참고 : 모든 절차가 수명 기관 동물 관리 및 사용위원회 및 관리 및 실험 동물 (10)의 사용을위한 국가 연구위원회 가이드에 따라 모든 동물과 절차에 의해 승인되었다. 회로 모니터링 1. 풍선 제작 및 좌심실 압력 <ol><li> , 교반 막대와 비커에서. 밀러 등에 따라 11 LV 풍선을 구축 핫 플레이트에 9.5 ml의 증류수, 빛 옥수수 시럽의 14.2 ml의 자당의 33.8 g을 열을 혼합, 설탕 용해 될 때까지 혼합 . 그것은 약 150 ºC에 도달 할 때까지 가열을 계속 용액. 참고 : 수많은 방법은 콘돔 팁과 집착 필름 건설 9,12-의 수정을 포함 LV 풍선을 구성하기 위해 존재한다. 그러나 우리는 집착 필름 풍선의 장점은 적절한 FREQUEN에 대한 이전의 특성을 포함, 위의 방법은 누출이없는 풍선을 구성 비교적 쉽게 찾을CY - 반응 관계 (9). </li><li> 길이 조각으로 약 5 센티미터 마른 스파게티 가닥 브레이크와 설탕 용액에 약 1cm 깊이 각 부분의 한 쪽을 찍어 천천히 제거합니다. </li><li> 스티로폼 블록으로 파스타 가닥의 건조 끝을 놓고 설탕 믹스가 떨어지고과 눈물 모양의 금형을 형성 그래서 일시 중지합니다. 금형 견고 있도록 데시 케이 터에서 O / N를 남겨주세요. </li><li> 다음 날, 실리콘 분산 젤로 금형을 찍어. 2 시간 동안 또는 건조 될 때까지 AA 37 ºC 오븐에서 다시 스티로폼 블록과 장소에 파스타 가닥을 놓습니다. 한 번 더 그래서 실리콘의 두 개의 층이 적용되는이 단계를 반복합니다. </li><li> 일단 건조, 몇 시간 동안 물에 장소는 금형에서 풍선의 제거에 도움. 0.02 % 아 지드 화 나트륨 용액에 보관 풍선. </li><li> 뭉툭한 끝을 만드는 절삭 바늘과 바늘에 노치를 배치함으로써 정의 풍선 뉼러를 생성하도록 설정 23 G 채혈을 사용한다. </li><li> 트랜스 압력으로 튜브를 연결합니다듀서 및 튜브 및 정맥을 유지하면서 물로 완전히 시스템에 들어가는 공기를 방지하기 위해 잠긴. 캐 뉼러에 물이 가득 된 풍선을 놓고 정맥에 묶어 2-0 실크 봉합사를 사용합니다. 압력을 유지하는 능력에 의해 테스트 풍선 (적어도 1 시간 동안 ~ 100 mmHg로) </li></ol> 고립 된 심장 관류 시스템 2. 준비 <ol><li> 우선, 세척 및 시스템을 따뜻하게. 랑겐 돌프 장치에 연결되어 37 ºC 따뜻한 물로 목욕 순환 켜고 증류수로 버퍼 탱크를 채우십시오. 장치에 흐르는 튜브 시스템을 세척하는 펌프를 켜 새로운 유리 섬유 필터를 연결합니다. 준비 시간 동안, 온도 프로브를 사용하여 블록을 Langendorff로부터 토출 물의 온도를 모니터링하는 것이 수조 정확히 설정되어 있는지 확인하기 위해. 또한, 냉각 순환 펌프를 켜고 마음의 심​​정지 체포시 사용되는 20 ºC로 설정. </li><li> 나는N 한편 다음과 같은 솔루션을 준비합니다. 1 심정지 액의 L (110 mM의 염화나트륨, 16 mM의 KCl을 16 mM의의 MgCl 2, 1.5 mM의 염화칼슘 2, 10 mM의 수 NaHCO3) 및 필터를 준비합니다. 또한 KHB (118 mM의 염화나트륨, 4.8 mM의 KCl을, 1.2mm의 KH 2 PO 4, 1.7 mM의 MgSO4로, 2 mM의 나트륨 피루 베이트, 6 mM의 덱 스트로스, 2 L를 준비 24.9 mM의 NaHCO3를 (예비 통기 CO 2) 1.4 mM의 염화칼슘 2 (마지막 추가). 일단 깔때기를 프릿 5 μm의 유리를 사용하여 플라스크에 여과하여 침전물을 제거합니다. 얼음에 작은 접시에 몇 가지 수술과 분리시 사용되는 장소, 용해. </li><li> 사용하기 전에 적어도 30 분 동안 95 %, O2 / 5 % CO 2 관류 (KHB)를 네이트. KHB와 관류 랑겐 돌프 시스템은 시스템에서 남아있는 물을 제거하고 저수지를 버퍼링합니다. 마우스를 들어, ~ 2.0 ml / 분에 초기 펌프 속도를 설정합니다. 관류 정맥 근처 2-0과 4-0 실크 봉합사를 놓습니다. 튜브 및 장치는 재치 채워질 때까지 펌프를 실행시간 관류와 거품 strup을 보장은 관류 액으로 가득합니다. 참고 :이 좋습니다 관류하고 안정적​​인 기능의 오랜 기간 동안은 심장에 혈전을 형성 할 수있는 침전물을 수집하기 위해 관류 회로에서 인라인 유리 섬유 필터 (~ 1 ㎛)를 설치 </li></ol> 3. 마우스 수술 3.1) 마우스 마취 및 취급 <ol><li> 80 ㎎ / ㎏ 케타민 5 ㎎ / ㎖ 자일 라진 혼합물의 마취 용량 주사기를 준비하고, 0.2 ml의 볼륨을 가지고 멸균 0.9 % 식염수를 추가합니다. 헤파린 IP (1,000 U / ㎖ 용액 50 μL)을 주입한다. </li><li> 운반 용기 (~ 10 ~ 20 분)에 다시 마우스를 놓고 헤파린이 적용됩니다로 의식을 잃을 때까지 기다립니다. 주기적으로 통증이 반사를 모니터링하는 발가락 핀치을한다. </li></ol> 3.2) 심장을 제거 <ol><li> 마우스가 완전히 의식이 있고, 발가락 핀치에 응답 핀 또는 25 G를 사용하여 적절한 운영 테이블에 고정하지 않는되면<html> 사지를 통해 주사기 팁. 심장을 노출하는 개흉술을 수행합니다. 바로 흉골 아래에 작은 구멍을 잘라 다이어프램을 피하는 마우스의 측면에 상처를 확장 할 수 있습니다. </li><li> 빠르게 다이어프램을 절단 한 후 빠르게 흉곽의 측면을 잘라. 흉강을 노출 조개 껍질처럼 흉곽를 다시 뒤집습니다. 부드럽게, 마음의 보류을 아래에 가위를 배치하고 마음을 제거합니다. 참고 :이 흉강에 노출 폐 비 기능적되면 신속하게 마음을 제거하는 것이 필수적이다. </li></ol> 3.3) 마음을 청소 <ol><li> 접시 포함 차가운 얼음 KHB에 마음을 놓고 부착 된 폐 조직의 큰 조각을 잘라. 마음을 픽업하여 대동맥의 위치를​​ 집게를 사용합니다. 조심스럽게 마음을 잡아 당겼다이 대동맥의 오픈 엔드해야로서, 표시되는 혈액을 찾습니다. 대동맥의 열린 끝으로 마음을 잡고 잘 팁 핀셋을 사용합니다. </li></ol>전자 &quot;&gt; 4. 풍선을, 심장을 장착 관류를 시작하고, 배치 4.1) 설치 및 심장 Cannulating <ol><li> 랑겐 돌프 장치에 마음을 운반하기 전에, 관류 압력이 낮다는 것을 보장 펌프 (~ 20 mmHg로)를 켭니다. 바로 정맥에서 대동맥으로 마음을 잡고. 좋은 팁 핀셋의 또 다른 세트를 사용하여 조심스럽게 대동맥을 열고 캐 뉼러에 마음을 밀어 넣습니다. 핀셋 한 세트로 제자리에 고정 후 일시적으로 정맥에 고정 부드러운 예리 클립을 사용합니다. 참고 : 신속하게 관류 정맥에 마음을 장착 좋은 준비를위한 중요합니다. 경험을 바탕으로, 마음을 장착 할 때까지 흉강을 여는의 절차는 1 ~ 2 분 정도 소요됩니다. </li><li> 직접 클립 아래의 정맥에 4-0 실크 봉합사 보안 대동맥을 사용하여 묶어 다음과 같이 관류를 시작합니다. 조일 때 대동맥의 전원 연결되지 않도록 넥타이, 금속 대동맥 캐뉼라 주위에도 확인매듭. 