原稿にジョシュア歌手、ジョナサン ・ シェンク、コメントに対して思いやりのある校閲者に感謝したいと思います。我々 も感謝したいベン ホワイトとハロルド法テクニックについて議論します。ジョナサン ・ シェンクは、図 3 aのデータを提供します。この作品は、ホワイト ホールの基盤助成金、QG を NIH R21 によって支えられました。

1. ハエや識別 GAL4 プロモーター ライン
<ol><li>GAL4 プロモーターのラインを選択し、UA NaChBac 遺伝子と活性化のための光遺伝学的遺伝子を運ぶハエとそれを交差します。 注: その高い電気伝導度と NaChBac 媒介活動電位がアクティブ化、使いやすさのためには、UA CsChrimson11が選択されます。ブルーミントン株式リポジトリからは UA NaChBac と UA CsChrimson の両方があります。</li>
	<li>エタノール (35 mM) の原液としてすべて trans 網膜を準備し、-20 ° C での冷凍庫保管ソリューション</li>
	<li>約 5 mL の水分を補給されたジャガイモにこの株式のミックス 28 μ L フレーク フードと従来のショウジョウバエ媒体のバイアルの先頭にこの混合物を追加します。</li>
	<li>0.2 mM すべて-トランス-レチナールの 1-3 日11を含む食品に csChrimson を表現する大人のハエを発生させます。</li>
</ol>2. TTX 在庫を準備します。
<ol><li>蒸留水または脱イオン水で原液 1 mm TTX を作成します。数ヶ月の研究室の冷蔵庫にこのソリューションを保存します。多くの機関が有害または制御物質として TTX を分類、TTX のストレージに関する機関の方針を確認してください。</li>
</ol>3. 電気生理学のハエを準備します。
<ol><li>すべて trans 網膜に食品に発生する古い大人のハエ 1-3 日を収集します。 注: は、パッチクショウジョウバエのニューロン12,13の詳細については 2013 年にマーシーとターナーを参照してください。</li>
	<li>ハエをシンチレーション バイアルに入れてください。ハエを固定する 1 分の氷にバイアルを配置します。</li>
	<li>粗鉗子を使用すると、カスタム記録室にハエを挿入します。商工会議所は、3 ½"サークル レーザー カット 1/16" アクリルからから成っています。カット ¾"穴は 2 液性エポキシでカスタム ホイルがアタッチされているセンターです。ハエが挿入希望の形をした三角形の箔が含まれます。</li>
	<li>ワックスまたは記録室の中でしっかりとそれを動物に UV 硬化型エポキシ樹脂を適用します。</li>
	<li>グースネック光ファイバー顕微鏡下で可視化のための準備を照らします。彼らは側から直接その場を照らすので、それらを調整することにより斜照明用グースネック繊維を設定します。</li>
	<li>まだハエの明確に可視化を可能にする最低の設定に光のレベルを調整します。この光の強度は、個々 の実験の間で異なります。 注: このプロトコルは、適応することができますでその場の脳を使って移植法14。</li>
	<li>外部録音の生理食塩水を取得します。MM で生理食塩水を含む: 3 103 塩化ナトリウム、KCl、5 N-トリス (ヒドロキシメチル) メチル-2-— ジアルキルアミノエタン-スルホン酸、8 トレハロース、ブドウ糖 10、26 NaHCO3、1 改良近距離音響ホログラフィ2PO4、1.5 CaCl2、および 4 MgCl2 (270-275 mΩ に調整)。95% O25% CO2 (カーボゲン ・) 生理食塩水をバブルし、7.3 の15に pH 調整をしています。</li>
	<li>フライの準備上の細胞外記録生理食塩水 4-6 滴を配置します。この時点で、優れた視認性解剖顕微鏡で光のレベルを上げます。</li>
	<li>電解を用いたタングステン細線をシャープに。ワイヤー自演3の飽和溶液を調製し、先端を削ってまで 20 回 100 ms のためのソリューションにワイヤの先端を浸漬しながら約 20 V の AC 電流を適用します。場で、脳がむき出しの頭にキューティクルを削除するのに尖ったタングステン ワイヤを使用します。</li>
	<li>さらに気管とそれを囲む脂肪体を削除することによって、脳を公開します。触角の丸い突出部にアクセスする、記録室に可視性を高める箔下にアンテナを優しく挟むに曲がったタングステン線または同様のツールを使用します。レコーディングが作成される興味の領域をカバー グリアの被覆を離れて引き裂く軽くシャープな鉗子を使用します。</li>
	<li>電気生理学のリグに録音室を転送します。すぐに開始外部録音生理食塩水で灌カーボゲン ・脳を維持するために、バブル。食塩貯留層は、顕微鏡ステージ上に配置し、準備に重力供給します。廃棄物の生理食塩水を収集するために、真空ラインと 2 L の三角フラスコを使用します。</li>
</ol>4. 全細胞記録を取得します。
<ol><li>市販のピペット引き手を引いて、パッチ ピペット。7 mΩ の近くの先端抵抗と適切なピペットを達成するための設定については、マニュアルを参照してください。</li>
	<li>パッチ ピペットに内部録音ソリューションの 4 μ L を追加します。アスパラギン酸カリウム 140、10 HEPES、4 MgATP、0.5 Na3GTP、1 グリコールエーテルジアミン四酢酸、および 1 から成っている内部の生理食塩水で mM KCl です。</li>
	<li>全細胞記録用パッチ クランプ アンプを設定します。アンプのオフセットをゼロし、テスト パルスを提供するアンプを設定します。ここでは、午前のシステム パッチ クランプ アンプ 2,400 が使用されます。</li>
	<li>ピペットを肯定的な圧力を適用し、セルのアプローチします。ピペットを直接セルに連絡してマイクロマニピュレーターを使用します。肯定的な圧力をリリースします。セット-60 に膜の保持可能性 mV。ピペットは、膜低サブ ピコアンペアの保持電流によって立証されるように gigaohm シールを形成する必要があります。 注: GFP を用いた細胞標的を導かれて、いる場合 ChR2 活性化と潜在的なシナプスを防ぐために epifluorescent ライトの使用を最小限にする試み。また手順 5 を適用する前に数分を待ちます。</li>
	<li>-50 からテスト パルスを提供するアンプを設定する-60 mV mV。この設定は、標準パッチ ・ クランプ アンプです。パッチ ピペットを充電に必要な流れを表す大きな容量性過渡テスト パルスを明らかにします。午前 2400 容量補正ノブを調整することによって容量性過渡または同じようなアンプを削除します。</li>
	<li>細胞膜を破壊し、細胞構成を取得する否定的な圧力の短いパルスを適用します。 注: ニューロンの静電容量を示す向けのトランジェントの大幅な増加がある場合、セル全体構成が観察されます。保持電流 (ベースライン) のわずかな増加はまた観察する可能性があります。アンプを現在のクランプ モードに設定し、-50-60 ~ セルの可能性を調整 mV。</li>
</ol>5. シナプス接続をテストします。
<ol><li>光パルスを生成する LED ドライバーをトリガーするデータ集録 (DAQ) システムを構成します。ここでは、Matlab とナショナルインスツル メンツの DAQ システムを使用して、LED ドライバーにアナログ信号を提供します。アナログ信号をドライバーに LED の輝度は調整可能します。LED は LED 620-630 nm の波長です。</li>
	<li>準備の下に直接にハイパワー赤色の LED を配置します。0.238 mW/mm2に達する場光の強度を調整します。</li>
	<li>関心のシナプス後細胞から録音中のシナプス前ニューロンをアクティブにします。細胞活性化生じる、pharmacogentically を達成するまたは神経刺激を介して。ここでは、csChrimson と赤色光の短いパルスが適用されます。 注: Epsp として現在のクランプまたは工として電圧クランプでは、シナプス接続を監視できます。シナプス接続が 40 ms 光パルス応答の TTX を適用する前に表示されます。そうだ場合は接続を認められなかったニューロンがシナプスがある接続されているいずれかのモノラル - または polysynaptically。潜在的な保有物は、それに応じて興奮または抑制の接続を強調する調整ができます。</li>
	<li>1 の最終的な集中を達成するために灌流システムに TTX を追加通常生理食塩水中での接続が発生した場合 μ m の範囲を使って再循環ポンプ キャプチャして TTX を節約するために生理食塩水を再利用します。蠕動性ポンプはお風呂から食塩を描画し、生理食塩水の貯水池に戻る。</li>
	<li>上昇し、下落を風呂で生理食塩水レベルを許可しない強力な一定真空を提供するためにポンプの回転数を調整します。 注: TTX のアプリケーションは全部携帯で監視中のニューロンの活動をスパイクの停止になります。これは、生理食塩水に十分な TTX が追加されていることを確認します。</li>
	<li>赤色光 (パルスごとの 40 ミリ秒) の短いパルスを再度適用します。この時点で、残っている任意のシナプス接続は可能性がシナプス。TTX のままシナプス結合の化学的性質をテストするのには循環の生理食塩水に薬理学的拮抗薬を追加します。 メモ: 光遺伝学とニューロンの蛍光ターゲットを結合する場合があります永続的記録を取得しようとしたときのニューロンのシナプス前の人口をアクティブにすることが重要。これはシナプスうつ病につながることができるし、の接続を参照してくださいすることは困難になります。ニューロンと channel2rhodopsin を視覚化する赤の蛍光体を使用ことができます csChrimson は緑の蛍光蛋白質の範囲に広く拡張する長い励起帯があるため (Ch2R) は細胞を刺激する使用ことができます。そう、特定の遺伝学およびカスタム フィルター キューブが必要です。適切なハエを生成、LexA または Q システム バイナリ表現システムの下で赤の蛍光体 (RFP または mCherry) を表現するハエを行います。これらは、Gal4 プロモーターと UAS Ch2R と UAS NaChBac のエフェクター遺伝子を表現するハエと交差する必要があります。落射蛍光の最適フィルター キューブ赤の蛍光体を励起が Ch2R。 さらに刺激しない狭い加振範囲、フィルター セットは、同様に多くの放射光を収集するために長いパス排出フィルターを含める必要があります。パーツ番号 et580/25 x と t600lpxr (49306 セット) からクロマから設定カスタム フィルターを使いましたが et610lp バリア/排出フィルターを使用。</li>
</ol>

