著者はNHLBI（K08 HL102066及びR01 HL114832）から資金提供を承認したいと思います。

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The author has nothing to disclose.

1）気管内チューブの配置と適切な換気、2）頚静脈カテーテルの配置、および3）左心室におけるPVカテーテルの適切な配置：3つの重要なこの手順のステップがあります。適切な呼吸速度を決定することは、換気補助を提供するという重要な部分です。意識のあるマウスは、一般的に急速な浅い呼吸で肺胞換気を維持します。一般的には、換気のマウスは、はるかに大きな一回換気量を持つことになります。したがって、遅い呼吸速度が要求されます。少なすぎる換気が呼吸性アシドーシスになりますので、これは重要であり、あまりにも多くの換気は、呼吸性アルカローシスに心機能が変更されます両方の条件をリードします。呼吸数を最適化する簡単な方法は、マウスの呼吸努力から手がかりを取ると、麻酔したマウスからの呼吸努力を排除する最低の呼吸速度を使用することです。 PVループの重要な特徴分析は、心機能の有意なうつ病なし麻酔の十分なレベルを維持することです。正常PVループ分析を実行するために適用することができる多くの麻酔薬レジメンがあります。吸入剤および注射麻酔薬：これらは、大きく2種類に分けることができます。この後者のグループ内で使用することができる混合物の多様であるが、しかしながら、これらの混合物の多くは、潜在的な心臓うつ効果19を有しています。注射用カクテルのうち、ウレタン系麻酔薬は、少なくとも心臓抑うつ効果4,19を有しています。それが疑われる発がん性物質28であるとしてウレタンへの人員の露出を制限するように注意してください。イソフルラン及びセボフルランは、現在入手可能な吸入麻酔剤です。これらの薬剤の両方は、外科的処置のために十分な用量で心臓うつ効果を有します。重要なことには、吸入麻酔剤は、効果に滴定することができます。そして、これは、外科的準備と下セダトの間に高い鎮痛用量を可能にします心機能の測定のためのIVEの用量は、したがって、これらの化合物の心臓抑うつ効果を最小限に抑えます。 血行動態パラメータは、通常のレベルを下回っている場合は、いくつかの一般的な原因があります。最初の血液の損失または蒸発に対して二次低血液量です。この合併症は、一般的に2.7節で概説した流体投与に対処されます。セクション1.5で述べたように、中核体温の維持は、血行力学的機能の評価のためにも非常に重要です。従って注意深い監視が必要不可欠である、デジタルフィードバックシステムは、記録時に中核体温を維持するために有用であり得ます。麻酔薬が正しく測定段階の間に減少していることを保証することも、心機能を改善する重要な側面です。 収縮性の負荷に依存しないパラメータを測定することは、PVループ分析の主な利点の一つです。圧力と体積のリアルタイム同時コレクション梅のデータは、心臓に負荷条件を変化させることに応答して、血行動態の変化を測定するためのユニークな能力を提供します。この分析は、心臓の収縮機能は、血管のアクションから単離することを可能にします。静脈還流の閉塞を通じて予荷重の減少は、多くの動物モデルおよびヒト4,7,12-16,18,29-32に収縮性の負荷に依存しない措置を評価するために使用されてきました。小さ ​​なげっ歯類では、この手順は、曲線状の収縮末期圧-容積関係4,31,33になります。劇的に収縮機能34の低下を加速冠動脈灌流の低下から、この可能性が高い結果。マウスでは、2 - PVループの右方向へのシフト緩やかな腹部の圧縮結果の3秒。これは、後負荷の増加と12をプリロード両方から生じます。収縮機能の増加後負荷の結果で長期の増加、Anrepと呼ばれる現象の影響35。しかしながらこれらの研究で使用される腹部圧迫の短い期間はAnrep効果は、この手順で心機能に影響を及ぼさないことを示しています。