Name: vein interposition model: a suitable model to study bypass graft patency
Uploaded: 2017-01-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 22 s
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著者は、彼女の技術支援のためのクリスティPahrmannに感謝します。この研究は、ドイツ財団fuer Herzforschung（F / 28/14）で賄われていました。 DWは、心臓や肺移植のための国際社会からの旅行賞によってサポートされていました。 TDはエルス・クローネ - フレゼニウス・財団（2012_EKES.04）からエルスクローネ優秀給付金を受け取りました。 SSはドイツ学術協会（; DE2133 / 2-1、TDおよびSCHR992 / 3 1、SCHR992 / 4-1、SS DFG）からの研究助成金を受けました。

動物は、実験動物資源研究所が作成し、国立衛生研究所が発行し、実験動物の原則のためのガイドに準拠した人道的なケアを受けました。全ての動物プロトコルは責任を負う地方自治体（「AMTのエリーゼお大事にウントVerbraucherschutz、Hansestadt（保健・消費者保護のためのオフィス）ハンブルグ」）によって承認されました。 1.動物ケア<ol><li>実験動物研究所から300〜350グラムの重さのLewisラット（LEW / CRL）ラットおよびROSA /ルシフェラーゼ - LEWトランスジェニックラットを入手します。 </li><li>換気キャビネットに従来の条件の下でラットを維持し、それらを標準ラット飼料およびオートクレーブ処理水を自由に食べます。 </li><li>ドナーとレシピエントとして同系LEW / CrlをラットなどROSA /ルシフェラーゼ - LEWトランスジェニックラットを用いて、移植片移植を行います。 </li></ol>ドナーラットの作製<ol><li>入会を使用してくださいイソフルラン（2.5から3パーセント）でラットをanaesthetizeするイオンチャンバー。 </li><li>その背中にラットを置き、口と鼻を覆うフェイスマスクで麻酔を維持します。後肢の足をつまんや反射の不在を確認することにより、麻酔の十分な深さを確認してください。麻酔下ながら乾燥を防ぐために、目にいくつかの獣医軟膏を適用します。 </li><li>後ろ足を広げ、テープを使用して自分の位置を固定します。 </li><li>ヘアトリマーと鼠径部の毛を剃ると、80％エタノールに続いてポビドンヨードを使用して領域全体を消毒。二回消毒手順を繰り返します。 注：手術領域、ガーゼ、および手術器具を滅菌する必要があります。作業中は無菌領域を維持し、単回使用、無菌手術用手袋、マスク、帽子を着用してください。 </li><li>顕微鏡下で、リネアの鼠径沿って垂直切開を行います。優しく皮下組織を分離するために2つの鉗子を使用し、そのORIから浅腹壁静脈を公開大腿静脈にジン。慎重に周囲の組織から浅腹壁静脈を分離します。 </li><li> 2つのマイクロクランプを使用して、浅腹壁静脈の血流を停止します。 </li><li>慎重にピンセットで分離された静脈を持ち上げ、microscissorsで血管を切断することにより、静脈の約0.5〜1センチセグメントを収穫。血液の損失を防止するために、容器の切り株上のマイクロクランプを残します。滅菌ガーゼ上の静脈の除去された作品を配置します。注意深く採取静脈の一端の内側に30 G針を配置し、ヘパリンと容器（50単位/ ml）をフラッシュします。 注：注意して静脈を処理し、持ち上げる時の損傷を避けるため、切削、フラッシング。ヘパリンの適切な量の移植片をフラッシュすることを確認します。 </li><li>血管のけいれんを防ぐために、レシピエントラットに移植するまで氷上で1％のリドカインに血管部分を保管してください。 </li><li> 5％イソフルランに麻酔を増加させることにより、ドナーラットを安楽死させます。 2-3分後、オペアンプ白線に沿って腹部途中、横隔膜を切断し、循環を停止するように心を取り除きます。 </li></ol>受信者のラットの調製<ol><li>ドナーラットと同様に、受信者のラットを麻酔し、固定します。 </li><li>ヘアトリマーと脚の内側を剃るし、ポビドンヨードおよび80％エタノールで3回消毒。 </li><li>麻酔深度を監視し、それが後足をつまんときに反射がないことを確認することによって十分であることを確認してください。 </li><li>鼠径倍に膝から正中大腿切開を行います。顕微鏡下で、その周囲から大腿動脈を分離するために2鉗子を使用しています。 </li><li>血液の流れを止めるために、マイクロクランプを使用してください。遠位クランプ続いて第1の近位のクランプを配置します。 </li><li> microscissorsとクランプ大腿動脈の短いセグメントを切り取って、それを捨てます。あるギャップを作成し、microscissorsと残りの動脈断端を短くしてください静脈グラフトよりも大きい1〜2ミリメートル。 30 Gの針を用いてヘパリンを動脈切り株をフラッシュします。 注：外膜がわずかに血管断端を越えて突出している場合は、容器の端の上にわずかにそれを引っ張って曲を削除するために鉗子を使用しています。 </li><li>動脈断端との間にステップ2.8から採取した静脈を置き、隙間に適切に収まるように長さを調整します。静脈の方向に注意してください。 </li><li>第10-0プロレン縫合糸を使用して、近位吻合を実行します。 （ 図1D）に示すために、単一のステッチを実施します。腹側に3以上の縫合糸を追加する前に、各横側に縫合糸で起動します。その後、吻合を完了するために、容器の背側にある3つのステッチを配置します。 </li><li>ステップ3.8で説明した近位吻合についてと同じ技法を使用して移植片と遠位血管を接続します。ここでも、各横側に縫合糸で起動し、腹sidの上の3つの縫合糸を配置eと背側。 </li><li>フィブリン糊成分1及び2と負荷2 1 mLのシリンジは慎重にピンセットで移植片を持ち上げ、コンポーネント2に続いて、移植片の下にフィブリン糊成分1の約100μLをドロップします。 注：1の比率：コンポーネント1と2が1に適用されていることを確認します。 </li><li>バックの位置に移植片を配置し、移植片の上に部品1および2の追加の100μLをドロップします。接着剤は、移植片と吻合不全および静脈グラフトの過膨張を防ぐために吻合の両方をカバーすることを確認してください。 </li><li>慎重に近位に続いた遠位クランプを開きます。 </li><li>移植静脈グラフトの遠位の動脈に可視パルスをチェックして手術の成功を確認してください。 </li><li>皮膚閉鎖を妨げる過剰な接着剤を、削除します。硬化した接着剤を持ち上げ、microscissorsと過剰分を除去するために鉗子を使用してください。 5-0プロレン縫合糸で皮膚層を閉じます。 </li><li> 4〜5メートルを注入グラム/キログラムカルプロフェン皮下ラットが目を覚ますを許可する前に。それは胸骨横臥位を維持するのに十分な意識を取り戻したまで無人の動物を放置しないでください。それは完全に回復するまで、単一のケージに動物を保管してください。 </li><li>次の3日間、鎮痛薬としての飲料水（100ミリリットルあたり50mgのメタミゾール）にメタミゾールを追加し、毎日動物を監視します。 </li></ol> 4.二重超音波検査注：使用したラット14で非侵襲的に血液の流れを可視化するduxplex超音波検査。 <ol><li>導入室（イソフルラン2％）にラットをAnaesthetize。その背中にラットを置き、鼻をカバーするフェイスマスクで麻酔を維持します。 </li><li>太ももの領域の周りの毛を除去するために、バリカン及び脱毛クリームを使用してください。 </li><li>太ももに超音波ゲルを適用します。気泡がないことを確認します。 MS 400変換器を使用して、二重超音波検査画像を取得（中心周波数：30 M230〜400フレーム/秒のフレームレートでヘルツ）。 </li></ol> 5.組織病理学注：形態学的分析15のためのマッソンの三重染色で容器を収穫し、染色します。 <ol><li>一晩、4％パラホルムアルデヒドで収穫された容器を修正し、エタノールの濃度を増加させ、それを脱水。パラフィン中にサンプルを埋め込み、ミクロトームを用いて5μmの厚さにスライスにカット。 注：パラホルムアルデヒドは毒性があり、特別な注意を払って取り扱ってください。 </li><li>トリクローム染色液でそれらを染色する前に、スライドを脱パラフィン。 、染色したスライドを脱水キシレンでそれらをクリアし、メディアをマウントするには、それらをマウントします。スライドを乾燥させた後、顕微鏡でサンプルを表示します。 </li></ol> 6.生物発光イメージング（BLI） 注：術後の移植片は、生物発光信号1を測定することにより、生体内で時間をかけて追跡しました6。 <ol><li> PBS 22 ml中にD-ルシフェリンカリウム塩1gを溶解し、腹腔内ラット（375 mg / kg体重）にそれを注入します。ルシフェリンは、動物において循環するために15分を待ちます。 </li><li>リアルタイム生物発光定量システムにラットを置き、生物発光信号にアクセスします。 </li></ol>

