この作品は、中央大学 (020814380018、020814380077)、中国奨学金議会 (CSC、号 201606195024)、江蘇省の自然科学財団 (BK20160138)、およびキー プロジェクトの基礎的研究資金によって支えられました。科学と技術開発財団、南京医科大学 (2014NJMUZD053) によってサポートされています。

1 歳 3 か月と 18 ヶ月歳 Sprague-dawley ラットは本研究で使用されました。すべての動物は、ケアと実験動物の使用のため NIH ガイドラインに従って処理されていました。動物を対象とする手順は、動物の苦痛を最小限に抑える努力をローカル機関動物のケアと倫理委員会によって承認されました。プロトコル承認機関動物ケアおよび使用委員会 (IACUC) 南京工科大学 (中国南京市) で。
ラットは彼らの年齢および ICP 記録前に勃起機能の APO 誘発テストの性能によると 2 つのグループに分けられた: 若い正常群 (YN グループ) や高齢者の勃起不全グループ (AE グループ)10。
1. 手術前に、の準備
<ol><li>手動でバイポーラ電極誘導記録 (図 1) のペアを作る。若干、電極の両端を曲げるし、1-2 mm 幅、図 1 aに示すように 2 つの電極間の距離を調整します。</li>
	<li>(図 1 a, B) 2 つのワニのクランプを使用して刺激に電極を接続します。</li>
	<li>
カテーテル システムの構築:まず、皮下 23 G 針をチューブと三方活栓に接続、活栓を圧トランスデューサーに接続します。次に、ヘパリン生理食塩水を提供するために必要な活栓の 3 番目の最後に 10 mL 注射器を接続します。</li>
	<li>ヘパリン生理食塩水 (200 U/mL) でシステム全体を充填後漏れを慎重に確認します。注射器チャネルまたは圧力トランスデューサー チャネル (図 1) を閉じるに三方活栓を入れます。</li>
	<li>木製の台のレベルを 20 cm の針を持ち上げます。記録 20 cm H2o. システムの圧力を調整しその後、記録システムの精度を検証する針の高さを移動します。校正を繰り返して精度を確認しました。</li>
	<li>動物実験施設から手術室にラットを転送し、少なくとも 30 分手術室に慣れることができます。</li>
	<li>オートクレーブの楽器が手術直前に 70% エタノールを散布します。</li>
</ol>2. 手術の手順
<ol><li>45 mg/kg 体重の投与量でナトリウム ペントバルビ タールの腹腔内注入ラットを麻酔し、5 ~ 10 分ピンチ適切な anesthetization を確認するつま先を待ちます。</li>
	<li>腹部と首の毛皮を電気シェーバーで剃る、加熱パッド、背中でラットを配置します。</li>
	<li>70% エタノールに浸した綿球に続いて 10% ポビドン ヨード ソリューションに浸した綿球で外科領域を拭いてください。また、目の乾燥を防ぐために眼軟膏を適用します。</li>
	<li>左頚動脈カテーテルを入れて下さい。<ol>
<li>首の皮膚を鉗子でつかんで首の真ん中に横切開します。筋肉を切開、左頚動脈を公開、慎重に船の 5 mm のセクションを分離します。</li>
		<li>慎重に鉗子を用いた迷走神経から頚動脈を分離、頚動脈の下で絹糸を描画し、船の尾の端に緩くネクタイを入れて、容器の頭蓋の端に別のタイトな結び目を作る。</li>
		<li>尾の方の血流を停止する縫合上ブルドッグ クランプと船をクランプします。</li>
		<li>慎重に顕微鏡ハサミで容器の切開をする、ミクロ解剖フックと鉗子の支援を受けて心臓に向かって動脈カテーテルを挿入します。</li>
		<li>それを確保するカテーテルの周り緩い尾字を固定します。血流を回復するブルドッグ クランプを削除します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
CN を分離し、電極を配置
	<ol>
<li>鉗子のペアで皮膚や腹部の筋肉を持ち上げます。解剖はさみ正中切開する陰茎に下腹部をカットします。</li>
		<li>腹部キャビティの上部の部分に綿棒で腸をそっと押し込みます。</li>
		<li>鉗子のペアで膀胱をつかみ、腹腔内から膀胱を引き出します。尿道の腹側の部分にある前立腺の腹側の葉を公開します。</li>
		<li>前立腺、精嚢、精管、前立腺の背側葉を公開する・腹側葉を引き出します。精管や前立腺の接着のポイントを見つけます。</li>
		<li>前立腺と輸精管間のスペースで区切ります。前立腺および輸精管の接合点の後方にあり、線維性の被膜を慎重に公開します。主な骨盤神経節 (図 2) を探します。 注: 主要な骨盤神経節と海綿状神経を前立腺の表面で見ることができます。</li>
		<li>滅菌綿棒で慎重に乾燥した CN 地域。慎重に分離し、バイポーラ電極を有する右海綿状の神経をフックします。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
左の Crura カテーテルを入れて下さい
	<ol>
<li>解剖はさみでペニスの皮膚に小切開をカットし、慎重に陰茎のシャフトの皮膚をはぎ取る。</li>
		<li>横紋筋性の陰茎の筋肉を解剖します。恥骨の骨の上部の枝を見つけます。</li>
		<li>Spongious 電球を覆う球海綿体筋筋を公開します。</li>
		<li>カーブタイプ鉗子を使用して坐骨海綿体筋、球海綿体筋筋を分割します。</li>
		<li>慎重にカーブタイプ鉗子で坐骨海綿体筋を分離し、cru 海綿体の白い逃げずに公開する坐骨海綿体筋を切り取ります。</li>
		<li>Cru 海綿体の解剖学的の方向に続いて慎重に白逃げずを通じて cru 海綿体に針を挿入します。 注: これは成功したカテーテルの重要なステップです。少量のヘパリン生理食塩水を注入することができますと、針が正しく挿入されている場合、わずかな陰茎勃起を観察する必要があります。</li>
		<li>慎重に針をリリース、針や接続チューブの混乱の任意のスライディングを避けるため。任意の漏れを確認します。</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. CN を刺激します。
<ol><li>圧力信号記録用ソフトウェア プログラムを開き、圧力信号の記録を開始します。</li>
	<li>刺激のパラメーターを設定: 15 ヘルツ、5 ミリ秒、5 v のパルス幅と 60 s 期間。5 ms のパルス幅の 15 Hz の周波数で CN を刺激します。 注: ICP の急激な上昇は、電気刺激を適用しながら観察できます。</li>
	<li>刺激間隔残り 30 分を許可します。それぞれの動物の連続刺激の最大は 3 回です。</li>
</ol>4. 最後の手順
<ol><li>録音後、150 mg/kg 体重の投与量でペントバルビ タール ナトリウムの過剰摂取を注入することにより安楽死を管理します。ラットの死を確認するには、自分の血圧をチェックします。ラットを削除し、手術道具の清掃します。</li>
</ol>5. データの解析
<ol><li>保存し、ソフトウェアからデータをエクスポートします。応答は、一般的全身平均動脈圧 (地図) と ICP の比率として表されます。ピーク ICP/マップの比は、勃起機能評価を算出しました。</li>
	<li>少なくとも 5 つのラットからのデータをプールし、統計ソフトウェアで分析します。とき、違いは統計的に有意なあるp < 0.05、スチューデントの t 検定を使用します。</li>
</ol>

