청하기 위해 필드를 사용할 수있다. 우리 그룹작용제 구동 조건에서 G 단백질 특정 GPCR의 입체를 검출 할 수있는 바이오 센서를 만드는 데 관심이 있었다. 이 바이오 센서 (체계적인 단백질 친 화성 강도 변조) (13) 경련라는 최근에 개발 된 기술을 사용합니다. 경련은 유효 농도를 제어하는​​ ER / K 링커를 사용하여 테 더링 작용하는 단백질 도메인을 포함한다. 형광의 FRET 쌍으로 링커 측면은 단백질 (12) 사이의 상호 작용의 상태를보고 할 수있는 도구를 만듭니다. 이전 1 경련 모듈은 GPCR에 Gα C 말단을 밧줄과 FRET의 형광 물질과의 상호 작용을 모니터링하는 데 사용되었다 mCitrine는 (은 일반적으로 알려진 변형, 노란색 형광 단백질 (YFP), 여기 / 발광 피크에 의해이 프로토콜에서 언급 , 여기 / 발광 피크 475분의 430 ㎚) (은 일반적으로 알려진 변형 시안 형광 단백질 (CFP에 의해이 프로토콜에서 언급) 525분의 490 ㎚) 및 mCerulean. N-에서 C- 말단에, t자신의 유전자 인코딩 된 하나의 폴리펩티드가 포함 전체 길이 GPCR은 수용체 (mCitrine / YFP)를 FRET, 10 나노 ER / K 링커, FRET 도너 (mCerulean / CFP) 및 Gα C 말단 펩티드. 본 연구에서는 센서는 GPCR-링커 길이 Gα 펩타이드로 축약된다. 모든 구성 요소는 각 도메인의 자유 회전을 가능하게하는 구조화 (의 Gly-빼앗아-의 Gly) 4 링커에 의해 분리된다. 이러한 센서의 상세한 특성화는 이전 두 개의 원형의 GPCR을 사용하여 수행 하였다 : 2-AR과 옵신 한 β. 이 센서는 일시적 HEK-293T 세포 존재 또는 리간드의 부재하에 초 (CPS) 당 카운트 임의 단위 FRET 쌍의 형광 계 생균 실험 측정 형광 스펙트럼으로 형질 감염된다. 이러한 측정은 형광 (YFP 최대 / CFP 최대) 사이의 FRET의 비율을 계산하는 데 사용된다. FRET (ΔFRET)의 변화 후 평균 FRET 비율을 감산하여 계산된다리간드 처리 된 샘플의 FRET 비율에서의 치료 샘플. ΔFRET는 (β 2-AR-10 nm의 Gαs 펩티드 2-AR-10 nm의 노 펩타이드를 β없는 대) 구조를 통해 비교할 수 있습니다. 여기서는 상세히 프로토콜은, 실시간 HEK-293T 세포에서 이들 센서를 표현 발현을 모니터링하고, 형광 기반 생균의 설정, 실행 및 분석은 약물 처리 된 조건 대 미처리의 측정을 안달. 이 프로토콜은 100 μM 이소 타르트 레이트로 처리 된 β-AR이 10 nm의 Gαs 펩티드 센서 특정이지만, 서로 다른 GPCR-Gα 쌍과 리간드에 대해 최적화 될 수있다.