한 넥타이가 완전히 배치되면, 클립을 제거합니다. </li><li> 대동맥 떨어져 올 수있는 용기를 가지 이하로 묶을 수 확인하는 캐 뉼러에 단단히 대동맥을 고정하기 위해 추가 실크 봉합사를 사용합니다. 이들은 종종 관류 누출 또는 대동맥으로부터 총격에 의해 발견 될 수있다. 참고 : 관류의 초기 단계 동안 혈액은 심장에서 세척해야하며, 전체 심장 부드러운 핑크 색상을 표시해야합니다. 세척하지 않는 어둠의 색소 침착은 사용할 수 없습니다 때문에 공기 색전이나 혈전과 심장 허혈 영역 가능성을 나타냅니다. </li></ol> 4.2) 구축 관류 및 LVP 측정 <ol><li> 천천히 관류 압을 증가시키고 관류 압력이 70 mmHg로 도달 할 때까지 펌프 속도를 증가시킨다. 주 : 마우스 관류 표준 관류 압력은 70-90 mmHg로 할 수 있지만, 실험 동물에게 동물 내에서 일정하게 유지되어야한다. </li><li> 나머지 조직 (폐를 청소, 갑상선 등)는 여전히 그 중심부에 부착 될 수있다. 좌심실로 개구를 생성하기 위해 좌측 심방를 봉쇄하는 가위를 사용한다. </li><li> 홀더에 풍선을 넣고 수축. 직접 좌심실로 입구에, 대동맥 정맥 근처 풍선 캐 뉼러를 놓습니다. 대동맥이 찢어지지 않도록 장소에 마음을 잡고 조심스럽게 좌심실로 하향 풍선을 삽입합니다. </li><li> 제자리에 있으면 천천히 LVEDP가 도달 할 때까지 ~ 8 mmHg로를 풍선을 팽창하기 시작합니다. 이 폐수의 온도를 측정하도록 마음의 바닥에 온도 프로브를 놓습니다. </li></ol> 4.3) 기저 측정 <ol><li> 물 재킷 관류 실에 마음을 밀봉합니다. 이 시간 동안 지속적으로 KHB과 마음을 관류하고, 온도가 지속적으로 증가하고 있음을 확인합니다. 온도를 모니터링하고 약 37 ~ ºC에 도달 할 때까지 따라 수조를 조정한다. 참고 : 모니터링 temperat온도가 마음에서 마음으로 변화 할 수있다 관상 동맥 흐름으로 그 후 관류의 초기 단계에서 URE 중요합니다. 유출 물 관류 액의 온도가 중심부의 정점에 배치 된 온도 센서를 통해 원하는 심근 온도 모니터링된다. 또한, 다른 랑겐 돌프 관류 프로토콜에 비해, 심장이 관류 또는 정지 중에 CP 또는 KHB에 빠져들되지 않으며,이는 주로 빠르게 온도를 조절뿐만 아니라 확산없이 효율적인 CP 전달을 제공하기위한 것입니다. </li><li> 연속적으로 관류 압력, 좌심실 압력 (LVP 풍선에 부착 압력 변환기), 온도, 전기 생리 학적 매개 변수 (EKG, 장착되어있는 경우 MAP)를 포함한 적절한 센서에 연결된 데이터 수집 시스템을 이용하여 기능의 측정을 기록하기 시작한다 (첨부가 될 것 제조사에 따른 개별 센서 및 데이터 수집 시스템)에 고유. 유출 KHB 적어도 15 ~ 37 ºC에 도달하면<html> 최소 및 심장 기능의 파라미터가 안정적이며, 기준선 측정을위한 시간을 참고. 참고 : 포함될 / 제외 기준은 각각의 심장에 적용됩니다. 베이스 라인에서 60 mmHg로 &lt;의 LVDP 분석에서 제거되어야 마음을 나타냅니다. 또한,베이스 라인에서의 관류 압을 유지하기 위해 관상 동맥 흐름&gt; 4.5 ml / 분, 또는 무능력 가능성이 누출 또는 찢어진 대동맥을 나타냅니다. 또한 심장 기능에 (즉, 매우 부정맥 LVEDP를 증가) 시각적으로 확인할 수있는 명확한 허혈 영역 (즉, 혈전) 또는 전시 허혈 관련 감축을 가지고있는 마음은 분석에서 제거됩니다. </li><li> 1 분 눈금 실린더에 관상 폐기물의 수집을 통해 관상 동맥의 흐름을 측정합니다. 챔버를 닫고 온도를 허용하고 기본 값으로 반환하는 기능을 수행합니다. 또는 압력 릴리프 회로 뒤에 위치 흐름 프로브를 통해 관류 라인에 지속적으로 관상 동맥의 흐름을 측정한다. </li></ol>&quot;&gt; 5.에서 시작 심정지 체포 <ol><li> 다른 저수지에 차가운 심정지 버퍼의 100 ㎖를 넣고. 심정지 저수지에 KHB 저수지 정맥을 전송합니다. </li><li> 따뜻한 물을 욕조에서 물 재킷 하우징과 관류 온난화 회로를 분리하고 빠른 분리를 튜브를 사용하여 냉각 순환 장치에 연결합니다. 마음과 관류의 급격한 온도 변화를 할 수 있도록 별도의 가열 및 냉각 순환 장치를 사용합니다. </li><li> 스위치 동안 튜브에 도입됩니다 기포를 수행하고 고립 된 심장 근처에 도달하면 심정지에 대한 타이밍을 시작합니다. 2 분 동안 심정지를 제공합니다. 초기 투여 후 펌프를 중지합니다. 이완기의 마음을 체포하고 원하는 CP 온도에 가까운 것으로 확인합니다. 주 : 충분한 거품 트랩 중심에 공기 색전을 방지 할 필요가있다. 대안 콕 의해 스위칭 모두 공기통위한 전달 시스템이 쉽게 구성 될 수 있지만, 우리는 다음과 발견저수지 사이의 정맥을 교환 할 때 도입되는 작은 기포, 실험 사이에 잠재적으로 다른 펌프 속도 주어진 타이밍 CP 전달의 쉬운 방법 보내고 (때문에 마우스 / 쥐, 관류 압력, 필터 저항 등으로 즉,.) </li><li> ~ 20 ºC에서 2 시간 동안 심정지의 마음을 유지합니다. 다른 용량 투여되도록 CP 동안 매 30 분마다 1 분 동안 다시 펌프를 켜십시오. 참고 : 조직의 괴사없이 CP 심장의 기능 장애에서 30 분마다 결과의 간헐적 투여. CP (즉,&gt; 45 분)의 용량 사이의 긴 기간이 괴사 및 허혈성 구축 될 수 있으며, 보호되지 않은 허혈과 관련된 괴사 부상의 모델이 더 적합 할 것이다. </li></ol> 6. 재관류 <ol><li> CP의 마지막 산소화 KHB 다시 리저버 뉼러 옮긴다. 가열 순환기로 온도 제어 회로를 연결하고, 펌프를 켜고에 재관류를 시작합니다. 심정지가 밖으로 세척이 시점에서, 온도 상승을 관찰하고 심장 재관류 2-4 분 후에 다시 박동을 시작합니다. 심장이 시작되면 심장 박동이 느리고 자주 부정맥이다. 참고 : 일반적으로 자주 순수한 허혈 모델의 특징이다 이완기 LVP (즉, ≤10 mmHg로 상승)에 큰 상승이 없습니다. 부정맥은 재관류로 잘 유지하고 때때로 심장 제세동해야합니다. 이것은 심장의베이스와 정점에 배치 된 더 높은 전압 (~ 10-50 V) 및 전극에 자극 세트의 사용으로 달성 될 수있다. </li><li> 심장을 30 분 동안 재관류하도록 허용하고,이 기간에 필요한 혈류 측정을 수행. 30 ~ 60 초 동안 눈금 실린더로 유출 물을 수집하여 관상 동맥의 흐름을 측정합니다. </li></ol> 7. 조직을 수집 <ol><li> 풍선을 수축 및 좌심실에서 제거합니다. 오프 마음을 가지고정맥과 무게. 초기 실험에서, 마음의 적어도 하나의 가로 슬라이스 촬영 및 TTC는 마음이 어떤 괴사 부상이 없도록 괴사를 평가하기 위해 염색한다. </li><li> 등 나머지 또는 온 마음 현미경 연구, 습식 / 건식 무게, 심장 조각을 수집 빠르게 액체 질소에 넣어 냉동한다. -80 ºC 냉동고에 보관 냉동 마음입니다. 참고 : 고 에너지 인산 화합물 (즉, ATP, 크레아틴 인산)의 측정을 위해, 마음은 즉시 냉동해야합니다. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