<ol>
	<li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NIH+Consensus+Conference.+Impotence.+NIH+Consensus+Development+Panel+on+Impotence.">NIH Consensus Conference. Impotence. NIH Consensus Development Panel on Impotence.</a> JAMA. 270 (1), 83-90 (1993).</li><li>Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Investigative+models+in+erectile+dysfunction:+a+state-of-the-art+review+of+current+animal+models.">Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models.</a> J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).</li><li>Lue, T. F., Takamura, T., Schmidt, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamics+of+erection+in+the+monkey.">Hemodynamics of erection in the monkey.</a> J Urol. 130 (6), 1237-1241 (1983).</li><li>Carati, C. J., Creed, K. E., Keogh, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Autonomic+control+of+penile+erection+in+the+dog.">Autonomic control of penile erection in the dog.</a> J Physiol. 384, 525-538 (1987).</li><li>Steers, W. D., Mallory, B., de Groat, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+study+of+neural+activity+in+penile+nerve+of+the+rat.">Electrophysiological study of neural activity in penile nerve of the rat.</a> Am J Physiol. 254 (6 Pt 2), R989-R1000 (1988).</li><li>Kapoor, M. 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O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Erectogenic+effect+of+the+selective+phosphodiesterase+type+5+inhibitor,+DA-8159.">Erectogenic effect of the selective phosphodiesterase type 5 inhibitor, DA-8159.</a> Arch Pharm Res. 23 (5), 471-476 (2000).</li><li>Ouyang, B., Sun, X., Han, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+urine-derived+stem+cells+alone+or+genetically-modified+with+FGF2+Improve+type+2+diabetic+erectile+dysfunction+in+a+rat+model.">Human urine-derived stem cells alone or genetically-modified with FGF2 Improve type 2 diabetic erectile dysfunction in a rat model.</a> PLoS One. 9 (3), e92825 (2014).</li><li>Pan, F., Xu, J., Zhang, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+and+characterization+of+the+MicroRNA+profile+in+aging+rats+with+erectile+dysfunction.">Identification and characterization of the MicroRNA profile in aging rats with erectile dysfunction.</a> J Sex Med. 11 (7), 1646-1656 (2014).</li><li>Cho, M. C., Park, K., Kim, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Restoration+of+erectile+function+by+suppression+of+corporal+apoptosis,+fibrosis+and+corporal+veno-occlusive+dysfunction+with+rho-kinase+inhibitors+in+a+rat+model+of+cavernous+nerve+injury.">Restoration of erectile function by suppression of corporal apoptosis, fibrosis and corporal veno-occlusive dysfunction with rho-kinase inhibitors in a rat model of cavernous nerve injury.</a> J Urol. 193 (5), 1716-1723 (2015).</li><li>Hannan, J. L., Matsui, H., Sopko, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Caspase-3+dependent+nitrergic+neuronal+apoptosis+following+cavernous+nerve+injury+is+mediated+via+RhoA+and+ROCK+activation+in+major+pelvic+ganglion.">Caspase-3 dependent nitrergic neuronal apoptosis following cavernous nerve injury is mediated via RhoA and ROCK activation in major pelvic ganglion.</a> Sci Rep. 6, 29416 (2016).</li><li>Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+characterization+of+a+bio-assay+of+erectile+function+in+a+rat+model.">The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model.</a> J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).</li><li>Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+as+an+animal+model+for+male+erectile+function+evaluation+in+sexual+medicine+research.">Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research.</a> J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).</li><li>Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+rat+as+a+model+for+the+study+of+penile+erection.">The rat as a model for the study of penile erection.</a> J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).</li><li>Albersen, M., Orabi, H., Lue, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+and+treatment+of+erectile+dysfunction+in+the+aging+male:+A+mini-review.">Evaluation and treatment of erectile dysfunction in the aging male: A mini-review.</a> Gerontology. 58 (1), 3-14 (2012).</li><li>Hedlund, P., Matsumoto, K., Andersson, K. -. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+of+Erectile+Dysfunction.">Animal Models of Erectile Dysfunction.</a> Curr Prot Pharmacol. 29, 5.41.1-5.41.22 (2005).</li><li>Giuliano, F., Bernabe, J., Rampin, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Telemetric+monitoring+of+intracavernous+pressure+in+freely+moving+rats+during+copulation.">Telemetric monitoring of intracavernous pressure in freely moving rats during copulation.</a> J Urol. 152 (4), 1271-1274 (1994).</li><li>Bernabe, J., Rampin, O., Giuliano, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracavernous+pressure+changes+during+reflexive+penile+erections+in+the+rat.">Intracavernous pressure changes during reflexive penile erections in the rat.</a> Physiol Behav. 57 (5), 837-841 (1995).</li><li>Bernabe, J., Rampin, O., Sachs, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracavernous+pressure+during+erection+in+rats:+an+integrative+approach+based+on+telemetric+recording.">Intracavernous pressure during erection in rats: an integrative approach based on telemetric recording.</a> Am J Physiol. 276 (2 Pt 2), R441-R449 (1999).</li><li>Adachi, H., Kodama, K., Ishihara, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+erectile+response+by+continuous+measurement+of+penile+diameter+in+rats.">Evaluation of erectile response by continuous measurement of penile diameter in rats.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 41 (4), 147-152 (1999).</li></ol>