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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Knockout+rats+via+embryo+microinjection+of+zinc-finger+nucleases.">Knockout rats via embryo microinjection of zinc-finger nucleases.</a> Science. 325, 433 (2009).</li><li>Moreno, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Creation+and+characterization+of+a+renin+knockout+rat.">Creation and characterization of a renin knockout rat.</a> Hypertension. 57, 614-619 (2011).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

このビデオでは、静脈グラフトの損失を調査するための基礎となる病理学的プロセスの探求、新しい薬や治療法の選択肢のテストを可能にするために、ラットの静脈介在モデルを示しています。 麻酔は外科的処置の重要な側面です。これは、特に長時間の操作中に、安全で簡単な方法であるような連続吸入麻酔システムは、推奨されます。この操作は1時間以上を要する場合には、トレーニング段階中に非常に重要であることができます。 外科手術に関しては、収穫し、移植17の間に静脈グラフトを損傷しないように重要です。血管の外膜を把持すると、静脈グラフトの損傷を防止し、その後の血栓形成および移植の失敗を回避することができます。移植片の開存性は、静脈グラフトまたはDISTAの血流の脈動の観察により直ちに静脈グラフト構成後に決定することができますリットル動脈だけでなく、二重超音波検査を経て。 手順のもう一つの重要な側面は、静脈グラフトの過膨張を防止するためです。動脈圧システムに静脈グラフトの突然の暴露が増加し、壁張力、過膨張後に、フローパターンの変化をもたらします。これらは、血栓症、吻合不全、および早期グラフト不全の源です。フィブリン糊付き静脈グラフトをサポートすることが制御されていない風船を防止し、機械的破壊から内膜とメディアを保護することができます。吸収性コラーゲンカバーは、フィブリン糊の代替であり、静脈周囲18を覆うように使用することができます。 このプロトコル内で最も重要なステップは、間違いなく静脈グラフトと動脈間吻合です。これは、移植片の初期故障につながる可能性がある、吻合部の狭小化につながるようにケアは、容器の二つの壁を貫通しないように注意する必要があります。また、特別attentionが縫合糸の局在に支払わなければなりません。動脈と静脈における縫合位置の一致は、グラフト開存を保証し、不足を防ぐことができます。これを容易にするために、縫合糸は、 図1（d）に示す順序で実行することができます。 初心者が最初に顕微機器や解剖学的構造の小さなサイズに慣れなければならないため、技術的な難易度は、技術の限界とみなすことができます。しかし、使用される他のモデルは、同じ困難を呈し、そして私たちは、このビデオは、短い時間内にこのテクニックをマスターする初心者外科医を助けると信じています。 静脈移植不全のための多数の小動物モデルが文献に記載されています。しかし、ほとんどのモデルは、解析のみ13のための組織の非常に少量を提供しています。この方法の利点を得ることができる組織の比較的大きい量です。一グラフトは複数の部分に分割することができNDそれによって必要な実験動物の数を減少させる、別のアッセイに使用しました。 ジンクフィンガーヌクレアーゼ技術における最近の進歩は、ノックアウトラット19の生成を可能にしました。適切なノックアウトラットを選択することにより、移植片の開存性の喪失は、異なる疾病状態で研究することができます。例えば、レニンノックアウトラットは高血圧20を研究するために利用することができます。これらの遺伝的背景が異なる設定での静脈グラフト不全のメカニズムのかmyointima過形成の発達における特定の遺伝子の影響に関する情報を収集するために、この動物モデルと組み合わせることができます。 結論として、このビデオで説明したモデルは、再現可能な、安価、かつ実施が容易であり、迅速かつ確実に確立することができます。静脈グラフト不全の主な原因であるMyointima過形成は、進行性の管腔閉塞の結果、4週間にわたって急速に発展します。正常にテスト治療このモデルのオプションは、さらに大型動物モデルにおいて確認することができます。

虚血性心疾患およびこれらの合併症は、世界中の主要な死因の一つです。現在の治療戦略が狭く、血管を拡張するか、またはバイパスを作成することによってのいずれかで、再確立の血流に焦点を当てます。静脈自家移植片を用いて、冠動脈バイパス術（CABG）は、最初1968年に記載されたし、長年にわたって洗練されています。離れて左冠動脈前下行枝の血行再建から、伏在静脈導管は、最も一般的に1を使用しています。しかし、グラフト開存は、伏在静脈グラフト（SVG）のアキレス腱のまま。一年間手術後、グラフト開存は、10年2,3後に61％に低下、85％です。 SVGの開存損失の病態生理学的メカニズムと原因を発表することが重要な作業です。 このビデオでは、静脈グラフトの損失を調査するため、ラットの静脈介在モデルを示しています。この方法の全体的な目標は、基礎となる病理生物学を探求していますそして、-physiologicalプロセス疾患の進行中に、薬剤や治療法の選択肢のテストに適したモデルを開発します。動脈系への浅腹壁静脈に移植することにより、このモデルは、厳密に、冠状動脈バイパス移植の臨床状況を模倣します。外科的外傷、虚血、および壁応力は、病理学的な血管の変化の重要なトリガーであると説明したモデルで模倣されています。 異なるモデルと種が静脈グラフト開存損失を調査するために利用可能です。このような豚4、ヒツジ5、犬6、およびサル7などの大型動物モデルは、人間の血管との解剖学的構造に似ているので、8をテストするために、このようなバイパスステント留置術または新しい外科技術のような複雑な治療戦略を可能にします。しかし、特別な住宅、設備、スタッフが必要とされています。また、高コストと手術中の追加の麻酔医の必要性は、そのより広範な適用を妨げます。 Smのラットを含めたすべての動物は、特別な住宅を必要としない、取り扱いが容易で、かつ管理コストを持っています。マウスモデル9,10に比べて、ラットのモデルは結果より良い操作性、したがってより少ない可変性という利点を有します。ラットは、生理学的および遺伝的にマウス11,12よりヒトに類似しています。さらに、ほとんどの野生型マウスは、IIエラーを入力しやすいマウスモデルを作る限定myointima 13を 、開発します。このような下大静脈などの主要なマウスの静脈の組織学は、わずか数細胞層で構成され、13難しい早期評価をレンダリングします。さらなる欠点は、移植片回収後のその後の分析のために利用可能な組織の少量です。 このビデオで説明したモデルは、再現可能な、安価、かつ実施が容易であり、迅速かつ確実に確立することができます。このようなウイルスベクターのような高価な実験的な治療薬を評価するために特に適しています経済的な様式で、遺伝子治療のために。