위의 프로토콜 세부 방법은 심정지 체포와 관련된 글로벌 허혈 심근 멋진 차를 알아보고자 하였다. 우리의 손에이 프로토콜은 심장 기능에 ~ 대략 40 % 감소를 생산 (LVDP, + DP / DT) 30 분 후 재관류 시점에서 심장 박동에 최소한의 변화. 심장 재관류과의 재탕되면서 심장 기능의 모든 매개 변수 최소 20에서 30 사이의 안정화 전에 크게 감소 심박수와 초기 시점에서 감소된다. 관상 동맥 흐름은 30 분 재관류에 따라 제어 수준보다 20-30% 이하 ~에 일반적으로 크게 인해 충혈 조기 재관류 동안 증가하고 빠진다. 그것은 정의에 의해 멋진 심근 순수한 허혈의 특징 인 세포 사멸 및 괴사의 무료 마음을 떠날 것을 기억하는 것이 중요하다 / MI 모델 (즉,&gt; 20 분 더 흐름 지역 허혈). 초기 연구는 조직 histol을 평가해야이 ogy는 괴사 부상의 부족을 보장합니다. 가능성이 프로토콜은 완전히 인해 제어의 심장 기능에 reductons과 관련된 생체 랑겐 돌프 관류에 기능 회복을 보여줍니다하지 않습니다 또한, 심근 멋진 있지만, 정의에 의해 연장 재관류 (일 시간) 다음과 같은 정상적인 기능을 초래할해야한다, 그것이 시간이 지남에 관류 마음입니다. 그럼에도 불구하고 심장 보호 전략의 사용에 / 괴사이 프로토콜 대 고전 노 플로우 허혈 프로토콜에 근사한 큰 차이의 정도의 지표로서 사용될 수있는 세포 사멸의 부재하에 심장 기능의 급성 회복되고 변경 이 경우는 hyperkalemic 심정지을 주도했습니다. Hyperkalemic 심정지 솔루션은 이완기 심장 마비를 일으켜 괴사 부상 및 세포 사멸로부터 보호를 제공합니다. 심장의 이완기 체포 에너지 매장량의 보존을 촉진. 또한, 임상 적으로 사용되는 대부분의 심장 보호 프로토콜은 추가로 리튬을 사용 저체온증대사 요구를 줄임으로써 심근 손상 MIT. 상기 프로토콜 동안 변조 될 수있는 다른 요인이 다른 심정지 용액의 제형 (hyperpolarizing 제제의 Mg ++, K + 농도 등), 전략 (따뜻한 대 감기, &#39;핫 샷&#39;등), 및 다양한 약물을 포함한다 (키나제 저해제, 이온 채널 조절제, 심혈관 제, 등). 심장이 비교적 잘 보호 상태에 있기 때문에이 모델은 반드시 이상 허혈 시간 (즉,보다 큰 2 시간)이 필요에 재현 기능 장애를 얻을 수 있습니다. 우리는 안정적으로 훨씬 짧은 기간 (예, 30 분) 동안 기절 심근를 표시 큰 동물 (돼지, 인간)에 비해 설치류 마음 특히,이 모델에서 부상을 상대적으로 내성이 있음을 발견했다. 우리는 또한 간헐적 인 배달은 45 ~ 60 분 간격 FOLLO로 심한 허혈성 손상으로부터 심장을 보호 할 필요가 있음을 발견 하였다날개 CP 배달 총 이완기 기능 장애, 허혈성 구축 및 재관류시 조직 손상이 발생할 수 있습니다. 프로토콜의 다른 쉽게 적응할 수있는 구성 요소는 K +에 의존하지 CP 성분과 저자 / 정상 체온 체포의 역할뿐만 아니라 다른 체포 전략 (나 채널 차단제, hyperpolarizing 에이전트) 3 관련 조사를 포함 할 수 있습니다. 임상 적 심장 수술과 연관된 근사한 모델링하는데 사용되는 경우에이 방법에 중요한 많은 제한이있다. 우선, 임상 CP 솔루션의 대부분은 혈액의 총 (1 CP 비율 ~ 4 피)로 혼합한다. 이는 관류 회로 볼륨뿐만 아니라 처리 된 산소 공급 배관 및 섬유에 대한 필요에 일반적으로 마우스에서 가능하지 않다. 종종 더 큰 동물 (기니피그 / 토끼) 기증자 동물도 요구된다. 또한, 모든 절연 기관 모델로서, 주변 요소 (즉, 염증성 신호, 다시 혈액의 영향관류 등)은 완전히 무시된다. 그럼에도 불구하고 약물 첨가제 및 다른 심장 보호 전략을 테스트하기위한 예비 연구, 실용적, 효율적이고, 경제적 인 모델입니다. 프로토콜은 큰 풍선 대동맥 캐뉼라 (13, 14)를 제외하고, 본질적으로 래트 심장에서 동일하다. 또한, 쥐 심장 제제는 상당히 큰 유속 (12-20 ml / 분)를 필요로한다. 그것의 크기로, 쥐의 심장 준비 수행 재현성 배우고 상당히 쉽다. 심근 기절 프로토콜 초래 부상 다른 유형을 평가하는 것이 용이하게 변형 될 수있다. 가역적 인 허혈 손상을 모방하려면 짧은 기간의 관류 펌프를 중지합니다. 쥐에서 ~ 20 분 글로벌 허혈 세포 죽음과 경색에 총 효과없이 감소 수축 기능을 발생합니다.