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ICP は、勃起機能の直接測定、信頼性の高い方法14。ICP、勃起と detumescence 時、応答等の期間のピーク ICP、基底 icp データの取得が高原をことができます。他のいくつかのインデックス パラメーターがあります測定パラメーターを直接これらのほか: ICP; ピーク時の 80% に達するとは (1)「T80」、時間(2)「D20」、時間ピーク ICP; の 20% に減少するには(3) の「ΔT80」、の T80; (毎秒) 圧増加率(4)"ΔD20"、減少率 D20 で (秒単位) の圧力で。これらのパラメーターは、病の影響を反映することができます、薬14,17の有効性の検討の各段階と ICP 応答の品質の定量化のため可能です。この ICP 記録方式は ED 動物モデルで広くされます。このプロトコルでは、若者や高齢者の ED ラットにおける ICP 応答を比較しました。海綿静脈洞部カテーテル経由で薬の投与が必要な場合は、反対側の cru コーパス海綿体17に別の海綿静脈洞部のカテーテルの配置によって行うことができます。注入量は、0.1 mL 未満をする必要があります。体系的な薬物投与は、腹腔内や皮下注射を介して実行できます。静脈内投与が必要な場合は、右の内頚静脈が考えられます。
誘導手術は少し技術的に難しくより低い腹部および骨盤臓器の解剖学の詳細な理解が必要ですが、時間と労力とではプロトコルをマスターすることができます 1 つ。カテーテルと電極は実験者によって作られて手動で、圧力トランスデューサー チェックし、実験を開始する前にすべての時間を調整する必要があります。電極は薄くする必要があります、2 つの電極間の距離は効率的に神経を刺激するために十分に小さいはずです。電極を配置しながら神経のストレッチやその他の損傷を避けるために重要です。正確にスライドまたは脱落なし左の crura に針を挿入するが重要です。3 つの一般的な症状は、テーブル 2、いくつかの症状が発生したときを考慮する可能性がありますに表示されます。
この ICP 記録メソッドはマウスに譲渡です。とはいえ、マウスの体はラット、マウスで誘導記録を難しくより小さいです。マウスで誘導録音を行った、小さいサイズの注射器の針が使用できます。
ICP 記録も制限があります、他の方法を考慮することがあります。通常、誘導記録手術を麻酔下の動物に、ICP の縦断的監視に適してない短期の ICP 測定後、動物が犠牲に。直接誘導記録法の大幅な改善は、よく Hedlundらによって書かれたプロトコルで記述されている意識、自由行動ラットに ICP の録音を行っています。17このメソッドは、時間の長い期間の intracavernosal 圧力を記録する機会を提供します。最近では、意識、自由に移動する動物18,19,20で適用されるテレメトリ アプローチを含むように進歩なされました。遠隔のアプローチは伝統的な誘導記録に比べて多くの利点が、変換し、変換された圧力信号受信する高価な機器が必要です。カテーテル法を克服するには、足立らラット21のペニスの直径の連続測定することにより勃起反応を検査する方法について説明します。このメソッドは、圧電結晶のペアはコーパス海綿体陰茎の軸に配置します。勃起の反応を評価する 2 つのパラメーターが定義されます: (1)「d-max」: 最大測定中陰茎直径を開発しました。(2)「T50%」: 麻酔下ラットの最大応答値の 50% 回復する最大の応答時間。このプロトコルで陰茎の直径の変化も忠実に勃起の反応の質を反映します。さらに、組織は全体の測定中にけがはなかった。ただし、遠隔のアプローチと同様この sonomicrometry メソッドにより、変換し、陰茎の直径の変更を受信する、比較的高価な機器も必要です。
要約すると、誘導記録は正確な比較的便利で、安価な方法です。この導入は、ICP 法の使用と病理学のさらに事前知識と勃起不全の生理学を拡張を助けることができると考えています。

ED は達成または陰茎の勃起を維持することができないこととして定義され、一般的な男性の性的障害1となっています。実験動物は使用され、勃起機能2を調査する再現性のあるモデルを提供します。長い間、勃起機能3,4,5を調査するためいくつかのより大きい動物モデルを採用されています。齧歯動物が他の動物と比較して比較的小さいが、彼らはまた、いくつかの利点6を展示のための男性の勃起不全の研究のため使用します。まず、人間の形態と機能の性的特徴は齧歯動物で締めくくっています。第二に、エドの研究で使用されるより大きい動物と比較して、齧歯動物は、家を購入し、維持するより経済的です。第三に、遺伝子組み換えの齧歯動物モデルは、再現性とその後の行動と神経生理学的研究にメリットをもたらします。したがって、齧歯動物すぐに男性の勃起不全の研究で使用される主な動物となっています。
純粋な遺伝的背景と一貫した培養条件の恩恵、齧歯動物モデルは、一貫して再現性のあるデータ5,6,7、8を提供しています。(APO) アポモルヒネ勃起機能の多くの面に関連する多くの利用可能な研究の間で-誘発勃起反応試験と電気刺激による ICP 応答試験は確実に勃起を反映する最も広く使用されるメソッド9,10、11,12を機能します。ヒートンらによって開発された、勃起機能の APO 誘発テスト13日は、アポモルヒネ ラットへの投与が勃起とあくびを引き出すという現象を利用したバイオアッセイです。容易、非侵襲的、および安定したバイオアッセイ勃起機能を評価するため、として APO 誘発勃起機能テストは広く多くの研究に使用されます。ただし、この試金は勃起または関連付けられて勃起反応14の血流の動的変化の質を十分に反映されません。ICP 測定、クインランらが開発された当初15します。 この方法ではカテーテルは全身の血圧を測定する頸動脈に置かれ、ICP を記録する cru 海綿体に別のカテーテルを挿入。前に、または記録、血管作動性エージェントおよび/または主要な骨盤神経節 (MPG) の電気刺激誘導中に CN もよくラット14に行われたか。この試金は、ED の治療と薬を評価するための信頼性の高いツールをされているし、将来6重要な評価方法として多分使用されます。
APO 誘発勃起機能を簡単に実行テストに比べると、巧妙な誘導録音詳細、実践、そして操作方法への付着に注意が必要。したがって、ここでは、ICP の記録を実行する方法の詳細な説明いたします。