<table><tbody><tr><td>Rat LEW/Crl</td><td>Charles River</td><td>Stock number 004</td><td></td></tr><tr><td>Rat LEW-Tg(Gt(ROSA)26Sor- 1&lt;br/&gt; luc)11Jmsk</td><td>Institute of laboratory animals, Kyoto University, Japan</td><td>NBPR rat number 0299</td><td>http://www.anim.med.kyoto-u.ac.jp/NBR/</td></tr><tr><td>PFA 4%</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>#157135S</td><td>20%</td></tr><tr><td>hair clipper</td><td>WAHL</td><td>8786-451A ARCO SE</td><td></td></tr><tr><td>Forene</td><td>AbbVie</td><td>PZN 10182054 Art.Nr.: B506</td><td>Isoflurane</td></tr><tr><td>microsurgical clamp</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Micro-Serrefine - 4 mm</td></tr><tr><td>clamp applicator</td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td></td></tr><tr><td>hair removal creme</td><td>Rufin cosmetic</td><td>27618</td><td></td></tr><tr><td>Povidone-Iodine</td><td>Betadine Purdue Pharma</td><td>NDC:67618-152</td><td></td></tr><tr><td>10-0 Ethilon suture</td><td>Ethicon</td><td>2814G</td><td></td></tr><tr><td>5-0 prolene suture</td><td>Ethicon</td><td>EH7229H</td><td></td></tr><tr><td>Rimadyl</td><td>Pfizer</td><td>400684.00.00</td><td>Carprofen</td></tr><tr><td>Novaminsulfon</td><td>Ratiopharm</td><td>PZN 03530402</td><td>Metamizole</td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Rotexmedica</td><td>PZN: 3862340</td><td>25.000 I.E./ ml</td></tr><tr><td>Xylocain 1%</td><td>AstraZeneca</td><td>PZN: 1137907</td><td>Lidocain</td></tr><tr><td>EVICEL</td><td>J&amp;amp;J Med.Ethicon Biosur</td><td>PZN 7349697 Art. Nr.:EVK01DE</td><td>fibrin glue</td></tr><tr><td>NaCl 0.9%</td><td>B.Braun</td><td>PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160</td><td></td></tr><tr><td>Vevo 770 high-resolution &lt;em&gt;in vivo&lt;/em&gt; micro-imaging system</td><td>VisualSonics</td><td></td><td>duplex sonography</td></tr><tr><td>Ecogel 100 ultrasound gel</td><td>Eco-med</td><td>30GB</td><td></td></tr><tr><td>D-Luciferin Firefly, potassium salt</td><td>Biosynth</td><td>L-8220</td><td></td></tr><tr><td>PBS pH 7.4</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Xenogen Ivis 200</td><td>Perkin Elmer</td><td></td><td>bioluminescence imaging</td></tr><tr><td>Weigerts iron hematoxylin Kit</td><td>Merck</td><td>1.15973.0002</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Resorcine-Fuchsine Weigert</td><td>Waldeck</td><td>2.00E-30</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Acid Fuchsin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F8129-25G</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Ponceau S solution</td><td>Serva Electrophoresis</td><td>33427</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Azophloxin</td><td>Waldeck</td><td>1B-103</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Molybdatophosphoric acid hydrate</td><td>Merck</td><td>1.00532.0100</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Orange G</td><td>Waldeck</td><td>1B-221</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Light Green SF</td><td>Waldeck</td><td>1B-211</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Vitro-Clud</td><td>Langenbrinck</td><td>04-0001</td><td></td></tr><tr><td>Glacial Acetic Acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>537020</td><td></td></tr><tr><td>37% HCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1758</td><td></td></tr><tr><td>Xylene</td><td>Th. Geyer</td><td>3410</td><td></td></tr><tr><td>Paraffin</td><td>Leica biosystems</td><td>REF 39602004</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol absolute</td><td>Th. Geyer</td><td>2246</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 96%</td><td>Th. Geyer</td><td>2295</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 70%</td><td>Th. Geyer</td><td>2270</td><td></td></tr><tr><td>Slide Rack</td><td>Ted Pella</td><td>21057</td><td></td></tr><tr><td>Staining dish</td><td>Ted Pella</td><td>21075</td><td></td></tr><tr><td>Bepanthen Eye and Nose ointment</td><td>Bayer</td><td>1578675</td><td>Eye ointment</td></tr></tbody></table>

vein interposition model: a suitable model to study bypass graft patency

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. Research models for bypass graft failure are essential for a better understanding of pathobiological and pathophysiological processes during graft patency loss. Large animal models, such as pigs or sheep, resemble human anatomical structures but require special facilities and equipment. This video describes a rat vein interposition model to investigate vein graft patency loss. Rats are inexpensive and easy to handle. Compared to mouse models, the convenient size of rats permits better operability and enables a sufficient amount of material to be obtained for further diverse analysis. In brief, the inferior epigastric vein of a donor rat is harvested and used to replace a segment of the femoral artery. Anastomosis is conducted via single stitches and sealed with fibrin glue. Graft patency can be monitored non-invasively using duplex sonography. Myointimal hyperplasia, which is the main cause for graft patency loss, develops progressively over time and can be calculated from histological cross sections.