멋진 심근 허혈 또는 ​​심장 보호의 1,2,3,4,5와 허혈성 모욕의 장기간의 짧은 기간 다음 적절한 혈류의 회복에도 불구하고 가역적 인 감소 수축 활동으로 정의된다. 제시된 방법은 구체적으로 수축 기능의 가역적 인 손상을 초래할 수 임상 적으로 허혈성 모욕을 모델링하는 데 사용됩니다 (즉, 심장 수술은 심정지 체포, 허혈, 협심증 등의 짧은 기간을 이용과 관련된 허혈성 모욕). 심한 허혈 연구 (심근 경색, 괴사)와 대조적으로,이 프로토콜은 조직 손상, 개조, 및 세포 죽음없이 심근 기능 회복 및 심장 보호를 평가하기 위해 개발되었다. 종이의 대부분은 저체온증과 간헐적 심정지 전달을 사용하여 심장 수술과 유사한 성분을 가진 표준 심정지 체포 프로토콜에 대해 설명합니다. 심근 PROT심장 수술의 대부분 동안 ection은 심정지 및 심폐 바이 패스에 의존한다. 심정지 (CP) 솔루션과 전략 (혈액, 결정 성, 감기, 따뜻한 등) 다양하지만 가장 일반적인 요소는 1) 고 칼륨 혈증 및 / 또는하여 심근 수축에 의한 에너지 이용을 제한, 이완기의 마음을 체포하기 위해 다른 전략이다 2) 저체온증은 신진 대사를 느리게하고 체포하면서 ATP 및 기타 에너지 매장량을 유지하는 데 도움합니다. 현재 심정지 솔루션 그렇지 않으면 치명적인 증명 허혈성 모욕에 대한 심장 보호 기능을 제공합니다. 그러나, 수술 허혈성 모욕하는 동안 심장 보호 전략은 완벽하지 않고, 그 결과 가벼운 허혈 손상은 적절한 혈액의 흐름에도 불구하고 가역 심장 수축 기능 부전이 발생할 수 있습니다 (멋진 심근), 산성 증, 심근 손상, 감소 관상 동맥 관류와 연축을 포함하여 혈관 효과. 이 프로토콜 다르다짧은 허혈 또는 심정지 체포와 관련된 허혈성 모욕 다음 손상된 심장 기능이 발생할 수 있습니다 심근 경색하고 온화한 허혈성 모욕을 평가하는 심각한 허혈을 평가하는 표준 고립 심장 허혈 모델에서. (- 8 랑겐 돌프 관류 기술과 나는에 검토를 위해 / R 연구는 6 참조). 일반 지침 및 마우스 고립 관류 마음과 관련된 실험 매개 변수에 대한 철저한 분석을 위해 서덜랜드 전자 T는 알을 참조하십시오. 2003 여기에 제시된 기술은 안정적으로 마우스 마음에 멋진 유도하기 위해 필요한 장비, 시약, 단계, 전략 및 팁을 자세히 9. 약간의 수정은 쥐 기술을 적용하는 것이 필요하다. 간단히 격리 된 마우스 마음 랑겐 돌프는 hyperkalemic hypotherm의 전달을 통해 추운 보호 심장 마비로, 생리적 크렙스 - Henseleit 버퍼 ​​(KHB)와 약 30 분간 관류 준수IC 심정지 솔루션입니다. 체포 후, 심장 기능 회복은 재가 및 KHB와 마음의 재관류 동안 모니터링됩니다. 심장 수축 기능의 회복 정도의 변화는 심장 보호 에이전트 및 다른 심장 보호 전략을 평가하기 위해 평가 될 수있다.