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Animal&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rats</td><td></td><td></td><td>Strain: Sprague-Dawley Age: 2-3 month</td></tr><tr><td>Rats</td><td></td><td></td><td>Strain: Sprague-Dawley Age: 15-18 month</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Reagents&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Saline</td><td>Sigma-Aldrich, S7653</td><td></td><td>dissolve 8.5 gram sodium chloride in distilled water</td></tr><tr><td>Pentobarbital sodium solution</td><td>Sigma-Aldrich, P3761</td><td></td><td>dissolve 1 gram in 100 ml saline</td></tr><tr><td>Povidone-iodine</td><td>BTP Pharmaceutical Co. Limited</td><td></td><td>10% (V/V)</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>China National Pharmaceutical Group Corporation (SINOPHARM)</td><td></td><td>70% (V/V)</td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Sigma-Aldrich, H3149</td><td></td><td>dissolve 20000U heparin in 100 ml saline</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Materials&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hypodermic needle</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd.&amp;nbsp;</td><td>23G</td><td></td></tr><tr><td>Syringe</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd</td><td>10 ml</td><td></td></tr><tr><td>Three-way stopcock</td><td>Chengdu Instrument factory</td><td>TSK 01</td><td></td></tr><tr><td>Electrode</td><td>Chengdu Instrument factory</td><td>JST-1</td><td></td></tr><tr><td>Catheter tube</td><td>Chengdu Instrument factory</td><td>PE-10, PE-50</td><td></td></tr><tr><td>Operating scissors</td><td>Shanghai operation equipment factory</td><td>J22010, J22020</td><td></td></tr><tr><td>Ophthalmic operating scissors</td><td>Shanghai operation equipment factory</td><td>Y00010, Y00020</td><td></td></tr><tr><td>Ophthalmic forceps</td><td>Shanghai operation equipment factory</td><td>JD1010, JD1020</td><td></td></tr><tr><td>MicroScissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>WAA260</td><td></td></tr><tr><td>silk suture</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd.&amp;nbsp;</td><td>5-0</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stimulator</td><td>Nanjing medease science and technology co. ltd (model 4C501H)</td><td></td><td>15 Hz, 5 ms pulse, 5 V, 60 s duration and 5 minutes interval</td></tr><tr><td>Multichannel signal collection processing system</td><td>Nanjing medease science and technology co. ltd (model 4C501H)</td><td></td><td>Blood pressure model</td></tr><tr><td>Pressure transducer</td><td>Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Company Limited (model YP100)</td><td></td><td>40KPa</td></tr></tbody></table>

intracavernosal pressure recording to evaluate erectile function in rodents

勃起不全 (ED) は達成するか、陰茎の勃起を維持することができないこととして定義され、この流行している男性の性的障害となっています。齧歯動物は、勃起機能の生理学・病理学を研究する多くの研究により雇われています。齧歯動物で勃起機能は intracavernosal 圧力 (ICP) を測定することによって評価できます。実習では、次の (CNs) の海綿状の神経への電気刺激誘導を監視できます。(平均動脈圧) 頸動脈の動脈の圧は、誘導のための参照として使用されます。ICP プロトコルを記録を使用して、ICP 応答曲線から勃起機能の多くの重要なパラメーターを測定できます。ICP 測定アポモルヒネ誘発勃起テストより多くの情報を提供しています、このメソッドに勃起機能を評価する最も人気のある 1 つを作る、海綿体テレメトリ監視よりも安いです。巧妙な誘導録音 APO 誘発勃起機能を簡単に実行テストと比較して、しかし、詳細、実践、そして操作方法への付着に注意が必要です。この作品は、ラットにおける ICP 記録への入門は効率的に手順を補完するために提供しています。