ラット静脈介在モデルはmyointima過形成および静脈グラフト不全の発達を研究するのに適しています。動物は手術からよく回復し、優れた物理的条件ポスト動作を示しています。 図1は、キーの外科的手順を示しています。リネアの鼠径沿って皮膚切開後、心窩部表在静脈と大腿動脈（ 図1A）が同定されています。これは初期の移植不全と開存性の損失につながる可能性として移植片の収穫は、移植片（ 図1B）を損傷することなく、慎重に行うべきです。レシピエント動物（ 図1C）に移植片を位置決めした後、吻合ステッチは、図1（d）に示す順序で実行されています。完成した静脈介在移植片は、淡い（ 図1E）を表示され、赤になり、再灌流（ 図1F）後の脈動を示すべきです。 成功integrati<html>移植後の大腿動脈とグラフト開存に静脈の上に二重超音波検査（ 図2A）を使用して非侵襲的に確認することができます。同系リュック陰性ラットにリュック陽性ラットの静脈に移植することにより、生物発光イメージングは時間（ 図2B）上にグラフト存在をモニターするために使用することができます。 Myointima過形成は、時間の経過とともに、移植片に漸進的に開発しています。マッソンの三重との組織学的染色は、内弾性板（ 図2C）の内部myointima形成を示しています。 （内弾性板内の面積で内腔の断面積を分割）管腔閉塞の計算は、このようにmyointima過形成の再現性のダイナミクスを確認し、28日目、手術後の7日目からグラフト開存の漸進的な損失を明らかにしましたこのラットモデルにおける（ 図2D）。 1再 &quot;SRC =&quot; /ファイル/ ftp_upload / 54839 / 54839fig1.jpg &quot;/&gt; 図1：手術の手順の詳細なスキーム。 （A）鼠径部の解剖学。 （B）上腹部、表在静脈グラフトを収穫。レシピエント動物の動脈断端の間の静脈グラフトを配置する（C）。 （D）吻合ステッチの順序。静脈グラフト建設後（E）サイト。静脈介在移植片の再灌流後（F）サイト。黒の矢印は、上腹部表在静脈をマーク。スケールバー= 5ミリメートル。 <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54839/54839fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/54839/54839fig2.jpg" /> 図2：動物モデルの特徴。静脈介在グラフトIMMEDの（A）二重超音波検査<html> iately移植（0D）および28日後の動作（28D）の後。 （B）0日と手術後28日目にリュック陰性ラットに移植リュック陽性移植片からBLI。 （C）代表グラフト断面が日7、14、21、および28の後に収穫し、マッソンの三重で染色しました。 （上パネル：スケールバー= 400μmで、下のパネル：スケールバー= 100μm）と（D）の割合で管腔閉塞は、前者の内腔から新しい内部ルーメンを割ることによって計算されます。群間の差異は、ボンフェローニのポストホック検定で一元配置分散分析（ANOVA）によって評価しました。 P &lt;0.01。エラーバーは、標準偏差（SD）です。 <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54839/54839fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> _upload / 54839 / 54839Sup1.jpg &quot;/&gt; 補足ファイル1：手術手順の概略図。リネアの鼠径沿って縦切開を下腹壁静脈を露出させ、ドナーラットに対して行われます。血流が2つのマイクロクランプで止め、0.5-1.0センチ静脈セグメントが回収されます。レシピエントラットにおいて、メディアン大腿切開を大腿静脈、動脈、および神経を露出行われます。大腿動脈をクランプした後、血管セグメントを除去し、回収した静脈グラフトで置き換え。 <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54839/Vein_interpostition_3.pptx" target="_blank">補足ファイル1を見るにはこちらをクリックしてください（またはダウンロードするには右クリック）。</a>

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Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

This video demonstrates a model to study the development of myointimal hyperplasia after venous interposition surgery in rats.

静脈介在モデル：バイパスグラフト開存を研究するための適切なモデル

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

8.7K ビュー.  University Heart Center Hamburg. This video demonstrates a model to study the development of myointimal hyperplasia after venous interposition surgery in rats. 

ビデオ: Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

Training a Sophisticated Microsurgical Technique: Interposition of External Jugular Vein Graft in the Common Carotid Artery in Rats

Neointimal hyperplasia is one the primary causes of stenosis in arterialized veins that are of great importance in arterial coronary bypass surgery, in peripheral arterial bypass surgery as well as in arteriovenous fistulas.1-5 The experimental procedure of vein graft interposition in the common carotid artery by using the cuff-technique has been applied in several research projects to examine the aetiology of neointimal hyperplasia and therapeutic options to address it. 6-8 The cuff prevents vessel anastomotic remodeling and induces turbulence within the graft and thereby the development of neointimal hyperplasia.
Using the superior caval vein graft is an established small-animal model for venous arterialization experiment.9-11 This current protocol refers to an established jugular vein graft interposition technique first described by Zou et al., 9 as well as others.12-14 Nevertheless, these cited small animal protocols are complicated.
To simplify the procedure and to minimize the number of experimental animals needed, a detailed operation protocol by video training is presented. This video should help the novice surgeon to learn both the cuff-technique and the vein graft interposition. Hereby, the right external jugular vein was grafted in cuff-technique in the common carotid artery of 21 female Sprague Dawley rats categorized in three equal groups that were sacrificed on day 21, 42 and 84, respectively. Notably, no donor animals were needed, because auto-transplantations were performed. The survival rate was 100 % at the time point of sacrifice. In addition, the graft patency rate was 60 % for the first 10 operated animals and 82 % for the remaining 11 animals. The blood flow at the time of sacrifice was 8&plusmn;3 ml/min. In conclusion, this surgical protocol considerably simplifies, optimizes and standardizes this complicated procedure. It gives novice surgeons easy, step-by-step instruction, explaining possible pitfalls, thereby helping them to gain expertise fast and avoid useless sacrifice of experimental animals.