<table><tbody><tr><td>Cardioplegia Solution (St Thomas II)</td><td></td><td></td><td>Symbol / Concentrations (mM)</td></tr><tr><td>Sodium Chloride</td><td></td><td></td><td>NaCl; 110</td></tr><tr><td>Potassium chloride</td><td></td><td></td><td>KCl; 16</td></tr><tr><td>Calcium Chloride</td><td></td><td></td><td>CaCL2; 1.5</td></tr><tr><td>Magnesium Chloride</td><td></td><td></td><td>MgCL2; 16</td></tr><tr><td>Sodium Bicarbonate</td><td></td><td></td><td>NaHCO3; 10</td></tr><tr><td>Krebs-Heinslet Buffer</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sodium Chloride</td><td></td><td></td><td>NaCl; 118</td></tr><tr><td>Potassium Chloride</td><td></td><td></td><td>KCl; 4.8</td></tr><tr><td>Magnesium Sulfate</td><td></td><td></td><td>MgSO4; 1.7</td></tr><tr><td>Sodium Bicarbonate</td><td></td><td></td><td>NaHCO3; 24.9</td></tr><tr><td>Potassium Phosphate (monobasic)</td><td></td><td></td><td>KH2PO4; 1.2</td></tr><tr><td>Calcium Chloride</td><td></td><td></td><td>CaCL2; 1.4</td></tr><tr><td>Sodium Pyruvate</td><td></td><td></td><td>Na pyruvate; 2</td></tr><tr><td>Glucose</td><td></td><td></td><td>C6H12O6; 6</td></tr><tr><td>Balloon reagents</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Corn Syrup</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spaghetti</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silicon Dispersion Gel</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>styrofoam block</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>lab oven/incubator ( 50C)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Langendorff Perfusion equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isolated perfused heart sytem (IH-SR (Hugo-Sachs) or equivalent)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Data acquisition system (DSI, ADinstruments or equivalent)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heated water circulator</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cooling water circulator</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Perfusion pump capable of 2-30 ml/min</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Inline perfusion filters - 1 um glass fiber</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pressure sensors and amplifiers for LVP and perfusion pressure</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Small graduated cylinder (~10 mL)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Small temperature probe and thermometer (Werner or equivalent)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>perfusion resevoir (1L)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>cardioplegia resevoir (~200 mL)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>gas bubbler</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>95/5 O2/CO2 mix</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Surgical tools and reagents</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Metzenbaum and Potz surgical scissors</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>two Dumont size 5 forceps</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>ketamine</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>xylazine</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>heparin</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>small clamp with soft sides to hold aorta (i.e. terminal clamp with taped ends)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silk 2-0 and 4-0 sutures</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