他の研究では、イヌの急性大動脈狭窄は、収縮機能を増加させることが実証されたが、これは減少全身灌流36の作用に起因すると仮定されました。再び期間と、ここで説明したように、腹部の圧迫から生じる大動脈流の混乱の重症度、大幅全身組織のハイポ灌流への二次収縮機能を増加させるのに十分ではありません。腹部の圧迫によって得られたPVループの分析は、尾部大静脈閉塞直後に得られたPVループとよく整列します。一緒に、これらの観​​察は、ここで説明する過渡腹部圧迫が大幅に心臓の収縮性を変化させないことを示しています。さらに、この手順は、より広範なRANを介して心臓の受動的な特性を評価するための重要な方法を提供します拡張末期容積のGE。 負荷に依存しない測定の分析は、特定のPVの選択は、解析に含まれるループが必要です。実験データセット全体で一貫して行うことを非常に重要です。陽圧換気は、左心室37に予圧の呼吸依存の変化を介して血行動態アーティファクトを作成します。 （ - 4秒3）このアーティファクトを回避するには、PVループは、無呼吸の短い期間の間に収集されるべきです。彼らは心臓への負荷の実験的変化のよりよい制御を提供するように呼吸の一時停止は、特に有用です。低換気を避けるために、短い無呼吸のこれらの期間をおくことが重要です。この原稿で説明する手順は、ほぼ同じ時刻に収集二つの異なる手順、尾部大静脈閉塞と腹部の圧迫からの負荷に依存しないデータを収集します。これらの2つの手順から分​​離されたループを合わせ、togeth分析する必要があります彼らは大体、同じ条件で同じ心臓の機能を測定の両方としてえー。分析のためのループを選択する際に考慮すべきいくつかの原則があります。不整脈ビートを避けてください。ドロップされたビート次のビートは、常に異常に大きく、早期のビートは異常に小さいです。両方のデータの分析を混乱させるであろう。ビートを避けるため、圧力が減少しているが、ボリュームは定数です。これらは、尾部大静脈の閉塞後のマウスでは一般的であり、心筋の貧しい灌流に二次的可能性があります。最後に、直接負荷の変化後のビートからのデータのみが含まれます。回復期間中のビートは、おそらく心臓の負荷条件の操作に起因する全身血圧の変化に二次交感神経活動の変化の影響を受けています。 PVループ解析は、心機能の非常に詳細な評価を提供します。遺伝フレックスと併せて適用された場合ビリティとマウスの低い住宅費は、それが分子レベルで心臓生理学を評価する実用的な手段を提供することができます。これらのアッセイを実行することを決定する際に考慮しなければならないいくつかの重要な制限があります。最初に、これは、心臓機能の重要な側面に影響を与える可能性があり、マウスを麻酔した侵襲的処置です。また、PVループデータの解釈は、データおよび潜在的な交絡変数内のパターンを識別するために、両方の心臓生理学の詳細な理解が必要です。これらのアッセイは、末端であるため、また、それらは、繰り返し同じマウスを評価するために使用することができません。 PVカテーテル由来の心室容積は、MRIによって提供された解剖学的心室容積よりも正確になる傾向があります。 PVカテーテルが明らかに心室の全体的なボリュームの推定値であるシリンダー、として心室をモデルとして、これは驚くべきことではありません。本当の強さは高いがfreでこのボリューム情報を収集する機能です波数、従って心室容積の変化の拍動ごとの分析を可能にします。 マウスからのPVデータの収集と分析が挑戦することができますが、この方法は、他の方法を介して利用できない心機能に関する情報を提供します。この手順では、利用可能な心機能の最も完全な画像を提供し、マウスモデルにおけるその利用は、心不全および継承された心筋症などの複雑な心臓疾患状態の分子基盤の決意のための重要なプラットフォームを提供します。本稿では、この手順を実行する最も重要な側面に関する詳細な情報を提供しています。しかし、すべての複雑な手順のように、これは成功し、これらの実験を行うために必要である顕微スキルを構築するために練習が必要です。