Neointimal hyperplasia is the primary cause of stenosis in arterialized veins. We propose a new protocol whereby the right external jugular vein is grafted using the cuff technique in the common carotid artery of Sprague Dawley rats. The survival rate was 100 % at the time point of sacrifice.

ラットの総頚動脈で外頚静脈グラフトの介在：洗練された顕微鏡下手術の訓練

Neointimal hyperplasia is one the primary causes of stenosis in arterialized veins that are of great importance in arterial coronary bypass surgery, in ...

医学

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Research

Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) such as hand and face transplants represent a viable treatment option for complex musculoskeletal trauma and devastating tissue loss. Despite favorable and highly encouraging early and intermediate functional outcomes, rejection of the highly immunogenic skin component of a VCA and potential adverse effects of chronic multi-drug immunosuppression continue to hamper widespread clinical application of VCA. Therefore, research in this novel field needs to focus on translational studies related to unique immunologic features of VCA and to develop novel immunomodulatory strategies for immunomodulation and tolerance induction following VCA without the need for long term immunosuppression.
This article describes a reliable and reproducible translational large animal model of VCA that is comprised of an osteomyocutaneous flap in a MHC-defined swine heterotopic hind limb allotransplantation. Briefly, a well-vascularized skin paddle is identified in the anteromedial thigh region using near infrared laser angiography. The underlying muscles, knee joint, distal femur, and proximal tibia are harvested on a femoral vascular pedicle. This allograft can be considered both a VCA and a vascularized bone marrow transplant with its unique immune privileged features. The graft is transplanted to a subcutaneous abdominal pocket in the recipient animal with a skin component exteriorized to the dorsolateral region for immune monitoring.
Three surgical teams work simultaneously in a well-coordinated manner to reduce anesthesia and ischemia times, thereby improving efficiency of this model and reducing potential confounders in experimental protocols. This model serves as the groundwork for future therapeutic strategies aimed at reducing and potentially eliminating the need for chronic multi-drug immunosuppression in VCA.

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation VCA Research

Vascularized Composite Allotransplantations (VCA) have become a clinical reality. However, broad clinical application of VCA is limited by chronic multi-drug immunosuppression. The authors present a reliable and reproducible large animal model to translate novel immunomodulatory strategies that can minimize or potentially eliminate the need of immunosuppression in VCA.

トランスレーショナル血管柄コンポジット同種移植（VCA）研究用に修正異豚後肢移植モデル

Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) such as hand and face transplants represent a viable treatment option for complex musculoskeletal trauma ...

An In Vitro Model of a Parallel-Plate Perfusion System to Study Bacterial Adherence to Graft Tissues

Various valved conduits and stent-mounted valves are used for right ventricular outflow tract (RVOT) valve replacement in patients with congenital heart disease. When using prosthetic materials however, these grafts are susceptible to bacterial infections and various host responses.
Identification of bacterial and host factors that play a vital role in endovascular adherence of microorganisms is of importance to better understand the pathophysiology of the onset of infections such as infective endocarditis (IE) and to develop preventive strategies. Therefore, the development of competent models to investigate bacterial adhesion under physiological shear conditions is necessary. Here, we describe the use of a newly designed in vitro perfusion chamber based on parallel plates that allows the study of bacterial adherence to different components of graft tissues such as exposed extracellular matrix, endothelial cells and inert areas. This method combined with colony-forming unit (CFU) counting is adequate to evaluate the propensity of graft materials towards bacterial adhesion under flow. Further on, the flow chamber system might be used to investigate the role of blood components in bacterial adhesion under shear conditions. We demonstrated that the source of tissue, their surface morphology and bacterial species specificity are not the major determining factors in bacterial adherence to graft tissues by using our in-house designed in vitro perfusion model.

An In Vitro Model of a Parallel-Plate Perfusion System to Study Bacterial Adherence to Graft Tissues

We describe an in-house designed in vitro flow chamber model, which allows the investigation of bacterial adherence to graft tissues.

移植組織の細菌付着を勉強する平行平板灌流システムのIn Vitroモデル

Various valved conduits and stent-mounted valves are used for right ventricular outflow tract (RVOT) valve replacement in patients with congenital heart ...

発生生物学

Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. The long-term clinical results showed excellent patency rates, however, with significant incidence of stenosis. To investigate the cellular and molecular mechanisms of vascular neotissue formation and prevent stenosis development in tissue engineered vascular grafts (TEVGs), we developed a mouse model of the graft with approximately 1 mm internal diameter. First, the TEVGs were assembled from biodegradable tubular scaffolds fabricated from a polyglycolic acid nonwoven felt mesh coated with &#949;-caprolactone and L-lactide copolymer. The scaffolds were then placed in a lyophilizer, vacuumed for 24 hr, and stored in a desiccator until cell seeding. Second, bone marrow was collected from donor mice and mononuclear cells were isolated by density gradient centrifugation. Third, approximately one million cells were seeded on a scaffold and incubated O/N. Finally, the seeded scaffolds were then implanted as infrarenal vena cava interposition grafts in C57BL/6 mice. The implanted grafts demonstrated excellent patency (&#62;90%) without evidence of thromboembolic complications or aneurysmal formation. This murine model will aid us in understanding and quantifying the cellular and molecular mechanisms of neotissue formation in the TEVG.

To improve our knowledge of cellular and molecular neotissue formation, a murine model of the TEVG was recently developed. The grafts were implanted as infrarenal vena cava interposition grafts in C57BL/6 mice. This model achieves similar results to those achieved in our clinical investigation, but over a far shortened time-course.