murine isolated heart model of myocardial stunning associated with cardioplegic arrest

다음 프로토콜은 장애 심장 기능이나 심근 멋진 다음 적당한 허혈성 모욕을 평가하기 위해 사용이다. 이 기술은 심정지 체포와 심폐 바이 패스, 오프 펌프 관상 동맥 우회술, 이식, 협심증, 짧은 허혈 등으로 심장 수술 등 다양한 임상 적 현상과 관련된 허혈 손상을 모델링하는 데 유용합니다. 이 프로토콜은 심근 수축 기능의 측정에 초점을 맞추고 설치류 마음 저체온 hyperkalemic 심정지 체포 및 재관류 모델에 대한 일반적인 방법을 제시한다. 간단히, 마우스 마음, 랑겐 돌프 모드에서 관류하는 심 실내 풍선 계측 및 기준 심장 기능 매개 변수가 기록됩니다. 안정화 후, 심장 이완기 체포를 시작하는 심장 보호 저체온 심정지 액 주입 브리핑을 다음 될 수 있습니다. 심정지는 2 시간에 걸쳐 간헐적으로 전달된다. 심장 후 재관류 및 warme된다정상 체온 온도와 심근 기능의 회복에 d를 모니터링합니다. 설치류에서 총 심근 조직 손상이없는 안정적인 우울 심장 수축 기능이 프로토콜 결과의 사용.

그림 1은 하나의 마우스 실험에서 전형적인 결과를 제시한다. LVP (레드 라인), DP / DT (녹색 선), 온도 (보라색 라인) continusouly ~ 3 시간에 걸쳐 기록되었다. 글자를 표시 - 기준선 측정, B, C, D, E - 재관류, g의 시작, H, I, J - - 재관류 cornary 유량 측정 심정지 액, (F)의 전달. 참고, 우울 LVDP 및 기준에 비해 재관류시 DP는 / DT는.도 1b는 이상 기록 ~ 2 초에서 데이터를 포함한다. 참고 LVP의 감소와 유사한 DT DP /, LVEDP의 인사와 약간의 증가에 약간의 감소. 보통 30 분의 재관류 후에도 1C에 도시 된 좌심실 압력 LVDP 의해 입증 심기능에서 ~ 40 %의 감소가있다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/52433/52433fig1.jpg" /> 그림 1. 대표 결과전체 실험들. (A) 기록 심실 압력 (위), 좌심실의 압력 및 온도의 1 차 미분을 떠났다. (B) 짧은 간격 녹음 추적 세부 사항 및 여러 실험 좌심실 개발 압력 (LVDP)의 (다) 정량을 볼 수 (N = 6). <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52433/52433fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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Murine Isolated Heart Model of Myocardial Stunning Associated with Cardioplegic Arrest

The goal of this protocol to assess myocardial stunning following ischemic cardioplegic arrest in rodents.