<table><tbody><tr><td>B2-AR-10 nm-Gas peptide sensor</td><td>Addgene</td><td>47438</td><td>https://www.addgene.org/Sivaraj_Sivaramakrishnan/</td></tr><tr><td>GeneJET Plasmid Miniprep Kit</td><td>Fermentas/Fisher Sci</td><td>FERK0503</td><td>Elute in 2 mM Tris elution buffer</td></tr><tr><td>HEK-293T-Flp-n cells</td><td>Life Technologies</td><td>R78007</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin (0.25%)</td><td>Life Technologies</td><td>25200056</td><td></td></tr><tr><td>DMEM- high glucose</td><td>Life Technologies</td><td>11960-044</td><td>Warm in&amp;nbsp; 37 &amp;deg;C water bath before use</td></tr><tr><td>FBS, certified, Heat inactivated, US origin</td><td>Life Technologies</td><td>10082147</td><td></td></tr><tr><td>Glutamax I 100x</td><td>Life Technologies</td><td>35050061</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Corning</td><td>MT25060CL</td><td></td></tr><tr><td>Opti-MEM</td><td>Life Technologies</td><td>31985-070</td><td>Reduced serum media; Bring to RT before use</td></tr><tr><td>XtremeGene HP transfection reagenet</td><td>Roche</td><td>6366236001</td><td>Highly recommended for its consistency. Bring to RT before use</td></tr><tr><td>FluoroMax 4</td><td>Horiba</td><td></td><td>Use with FluorEssence V3.8 software</td></tr><tr><td>3-mm path length quartz cuvette</td><td>Starna</td><td>NC9729944(16.45F-Q-3/z8.5)</td><td>May require cuvette holder/adaptor for use in Fluorometer, available from Starna</td></tr><tr><td>Sc100-S3 Heated Circulating water bath pump</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-874-826</td><td>Warm to 37 &amp;deg;C before use</td></tr><tr><td>Thermomixer Heat Block</td><td>Eppendorf</td><td>22670000</td><td>Warm to 37 &amp;deg;C before use</td></tr><tr><td>Ultrapure DNA/RNAse free water</td><td>Life Technologies</td><td>10977015</td><td>Use at RT</td></tr><tr><td>D(+)-glucose, anhydrous</td><td>Sigma</td><td>G5767</td><td></td></tr><tr><td>aprotinin from bovine lung</td><td>Sigma</td><td>A1153</td><td></td></tr><tr><td>leupeptin hemisulfate</td><td>EMD</td><td>10-897</td><td></td></tr><tr><td>L-ascorbic acid, reagent grade</td><td>Sigma</td><td>A0278</td><td></td></tr><tr><td>(-)-isoproterenol (+)-bitartrate</td><td>Sigma</td><td>I2760</td><td>Use fresh aliquot each experiment</td></tr></tbody></table>

g protein-selective gpcr conformations measured using fret sensors in a live cell suspension fluorometer assay

Fӧrster 공명 에너지 전달 (FRET)을 연구 GPCR 시그널링 조사 점차 일반화되고있다 기반. 우리의 연구 그룹 Gα 서브 유닛과 아고 니스트 자극 다음 생균의 GPCR의 상호 작용을 검출하기위한 분자 내 FRET 센서를 개발했다. 여기서는 상세히 100 μM의 이소 염산염으로 처리시 β 2 아드레날린 수용체 및 Gαs C 말단 펩티드 사이의 FRET의 변화를 검출하기위한 프로토콜은 이전에 하나의 특징으로서. 우리의 FRET 센서는 전체 길이 GPCR하는 FRET 수용체 형광 (mCitrine)의 직렬로 구성된 하나의 폴리펩티드이며, 응급실 / K 경련 (체계적인 단백질 친 화성 강도 변조) 링커하는 FRET 기증자 형광 (mCerulean) 및 Gα C 말단 펩티드. 이 프로토콜 것이다 상세 세포 준비, 형질 전환 조건, 장비 설치, 분석 실행 및 데이터 분석. 이 실험 설계는 작은 채널을 검출FRET Anges의 단백질 - 단백질 상호 작용을 나타내는, 또한 리간드 GPCR-G 단백질 쌍들에 걸쳐 상호 작용의 세기를 비교하기 위해 사용될 수있다. 신호대 우리의 측정을 향상시키기 위해,이 프로토콜은 모든 단계에서 높아진 정확도를 요구하고, 재현성이 실행 가능하도록 여기에 제시된다.