マウスモデルにおける下大静脈介在移植の移植

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. ...

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and trade one defect for another. Tissue engineering holds the promise to address this increasing demand. However, most tissue engineering strategies fail to generate stable and functional tissue substitutes because of poor vascularization. This paper focuses on an in vivo tissue engineering chamber model of intrinsic vascularization where a perfused artery and a vein either as an arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration is directed inside a protected hollow chamber. In this chamber-based system angiogenic sprouting occurs from the arteriovenous vessels and this system attracts ischemic and inflammatory driven endogenous cell migration which gradually fills the chamber space with fibro-vascular tissue. Exogenous cell/matrix implantation at the time of chamber construction enhances cell survival and determines specificity of the engineered tissues which develop. Our studies have shown that this chamber model can successfully generate different tissues such as fat, cardiac muscle, liver and others. However, modifications and refinements are required to ensure target tissue formation is consistent and reproducible. This article describes a standardized protocol for the fabrication of two different vascularized tissue engineering chamber models in vivo.

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

This is a guideline for constructing in vivo vascularized tissue using a microsurgical arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration inside a tissue engineering chamber. The vascularized tissues generated can be employed for organ regeneration and replacement of tissue defects, as well as for drug testing and disease modeling.

中に組み込み血管新生による組織工学<em&gt;インビボ</em&gt;ティッシュ・エンジニアリング商工会議所

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and ...

生物工学

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal hyperplasia (IH) that eventually leads to vessel occlusion and graft failure. Mechanical forces, particularly low shear stress and high wall tension, are thought to initiate and to sustain these cellular and molecular changes, but their exact contribution remains to be unraveled. To selectively evaluate the role of pressure and shear stress on the biology of IH, an ex&#160;vivo perfusion system (EVPS) was created to perfuse segments of human saphenous veins under arterial regimen (high shear stress and high pressure). Further technical innovations allowed the simultaneous perfusion of two segments from the same vein, one reinforced with an external mesh. Veins were harvested using a no-touch technique and immediately transferred to the laboratory for assembly in the EVPS. One segment of the freshly isolated vein was not perfused (control, day 0). The two others segments were perfused for up to 7 days, one being completely sheltered with a 4 mm (diameter) external mesh. The pressure, flow velocity, and pulse rate were continuously monitored and adjusted to mimic the hemodynamic conditions prevailing in the femoral artery. Upon completion of the perfusion, veins were dismounted and used for histological and molecular analysis. Under ex&#160;vivo conditions, high pressure perfusion (arterial, mean = 100 mm Hg) is sufficient to generate IH and remodeling of human veins. These alterations are reduced in the presence of an external polyester mesh.

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

The mechanisms leading to the development of intimal hyperplasia (IH) and vein graft failure are still poorly understood. This study describes an ex&#160;vivo system to perfuse human veins under controlled flow and pressure. Furthermore the efficiency of external mesh reinforcement to limit the development of IH was evaluated.

人間の伏在静脈のための手順<em&gt;生体外</em&gt;灌流および外部補強

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal ...

A Rabbit Model of Durable Transgene Expression in Jugular Vein to Common Carotid Artery Interposition Grafts

Vein graft bypass surgery is a common treatment for occlusive arterial disease; however, long-term success is limited by graft failure due to thrombosis, intimal hyperplasia, and atherosclerosis. The goal of this article is to demonstrate a method for placing bilateral venous interposition grafts in a rabbit, then transducing the grafts with a gene transfer vector that achieves durable transgene expression. The method allows the investigation of the biological roles of genes and their protein products in normal vein graft homeostasis. It also allows the testing of transgenes for the activities that could prevent vein graft failure, e.g., whether the expression of a transgene prevents the neointimal growth, reduces the vascular inflammation, or reduces atherosclerosis in rabbits fed with a high-fat diet. During an initial survival surgery, the segments of right and left external jugular vein are excised and placed bilaterally as reversed end-to-side common carotid artery interposition grafts. During a second survival surgery, performed 28 days later, each of the grafts is isolated from the circulation with vascular clips and the lumens are filled (via an arteriotomy) with a solution containing a helper-dependent adenoviral (HDAd) vector. After a 20-min incubation, the vector solution is aspirated, the arteriotomy is repaired, and flow is restored. The veins are harvested at time points dictated by individual experimental protocols. The 28-day delay between the graft placement and the transduction is necessary to ensure the adaptation of the vein graft to the arterial circulation. This adaptation avoids rapid loss of transgene expression that occurs in vein grafts transduced before or immediately after grafting. The method is unique in its ability to achieve durable, stable transgene expression in grafted veins. Compared to other large animal vein graft models, rabbits have advantages of low cost and easy handling. Compared to rodent vein graft models, rabbits have larger and easier-to-manipulate blood vessels that provide abundant tissue for analysis.

This method describes the placement of interposition vein grafts in rabbits, the transduction of the grafts, and the achievement of durable transgene expression. This allows the investigation of physiological and pathological roles of transgenes and their protein products in grafted veins, and testing of gene therapies for vein graft disease.

耐久性のある遺伝子発現により一般的な頚動脈移植に頸静脈の家兎モデル

Vein graft bypass surgery is a common treatment for occlusive arterial disease; however, long-term success is limited by graft failure due to thrombosis, ...