数多くの研究は、高齢者でその勃起不全を示している男性共通の問題となっています。しかし、医療は加 ED16の管理に制限されます。加 ED の齧歯動物モデルは、多くの治療法は高齢ラットの勃起機能にテストされます。我々 が上記で紹介した、ICP 録音テスト勃起機能の潜在的な治療や薬の効果を定量化する貴重なもである実験動物の総人口から ED の動物を区別するために使用可能性があります。
図 3 aに示すように、ED グループ (高齢者編ラット、AE、18 ヶ月歳) の典型的な ICP 応答曲線だったコントロール グループのカーブ (若い正常ラット、YN、3 ヶ月前) よりはるかに低かった。通常、最高の ICP は統計分析のために選ばれました。5 ラットからプールされたデータ, ICP/マップ比では AE グループ ICP/マップの比率を算出した後も減少大幅に比べると制御グループ (図 3 b)。これらの 2 つのパラメーターをキー、誘導、誘導、高原のピークのほか detumescence 時間、応答の期間および曲線下面積すべて有意に減少した高齢者の ED ラット (表 1)。これらの ICP の録音データは、勃起機能を反映するように定量計測法を提供します。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56798/56798fig1.jpg"> 図 1: カテーテル、バイポーラ電極と刺激装置と誘導記録システムを記録する信号を手動でした。カテーテルと電極の両方は、刺激装置と装置を記録する信号に接続されます。カテーテルの端は、圧力を記録する左動脈または cru コーパス海綿体に挿入されます。電極は、海綿静脈洞神経 (CNs) の下に配置されます。(A) 電極の両端が少し曲がっています。(B) 刺激装置と装置を記録する信号。(C) 手動で組み立てられたカテーテル。<a href="https://cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56798/56798fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56798/56798fig2.jpg"> 図 2: 主要な骨盤神経節と海綿静脈洞神経の解剖学的位置。図のように、主要な骨盤神経節は前立腺の外側の境界線にあります。ラットにおける海綿状の神経は、主要な骨盤神経節からの神経です。<a href="https://cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56798/56798fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56798/56798fig3.jpg"> 図 3: 異なる高齢ラットの代表的な誘導記録します。海綿神経刺激時に ICP の変更 (A) 表現。コントロールのグループ (若い正常ラット、YN、3 カ月齢のラット);エド グループ (、高齢者の ED ラット、AE、18 ヶ月歳)。ICP 応答曲線の下のバーは、電気刺激のタイミングを表します。(B) 別の実験グループの勃起機能インデックス (海綿静脈洞部圧力/平均動脈圧) が表示されます。少なくとも 5 つのラットからのデータは、平均 ±standard 偏差; として表示されます。とき、違いは統計的に有意なある *p < 0.05、スチューデントの t 検定を使用します。<a href="https://cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56798/56798fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1"><colgroup>
<col>
<col>
<col>
</colgroup>
<tbody>
<tr height="21">
<td height="43" rowspan="2" style="height:43px;width:131px;"></td>
			<td style="width:143px;">若い普通 (YN)</td>
			<td style="width:231px;">高齢者勃起不全 (AE)</td>
		</tr>
<tr height="22">
<td height="22" style="height:22px;width:143px;">(Mean±SD)</td>
			<td style="width:231px;">(Mean±SD)</td>
		</tr>
<tr height="21">
<td height="21" style="height:21px;width:131px;">基底 ICP</td>
			<td style="width:143px;">22.3±3.7 (mmHg)</td>
			<td style="width:231px;">21.9±5.2 (mmHg)</td>
		</tr>
<tr height="21">
<td height="21" style="height:21px;width:131px;">ピーク ICP</td>
			<td style="width:143px;">172.8±7.6 (mmHg)</td>
			<td style="width:231px;">105.4±4.9 (mmHg) *</td>
		</tr>
<tr height="21">
<td height="21" style="height:21px;width:131px;">高原誘導</td>
			<td style="width:143px;">165.4±2.5 (mmHg)</td>
			<td style="width:231px;">86.5±4.1 (mmHg) * *</td>
		</tr>
<tr height="21">
<td height="21" style="height:21px;width:131px;">勃起に遅延</td>
			<td style="width:143px;">10.3±1.6 (s)</td>
			<td style="width:231px;">15.1±2.3 (s)</td>
		</tr>
<tr height="21">
<td height="21" style="height:21px;width:131px;">detumescence 時間</td>
			<td style="width:143px;">46.7±2.6 (s)</td>
			<td style="width:231px;">11.8±3.3 (s) *</td>
		</tr>
<tr height="21">
<td height="21" style="height:21px;width:131px;">反応の持続期間</td>
			<td style="width:143px;">107.2±3.7 (s)</td>
			<td style="width:231px;">71.7±4.2 (s) *</td>
		</tr>
<tr height="21">
<td height="21" style="height:21px;width:131px;">曲線下面積</td>
			<td style="width:143px;">17436.9±736.4</td>
			<td style="width:231px;">6426±428.3 * *</td>
		</tr>
<tr height="33">
<td height="33" style="height:34px;width:131px;">勃起の数</td>
			<td style="width:143px;">3±0.0</td>
			<td style="width:231px;">3±0.0</td>
		</tr>
</tbody></table>表 1: 若齢および老齢の勃起不全ラットにおける勃起機能のパラメーターです。高原の基底の海綿静脈洞部圧力 (ICP)、ピーク、ICP ICP、勃起、detumescence 時間、応答、誘導時間応答曲線の下の領域の期間の遅延、勃起が 30 分の観察の数が計算され、平均 ±standard で表される偏差 (n = 5)。とき、違いは統計的に有意なある *p < 0.05 または * *p < 0.01、スチューデントの t 検定を使用します。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1"><colgroup>
<col>
<col>
</colgroup>
<tbody>
<tr height="43">
<td height="43" style="height:43px;width:147px;">現象のトラブルシューティング</td>
			<td style="width:415px;">考えられる原因とご提案</td>
		</tr>
<tr height="45">
<td height="118" rowspan="2" style="height:119px;width:147px;">ICP またはマップの圧力がないです。</td>
			<td style="width:415px;">機器の問題: 装置の状態を確認</td>
		</tr>
<tr height="73">
<td height="73" style="height:73px;width:415px;">漏洩問題: チューブを確認、接続はそのままに、かどうかを確認し、チェック バルブ、適切な位置にあるかどうか</td>
		</tr>
<tr height="80">
<td height="197" rowspan="3" style="height:197px;width:147px;">低圧電気刺激後に増加</td>
			<td style="width:415px;">不十分またはない刺激: CN への刺激から電極の接続を確認、電極の位置を変更してみてください</td>
		</tr>
<tr height="49">
<td height="49" style="height:49px;width:415px;">CN への損傷: 対側の CN を刺激しようと</td>
		</tr>
<tr height="68">
<td height="68" style="height:68px;width:415px;">漏れ: 挿入部位からの漏れが減少、ICP 誘導カテーテルの挿入部位をチェックします。</td>
		</tr>
<tr height="101">
<td height="101" style="height:101px;width:147px;">出血</td>
			<td style="width:415px;">出血サイトをチェックします。動脈を穿孔すると、実験を終了します。ICP 挿入部位に繁殖がある場合は、再穿刺は非常にトリッキーなおそらく不可能</td>
		</tr>
</tbody></table>表 2: 誘導記録手順についてはトラブルシューティングします。誘導手術、考えられる原因、および提案の 3 つの一般的な症状。

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Intracavernosal Pressure Recording to Evaluate Erectile Function in Rodents

齧歯動物で勃起機能評価 Intracavernosal 圧記録

Intracavernosal 圧記録 (ICP) は、実験動物の勃起機能を評価する重要な方法です。ここでは、ICP の記録手順の crura ペニスを catheterizing とラットの海綿状の神経を電気刺激により詳細なプロトコルを示す.