心血管疾患は世界1全体の死亡率および罹患率の重要な原因であり続けています。心臓の疾患は、新しい治療法を開発する上で特に困難な課題を提示します。遺伝学の進歩は、心臓疾患の発症に潜在的な遺伝的原因の多くを識別するための可能性を提供します。心臓血管系の統合的な性質は、これらの遺伝子のターゲットが無傷の動物モデルで検証されている必要があります。マウスの遺伝的柔軟性と低住宅費は、所定の遺伝子の生理​​的役割の評価のために最前線にそれを持ってきました。マウスのサイズが小さいため、心機能の評価のためのいくつかのユニークな課題を提示します。そこに心機能に関する情報を提供することができるいくつかの様式がありますが、心室圧と容積の唯一の同時測定は、心室機能の圧力 - 容積（PV）ループ解析を可能にします。 PVは、すべてのループOW心機能は、血管系への接続の独立した分析されます。特定の遺伝的要素の機能的役割を決定するのに重要な因子です。 圧力-体積ループの評価は、何年もの間、両 ​​方の実験的および臨床的に使用されており、多数の文献は、これらのデータ・セット2,3の分析に関しては存在しています。マウスへのPVループ技術の適応は、マウス心臓生理学4-6の理解のための重要な進歩となっています。カテーテルベースの​​PVループ技術カップル圧力変換器と心室容積を推定するためのコンダクタンスの使用。心室容積は、カテーテルによって生成される電界の変化を調べることによって決定されます。シリンダーなどの心室は、の高さは、カテーテルと半径上の電極間の距離によって定義されているこの方法モデルは、血液中を通って電場の伝導から計算されます心室7-9。カテーテルによって測定されたコンダクタンス信号は、2つのコンポーネントがあります。最初は、血液を介して導通です。これは、心室の容積に応じて変化し、心室の容積を決定するために使用される主信号を構成します。第二成分は通過して心室の壁に沿って伝導に起因します。これは、並列コンダクタンスと呼ばれ、絶対的な心室容積を決定するために除去しなければなりません。研究室における圧力容量データの収集と計算し、並列コンダクタンスを削除するために使用される方法のための2つの市販のシステムは、それらの6,10,11の間の主な違いがあります。コンダクタンスカテーテルは、並列コンダクタンスの計算のための高張食塩水の注入を必要とします。壁の導電率は一定のままで、この注入は一過性、心室における血液の導電率を変化させます。このデータから、決定することが可能です血液に由来し、何コンダクタンス信号の成分が心室壁から来ています。このアプローチは、並列コンダクタンスは、心周期の間に変化しないことを前提としています。アドミタンス法は、全体のボリューム信号に心室壁の寄与を評価するために、電場の位相変化に依存しています。この方法は、最終容量を決定するための血液や心筋の導電率のために所定の定数の様々に依存しているが、心周期の間に並列コンダクタンスの連続対策を行います。これらのシステムの両方は、左心室容積の良好な推定値を提供し、それらの間の差異は、生理学的に有意である可能性はありません。心室およびその他の仮定の円筒モデルは、他の様式のように正確ではなく、これらのカテーテルベースの​​アプローチをレンダリングするが、このデータは、心臓機能の負荷独立測定の評価のために必須であるビート・バイ・ビートに基づいて提供されます。 ここで説明する手順は、私の研究室で使用され、ジストロフィー心筋症12月18日の基本的な病態生理学的メカニズムを調べる多 ​​くの研究のためのデータを提供してきました。以下に概説する手順は、PVループのデータを取得するために使用できる2つのいずれかです。原理の多くは、いずれかのアプローチのために適用可能であるが、このプロトコルは、開胸頂端のアプローチに焦点を当てます。閉じられた胸のプロトコルは、他の場所19,20詳述されています。手順を詳細に説明するが、重要な包括的な原理は、心臓または肺のいずれかに最小限のダメージで心臓を露出させるためです。プロトコルを通して、非生存手順であること、心臓の良好な露出を有するカテーテルの適切な配置のために非常に重要であることを覚えておくことが重要です。