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テレピン油分析は褒め割れ特定ニューロン間のシナプスの検出を有効にする回路に使用される現在の技術です。具体的には、アプローチは広く TTX を区別しないナトリウム チャネル NaChBac ニューロンの興奮性を復元中 TTX と活動電位の沈黙によってシナプス接続を明らかにします。シナプス後イベントの監視全体セルの録音をしながら、シナプスのリリースは光刺激によって誘発されます。テレピン油は、一括に敏感なまたはボリューム伝送距離の延長や薬理学的操作を実行する能力の誘発によって把握など他のアプローチから自分自身を区別します。手法は比較的簡単に採用、光刺激シナプスのシナプス前の部品にデュアル全体セルの録音を取得するよりもより現実的であるため 1 つだけ記録電極と光源を必要とします。テレピン油の基本的な要件は、活動電位が検討しているシステムで簡単に TTX によってブロックされます。しかし、TTX は分類学上の門の広い範囲にわたってニューロンに作用、のでテレピン油が両方の哺乳類、無脊椎動物モデル システムに広範に適用できると思われます。
テレピン油、刺激と推定されるシナプス前人口のまたはシナプス標的からの録音のため簡単にいずれかを容易にするためのマナーの数に変更できます。ここでは、光遺伝学的ツールは、さまざまなメカニズムによる活性化が可能ですが、ターゲット人口を刺激するために使用されました。感覚軸索の神経刺激、ショウジョウバエ16の触角神経からの伝達の研究のルーチンなどは機械刺激受容ニューロンを含む末梢神経を含む他の感覚系に適しています。ショウジョウバエの機能的結合をテストする同様のアプローチは、GCaMP カルシウム イオン型の purinoceptor P2X2 と ATP アプリケーションの2を介して別の人口で活動を運転中のニューロン 1 つ人口指標を表明しました。このアプローチは、単に 1 つのニューロンの P2X2 受容体と完全にパッチ無料メソッドの別の人口の GCaMP NaChBac 遺伝子の共発現によるテレピン油と互換性があります。しかし、遅くしたり、デザイナーの薬 (DREADDs)17,18によってのみ活性化されるムスカリン性ベースのデザイナー受容などを引き起こしているアプローチでは注意が必要があります。緩徐脱分極電位は活動電位の生成前に NaChBac 不活化に 。
テレピン油に類似した方法は、哺乳類システムで採用されています。このようなテクニックを組み合わせる TTX とチャネルロドプシン ニューロン間の接続をマップします。チャネルロドプシンの活性化だけで一般的にはない脱分極ニューロン、十分なカリウム チャネルのブロッカー 4 AP はリリース19,20,21を引き出すために TTX を適用する従って.この作品が多くのシナプスで、受容体の下流ターゲットが 4 AP 敏感なカリウム チャネルの場合にいくつかの代謝型シナプスで動作可能性があります。例えば、蛾の嗅覚応答のセロトニンの変調は、このような 4 AP 敏感な K+ (IA) 現在22の変調に直接依存します。また、このアプローチは、LN シナプス (データは示されていない) に CSDn で動作しませんでした。したがって、テレピン油は他の一般的に使用される方法と比べて少ないの薬理学的介入を必要とする利点をありより広い範囲またはシナプスで動作可能性があります。
テレピン油に考慮すべきいくつかの制限があります。まず、NaChBac チャネル開発全体の慢性的な表現からの潜在的な副作用があります。コントロール間の神経細胞の活動 NaChBac 構造に欠けているハエ、TTX の不在の構築とハエ、適切な回路アセンブリと関数を比較することによって確認できます。そのような問題を避けるためには、感温 GAL4 リプレッサー、GAL8023の式を介して一時的の NaChBac 導入遺伝子の発現を制御できます。さらに、状態依存的シナプスを観察は、もし、TTX とネットワーク活動を抑制する可能性がありますこのような接続を隠すことが考えられます。それは可能性がテレピン油で観測された肯定的な関係を表す真の単シナプス接続接続の不在の証拠ではありませんが、否定的な結果を強調することが重要です。
テレピン油することができます送信機の能力を明らかにしながら解放シナプス パートナーに明らかに影響を与える 1 つのニューロンから NaChBac の遅いチャネルのダイナミクスとその活性化に関連付けられているプラトー電位はレンダリング古典の研究にはほとんど当てはまりません神経伝達。高速のテレピン油を変更する方法の 1 つ、内因性ショウジョウバエナトリウム チャネルパラNaChBac 反対の修正 TTX を区別しないバージョンを表現するより自然な伝達物質放出になります。この変化がシナプス前の細胞の自然主義的なスパイク活動とネットワーク活動の不在下でシナプス伝達のより従来の解析を許可します。これは大きな可能性を引き出すことでシナプス ネットワークを採用することがなくシナプス前の活動の広い範囲が望ましいでしょう、レート符号化のシナプスの研究でしょう。