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. ...

intracavernosal-pressure-recording-to-evaluate-erectile-function

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

14.1K ビュー.  Nanjing University. Intracavernosal 圧記録 (ICP) は、実験動物の勃起機能を評価する重要な方法です。ここでは、ICP の記録手順の crura ペニスを catheterizing とラットの海綿状の神経を電気刺激により詳細なプロトコルを示す.

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Epidural Intracranial Pressure Measurement in Rats Using a Fiber-optic Pressure Transducer

Elevated intracranial pressure (ICP) is a significant problem in several forms of ischemic brain injury including stroke, traumatic brain injury and cardiac arrest. This elevation may result in further neurological injury, in the form of transtentorial herniation1,2,3,4, midbrain compression, neurological deficit or increased cerebral infarct2,4. Current therapies are often inadequate to control elevated ICP in the clinical setting5,6,7 . Thus there is a need for accurate methods of ICP measurement in animal models to further our understanding of the basic mechanisms and to develop new treatments for elevated ICP.
In both the clinical and experimental setting ICP cannot be estimated without direct measurement. Several methods of ICP catheter insertion currently exist. Of these the intraventricular catheter has become the clinical 'gold standard' of ICP measurement in humans8. This method involves the partial removal of skull and the instrumentation of the catheter through brain tissue. Consequently, intraventricular catheters have an infection rate of 6-11%9. For this reason, subdural and epidural cannulations have become the preferred methods in animal models of ischemic injury. 
Various ICP measurement techniques have been adapted for animal models, and of these, fluid-filled telemetry catheters10 and solid state catheters are the most frequently used11,12,13,14,15. The fluid-filled systems are prone to developing air bubbles in the line, resulting in false ICP readings. Solid state probes avoid this problem (Figure 1). An additional problem is fitting catheters under the skull or into the ventricles without causing any brain injury that might alter the experimental outcomes. Therefore, we have developed a method that places an ICP catheter contiguous with the epidural space, but avoids the need to insert it between skull and brain. 
An optic fibre pressure catheter (420LP, SAMBA Sensors, Sweden) was used to measure ICP at the epidural location because the location of the pressure sensor (at the very tip of the catheter) was found to produce a high fidelity ICP signal in this model. There are other manufacturers of similar optic fibre technologies13 that may be used with our methodology. Alternative solid state catheters, which have the pressure sensor located at the side of the catheter tip, would not be appropriate for this model as the signal would be dampened by the presence of the monitoring screw. 
Here, we present a relatively simple and accurate method to measure ICP. This method can be used across a wide range of ICP related animal models.

A novel technique to record the pressures within the skull is described. The minimally invasive method uses a fibre-optic pressure sensing system to accurately measure intracranial pressure (ICP) in anaesthetized rats without causing significant brain trauma. The technique may be used in a wide range of experimental models.

光ファイバ圧力トランスデューサを使用したラットの硬膜外頭蓋内圧測定

Elevated intracranial pressure (ICP) is a significant problem in several forms of ischemic brain injury including stroke, traumatic brain injury and ...

医学

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. Despite the discovery of key regulators of uterine contractility, this process is still not fully understood. Transgenic mice provide an ideal model in which to study parturition. Previously, the only method to study uterine contractility in the mouse was ex vivo isometric tension recordings, which are suboptimal for several reasons. The uterus must be removed from its physiological environment, a limited time course of investigation is possible, and the mice must be sacrificed. The recent development of radiometric telemetry has allowed for longitudinal, real-time measurements of in vivo intrauterine pressure in mice. Here, the implantation of an intrauterine telemeter to measure pressure changes in the mouse uterus from mid-pregnancy until delivery is described. By comparing differences in pressures between wild type and transgenic mice, the physiological impact of a gene of interest can be elucidated. This technique should expedite the development of therapeutics used to treat myometrial disorders during pregnancy, including preterm labor.

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

This manuscript provides a protocol for implanting telemeters in the mouse for the purpose of measuring intrauterine pressures during pregnancy.

マウス収縮圧力を測定するために子宮内テレメトリ<em&gt;インビボ</em

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. ...

Novel Approach for Simultaneous Recording of Renal Sympathetic Nerve Activity and Blood Pressure with Intravenous Infusion in Conscious, Unrestrained Mice.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity (RSNA) is of great interest in many areas of research such as chronic kidney disease, hypertension, heart failure, diabetes and obesity. Unequivocal assessment of the role of the sympathetic nervous system is thus imperative for proper interpretation of experimental results and understanding of disease processes. RSNA has been traditionally measured in anesthetized rodents, including mice. However, mice usually exhibit very low systemic blood pressure and hemodynamic instability for several hours during anesthesia and surgery. Meaningful interpretation of RSNA is confounded by this non-physiological state, given the intimate relationship between sympathetic nervous tone and cardiovascular status. To address this limitation of traditional approaches, we developed a new method for measuring RSNA in conscious, freely-moving mice. Mice were chronically instrumented with radio-telemeters for continuous monitoring of blood pressure as well as a jugular venous infusion catheter and custom-designed bipolar electrode for direct recording of RSNA. Following a 48-72 hour recovery period, survival rate was 100% and all mice behaved normally. At this time-point, RSNA was successfully recorded in 80% of mice, with viable signals acquired up to 4 and 5 days post-surgery in 70% and 50% of mice, respectively. Physiological blood pressures were recorded in all mice (116&plusmn;2 mmHg; n=10). Recorded RSNA increased with eating and grooming, as well-established in the literature. Furthermore, RSNA was validated by ganglionic blockade and modulation of blood pressure with pharmacological agents. Herein, an effective and manageable method for clear recording of RSNA in conscious, freely-moving mice is described.