<table><tbody><tr><td>Dumont 5/45 (2)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-33</td><td></td></tr><tr><td>Vessel Dilating Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>18153-11</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Dissecting Spring Scissor</td><td>Roboz Instruments</td><td>RS-5668</td><td></td></tr><tr><td>Octogon Forceps - Serrated/Curved</td><td>Fine Science Tools</td><td>11041-08</td><td></td></tr><tr><td>Octogon Forceps - Serrated/Straight</td><td>Fine Science Tools</td><td>11040-08</td><td></td></tr><tr><td>Dissector Scissors- Heavy Blade</td><td>Fine Science Tools</td><td>14082-09</td><td></td></tr><tr><td>Transpore Surgical Tape</td><td>3M</td><td>1527-1</td><td></td></tr><tr><td>3-0 Silk Suture</td><td>Fine Science Tools</td><td>18020-30</td><td></td></tr><tr><td>TOPO Ventilator</td><td>Kent Scientific</td><td>TOPO</td><td></td></tr><tr><td>Martin ME 102 Electrosurgical Unit</td><td>Harvard Apparatus</td><td>PY2 72-2484</td><td></td></tr><tr><td>Syringe Pump</td><td>Lucca Technologies</td><td>GenieTouch</td><td></td></tr><tr><td>Stereomicroscope with boom stand</td><td>Nikon</td><td>SMZ-800N</td><td></td></tr><tr><td>Thermocouple Thermometer</td><td>Cole Parmer</td><td>EW-91100-40</td><td></td></tr><tr><td>T/Pump Warm Water Recirculator</td><td>Kent Scientific</td><td>TP-700</td><td></td></tr><tr><td>ADVantage Pressure-Volume System</td><td>Transonic</td><td>ADV500</td><td></td></tr><tr><td>Data Acquision and Analysis</td><td>DSI</td><td>Ponemah ACQ-16</td><td></td></tr></tbody></table>

measuring pressure volume loops in the mouse

心臓病の原因や進行を理解することは、生物医学コミュニティへの重要な課題を提示します。マウスの遺伝的柔軟性は、分子レベルで心機能を探索するための大きな可能性を提供します。マウスのサイズが小さいため、詳細な心臓の表現型を実行する点でいくつかの課題を提示します。小型化と技術の他の進歩は、マウスで可能な心臓評価の多くの方法を作りました。これらのうち、圧力、ボリュームデータの同時収集は、他のモダリティからは利用できません心機能の詳細な画像を提供しています。ここで、圧力 - 容積ループデータを収集するための詳細な手順を説明します。測定値との誤差の発生源を基本原則の議論も含まれています。彼らは両方の高品質の血行動態測定値を得るために重要であるとして、麻酔管理および外科的アプローチは、非常に詳細に説明されています秒。血行動態プロトコル開発およびデータ解析の関連する側面の原理は、対処されます。