神経科学の主な目標は、回路を介して情報の流れを理解するニューロン間の接続をマップすることです。多数のアプローチおよびリソース モデル システム1,2の範囲で神経細胞間の機能的結合をテストする利用可能となっています。電気生理学を使用して最も正確な配線図を生成するには、2 つのセル間の観察された接続が直接と間接とシナプス シナプスであるかどうかを解決することが重要です。哺乳類細胞におけるこの区別を作るためのゴールド スタンダードは、シナプス前の細胞の 1 つの action potentials と 2 番目のニューロンに興奮性シナプス電流 (工) の発症との間の待機時間を計測することです。短い待機時間は数ミリ秒と変動の少ない3シナプスの接続が必要です。長い電位シナプス コンダクタンスと記録間隔による検出の遅れを引き起こしている体細胞記録サイトどころか、樹状突起でシナプスがありますのでこのアプローチは無脊椎動物の神経細胞に複雑なすることができます。電極。このような遅延は、ポリ - シナプス貢献対に関するあいまいさを導入できます。さらに、小さなシナプス イベントは体性録音のサイトに到達する前に腐るかもしれないし、強いシナプス前の活動を運転はヒヨコ イベントを採用する可能性が高い。
様々 な技術は、無脊椎動物のシナプス接続をテストするために開発されています。1 つのアプローチは、過剰の Mg+ + , Ca+ +を含む高二価陽イオン溶液 (やあ Di) を使用します。このソリューションでは、削減の放出確率とシナプス入力4、5の検出を支持する活動電位のしきい値を増加シナプス接続をブロックします。必要な Ca ++ ++ Mg の正確な比率を決定するただし、簡単ではありません、ヒヨコの貢献は均一で適度な刺激6持続可能性があります。シナプス シナプス接続7を推論するは、前及びシナプス後膜間の近接の GFP 再構成間シナプス パートナー (把握) と呼ばれる別のアプローチを活用します。ここでは、緑色蛍光タンパク質 (GFP) のコンポーネントは、1 つのニューロンで表され、分子の相補的なフラグメントは推定シナプス パートナーで表されます。蛍光の存在は、2 つのニューロン GFP 分子の再構成を許可するように十分に近い近接は、シナプスの存在を意味することを示します。把握報告できるシナプス虚偽、しかし、2 つのセルが密接に神経や束のように膜をあてる場合。把握の亜種はシナプトブレビン、アクティブなシナプス8時のみ再構成がように直接に GFP のシナプス前のフラグメントをテザリングでこのような偽陽性を排除します。把握とその亜種は、ショウジョウバエ中枢神経系の機能的結合を決定するのに尽力されている、いくつかの接続が見えるようにすることによって把握前及びシナプス後のパートナーとの間の距離が比較的大きい場合。これは特にニューロモデュレーション9または gaba 作動性抑制10に関連付けられているボリューム伝送の評価に関連します。
ここでは、補完・新規技術を示すショウジョウバエ中枢神経系に直接シナプス接続をテストするため。このメソッドと呼ばれるテトロドトキシンに設計された抵抗のプロービング シナプス (テレピン油)、フグ毒 (TTX) の共発現で機能-耐性ナトリウム チャネル、NaChBac、および推定から録音中のシナプス前細胞の光遺伝学的活性化シナプス パートナー9。、TTX 存在下で NaChBac を表現する以外の細胞で活動電位を介したすべての活動は抑制されます。NaChBac チャネル選択的に対象となるシナプス前セル光誘発のシナプス伝達を許可の興奮性を復元します。このメソッドは、接続はシナプス回路を採用の確率を削減しながら体の記録によって postsynaptically 解決できるようにシナプス前ニューロンの強力な活性化を許可します。重要なは、この手法はボリューム伝送の検討を許可し、回路を通して単一ニューロンからリリースされた送信機の広がりを明らかにします。また、テレピン油は、従来の薬理学を通じた接続の化学的性質を明らかにできます。テレピン油は TTX を区別しないナトリウム チャンネルの遺伝子組換え発現を可能にするモデルにおける使用に適しています。