Anesthetized mice exhibit non-physiological systemic blood pressure, which precludes meaningful assessment of autonomic tone given the intimate relationship between blood pressure and the autonomic nervous system. Thus, a novel method to simultaneously record renal sympathetic nerve activity and blood pressure with intravenous infusion in conscious mice is outlined.

腎交感神経活動と意識、持続静脈内投与による血圧の同時記録への新しいアプローチ気ままなマウス。

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity ...

Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for erectile dysfunction. However, the methods used vary between laboratories, and pitfalls still exist. The goal of this study was to describe a surgical technique that would provide a reliable and reproducible model. By exposing the ischiocavernosus muscle at its point of insertion on the ischial tuberosity, the penile crus could be cannulated with minimal dissection and injury to the structures involved in erectile function. Repeated stimulation of the CN, without the need for lifting and drying, was achieved by using a 125 &#181;m bipolar silver electrode and biocompatible silicon glue to isolate the electrode-nerve complex. This method prevents neuropraxia by reducing stretching and drying the nerve and provides complete isolation of the nerve, negating electrical leakage and preventing stimulation of alternative pathways.

This study describes a simplified surgical procedure and technique for performing cavernous nerve stimulation with the isolation of the nerve-electrode complex using silicone glue and intracavernous pressure measurement.

海綿神経刺激とラットの海綿静脈洞部の圧力の記録

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for ...

Simultaneous Electrocardiography Recording and Invasive Blood Pressure Measurement in Rats

For studies related to cardiovascular physiology or pathophysiology, blood pressure (BP) and electrocardiography are basic observational parameters. Research focusing on cardiovascular disease models, potential cardiovascular therapeutic targets or pharmaceutical agents requires assessment of systemic arterial pressure and heart rhythm changes. In situations where radio telemetry systems are not available or affordable, the technique of femoral artery cannulation is an alternative way to obtain intra-arterial pressure waveform recordings and systemic BP measurements. This technique is economical and can be performed with standard equipment in animal facilities. However, invasive arterial pressure recording requires cannulation of small arteries, which can be a challenging surgical skill. Here, we present step-by-step protocols for femoral artery cannulation procedures. Key procedures include the calibration of the data acquisition system, tissue dissection and femoral artery cannulation, and setup of the arterial cannulation system for pressure recording. Surface electrocardiography recording procedures are also included. We also present examples of BP recordings from normotensive and hypertensive rats. This protocol allows reliable direct recordings of systemic BP with simultaneous electrocardiography.

Here, we describe a setup for simultaneous recording of electrocardiography and intra-arterial blood pressure (BP) in experimental rats, which can be done with standard equipment in animal facilities and can be applied to physiological or pharmacological studies to investigate pathogenic or therapeutic mechanisms in cardiovascular medicine.

心電図の同時記録と侵襲的血圧ラットにおける測定

For studies related to cardiovascular physiology or pathophysiology, blood pressure (BP) and electrocardiography are basic observational parameters. ...

In Vivo Luminal Measurement of Distension-Evoked Urothelial ATP Release in Rodents

ATP, released from the urothelium in response to bladder distension, is thought to play a significant sensory role in the control of micturition. Therefore, accurate measurement of urothelial ATP release in a physiological setting is an important first step in studying the mechanisms that control purinergic signaling in the urinary bladder. Existing techniques to study mechanically evoked urothelial ATP release utilize cultured cells plated on flexible supports or bladder tissue pinned into Ussing chambers; however, each of these techniques does not fully emulate conditions in the intact bladder. Therefore, an experimental setup was developed to directly measure ATP concentrations in the lumen of the rodent urinary bladder.
In this setup, the bladders of anesthetized rodents are perfused through catheters in both the dome of the bladder and via the external urethral orifice. Pressure in the bladder is increased by capping the urethral catheter while perfusing sterile fluid into the bladder through the dome. Measurement of intravesical pressure is achieved using a pressure transducer attached to the bladder dome catheter, akin to the setup used for cystometry. Once the desired pressure is reached, the urethral catheter's cap is removed, and fluid collected for ATP quantification by luciferin-luciferase assay. Through this experimental setup, the mechanisms controlling both mechanical and chemical stimulation of urothelial ATP release can be interrogated by including various agonists or antagonists into the perfusate or by comparing results between wildtype and genetically modified animals.

In Vivo Luminal Measurement of Distension-Evoked Urothelial ATP Release in Rodents

This protocol describes the procedure for measuring ATP concentrations in the lumen of the bladder in an anesthetized rodent.

インビボ げっ歯類における膨満誘発性尿路上皮ATP放出の内腔測定

ATP, released from the urothelium in response to bladder distension, is thought to play a significant sensory role in the control of micturition. ...

Cystometric and External Urethral Sphincter Measurements in Awake Rats with Implanted Catheter and Electrodes Allowing for Repeated Measurements

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually performed as terminal analysis under urethane anesthesia. It is well known that anesthetic drugs can influence bladder function. Hence, the aim of this technique is to perform cystometric measurements of the urinary bladder and external urethral sphincter in lightly restrained awake rats. For this purpose, a bladder catheter is implanted into the bladder dome. Subsequently, two electrodes are implanted bilateral to the external urethral sphincter and a ground electrode is sutured to a non-responsive skeletal muscle. The bladder catheter and the three electrodes are finally tunneled subcutaneously to the neck region and affixed to a harness. With this technique, the lower urinary tract can be measured at multiple time points in the same animal to assess lower urinary tract function. The main application of this technique is the follow-up of simultaneous urinary bladder and external urethral sphincter function in awake healthy rats and after induction of a disease or injury. Moreover, subsequent lower urinary tract monitoring can be performed during evaluation of the disease/injury and to monitor treatment efficacy.

This protocol first describes the surgical procedure of the permanent implantation of a urinary bladder catheter combined with external urethral sphincter electrodes, and second, the measurement of the function of the urinary bladder and external urethral sphincter in implanted awake animals.

注入カテーテル電極の繰り返し測定を可能にすると目がさめているラットの膀胱内圧測定と外部尿道括約筋の測定

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually ...