Synergizing Antegrade Endoscopic with Bridging Vein Harvesting for Improvement of Great Saphenous Vein Graft Quality from the Lower Leg

Antegrade endoscopic harvesting of autografts for bypass grafting may be an optimal strategy addressing excellent graft quality and reduced post-operative wound complications. This standardized protocol for antegrade endoscopic vein harvesting (EVH) from the lower leg has the potential to be introduced to routine coronary artery bypass grafting (CABG). Patients undergoing CABG surgery are positioned on a surgical table with two additional foam rollers below the extended legs, enabling antegrade EVH from the lower leg. Following minimally invasive surgical access through a bridging vein harvest technique, an endoscopic optical dissector is inserted antegrade into the wound. The main vessel and side branches are dissected under continuous optical control of vein quality status and the working channel. After, an endoscopic optical retractor is inserted with an internal bipolar electrocoagulation device for precise, safe, and tissue-protective interruption of side branches. After release of the vein, the vessel is cut off at the proximal and distal ends under optical control, retrieved from the wound, then cannulated and flushed with heparinized saline. Finally, all side branches of the vein graft are double-clipped. Vascular histology is analyzed in a randomized selection of vein samples. After applying this standardized EVH protocol, the learning curve was shown to be steep, and graft quality was sufficient for coronary artery bypass grafting in every case. There was no conversion to surgical harvesting and low risks for tissue damage and bleeding. Leg positioning and synergizing EVH with bridging vein harvesting improved procedural success and vein graft quality. In our hands, antegrade EVH from the lower leg was feasible, demonstrating straightforward graft dissection as well as adequate macroscopic and microscopic graft quality with preserved endothelial integrity. In conclusion, the introduced technique is safe, shows excellent vein autograft quality, and illustrates feasibility for elective and urgent isolated CABG and combined CABG scenarios.

Presented here is a protocol for antegrade endoscopic vein harvesting from the lower leg, which can safely be introduced in routine coronary artery bypass grafting. Vein grafts present excellent graft quality following this standardized protocol with positioning of the legs, minimally invasive access to the vein, and antegrade endoscopic vein harvesting.

下肢からの大きなサフェノス静脈移植品質の向上のための橋渡し静脈収穫と前立腺内視鏡を相乗的に

Antegrade endoscopic harvesting of autografts for bypass grafting may be an optimal strategy addressing excellent graft quality and reduced post-operative ...

ヒツジの静脈コンプライアンス評価のための3D血管造影

Quantifying Inferior Vena Cava Compliance and Distensibility in an In Vivo Ovine Model Using 3D Angiography

Synthetic vascular grafts overcome some challenges of allografts, autografts, and xenografts but are often more rigid and less compliant than the native vessel into which they are implanted. Compliance matching with the native vessel is emerging as a key property for graft success. The current gold standard for assessing vessel compliance involves the vessel's excision and ex vivo biaxial mechanical testing. We developed an in vivo method to assess venous compliance and distensibility that better reflects natural physiology and takes into consideration the impact of a pressure change caused by flowing blood and by any morphologic changes present. 
This method is designed as a survival procedure, facilitating longitudinal studies while potentially reducing the need for animal use. Our method involves injecting a 20 mL/kg saline bolus into the venous vasculature, followed by the acquisition of pre and post bolus 3D angiograms to observe alterations induced by the bolus, concurrently with intravascular pressure measurements in target regions. We are then able to measure the circumference and the cross-sectional area of the vessel pre and post bolus. 
With these data and the intravascular pressure, we are able to calculate the compliance and distensibility with specific equations. This method was used to compare the inferior vena cava's compliance and distensibility in native unoperated sheep to the conduit of sheep implanted with a long-term expanded polytetrafluorethylene (PTFE) graft. The native vessel was found to be more compliant and distensible than the PTFE graft at all measured locations. We conclude that this method safely provides in vivo measurements of vein compliance and distensibility.

著者スポットライト:先天性心疾患研究における血管新生発生のためのイメージングの改善

This protocol allows for the in vivo quantification of venous compliance and distensibility using catheterization and 3D angiography as a survival procedure allowing for a variety of potential applications.

3D血管造影法を用いた In vivo ヒツジモデルにおける下大静脈のコンプライアンスと拡張性の定量化

Synthetic vascular grafts overcome some challenges of allografts, autografts, and xenografts but are often more rigid and less compliant than the native ...

静脈介在モデル：バイパスグラフト開存を研究するための適切なモデル

要約

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ラットの総頚動脈で外頚静脈グラフトの介在：洗練された顕微鏡下手術の訓練

トランスレーショナル血管柄コンポジット同種移植（VCA）研究用に修正異豚後肢移植モデル

移植組織の細菌付着を勉強する平行平板灌流システムのIn Vitroモデル

マウスモデルにおける下大静脈介在移植の移植

中に組み込み血管新生による組織工学

人間の伏在静脈のための手順

耐久性のある遺伝子発現により一般的な頚動脈移植に頸静脈の家兎モデル

下肢からの大きなサフェノス静脈移植品質の向上のための橋渡し静脈収穫と前立腺内視鏡を相乗的に

3D血管造影法を用いた In vivo ヒツジモデルにおける下大静脈のコンプライアンスと拡張性の定量化

3D血管造影法を用いた In vivo ヒツジモデルにおける下大静脈のコンプライアンスと拡張性の定量化