심정지 체포와 심근 놀라운 연합의 쥐 절연 심장 모델

The following protocol is of use to evaluate impaired cardiac function or myocardial stunning following moderate ischemic insults. The technique is useful ...

murine-isolated-heart-model-myocardial-stunning-associated-with

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

11.6K 조회수.  Brown University. The goal of this protocol to assess myocardial stunning following ischemic cardioplegic arrest in rodents.

비디오: Murine Isolated Heart Model of Myocardial Stunning Associated with Cardioplegic Arrest

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normothermic 심장 마비와 심폐 소생술의 : 국소 빈혈 - Reperfusion 상해의 마우스 모델

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

연구

의학

A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

심근 국소 빈혈 및 Reperfusion의 Murine 폐쇄 가슴 모델

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

In Vivo Quantitative Assessment of Myocardial Structure, Function, Perfusion and Viability Using Cardiac Micro-computed Tomography

The use of Micro-Computed Tomography (MicroCT) for in vivo studies of small animals as models of human disease has risen tremendously due to the fact that MicroCT provides quantitative high-resolution three-dimensional (3D) anatomical data non-destructively and longitudinally. Most importantly, with the development of a novel preclinical iodinated contrast agent called eXIA160, functional and metabolic assessment of the heart became possible. However, prior to the advent of commercial MicroCT scanners equipped with X-ray flat-panel detector technology and easy-to-use cardio-respiratory gating, preclinical studies of cardiovascular disease (CVD) in small animals required a MicroCT technologist with advanced skills, and thus were impractical for widespread implementation. The goal of this work is to provide a practical guide to the use of the high-speed Quantum FX MicroCT system for comprehensive determination of myocardial global and regional function along with assessment of myocardial perfusion, metabolism and viability in healthy mice and in a cardiac ischemia mouse model induced by permanent occlusion of the left anterior descending coronary artery (LAD).

In Vivo Quantitative Assessment of Myocardial Structure, Function, Perfusion and Viability Using Cardiac Micro-computed Tomography

This method outlines the use of Quantum Micro-Computed Tomography (MicroCT) to assess cardiac morphology, function, perfusion, metabolism and viability with iodinated contrast agent in mice with experimentally-induced myocardial ischemia. The technique can be applied for non-destructive high-throughput longitudinal in vivo imaging of various animal models of human heart disease.

심근 구조, 기능의 생체 양적 평가에서 관류 및 생존 능력은 심장 마이크로 컴퓨터 단층 촬영을 사용하여

The use of Micro-Computed Tomography (MicroCT) for in vivo studies of small animals as models of human disease has risen tremendously due to the fact that ...

생체공학

Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality worldwide. In humans, a pathologic occlusion forms in a coronary artery and reperfusion of that occluded artery is considered essential to maintain viability of the myocardium at risk. Although essential for myocardial recovery, reperfusion of the ischemic myocardium creates its own tissue injury. The physiologic response and healing of an ischemia/reperfusion injury is different from a chronic occlusion injury. Myocardial ischemia/reperfusion injury is gaining recognition as a clinically relevant model for myocardial infarction studies. For this reason, parallel animal models of ischemia/reperfusion are vital in advancing the knowledge base regarding myocardial injury. Typically, ischemia of the mouse heart after left anterior descending (LAD) coronary artery occlusion is confirmed by visible pallor of the myocardium below the occlusion (ligature). However, this offers only a subjective way of confirming correct or consistent ligature placement, as there are multiple major arteries that could cause pallor in different myocardial regions. A method of recording electrocardiographic changes to assess correct ligature placement and resultant ischemia as well as reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, would help yield consistent infarct sizes in mouse models. In turn, this would help decrease the number of mice used. Additionally, electrocardiographic changes can continue to be recorded non-invasively in a time-dependent fashion after the surgery. This article will demonstrate a method of electrocardiographically confirming myocardial ischemia and reperfusion in real time.

During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

표면 패드 심전도를 사용하여 마우스의 심근 허혈 및 재관류 손상의 확인

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

왼쪽 전방 내림차순 관상 동맥의 영구 결찰을 사용하는 뮤린 심근 경색 모델

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

An Intact Pericardium Ischemic Rodent Model

This protocol has shown that the pericardium and its contents play an essential anti-fibrotic role in the ischemic rodent model (coronary ligation to induce myocardial injury). The majority of pre-clinical myocardial infarction models require the disruption of pericardial integrity with loss of the homeostatic cellular milieu. However, recently a methodology has been developed by us to induce myocardial infarction, which minimizes pericardial damage and retains the heart&#39;s resident immune cell population. An improved cardiac functional recovery in mice with an intact pericardial space following coronary ligation has been observed. This method provides an opportunity to study inflammatory responses in the pericardial space following myocardial infarction. Further development of the labeling techniques can be combined with this model to understand the fate and function of pericardial immune cells in regulating the inflammatory mechanisms that drive remodeling in the heart, including fibrosis.