실험의 일반화 된 도식 설정 및 실행은 그림 3에 자세히 설명되어 있습니다. 센서의 좁은 다이나믹 레인지의 FRET의 변화를 검출하기 위해, 부착되는 시스템의 뉘앙스에 부착하는 것이 중요하다. 셀 품질이 샘플링에서 단백질 발현뿐만 아니라 일관성에 필수적입니다. 최적 일관성 단층 (10X)에서 성장 배양 된 세포의 1 기능의 이미지를 그림 여섯 잘 도금과에 대한 형질 그림 1 (a)에 응집되어 패턴에서 성장 세포 수지상 모양에 그 리드 일관된 도금을하지 않는 것이 좋습니다 1의 (b)를 그림. 형질 전환 조건은 재생 가능한 발현을 달성하기 위해 최적화 될 수있다. 여러 조건이 여기에 사용 권장 형질 전환 시약에 최적화되어있다. 표 1 상세 감소 혈청 미디어에 대한 이러한 조건. DNA 및 형질 정말이에요신사 비율. 일단 모든 데이터가 수집 및 데이터 분석 (표 3의 샘플을 참조)에 대한 CSV 파일에 입력되어,도 4에 나타내는 원료 FRET 스펙트럼 데이터와 유사 할 것이다 생성 된 결과는 (a) 상기 정규화 평균 FRET 스펙트럼도에 도시 도 4 (b). 그림 4에서 적색 스펙트럼은 미처리 샘플과 파란색은 약물 치료 샘플되어 있습니다. 도 (a) (4)의 원료 FRET 스펙트럼은 모두 (예. 450 nm에서 475 nm의 CPS는 CPS에 대비) 일관된 데이터 분석을위한 충분한 신호 대 잡음비 범위를 갖는다. 이 범위의 스펙트럼은 매끄럽게하고 시료로부터 물 피크 (라만 피크가 500 nm에서이다)는 또한 최소이다. 낮은 발현 수준은 데이터 분석에 방해가되는 물 두드러진 피크를 초래한다. 1.0 데이터는이 값의 CPS를 설정, 475 nm에서 정규화된다 (도 4의 (b)). β 2-AR이 데이터 세트에서-10 nm의 Gαs 펩티드 센서는 미처리 (적색) 및 치료 (청색) 샘플 사이 읽고 525 nm에서 상당한 변화가있다. ΔFRET 변화는 이러한 데이터 세트의 비율 FRET (525 ㎚ / 475 ㎚)에서 계산 및 출력 파일을 통해 접근된다. 단백질 발현이 낮은 경우,도 5에 도시 된 바와 같이, 스펙트럼이 잡음이 나타날 수있다.이 4 (a) 상기 신호 - 대 - 잡음 범위도에 비해 불량한 형질 감염 효율, 또는 형광 판독하는 큐벳 낮은 세포 밀도가 데이터 세트는 약 1.0 이상적이지 -. 4 × 105의 CPS 최대로 1.6이 낮은 발현 수준은 원 데이터의 그림에 보이는 거친 스펙트럼 기여 5의 (a) 그러나, 데이터는 타이트 될 수있다 정규화도 5 (b). 물 피크 (~ 500 ㎚) 비록 데이터 세트 5 (b)이 예를도 완전히간에 일치하지 않는다periment 여전히 분석에 사용할 수있다. (6)는 분석을 위해 불충분 한 실험의 대표도. 상기 신호 - 대 - 잡음 샘플은 약 2이지만 - 3 처리 (파란색)와 미처리 (적색) 샘플, 샘플 걸쳐 큐벳의 셀 밀도가 너무 낮도 6 (1 × 105의 450 nm의 값 ()에 대한 A). 이 배경 공제 및 정상화 그림 6 (b) 및 정렬되지 않는 스펙트럼의 문제를 만듭니다. 감산 증가하거나 표 3 OD를 감소시킴으로써 샘플 조절 될 수있다. 그러나, 낮은 세포 밀도와 물 피크 (~ 500nm의)가 훨씬 크고 잡음이도 6 (c에게)되고 추가 분석이 데이터 세트를 억제한다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/54696/54696fig1.jpg" /> 배양 된 세포 성장 그림 1. 예. 단일 층에서 성장 세포의 (a) 일관성 도금 및 형질 전환에 이상적이다. 대단히 짧은 시간에 나 돌기 패턴 (B)는 여섯 우물에 지속적으로 도금하지 않을 수와 성장을 나타 세포, 가난한 형질 전환 효율을 표시 할 수 있으며, FRET 스펙트럼의 진폭 불일치를 만들 수 있습니다. 스케일 바 = 100 μm의. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54696/54696fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/54696/54696fig4.jpg" /> 그림 4. 대표 데이터 분석 β 2-AR-10 nm의 Gαs 펩타이드 ± 약합니다. 원시 데이터의 대표 이미지 (a) 및 정규화 데이터 평균값 (b) 치료 (적색) 샘플 및 치료 (파란색)와 β-AR이 10 nm의 Gαs 펩티드 센서의 채취100 μM의 이소의 중주 석산 5 분 배양 후 amples. 475 nm의, 525 nm에서 YFP 최대 방출에서 CFP 최대 방출. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54696/54696fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/54696/54696fig5.jpg" /> 원시 정규화 데이터 불량 단백질 발현의 분석도 5. 시끄러운 원시 데이터 스펙트럼 (a) 낮은 발현 량, 샘플 당 낮은 세포 밀도 및 / 또는 구조체의 불량한 형질 감염 효율의 결과이다. 이상적 아니지만이 데이터 세트는 여전히 정상화의 (b)와 같은 해석이다. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54696/54696fig5large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> 원시와 형광 큐벳에서 낮은 세포 밀도의 그림 6. 분석 및 표준화 된 데이터. 원시 데이터에서 본 샘플 당 낮은 세포 밀도를 설정의 (a) 물 / 배경 공제 (B, C)을 복잡하고 해석 불가능한 설정이 데이터를합니다. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54696/54696fig6large.jpg" target="_blank">주십시오 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> 조건 </td><td> 0.5 배 </td><td> 0.7 배 </td><td> 1 배 </td><td> 배 </td><td> 배 * </td></tr><tr><td> DNA </td><td> 1 μg의 </td><td> 1.4 μg의 </td><td> 2 μg의 </td><td> 4 μg의 </td><td> 4 μg의 </tD&gt; </tr><tr><td> 감소 혈청 미디어 </td><td> 100 μL </td><td> 70 μL </td><td> 100 μL </td><td> 100 μL </td><td> 200 μL </td></tr><tr><td> 형질 전환 시약 </td><td> 3 μL </td><td> 4.2 μL </td><td> 6 μL </td><td> 6 μL </td><td> 12 μL </td></tr><tr><td colspan="6"> * 참고 : 매우 어려운 구조 추천합니다. 이러한 조건은 높은 세포 사멸을 유도로주의가 취해 져야한다. </td></tr></tbody></table> 표 1. 형질의 조건.이 테이블은 권장 형질 전환 시약을 사용하여 HEK-293T 세포 2 ㎖ 우물에 형질 감염 시약의 최적 조건을 포함한다. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td colspan="2"> 셀 버퍼 </td><td></td></tr><tr><td> 음량 </td><td> 시약 </td><td> 댓글 </td></tr><tr><td> 9 ml의 </td><td> 초순수 DNase의 /의 RNase없는 물 </td><td></td></tr><tr><td> 1 ml의 </td><td> HBS (10 배), 산도 7.4, 4 ° C에서 가기 : </td><td></td></tr><tr><td></td><td> 200 mM의 HEPES </td><td></td></tr><tr><td></td><td> 50 mM의 KCl을 </td><td></td></tr><tr><td></td><td> 450 mM의 NaCl을 </td><td></td></tr><tr><td></td><td> 20 mM의 염화칼슘 2 - H 2 O </td><td></td></tr><tr><td></td><td> 10 밀리미터의 MgCl 2 - H 2 O </td><td></td></tr><tr><td> 100 μL </td><td> 20 % D 글루코오스 </td><td></td></tr><tr><td> 15 μL </td><td> 아프로 티닌 (DH 2 O 1 mg을 / ㎖) </td><td> 열화를 방지 </td></tr><tr><td> 15 μL </td><td> 류 펩틴 (DH 2 O 1 mg을 / ㎖) </td><td> 열화를 방지 </tD&gt; </tr><tr><td> 100 μL </td><td> 아스 코르 빈산 (DH 2 O 100 밀리미터) * </td><td> 작용제를 안정화 </td></tr><tr><td></td><td> * 분석을 시작하기 전에 즉시 추가 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="2"> 약물 버퍼 </td><td></td></tr><tr><td> 음량 </td><td> 시약 </td><td> 댓글 </td></tr><tr><td> 9 ml의 </td><td> 초순수 DNase의 /의 RNase없는 물 </td><td></td></tr><tr><td> 1 ml의 </td><td> HBS (10 배), 산도 7.4, 4 ° C에서 가기 : </td><td></td></tr><tr><td></td><td> 200 mM의 HEPES </td><td></td></tr><tr><td></td><td> 50 mM의 KCl을 </td><td></td></tr><tr><td></td><td> 450 mM의 NaCl을 </td><td></td></tr><tr><td></td><td> 20 mM의 염화칼슘 2 - H 2 O </td><td></td></tr><tr><td></td><td> 10 밀리미터의 MgCl &lt;서브&gt; 2 - H 2 O </td><td></td></tr><tr><td> 100 μL </td><td> 아스 코르 빈산 (DH 2 O 100 밀리미터) * </td><td> 작용제를 안정화 </td></tr><tr><td></td><td> * 분석을 시작하기 전에 즉시 추가 </td><td></td></tr></tbody></table> 표 2 버퍼 성분.이 테이블은 실험에 사용하기위한 두 셀 버퍼 의약품 버퍼에 사용한 시약 사항. 신선한 모두 버퍼 실험 매일 확인; 실온에서 37 ° C에서 저장 셀 버퍼, 의약품 버퍼. <img alt="표 3" src="/files/ftp_upload/54696/54696tbl3.jpg" /> 분석을위한 표 3 샘플 CSV 파일.이 샘플 데이터 파일은 하나의 실험에서 설정된 항목을 강조한다. 여러 실험 같은 CSV 파일에 입력 될 수 있고, 필요한 경우 &quot;첨가제&quot;열에서 식별 될 수있다. 마다행은 다음 정보를 작성해야합니다 : 파일 이름 - 개별 SPC 그래프 파일 수용체 - 지정 GPCR의 구조가 시험 하였다 (예를 들어, Β2) 바인더 - 지정되는 구조의 펩타이드 변형 시험 하였다 (예를 들면, S) 작용제 - (N)을 치료 지정 또는 약물 치료 (D) 조건 디렉토리 - SPC 파일은 일반적으로 저장 날짜별로 정리되는 경로 폴더 OD - 분광 광도계에서 시료의 기록 광학 밀도 <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54696/54696tbl3large.jpg" target="_blank">이 테이블의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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G Protein-selective GPCR Conformations Measured Using FRET Sensors in a Live Cell Suspension Fluorometer Assay