<table><tbody><tr><td>UAS-csChrimson</td><td>Bloomington Drosophila Stock Center</td><td>55135</td><td>Used as a neural activator</td></tr><tr><td>UAS-NaChBac</td><td>Bloomington Drosophila Stock Center</td><td>9466</td><td>Resotores excitibility in cells in TTX</td></tr><tr><td>Tetrodotoxin</td><td>Tochris</td><td>1078</td><td>Special permission may be needed to purchase TTX as it is a controlled substance</td></tr><tr><td>all trans-Retinal</td><td>Sigma-Aldrichall trans-Retinal</td><td>R2500</td><td>Require co-factor for channelrhodopsin</td></tr><tr><td>Weldable 321 Stainless Steel&amp;nbsp;Sheet,&amp;nbsp;0.002&quot;&amp;nbsp;Thick,&amp;nbsp;10&quot;&amp;nbsp;Wide</td><td>McMaster Carr</td><td>3254K7</td><td>Used to make custom fly holder. Custom foil can be laser cut at pololu.com from the provided PDF file</td></tr><tr><td>Dissection Microscope</td><td>Zeiss</td><td>Stemi 2000-C</td><td>Used for dissection of preparation</td></tr><tr><td>Waxer</td><td>Almore</td><td>Eectra Waxer 66000</td><td>Used during dissection to secure fly in foil</td></tr><tr><td>Paraffin Wax</td><td>Joann</td><td>4917217</td><td>Used with waxer</td></tr><tr><td>Number 5 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>#5CO</td><td>Used for dissection and desheathing</td></tr><tr><td>Dissection Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15001-08</td><td>Used to remove parts of the cuticle during dissection</td></tr><tr><td>Tungsten wire</td><td>A-M Systems</td><td>797500</td><td>Use with electrolysis to make sharpened needles for dissection</td></tr><tr><td>Reciculating Peristaltic Pump</td><td>Simply Pumps (Amazon)</td><td>PM200S</td><td>for recirculating TTX</td></tr><tr><td>Speed Controller for peristaltic pump</td><td>Zitrades (Amazon)</td><td>N/A</td><td>PWM Dimming Controller For LED Lights or Ribbon, 12 Volt 8 Amp,Adjustable Brightness Light Switch Dimmer Controller DC12V 8A 96W for Led Strip Light B</td></tr><tr><td>Versa-Mount&amp;nbsp;Precision Compressed Air Regulator</td><td>McMaster Carr</td><td>1804T1</td><td>For applying positive pressure during patching</td></tr><tr><td>Glass capilaries</td><td>World Precision Instruments</td><td>TW150F-3</td><td>For patch pipettes</td></tr><tr><td>Multipurpose Gauge</td><td>McMaster Carr</td><td>3846K431</td><td>Gauge for pressure regulator</td></tr><tr><td>Electrophysiology Camera</td><td>Dage MTI&amp;nbsp;</td><td>IR-1000</td><td>Any camera that works in the IR range (850 nm) will work. You do not want to use red illumination as this can activate csChrimson</td></tr><tr><td>IR LED</td><td>Thorlabs&amp;nbsp;</td><td>M850F2</td><td>For oblique illumination</td></tr><tr><td>fiber optic for IR LED</td><td>Thorlabs</td><td>M89L01</td><td>Couples to IR LED</td></tr><tr><td>Objective lens&amp;nbsp;</td><td>Olympus 40X</td><td>LUMPlanFLN</td><td>This can be used on most microscipes and works well for visualizing fly neurons.</td></tr><tr><td>Amber LED</td><td>Thorlabs</td><td>M590L3d</td><td>For visualizing RFP and mCherry</td></tr><tr><td>Blue LED</td><td>Thorlabs</td><td>&lt;strong&gt;M470L3&lt;/strong&gt;&lt;sup&gt;d&lt;/sup&gt;</td><td>For visualizing GFP</td></tr><tr><td>GFP filter set</td><td>Chroma</td><td>&lt;strong&gt;49011&lt;/strong&gt;</td><td>For visualizing GFP or stimulating channel2rhodopsin</td></tr><tr><td>Custom mCherry Filter Set</td><td>Chroma</td><td>&amp;nbsp;et580/25x and t600lpxr (from the 49306 set) but with an et610lp barrier/emission optic</td><td>Use only if you wish to patch identified neurons with channel2rhodopsin</td></tr><tr><td>Dichroic to combine Amber and blue LED</td><td>Thorlabs</td><td>DMLP550R</td><td>Use only patch under mCherry and excite channel2rhodopsin with blue light.</td></tr><tr><td>Red LED</td><td>LEDSupply</td><td>Cree XPE 620 - 630 nm</td><td>Used to drive csChrimson</td></tr><tr><td>LED Driver</td><td>LEDSupply</td><td>3021-D-E-1000</td><td>Used to drive LEDs for optogenetic stimulation</td></tr><tr><td>Manipulator</td><td>Sutter Instruments</td><td>MP-225</td><td>Used to position pipette during recordings</td></tr><tr><td>Patchclamp Amplifier</td><td>A-M Systems</td><td>Model 2400</td><td>An equivalent amplifier is suitable</td></tr><tr><td>Bessel Filter</td><td>Warner Instruments&amp;nbsp;</td><td>LPF 202A</td><td>Auxillary filter used to filter current trace to oscilloscope during patching.</td></tr><tr><td>Data Acquisition System&amp;nbsp;</td><td>National Instruments</td><td>NI PCIe-6321&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; 781044-01</td><td>Used to record data from amplifier to computer</td></tr><tr><td>Connector Block - BNC Terminal BNC-2090A</td><td>National Instruments</td><td>779556-01</td><td>Used to connect amplifier to DAQ card.</td></tr><tr><td>Steel Foil&amp;nbsp;</td><td>McMaster Carr</td><td>3254K7</td><td>Steel foil for custom recording chamber</td></tr><tr><td>Magnets</td><td>K&amp;amp;J Magnetics</td><td>D42</td><td>To secure recording chamber to ring stand</td></tr><tr><td>1/16&quot; Cell Cast Acrylic Clear</td><td>Pololu</td><td></td><td>Used to make custom recording chamber. Acrylic can be laser cut at pololu.com from the provided PDF file</td></tr></tbody></table>

examining monosynaptic connections in drosophila using tetrodotoxin resistant sodium channels