生物学

Intracavernous Pressure Recording in a Cavernous Nerve Injury Rat Model

The bilateral cavernous nerve (CN) injury rat model has been extensively used to simulate clinical cavernous nerve injury associated with erectile dysfunction (ED) for evaluating the effect of clinical therapeutic methods. However, the methods of CN injury model construction are flawed and varied in the ED research field. It is CN crush injury that is the most commonly used method in recent years. This study aims to provide a detailed description of the procedure of bilateral CN injury rat model construction and measurement of intracavernous pressure (ICP) recording, providing a reliable and reproducible CN injury rat model. This work successfully developed the CN injury method of hemostat crush injury using a syringe needle as hard support and a hemostat with a rubber sleeve. Also, this method concludes that a voltage of 1.0 V, frequency of 20 Hz, and pulse-width of 5 ms are the optimized stimulation parameters for ICP recording in a bilateral CN injury rat model.

This protocol describes developing a stable bilateral cavernous nerve injury rat model of radical prostatectomy associated with erectile dysfunction and intracavernous pressure measurement.

The bilateral cavernous nerve (CN) injury rat model has been extensively used to simulate clinical cavernous nerve injury associated with erectile ...

Performing Cavernous Nerve Stimulation in Rats to Measure Intracavernous Pressure

Source: Hox, M., et al. <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/56807">Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat.</a> J. Vis. Exp. (2018).
This video demonstrates the isolation and stimulation of the cavernous nerve in an anesthetized rat to study blood pressure changes in the cavernous body.

海綿体内圧を測定するためのラットの海綿状神経刺激の実施

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

神経科学

Neurophysiology

Stimulation and Modulation Techniques

Recording Changes in Renal Sympathetic Nerve Activity in Response to Arterial Pressure in Rats

Before arterial cannulation, inspect the pressure-sensing catheter under high magnification to confirm that the catheter is free of bubbles and debris and has an intact meniscus between the fluid and gel-filled components. Prior to each implantation, refill the gel at the distal tip of the catheter, and use a magnet to turn on the transmitter. Place a loose overhand half knot in the proximal suture to briefly occlude the femoral artery, and holding the catheter introducer in the non-dominant hand, use vessel cannulation forceps to grasp the tip of the cannula of the telemetry unit to avoid displacing the gel from the tip.
Use a bent 22-gauge needle tip to puncture a hole in the artery and insert the cannula into the artery as far as possible. Then, secure the pressure catheter with the proximal and distal suture ties, and tuck the body of the telemetry implant inside the flank adjacent to the incision. Gently move the rat into the prone position in a stereotaxic surgery frame with the head between the ear bars.
To isolate the renal sympathetic nerves, connect a wire Renal Sympathetic Nerve Activity or RSNA electrode to a 10X preamplifier in a microelectrode amplifier, and make a scalpel incision extending from 4 to 5 centimeters below the ribs in the caudal direction, slightly lateral to the spine.
Blunt-dissect to visualize the paraspinal muscles and make a very superficial 1 to 2-centimeter rostrocaudal incision where the fat meets the muscle. Using cotton-tipped applicators, spread the fat away from the muscle to visualize the kidney without entering the peritoneal space, and use retractors to gently separate the kidney from the paraspinal muscles to visualize the renal artery and abdominal aorta, and use high magnification to identify the renal nerves in the incision pocket.
The nerve bundles are most easily visible in the right angle formed by the aorta and the renal artery, closely following the renal artery from the aorta to the kidneys. Then, use micro-dissecting tweezers to gently dissect a segment of the nerve bundle to be placed on the recording electrode from the surrounding tissue. Secure the wire RSNA electrode in a holder and lower the electrode to the level of the nerve segment.
Use a nerve hook to gently lift the segment of the renal nerve onto the electrode without stretching the nerve and fill the incision with mineral oil to keep the exposed renal sympathetic nerve hydrated. Attach a grounding clip to the animal, in the other end to the Faraday cage, and use high and low pass filtering to direct the signal to the amplifiers. Then, adjust the gain up to 10 kilohertz, including an audio monitor, to assess the bursting pattern of the RSNA.
To assess the quality of the RSNA recording, evoke the baroreflex with a 100-microliter bolus intravenous injection of 10 micrograms per milliliter of phenylephrine to increase the blood pressure and to inhibit the renal sympathetic nerve activity, adjusting the position of the electrodes to improve the signal as necessary. Once a clear signal has been obtained, aspirate the mineral oil, and secure the electrode in place with silica gel.

齧歯動物で勃起機能評価 Intracavernosal 圧記録

要約

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光ファイバ圧力トランスデューサを使用したラットの硬膜外頭蓋内圧測定

マウス収縮圧力を測定するために子宮内テレメトリ

腎交感神経活動と意識、持続静脈内投与による血圧の同時記録への新しいアプローチ気ままなマウス。

海綿神経刺激とラットの海綿静脈洞部の圧力の記録

心電図の同時記録と侵襲的血圧ラットにおける測定

インビボげっ歯類における膨満誘発性尿路上皮ATP放出の内腔測定

注入カテーテル電極の繰り返し測定を可能にすると目がさめているラットの膀胱内圧測定と外部尿道括約筋の測定

Intracavernous Pressure Recording in a Cavernous Nerve Injury Rat Model

海綿体内圧を測定するためのラットの海綿状神経刺激の実施

ラットにおける動脈圧応答性腎交感神経活動の変化の記録

齧歯動物で勃起機能評価 Intracavernosal 圧記録

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海綿神経刺激とラットの海綿静脈洞部の圧力の記録

心電図の同時記録と侵襲的血圧ラットにおける測定

インビボ げっ歯類における膨満誘発性尿路上皮ATP放出の内腔測定

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Intracavernous Pressure Recording in a Cavernous Nerve Injury Rat Model

海綿体内圧を測定するためのラットの海綿状神経刺激の実施

ラットにおける動脈圧応答性腎交感神経活動の変化の記録

インビボげっ歯類における膨満誘発性尿路上皮ATP放出の内腔測定