Simple methods to detect the selective activation of G proteins by G protein-coupled receptors remain an outstanding challenge in cell signaling. Here, F&#1255;rster resonance energy transfer (FRET) biosensors have been developed by pairwise tethering a GPCR to G protein peptides to probe conformational changes at controlled concentrations in live cells.

G 단백질 선택적 G​​PCR의 입체는 라이브 셀 서스펜션 형광 분석에서 FRET 센서를 사용하여 측정

F&#1255;rster resonance energy transfer (FRET)-based studies have become increasingly common in the investigation of GPCR signaling. Our research group ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

9.5K 조회수.  University of Minnesota. Simple methods to detect the selective activation of G proteins by G protein-coupled receptors remain an outstanding challenge in cell signaling. Here, Fӧrster resonance energy transfer (FRET) biosensors have been developed by pairwise tethering a GPCR to G protein peptides to probe conformational changes at controlled concentrations in live cells.

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Monitoring GPCR-&#946;-arrestin1/2 Interactions in Real Time Living Systems to Accelerate Drug Discovery

Interactions between G-protein coupled receptors (GPCRs) and &#946;-arrestins are vital processes with physiological implications of great importance. Currently, the characterization of novel drugs towards their interactions with &#946;-arrestins and other cytosolic proteins is extremely valuable in the field of GPCR drug discovery particularly during the study of GPCR biased agonism. Here, we show the application of a novel structural complementation assay to accurately monitor receptor-&#946;-arrestin interactions in real time living systems. This method is simple, accurate and can be easily extended to any GPCR of interest and also it has the advantage that it overcomes unspecific interactions due to the presence of a low expression promoter present in each vector system. This structural complementation assay provides key features that allow an accurate and precise monitoring of receptor-&#946;-arrestin interactions, making it suitable in the study of biased agonism of any GPCR system as well as GPCR c-terminus &#8216;phosphorylation codes&#8217; written by different GPCR-kinases (GRKs) and post-translational modifications of arrestins that stabilize or destabilize the receptor-&#946;-arrestin complex.

GPCR-&#946;-arrestin interactions are an emerging field in GPCR drug discovery. Accurate, precise and easy to set up methods are necessary to monitor such interactions in living systems. We show a structural complementation assay to monitor GPCR-&#946;-arrestin interactions in real time living cells, and it can be extended to any GPCR.

약물 발견을 가속화하기 위해 실시간 생활 시스템에서 GPCR-β-arrestin1/2 상호 작용 모니터링

Interactions between G-protein coupled receptors (GPCRs) and &#946;-arrestins are vital processes with physiological implications of great importance. ...

연구

생화학

Parallel Interrogation of &#946;-Arrestin2 Recruitment for Ligand Screening on a GPCR-Wide Scale using PRESTO-Tango Assay