ここでは、新しい技術と呼ばれる Tetrotoxin (TTX) 設計された抵抗のプロービング シナプス (テレピン油) は、ターゲット ニューロン間のシナプス接続のテストに適用されます。メソッドは、特定のシナプス前ニューロンのテトロドトキシン耐性ナトリウム チャネル、NaChBac、遺伝子活性化因子の共発現に依存します。推定されるシナプス パートナーとの接続は、NaChBac を表現しないニューロンの電気的活動をブロックする TTX 存在下で全体セルの録音によって決定されます。このアプローチは、活性化または接続の記者としてカルシウム イメージングと動作するように変更できます。テレピン油は、ネットワーク内で接続を識別するために使用できるツールの成長のセットに追加します。しかし、テレピン油は、一括またはボリューム伝送と波及伝達も確実に報告という点でユニークです。

テレピン油は、モノとニューロン間のシナプス結合でヒヨコの貢献を区別するために使用されます。セルの弱い刺激は、直接接続のテストに使用できるよりシナプス前の活動を多くの場合運転シナプス接続 (図 1 a) を募集しています。テレピン油は、TTX を区別しないナトリウム チャネル NaChBac と光活性剤の共発現し、シナプス接続 (図 1 b) を除去するために TTX 存在下で接続をテストします。TTX は、テレピン油 (図 2 a) の適切な準備となってショウジョウバエ脳における活動電位を効果的にブロックします。NaChBac ナトリウム チャネルの遺伝子組換え発現ニューロンの興奮性および大きいプラトー電位 (図 2 b) で結果を救出します。
触覚葉におけるローカル介在ニューロン (LN) は、堅牢な嗅覚刺激 (図 3 a) レスポンスを表示します。ただし、個々 の Epsp は LN 相馬で容易に解決できないため、このような応答嗅覚受容ニューロンの入力 (ORN) から直接生じる投射ニューロン (PN) (図 3 b) 経由でなく直接入力かは不明のまま。テレピン油を使用して、ここに示す ORNs は LNs (図 3) に直接シナプス結合を作る確かに。
テレピン油の特徴は、GABA とセロトニンなどの neuromodulators が発生することがあります余分なシナプス ボリューム伝送を具体的に解決する能力です。ショウジョウバエ触角葉におけるセロトニン ニューロン (CSDn) の刺激興奮と抑制 (図 4 a及び図 4 b) ローカル介在の混合物で起因します。興奮のアセチルコリンによる励起を瞑想し、抑制はセロトニン (図 4および図 4) によって引き起こされます。テレピン油は、シナプス接続 (図 4E) を排除することによって、接続がシナプスを決定する使用できます。TTX、強い抑制はまだ (図 4および図 4 階) 特定のセロトニン神経の活性化から直接から着くことを示唆、LN で観察します。この接続は、セロトニン拮抗薬メチセルジドによってブロックされます。アセチルコリンを介した興奮性シナプス シナプス ソースから生じたことを示唆、TTX でふるい落とされました。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57052/57052fig1.jpg"> 図 1:テレピン油は、シナプス接続を回避され、シナプス入力します。(A). シナプス前の活動を増やすことでシナプス接続を採用できることを示す模式図。(B). 図どのようにテレピン油は、ニューロンのスパイク活性を除去するために TTX を使用してシナプスの貢献を削除できます。興奮が興奮して生じることができますニューロンの 1 つ人口の復元排他的。<a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/57052/57052fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57052/57052fig2.jpg"> 図 2:NaChBac 復元で神経細胞の興奮ショウジョウバエニューロン。(A) TTX 廃止ショウジョウバエのニューロンのスパイク 1 μ m のアプリケーション。自発活動と膜電位の抑制は、TTX で除去されます。(B) NaChBac と csChrimson は、CSDn で表され、脳は TTX にさらされています。csChrimson 刺激脱分極、CSDn としきい値を越えた後が大きい線形 CSDn 膜電位の増加します。この急速な脱分極は、高原のような潜在的な (インセット) を構成します。シミュレーション強度間でそれぞれの色は、電圧はめ込みで同じ色に対応します。この図は、張と Gaudry 20169から変更されています。<a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/57052/57052fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57052/57052fig3.jpg"> 図 3:テレピン油 ORNs と LNs の間のシナプス接続を明らかにします。(A) A のサンプルの録音、レーンの匂い応答を示すこの応答的モノや自然のヒヨコ。(B) テレピン油は、LN シナプスに ORN でテストできます。TTX を使用して、活動電位と準備のすべての細胞の興奮性をブロックします。興奮は専ら NaChBac ナトリウム チャネルを介して ORNs で復元されます。ORNs は、シナプス放出を引き出すチャネルロドプシンと興奮することができます。シナプスのイベントは、post-synaptically 全体セルの録音を使用して測定されます。(C) テレピン油は、LN シナプスに ORN がシナプスを明らかにします。テレピン油は、シナプスがコリン作動性とニコチン性受容体拮抗薬 mecamylamine (200 μ M) によってブロックされていることを示すに薬理学を組み合わせることもできます。灰色の縦棒は、ORN の刺激のタイミングを示します。この図は、張 Gaudry から 20169に変更されています。<a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/57052/57052fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57052/57052fig4.jpg"> 図 4: テレピン油は、調節ニューロンから一括またはボリュームの伝送のリリースに敏感です。(A)ショウジョウバエ触角葉の記録された LN からの活動電位で CSDn 結果の刺激。CSDn 刺激のサブスレッショルド活動の結果、(B)、LN が過分極します。LN レスポンスは遅い過分極が続く高速脱分極ので構成されます。灰色のバーは、CSDn 刺激の時間を示します。メチセルジド (50 μ M) 広い 5 HT 受容体拮抗薬は遅いの過分極をブロックが、分極防止作用に影響を与えません。Mecamylamine は、自然のコリン作動性であることを示唆している高速脱分極をブロックします。(C) テレピン油は、LN シナプスに CSDn の化学コンポーネントが、モノ - ヒヨコ対を解決する使用できます。(D)、CSDn TTX 存在下で刺激され、シナプスの LN の応答は全体セルの録音で測定されます。過分極反応は、それは本質的にシナプスを示唆 TTX に固執します。この過分極も、メチセルジド、セロトニンの伝達と一致によってブロックされます。TTX のまま簡単な脱分極は、カップリングで、ニコチン拮抗薬によってブロックされていないそれは電気のギャップによって媒介される可能性があります。この図は、張 Gaudry から 20169に変更されています。<a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/57052/57052fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
1 の補足ファイル: ショウジョウバエ箔します。<a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/57052/DrosophilaFoil.pdf" target="_blank">このファイルをダウンロードするここをクリックしてください</a>。
2 の補足ファイル: 生理室。<a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/57052/PhysiologyChamber.pdf" target="_blank">このファイルをダウンロードするここをクリックしてください</a>。