慣例により、ボリュームが図1のように、Y軸上のX軸および圧力にプロットされている。長方形のようになり、ボリュームに対してプロットする圧力に起因する圧力-体積ループ、 すなわち圧力の等容性の変化を（縦エッジ、僧帽弁と大動脈弁の両方が閉じているとき）。下の横には、僧帽弁を通して充填心室を表し、上水平部は、大動脈弁を介して空に心室を表します。 90の健康な野生型マウスの左心室の圧力で- 12,000 mmHgの/秒（通常の血行動態パラメータの範囲については、 表1を参照） - 110 mmHgの8000の最大のdP / dtのと期待されています。表に記載されている通常の範囲は、野生型C57BL / 10およびC57BL / 6マウスから得られた値に基づいています。しかしながら、株21の間に有意差があることに留意することが重要です。手順oをここutlined左心室​​の中にカテーテルを配置するために、頂端刺し切開の使用に焦点を当てています。もう一つの一般的なアプローチは、右頸動脈内カテーテル挿入後、大動脈弁を通して逆行カテーテルを挿入することです。それは通常の胸郭内圧力の維持をもたらす、閉じ胸を行うことができるという利点ような逆行性アプローチ。しかし、動物は頻繁にこの利点を制限するこの手順の間に換気されています。開胸アプローチは、脳室内にカテーテルを操縦するためのより大きな能力を提供しながら、閉じた胸のアプローチの限界は、心室内のカテーテルの向きを制御します。カテーテルの逆行挿入された潜在的な問題は、流出トラック閉塞の可能性です。マウスの大動脈の直径は、市販の圧力-容積カテーテルの直径は0.33（1.0フレンチ）から0.47ミリメートル（1.4 FREの範囲で、22,23 0.8から1.2ミリメートルまで変化しますNCH​​）。大小大動脈の文脈におけるこれらのカテーテルの相対的な大きさは、図2に示されている。大動脈を横断カテーテルによってブロック流出路の割合が小さく心に重要な問題になることができ、実行するときに考慮されるべきです小さな心の中でPVループ研究。 PVデータの解析を複雑にすることができ、測定のいくつかのアーチファクトは、最も一般的なのは、カテーテル捕捉で存在します。これはおそらく心室内の乳頭筋または他の動的構造（ 図3）により、圧力変換器の直接圧縮に起因する収縮期の終わりに圧力スパイクとして明らかです。収縮機能を測定するためのほとんどの方法は、最大圧力を使用するので、これは問題です。カテーテル捕捉有するデータセットから収縮期圧​​および圧力の最大微分（DP / dt）が綿密に検討する必要があり、分析は、意味のあるデータを得るために変更する必要があるかもしれません。 圧 - 容積ループは、心機能を評価するための多種多様なプロトコルで使用することができます。これらは、βアドレナリン刺激12,14,16,17を介して、心臓予備力の評価が含まれます。薬物の様々な心臓生理学上の任意の急性効果を評価するために注入されてもよいです。心機能に対する低酸素症および/ ​​またはアシドーシスの効果を可能に変更されたガス混合物の投与は直接24-27対処するために、気道の制御もできます。さらに、このPVデータの分析は、様々な疾患状態12で有意に変化することができ、左心室の受動的特性の詳細な評価を提供することができます。 <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> パラメーター </td><td> 正常範囲 </td></tr><tr><td>収縮期圧</td><td> 90から110 mmHgの</td></tr><tr><td>拡張期血圧</td><td> 4から10 mmHgの</td></tr><tr><td>最大のdP / dtの</td><td> 8000 - 12000 mmHgの/秒</td></tr><tr><td>最小のdP / dtの</td><td> -8500 - -12000 mmHgの/秒</td></tr><tr><td>タウ</td><td> 5から6秒</td></tr><tr><td>心拍数</td><td> 550から600 BPM </td></tr><tr><td>心拍出量</td><td> 10〜13ミリリットル/分</td></tr><tr><td>駆出率</td><td>百分の40から60まで</td></tr></tbody></table> 選択された血行動態パラメータ表1.値の正常値。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/53810/53810fig1.jpg" /> 図1：野生型C57BL / 10マウスからの代表的な圧力-体積ループ THIに記載された手順を使用して収集された代表的なデータ。sの原稿。 <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53810/53810fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/53810/53810fig2.jpg" /> 図2：大動脈直径および潜在的な流出トラック閉塞の重要性の略図マウスの大動脈の相対的なサイズおよびマウス用の市販の圧力-容積カテーテルの模式図。これらのデータは、逆行カテーテル挿入アプローチを使用して、より小さなマウスを評価する際に流出トラック障害物を考慮することの重要性を強調している。 <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53810/53810fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/53810/53810fig3.jpg" /> <strオング&gt;図3：圧力-体積はカテーテルエントラップメントとループこれらのデータは、おそらく内部の心臓の構造により、カテーテルの直接圧縮に起因する、後期収縮期に圧力スパイクの一例を表します。拡張末期容積（A）の低下心室がB.（CとD）に破線として描かれ、期待通りに前のピークの下落に小さく、しかし、収縮期血圧を取得するように、圧力ピークの増加をもたらすが表します圧 - 容積ループ（C）および腹部圧縮以下の圧力 - 時間（D）曲線。左心室容積が増加すると、圧力スパイクが小さくなると収縮機能の基礎となる増加が明らかになりました。 D.の破線<a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53810/53810fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a>