As the largest and most versatile gene superfamily and mediators of a gamut of cellular signaling pathways, G-protein-coupled receptors (GPCRs) represent one of the most promising targets for the pharmaceutical industry. Ergo, the design, implementation, and optimization of GPCR ligand screening assays is crucial, as they represent remote-control tools for drug discovery and for manipulating GPCR pharmacology and outcomes. In the past, G-protein dependent assays typified this area of research, detecting ligand-induced events and quantifying the generation of secondary messengers. However, since the advent of functional selectivity, as well as an increased awareness of several other G protein-independent pathways and the limitations associated with G-protein dependent assays, there is a greater push towards the creation of alternative GPCR ligand screening assays. Towards this endeavor, we describe the application of one such resource, the PRESTO-Tango platform, a luciferase reporter-based system that enables the parallel and simultaneous interrogation of the human GPCR-ome, a feat which was previously considered technically and economically unfeasible. Based on a G-protein independent &#946;-arrestin2 recruitment assay, the universality of &#946;-arrestin2-mediated trafficking and signaling at GPCRs makes PRESTO-TANGO an apt tool for studying approximately 300 non-olfactory human GPCRs, including approximately 100 orphan receptors. PRESTO-Tango&#39;s sensitivity and robustness make it suitable for primary high-throughput screens using compound libraries, employed to uncover new GPCR targets for known drugs or to discover new ligands for orphan receptors.

Given that GPCRs are attractive druggable targets, GPCR ligand screening is thus indispensable for the identification of lead compounds and for deorphanization studies. Towards these efforts, we describe PRESTO-Tango, an open-source resource platform used for simultaneous profiling of transient &#946;-arrestin2 recruitment at approximately 300 GPCRs using a TEV-based reporter assay.

PRESTO-탱고 분석기를 사용하여 GPCR 전체 규모의 리간드 스크리닝을 위한 β-Arrestin2 모집의 병렬 심문

As the largest and most versatile gene superfamily and mediators of a gamut of cellular signaling pathways, G-protein-coupled receptors (GPCRs) represent ...

Fluorescence Biomembrane Force Probe: Concurrent Quantitation of Receptor-ligand Kinetics and Binding-induced Intracellular Signaling on a Single Cell

Membrane receptor-ligand interactions mediate many cellular functions. Binding kinetics and downstream signaling triggered by these molecular interactions are likely affected by the mechanical environment in which binding and signaling take place. A recent study demonstrated that mechanical force can regulate antigen recognition by and triggering of the T-cell receptor (TCR). This was made possible by a new technology we developed and termed fluorescence biomembrane force probe (fBFP), which combines single-molecule force spectroscopy with fluorescence microscopy. Using an ultra-soft human red blood cell as the sensitive force sensor, a high-speed camera and real-time imaging tracking techniques, the fBFP is of ~1 pN (10-12 N), ~3 nm and ~0.5 msec in force, spatial and temporal resolution. With the fBFP, one can precisely measure single receptor-ligand binding kinetics under force regulation and simultaneously image binding-triggered intracellular calcium signaling on a single live cell. This new technology can be used to study other membrane receptor-ligand interaction and signaling in other cells under mechanical regulation.

We describe a technique for concurrently measuring force-regulated single receptor-ligand binding kinetics and real-time imaging of calcium signaling in a single T lymphocyte.

형광 생체막 포스 프로브 : 하나의 세포에서 수용체 - 리간드 속도론의 동시 정량 및 바인딩에 의한 세포 내 신호

Membrane receptor-ligand interactions mediate many cellular functions. Binding kinetics and downstream signaling triggered by these molecular interactions ...

생체공학

Dual-Color Fluorescence Cross-Correlation Spectroscopy to Study Protein-Protein Interaction and Protein Dynamics in Live Cells

We present a protocol and workflow to perform live cell dual-color fluorescence cross-correlation spectroscopy (FCCS) combined with F&#246;rster Resonance Energy transfer (FRET) to study membrane receptor dynamics in live cells using modern fluorescence labeling techniques. In dual-color FCCS, where the fluctuations in fluorescence intensity represent the dynamic &#34;fingerprint&#34; of the respective fluorescent biomolecule, we can probe co-diffusion or binding of the receptors. FRET, with its high sensitivity to molecular distances, serves as a well-known &#34;nanoruler&#34; to monitor intramolecular changes. Taken together, conformational changes and key parameters such as local receptor concentrations and mobility constants become accessible in cellular settings.
Quantitative fluorescence approaches are challenging in cells due to high noise levels and the vulnerability of the sample. Here we show how to perform this experiment, including the calibration steps using dual-color labeled &#946;2-adrenergic receptor (&#946;2AR) labeled with eGFP and SNAP-tag-TAMRA. A step-by-step data analysis procedure is provided using open-source software and templates that are easy to customize.
Our guideline enables researchers to unravel molecular interactions of biomolecules in live cells in situ with high reliability despite the limited signal-to-noise levels in live cell experiments. The operational window of FRET and particularly FCCS at low concentrations allows quantitative analysis at near-physiological conditions.