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Examining Monosynaptic Connections in Drosophila Using Tetrodotoxin Resistant Sodium Channels

この記事は、フグ毒、テトロドトキシン耐性ナトリウム チャネル、NaChBac を用いてニューロン間のシナプス接続をテストするためのメソッドを備えています。

テトロドトキシン耐性ナトリウム チャネルを用いたショウジョウバエのシナプス接続を調べる

Here, a new technique termed Tetrotoxin (TTX) Engineered Resistance for Probing Synapses (TERPS) is applied to test for monosynaptic connections between ...

examining-monosynaptic-connections-drosophila-using-tetrodotoxin

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Examining Monosynaptic Connections in Drosophila Using Tetrodotoxin Resistant Sodium Channels

9.9K ビュー.  University of Maryland. この記事は、フグ毒、テトロドトキシン耐性ナトリウム チャネル、NaChBac を用いてニューロン間のシナプス接続をテストするためのメソッドを備えています。

ビデオ: Examining Monosynaptic Connections in Drosophila Using Tetrodotoxin Resistant Sodium Channels

Dissection and Imaging of Active Zones in the Drosophila Neuromuscular Junction

The Drosophila larvae neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model for the study of synaptic structure and function. Drosophila is well known for the ease of powerful genetic manipulations and the larval nervous system has proven particularly useful in studying not only normal function but also perturbations that accompany some neurological disease (Lloyd and Taylor, 2010). Many key synaptic molecules found in Drosophila are also found in mammals and like most CNS excitatory synapses in mammals, the Drosophila NMJ is glutamatergic and demonstrates activity-dependent remodeling (Kohet al. , 2000). Additionally, Drosophila neurons can be individually identified because their innervation patterns are stereotyped and repetitive making it possible to study identified synaptic terminals, such as those between motor neurons and the body-wall muscle fibers that they innervate (Keshishian and Kim, 2004). The existence of evolutionarily conserved synapse components along with the ease of genetic and physical manipulation make the Drosophila model ideal for investigating the mechanisms underlying synaptic function (Budnik, 1996).
The active zones at synaptic terminals are of particular interest because these are the sites of neurotransmitter release. NC82 is a monoclonal antibody that recognizes the Drosophila protein Bruchpilot (Brp), a CAST1/ERC family member that is an important component of the active zone (Waghet al. , 2006). Brp was shown to directly shape the active zone T-bar and is responsible for effectively clustering Ca2+ channels beneath the T-bar density (Fouquetet al. , 2009). Mutants of Brp have reduced Ca2+ channel density, depressed evoked vesicle release, and altered short-term plasticity (Kittelet al. , 2006). Alterations to active zones have been observed in Drosophila disease models. For example, immunofluorescence using the NC82 antibody showed that the active zone density was decreased in models of amyotrophic lateral sclerosis and Pitt-Hopkins syndrome (Ratnaparkhiet al. , 2008; Zweieret al. , 2009). Thus, evaluation of active zones, or other synaptic proteins, in Drosophila larvae models of disease may provide a valuable initial clue to the presence of a synaptic defect.
Preparing whole-mount dissected Drosophila larvae for immunofluorescence analysis of the NMJ requires some skill, but can be accomplished by most scientists with a little practice. Presented is a method that provides for multiple larvae to be dissected and immunostained in the same dissection dish, limiting environmental differences between each genotype and providing sufficient animals for confidence in reproducibility and statistical analysis.

Dissection and Imaging of Active Zones in the Drosophila Neuromuscular Junction

The neuromuscular junction (NMJ) of Drosophila melanogaster is an important model system for studying normal synaptic function as well as perturbations to synaptic function found in certain neurological diseases. We present a protocol for dissection of the Drosophila larval motor system and immunostaining for active zone proteins within the NMJ.

で、アクティブなゾーンの解剖とイメージングショウジョウバエ神経筋接合部

The Drosophila  larvae neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model for the study of synaptic structure and function. Drosophila  is well known for ...

神経科学

Electrophysiological Methods for Recording Synaptic Potentials from the NMJ of Drosophila Larvae

In this video, we describe the electrophysiological methods for recording synaptic transmission at the neuromuscular junction (NMJ) of Drosophila larva. The larval neuromuscular system is a model synapse for the study of synaptic physiology and neurotransmission, and is a valuable research tool that has defined genetics and is accessible to experimental manipulation. Larvae can be dissected to expose the body wall musculature, central nervous system, and peripheral nerves. The muscles of Drosophila and their innervation pattern are well characterized and muscles are easy to access for intracellular recording. Individual muscles can be identified by their location and orientation within the 8 abdominal segments, each with 30 muscles arranged in a pattern that is repeated in segments A2 - A7. Dissected drosophila larvae are thin and individual muscles and bundles of motor neuron axons can be visualized by transillumination1. Transgenic constructs can be used to label target cells for visual identification or for manipulating gene products in specific tissues. In larvae, excitatory junction potentials (EJP&#8217;s) are generated in response to vesicular release of glutamate from the motoneurons at the synapse. In dissected larvae, the EJP can be recorded in the muscle with an intracellular electrode. Action potentials can be artificially evoked in motor neurons that have been cut posterior to the ventral ganglion, drawn into a glass pipette by gentle suction and stimulated with an electrode. These motor neurons have distinct firing thresholds when stimulated, and when they fire simultaneously, they generate a response in the muscle. Signals transmitted across the NMJ synapse can be recorded in the muscles that the motor neurons innervate. The EJP&#8217;s and minature excitatory junction potentials (mEJP&#8217;s) are seen as changes in membrane potential. Electrophysiological responses are recorded at room temperature in modified minimal hemolymph-like solution2 (HL3) that contains 5 mM Mg2+ and 1.5 mM Ca2+. Changes in the amplitude of evoked EJP&#8217;s can indicate differences in synaptic function and structure. Digitized recordings are analyzed for EJP amplitude, mEJP frequency and amplitude, and quantal content.