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Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

この原稿は、マウスからの圧力容量データの収集のための詳細なプロトコルを記述しています。

マウスで圧力ボリュームループを測定します

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

16.3K ビュー.  University of Minnesota. この原稿は、マウスからの圧力容量データの収集のための詳細なプロトコルを記述しています。 

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Measuring Left Ventricular Pressure in Late Embryonic and Neonatal Mice

Blood pressure increases significantly during embryonic and postnatal development in vertebrate animals. In the mouse, blood flow is first detectable around embryonic day (E) 8.51. Systolic left ventricular (LV) pressure is 2 mmHg at E9.5 and 11 mmHg at E14.52. At these mid-embryonic stages, the LV is clearly visible through the chest wall for invasive pressure measurements because the ribs and skin are not fully developed. Between E14.5 and birth (approximately E21) imaging methods must be used to view the LV. After birth, mean arterial pressure increases from 30 - 70 mmHg from postnatal day (P) 2 - 353. Beyond P20, arterial pressure can be measured with solid-state catheters (i.e. Millar or Scisense). Before P20, these catheters are too big for developing mouse arteries and arterial pressure must be measured with custom pulled plastic catheters attached to fluid-filled pressure transducers3 or glass micropipettes attached to servo null pressure transducers4.
Our recent work has shown that the greatest increase in blood pressure occurs during the late embryonic to early postnatal period in mice5-7. This large increase in blood pressure may influence smooth muscle cell (SMC) phenotype in developing arteries and trigger important mechanotransduction events. In human disease, where the mechanical properties of developing arteries are compromised by defects in extracellular matrix proteins (i.e. Marfan's Syndrome8 and Supravalvular Aortic Stenosis9) the rapid changes in blood pressure during this period may contribute to disease phenotype and severity through alterations in mechanotransduction signals. Therefore, it is important to be able to measure blood pressure changes during late embryonic and neonatal periods in mouse models of human disease.
We describe a method for measuring LV pressure in late embryonic (E18) and early postnatal (P1 - 20) mice. A needle attached to a fluid-filled pressure transducer is inserted into the LV under ultrasound guidance. Care is taken to maintain normal cardiac function during the experimental protocol, especially for the embryonic mice. Representative data are presented and limitations of the protocol are discussed.

Measuring left ventricular pressure (LV) in embryonic and neonatal mice is described. Pressure is measured by inserting a needle connected to a fluid-filled transducer into the LV under ultrasound guidance. Care must be taken to maintain normal cardiac function during the experimental protocol.

後期胚と新生児マウスの計測左心室圧

Blood pressure increases significantly during embryonic and postnatal development in vertebrate animals. In the mouse, blood flow is first detectable ...