We present an experimental protocol and data analysis workflow to perform live cell dual-color fluorescence cross correlation spectroscopy (FCCS) combined with F&#246;rster Resonance Energy transfer (FRET) to study membrane receptor dynamics in live cells using modern fluorescence labeling techniques.

살아있는 세포에서 단백질 단백질 상호 작용 및 단백질 역학을 연구하기 위한 이중 색 형광 교차 상관 분광법

We present a protocol and workflow to perform live cell dual-color fluorescence cross-correlation spectroscopy (FCCS) combined with F&#246;rster Resonance ...

Visualizing the Conformational Dynamics of Membrane Receptors Using Single-Molecule FRET

The ability of cells to respond to external signals is essential for cellular development, growth, and survival. To respond to a signal from the environment, a cell must be able to recognize and process it. This task mainly relies on the function of membrane receptors, whose role is to convert signals into the biochemical language of the cell. G protein-coupled receptors (GPCRs) constitute the largest family of membrane receptor proteins in humans. Among GPCRs, metabotropic glutamate receptors (mGluRs) are a unique subclass that function as obligate dimers and possess a large extracellular domain that contains the ligand-binding site. Recent advances in structural studies of mGluRs have improved the understanding of their activation process. However, the propagation of large-scale conformational changes through mGluRs during activation and modulation is poorly understood. Single-molecule fluorescence resonance energy transfer (smFRET) is a powerful technique to visualize and quantify the structural dynamics of biomolecules at the single-protein level. To visualize the dynamic process of mGluR2 activation, fluorescent conformational sensors based on unnatural amino acid (UAA) incorporation were developed that allowed site-specific protein labeling without perturbation of the native structure of receptors. The protocol described here explains how to perform these experiments, including the novel UAA labeling approach, sample preparation, and smFRET data acquisition and analysis. These strategies are generalizable and can be extended to investigate the conformational dynamics of a variety of membrane proteins.

This study presents a detailed procedure to perform single-molecule fluorescence resonance energy transfer (smFRET) experiments on G protein-coupled receptors (GPCRs) using site-specific labeling via unnatural amino acid (UAA) incorporation. The protocol provides a step-by-step guide for smFRET sample preparation, experiments, and data analysis.

단일 분자 FRET를 사용한 막 수용체의 구조적 역학 시각화

The ability of cells to respond to external signals is essential for cellular development, growth, and survival. To respond to a signal from the ...

A "Dual-Addition" Calcium Fluorescence Assay for the High-Throughput Screening of Recombinant G Protein-Coupled Receptors

G protein-coupled receptors (GPCRs) represent the largest superfamily of receptors and are the targets of numerous human drugs. High-throughput screening (HTS) of random small molecule libraries against GPCRs is used by the pharmaceutical industry for target-specific drug discovery. In this study, an HTS was employed to identify novel small-molecule ligands of invertebrate-specific neuropeptide GPCRs as probes for physiological studies of vectors of deadly human and veterinary pathogens.
The invertebrate-specific kinin receptor was chosen as a target because it regulates many important physiological processes in invertebrates, including diuresis, feeding, and digestion. Furthermore, the pharmacology of many invertebrate GPCRs is poorly characterized or not characterized at all; therefore, the differential pharmacology of these groups of receptors with respect to the related GPCRs in other metazoans, especially humans, adds knowledge to the structure-activity relationships of GPCRs as a superfamily. An HTS assay was developed for cells in 384-well plates for the discovery of ligands of the kinin receptor from the cattle fever tick, or southern cattle tick, Rhipicephalus microplus. The tick kinin receptor was stably expressed in CHO-K1 cells.
The kinin receptor, when activated by endogenous kinin neuropeptides or other small molecule agonists, triggers Ca2+ release from calcium stores into the cytoplasm. This calcium fluorescence assay combined with a &#34;dual-addition&#34; approach can detect functional agonist and antagonist &#34;hit&#34; molecules in the same assay plate. Each assay was conducted using drug plates carrying an array of 320 random small molecules. A reliable Z&#39; factor of 0.7 was obtained, and three agonist and two antagonist hit molecules were identified when the HTS was at a 2 &#181;M final concentration. The calcium fluorescence assay reported here can be adapted to screen other GPCRs that activate the Ca2+ signaling cascade.

In this work, a high-throughput, intracellular calcium fluorescence assay for 384-well plates to screen small molecule libraries on recombinant G protein-coupled receptors (GPCRs) is described. The target, the kinin receptor from the cattle fever tick, Rhipicephalus microplus, is expressed in CHO-K1 cells. This assay identifies agonists and antagonists using the same cells in one "dual-addition" assay.