This protocol outlines the steps for inducing myocardial infarction in mice while preserving the pericardium and its contents.

온전한 심낭 허혈성 설치류 모델

This protocol has shown that the pericardium and its contents play an essential anti-fibrotic role in the ischemic rodent model (coronary ligation to ...

심정지 시 뇌 생리학을 연구하기 위한 마우스 모델

Mouse Cardiac Arrest Model for Brain Imaging and Brain Physiology Monitoring During Ischemia and Resuscitation

Most cardiac arrest (CA) survivors experience varying degrees of neurologic deficits. To understand the mechanisms that underpin CA-induced brain injury and, subsequently, develop effective treatments, experimental CA research is essential. To this end, a few mouse CA models have been established. In most of these models, the mice are placed in the supine position in order to perform chest compression for cardiopulmonary resuscitation (CPR). However, this resuscitation procedure makes the real-time imaging/monitoring of brain physiology during CA and resuscitation challenging. To obtain such critical knowledge, the present protocol presents a mouse asphyxia CA model that does not require the chest compression CPR step. This model allows for the study of dynamic changes in blood flow, vascular structure, electrical potentials, and brain tissue oxygen from the pre-CA baseline to early post-CA reperfusion. Importantly, this model applies to aged mice. Thus, this mouse CA model is expected to be a critical tool for deciphering the impact of CA on brain physiology.

저자 스포트라이트: 질식 유발 심장 마비의 독특한 마우스 모델 

This protocol demonstrates a unique mouse model of asphyxia cardiac arrest that does not require chest compression for resuscitation. This model is useful for monitoring and imaging the dynamics of brain physiology during cardiac arrest and resuscitation.

허혈 및 소생술 중 뇌 영상 및 뇌 생리학 모니터링을 위한 마우스 심정지 모델

Most cardiac arrest (CA) survivors experience varying degrees of neurologic deficits. To understand the mechanisms that underpin CA-induced brain injury ...

신경과학

Rodent Working Heart Model for the Study of Myocardial Performance and Oxygen Consumption

Isolated working heart models have been used to understand the effects of loading conditions, heart rate and medications on myocardial performance in ways that cannot be accomplished in vivo. For example, inotropic medications commonly also affect preload and afterload, precluding load-independent assessments of their myocardial effects in vivo. Additionally, this model allows for sampling of coronary sinus effluent without contamination from systemic venous return, permitting assessment of myocardial oxygen consumption. Further, the advent of miniaturized pressure-volume catheters has allowed for the precise quantification of markers of both systolic and diastolic performance. We describe a model in which the left ventricle can be studied while performing both volume and pressure work under controlled conditions. 
In this technique, the heart and lungs of a Sprague-Dawley rat (weight 300-500 g) are removed en bloc under general anesthesia. The aorta is dissected free and cannulated for retrograde perfusion with oxygenated Krebs buffer. The pulmonary arteries and veins are ligated and the lungs removed from the preparation. The left atrium is then incised and cannulated using a separate venous cannula, attached to a preload block. Once this is determined to be leak-free, the left heart is loaded and retrograde perfusion stopped, creating the working heart model. The pulmonary artery is incised and cannulated for collection of coronary effluent and determination of myocardial oxygen consumption. A pressure-volume catheter is placed into the left ventricle either retrograde or through apical puncture. If desired, atrial pacing wires can be placed for more precise control of heart rate. This model allows for precise control of preload (using a left atrial pressure block), afterload (using an afterload block), heart rate (using pacing wires) and oxygen tension (using oxygen mixtures within the perfusate).

Isolated working heart models can be used to measure the effect of loading conditions, heart rate, and medications on myocardial performance and oxygen consumption. We describe methods for preparation of a rodent left heart working model that permits study of systolic and diastolic performance and oxygen consumption under various conditions.

심근 성능 및 산소 소비의 연구에 대한 설치류 작업 심장 모델

Isolated working heart models have been used to understand the effects of loading conditions, heart rate and medications on myocardial performance in ways ...

심정지 체포와 심근 놀라운 연합의 쥐 절연 심장 모델

요약

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Normothermic 심장 마비와 심폐 소생술의 : 국소 빈혈 - Reperfusion 상해의 마우스 모델

심근 국소 빈혈 및 Reperfusion의 Murine 폐쇄 가슴 모델

심근 구조, 기능의 생체 양적 평가에서 관류 및 생존 능력은 심장 마이크로 컴퓨터 단층 촬영을 사용하여

표면 패드 심전도를 사용하여 마우스의 심근 허혈 및 재관류 손상의 확인

왼쪽 전방 내림차순 관상 동맥의 영구 결찰을 사용하는 뮤린 심근 경색 모델

온전한 심낭 허혈성 설치류 모델

허혈 및 소생술 중 뇌 영상 및 뇌 생리학 모니터링을 위한 마우스 심정지 모델

허혈 및 소생술 중 뇌 영상 및 뇌 생리학 모니터링을 위한 마우스 심정지 모델

허혈 및 소생술 중 뇌 영상 및 뇌 생리학 모니터링을 위한 마우스 심정지 모델

심근 성능 및 산소 소비의 연구에 대한 설치류 작업 심장 모델