Here we describe electrophysiological methods for measuring synaptic transmission at the neuromuscular junction of Drosophila larva. Evoked release is initiated artificially by stimulating the motor neuron axons, and transmission through the NMJ can be measured by the postsynaptic response evoked in the muscle.

ショウジョウバエの幼虫のNMJからシナプス電位を記録するための電気生理学的方法

In this video, we describe the electrophysiological methods for recording synaptic transmission at the neuromuscular junction (NMJ) of Drosophila larva. ...

生物学

Channelrhodopsin2 Mediated Stimulation of Synaptic Potentials at Drosophila Neuromuscular Junctions

The Drosophila larval neuromuscular preparation has proven to be a useful tool for studying synaptic physiology1,2,3. Currently, the only means available to evoke excitatory junctional potentials (EJPs) in this preparation involves the use of suction electrodes. In both research and teaching labs, students often have difficulty maneuvering and manipulating this type of stimulating electrode. In the present work, we show how to remotely stimulate synaptic potentials at the larval NMJ without the use of suction electrodes. By expressing channelrhodopsin2 (ChR2) 4,5,6 in Drosophila motor neurons using the GAL4-UAS system 7, and making minor changes to a basic electrophysiology rig, we were able to reliably evoke EJPs with pulses of blue light. This technique could be of particular use in neurophysiology teaching labs where student rig practice time and resources are limited.

Channelrhodopsin2 Mediated Stimulation of Synaptic Potentials at Drosophila Neuromuscular Junctions

This procedure uses a blue light-activated algal channel and cell-specific genetic expression tools to evoke synaptic potentials with light pulses at the neuromuscular junction (NMJ) in Drosophila larvae. This technique is an inexpensive and easy-to-use alternative to suction electrode stimulation for synaptic physiology studies in research and teaching laboratories.

シナプス電位のChannelrhodopsin2仲介刺激でショウジョウバエ神経筋接合部

The Drosophila larval neuromuscular preparation has proven to be a useful tool for studying synaptic physiology1,2,3. Currently, the only means available ...

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

This technique exposes the Drosophila embryonic neuromusculature for immunohistochemistry or electrophysiological recording. It is useful for studying early events in neuromuscular development or performing electrophysiology in mutants that cannot hatch.

収穫と準備ショウジョウバエ</em電気生理学的記録とその他の手続のための>胚

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. Whole-cell patch-clamp techniques can then be employed to record from individually-identifiable neurons and somatic muscles. These recording configurations have been used to track the appearance and maturation of ionic currents and action potential propagation in both neurons and muscles. Genetic mutants affecting these electrical properties have been characterized to reveal the molecular composition of ion channels and associated signaling complexes, and to begin exploration of the molecular mechanisms of functional differentiation. A particular focus has been the assembly of synaptic connections, both in the central nervous system and periphery. The glutamatergic neuromuscular junction (NMJ) is most accessible to a combination of optical imaging and electrophysiological recording. A glass suction electrode is used to stimulate the peripheral nerve, with excitatory junction current (EJC) recordings made in the voltage-clamped muscle. This recording configuration has been used to chart the functional differentiation of the synapse, and track the appearance and maturation of presynaptic glutamate release properties. In addition, postsynaptic properties can be assayed independently via iontophoretic or pressure application of glutamate directly to the muscle surface, to measure the appearance and maturation of the glutamate receptor fields. Thus, both pre- and postsynaptic elements can be monitored separately or in combination during embryonic synaptogenesis. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Electrophysiological recordings from Drosophila embryos allow analyses of developing muscle and neuron electrical properties, as well as characterization of functional synaptogenesis at the glutamatergic neuromuscular junction and central cholinergic and GABAergic synapses.

の電気生理学的記録ショウジョウバエ胚

Retrograde Tracing of Drosophila Embryonic Motor Neurons Using Lipophilic Fluorescent Dyes

We describe a technique for retrograde labeling of motor neurons in Drosophila. We use an oil-dissolved lipophilic dye and deliver a small droplet to an embryonic fillet preparation by a microinjector. Each motor neuron whose membrane is contacted by the droplet can then be rapidly labeled. Individual motor neurons are continuously labeled, enabling fine structural details to be clearly visualized. Given that lipophilic dyes come in various colors, the technique also provides a means to get adjacent neurons labeled in multicolor. This tracing technique is therefore useful for studying neuronal morphogenesis and synaptic connectivity in the motor neuron system of Drosophila.

Retrograde Tracing of Drosophila Embryonic Motor Neurons Using Lipophilic Fluorescent Dyes

We describe a method for retrograde tracing of the Drosophila embryonic motor neurons using lipophilic fluorescent dyes.

親油性蛍光色素を用いたショウジョウバエ胚性運動ニューロンの逆行トレーシング

We describe a technique for retrograde labeling of motor neurons in Drosophila. We use an oil-dissolved lipophilic dye and deliver a small droplet to an ...

発生生物学

A Simple Neuronal Mechanical Injury Methodology to Study Drosophila Motor Neuron Degeneration

The degeneration of neurons occurs during normal development and in response to injury, stress, and disease. The cellular hallmarks of neuronal degeneration are remarkably similar in humans and invertebrates as are the molecular mechanisms that drive these processes. The fruit fly, Drosophila melanogaster, provides a powerful yet simple genetic model organism to study the cellular complexities of neurodegenerative diseases. In fact, approximately 70% of disease-associated human genes have a Drosophila homolog and a plethora of tools and assays have been described using flies to study human neurodegenerative diseases. More specifically the neuromuscular junction (NMJ) in Drosophila has proven to be an effective system to study neuromuscular diseases because of the ability to analyze the structural connections between the neuron and the muscle. Here, we report on an in vivo motor neuron injury assay in Drosophila, which reproducibly induces neurodegeneration at the NMJ by 24 h. Using this methodology, we have described a temporal sequence of cellular events resulting in motor neuron degeneration. The injury method has diverse applications and has also been utilized to identify specific genes required for neurodegeneration and to dissect transcriptional responses to neuronal injury.