재조합 G 단백질 결합 수용체의 고처리량 스크리닝을 위한 "이중 첨가" 칼슘 형광 분석

G protein-coupled receptors (GPCRs) represent the largest superfamily of receptors and are the targets of numerous human drugs. High-throughput screening ...

Imaging Protein-protein Interactions in vivo

Protein-protein interactions are a hallmark of all essential cellular processes. However, many of these interactions are transient, or energetically weak, preventing their identification and analysis through traditional biochemical methods such as co-immunoprecipitation. In this regard, the genetically encodable fluorescent proteins (GFP, RFP, etc.) and their associated overlapping fluorescence spectrum have revolutionized our ability to monitor weak interactions in vivo using F&ouml;rster resonance energy transfer (FRET)1-3. Here, we detail our use of a FRET-based proximity assay for monitoring receptor-receptor interactions on the endothelial cell surface.

Imaging Protein-protein Interactions in vivo

This protocol describes how to image protein-protein interactions using a FRET-based proximity assay.

이미징 단백질 - 단백질 상호 작용 생체내에</em

Protein-protein interactions are a hallmark of all essential cellular processes. However, many of these interactions are transient, or energetically weak, ...

생물학

cADDis를 사용한 cAMP 분석: 단일 세포에서 고처리량 스크리닝

Real-Time cAMP Dynamics in Live Cells Using the Fluorescent cAMP Difference Detector In Situ

cAMP Difference Detector In Situ (cADDis) is a novel biosensor that allows for the continuous measurement of cAMP levels in living cells. The biosensor is created from a circularly permuted fluorescent protein linked to the hinge region of Epac2. This creates a single fluorophore biosensor that displays either increased or decreased fluorescence upon binding of cAMP. The biosensor exists in red and green upward versions, as well as green downward versions, and several red and green versions targeted to subcellular locations. To illustrate the effectiveness of the biosensor, the green downward version, which decreases in fluorescence upon cAMP binding, was used. Two protocols using this sensor are demonstrated: one utilizing a 96-well plate reading spectrophotometer&#160;compatible with high-throughput screening and another utilizing single-cell imaging on a fluorescent microscope. On the plate reader, HEK-293 cells cultured in 96-well plates were stimulated with 10 &#181;M forskolin or 10 nM isoproterenol, which induced rapid and large decreases in fluorescence in the green downward version. The biosensor was used to measure cAMP levels in individual human airway smooth muscle (HASM) cells monitored under a fluorescent microscope. The green downward biosensor displayed similar responses to populations of cells when stimulated with forskolin or isoproterenol. This single-cell assay allows visualization of the biosensor location at 20x and 40x magnification. Thus, this cAMP biosensor is sensitive and flexible, allowing real-time measurement of cAMP in both immortalized and primary cells, and with single cells or populations of cells. These attributes make cADDis a valuable tool for studying cAMP signaling dynamics in living cells.

저자 스포트라이트: Advancing Real-Time cAMP Detection in Cells Using cADDis Biosensor (cADDis 바이오센서를 사용한 세포의 실시간 cAMP 검출 발전)

The protocol presented in this study illustrates the effectiveness of the cAMP Difference Detector In Situ in measuring cAMP through two methods. One method utilizes a 96-well plate reading spectrophotometer with HEK-293 cells. The other method demonstrates individual HASM cells under a fluorescent microscope.

In Situ Fluorescent cAMP Difference Detector를 사용한 살아있는 세포의 실시간 cAMP 역학

cAMP Difference Detector In Situ (cADDis) is a novel biosensor that allows for the continuous measurement of cAMP levels in living cells. The biosensor is ...

G 단백질 선택적 GPCR의 입체는 라이브 셀 서스펜션 형광 분석에서 FRET 센서를 사용하여 측정

요약

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PRESTO-탱고 분석기를 사용하여 GPCR 전체 규모의 리간드 스크리닝을 위한 β-Arrestin2 모집의 병렬 심문

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단일 분자 FRET를 사용한 막 수용체의 구조적 역학 시각화

재조합 G 단백질 결합 수용체의 고처리량 스크리닝을 위한 "이중 첨가" 칼슘 형광 분석

이미징 단백질 - 단백질 상호 작용 생체내에

In Situ Fluorescent cAMP Difference Detector를 사용한 살아있는 세포의 실시간 cAMP 역학

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