A Simple Neuronal Mechanical Injury Methodology to Study Drosophila Motor Neuron Degeneration

Here we describe a simple and widely accessible method to injure segmental nerves in Drosophila larvae to visualize and quantify neurodegeneration of motor neurons at the neuromuscular junction (NMJ) of third instar larvae.

研究のための単純な神経細胞学的損傷法<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;運動ニューロン変性

The degeneration of neurons occurs during normal development and in response to injury, stress, and disease. The cellular hallmarks of neuronal ...

Focal Macropatch Recordings of Synaptic Currents from the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model system to study glutamatergic synaptic transmission. We describe the technique of focal macropatch recordings of synaptic currents from visualized boutons at the Drosophila larval NMJ. This technique requires customized fabrication of recording micropipettes, as well as a compound microscope equipped with a high magnification, long-distance water immersion objective, differential interference contrast (DIC) optics, and a fluorescent attachment. The recording electrode is positioned on the top of a selected synaptic bouton visualized with DIC optics, epi-fluorescence, or both. The advantage of this technique is that it allows monitoring the synaptic activity of a limited number of sites of release. The recording electrode has&#160;a diameter of several microns, and the release sites positioned outside of the electrode rim do&#160;not significantly affect the recorded currents. The recorded synaptic currents have fast kinetics and can be readily resolved. These advantages are especially important for the studies of mutant fly lines with enhanced spontaneous or asynchronous synaptic activity.

Focal Macropatch Recordings of Synaptic Currents from the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Synaptic currents can be recorded focally from visualized synaptic boutons at the Drosophila third instar larvae neuromuscular junction. This technique enables monitoring the activity of a single synaptic bouton.

ショウジョウバエ幼虫神経筋接合部のシナプス電流の焦点 Macropatch 録音

Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model system to study glutamatergic synaptic transmission. We describe the technique of focal ...

ショウジョウバエの神経筋接合部および筋細胞における微小管ネットワークの表示

Using Drosophila Larval Neuromuscular Junction and Muscle Cells to Visualize Microtubule Network

The microtubule network is an essential component of the nervous system. Mutations in many microtubules regulatory proteins are associated with neurodevelopmental disorders and neurological diseases, such as microtubule-associated protein Tau to neurodegenerative diseases, microtubule severing protein Spastin and Katanin 60 cause hereditary spastic paraplegia and neurodevelopmental abnormalities, respectively. Detection of microtubule networks in neurons is advantageous for elucidating the pathogenesis of neurological disorders. However, the small size of neurons and the dense arrangement of axonal microtubule bundles make visualizing the microtubule networks challenging. In this study, we describe a method for dissection of the larval neuromuscular junction and muscle cells, as well as immunostaining of &#945;-tubulin and microtubule-associated protein Futsch to visualize microtubule networks in Drosophila melanogaster. The neuromuscular junction permits us to observe both pre-and post-synaptic microtubules, and the large size of muscle cells in Drosophila larva allows for clear visualization of the microtubule network. Here, by mutating and overexpressing Katanin 60 in Drosophila melanogaster,&#160;and then examining the microtubule networks in the neuromuscular junction and muscle cells, we&#160;accurately reveal the regulatory role of Katanin 60 in neurodevelopment. Therefore, combined with the powerful genetic tools of Drosophila&#160;melanogaster, this protocol greatly facilitates genetic screening and microtubule dynamics analysis for the role of microtubule network regulatory proteins in the nervous system.

著者スポットライト:ショウジョウバエの神経筋接合部における微小管ネットワークの理解 

Here, we present a detailed protocol to visualize the microtubule networks in neuromuscular junctions and muscle cells. Combined with the powerful genetic tools of Drosophila melanogaster, this protocol greatly facilitates genetic screening and microtubule-dynamics analysis for the role of microtubule network regulatory proteins in the nervous system.

テトロドトキシン耐性ナトリウムチャネルを用いたショウジョウバエのシナプス接続を調べる

要約

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で、アクティブなゾーンの解剖とイメージングショウジョウバエ神経筋接合部

ショウジョウバエの幼虫のNMJからシナプス電位を記録するための電気生理学的方法

シナプス電位のChannelrhodopsin2仲介刺激でショウジョウバエ神経筋接合部

収穫と準備ショウジョウバエ胚

の電気生理学的記録ショウジョウバエ胚

親油性蛍光色素を用いたショウジョウバエ胚性運動ニューロンの逆行トレーシング

研究のための単純な神経細胞学的損傷法

ショウジョウバエ幼虫神経筋接合部のシナプス電流の焦点 Macropatch 録音

ショウジョウバエ幼虫の神経筋接合部と筋細胞を用いた微小管ネットワークの可視化

ショウジョウバエ幼虫の神経筋接合部と筋細胞を用いた微小管ネットワークの可視化

テトロドトキシン耐性ナトリウム チャネルを用いたショウジョウバエのシナプス接続を調べる

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で、アクティブなゾーンの解剖とイメージングショウジョウバエ神経筋接合部

ショウジョウバエの幼虫のNMJからシナプス電位を記録するための電気生理学的方法

シナプス電位のChannelrhodopsin2仲介刺激でショウジョウバエ神経筋接合部

収穫と準備ショウジョウバエ胚

の電気生理学的記録ショウジョウバエ胚

親油性蛍光色素を用いたショウジョウバエ胚性運動ニューロンの逆行トレーシング

研究のための単純な神経細胞学的損傷法

ショウジョウバエ幼虫神経筋接合部のシナプス電流の焦点 Macropatch 録音

ショウジョウバエ幼虫の神経筋接合部と筋細胞を用いた微小管ネットワークの可視化

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テトロドトキシン耐性ナトリウムチャネルを用いたショウジョウバエのシナプス接続を調べる