生物工学

Right Ventricular Systolic Pressure Measurements in Combination with Harvest of Lung and Immune Tissue Samples in Mice

The function of the right heart is to pump blood through the lungs, thus linking right heart physiology and pulmonary vascular physiology. Inflammation is a common modifier of heart and lung function, by elaborating cellular infiltration, production of cytokines and growth factors, and by initiating remodeling processes 1.
Compared to the left ventricle, the right ventricle is a low-pressure pump that operates in a relatively narrow zone of pressure changes. Increased pulmonary artery pressures are associated with increased pressure in the lung vascular bed and pulmonary hypertension 2. Pulmonary hypertension is often associated with inflammatory lung diseases, for example chronic obstructive pulmonary disease, or autoimmune diseases 3. Because pulmonary hypertension confers a bad prognosis for quality of life and life expectancy, much research is directed towards understanding the mechanisms that might be targets for pharmaceutical intervention 4. The main challenge for the development of effective management tools for pulmonary hypertension remains the complexity of the simultaneous understanding of molecular and cellular changes in the right heart, the lungs and the immune system.
Here, we present a procedural workflow for the rapid and precise measurement of pressure changes in the right heart of mice and the simultaneous harvest of samples from heart, lungs and immune tissues. The method is based on the direct catheterization of the right ventricle via the jugular vein in close-chested mice, first developed in the late 1990s as surrogate measure of pressures in the pulmonary artery5-13. The organized team-approach facilitates a very rapid right heart catheterization technique. This makes it possible to perform the measurements in mice that spontaneously breathe room air. The organization of the work-flow in distinct work-areas reduces time delay and opens the possibility to simultaneously perform physiology experiments and harvest immune, heart and lung tissues.
The procedural workflow outlined here can be adapted for a wide variety of laboratory settings and study designs, from small, targeted experiments, to large drug screening assays. The simultaneous acquisition of cardiac physiology data that can be expanded to include echocardiography5,14-17 and harvest of heart, lung and immune tissues reduces the number of animals needed to obtain data that move the scientific knowledge basis forward. The procedural workflow presented here also provides an ideal basis for gaining knowledge of the networks that link immune, lung and heart function. The same principles outlined here can be adapted to study other or additional organs as needed.

A specific and rapid protocol to simultaneously investigate right heart function, lung inflammation, and the immune response is described as a learning tool. Video and figures describe physiology and microdissection techniques in an organized team-approach that is adaptable to be used for small to large sized studies.

肺およびマウスにおける免疫組織サンプルの収穫との組み合わせで右室収縮期圧測定

The function of the right heart is to pump blood through the lungs, thus linking right heart physiology and pulmonary vascular physiology. Inflammation is ...

免疫・感染学

Measuring Blood Pressure in Mice using Volume Pressure Recording, a Tail-cuff Method

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. The CODA tail-cuff system uses Volume Pressure Recording (VPR) to measure the blood pressure by determining the tail blood volume. A specially designed differential pressure transducer and an occlusion tail-cuff measure the total blood volume in the tail without the need to obtain the individual pulse signal. Special attention is afforded to the length of the occlusion cuff in order to derive the most accurate blood pressure readings. VPR can easily obtain readings on dark-skinned rodents, such as C57BL6 mice and is MRI compatible. The CODA system provides you with measurements of six (6) different blood pressure parameters; systolic and diastolic blood pressure, heart rate, mean blood pressure, tail blood flow, and tail blood volume. Measurements can be made on either awake or anesthetized mice or rats. The CODA system includes a controller, laptop computer, software, cuffs, animal holders, infrared warming pads, and an infrared thermometer. There are seven different holder sizes for mice as small as 8 grams to rats as large as 900 grams.

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. This tail-cuff system uses Volume Pressure Recording (VPR) to measure the blood pressure by determining the tail blood volume.

ボリューム圧力記録、テールカフ法を用いたマウスにおける測定血圧

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. The CODA ...

生物学

Catheterization of Intestinal Loops in Ruminants

The intestine is a complex structure that is involved not only in absorption of nutrients, but also acts as a barrier between the individual and the outside world. As such, the intestine plays a pivotal role in immunosurveillance and protection from enteric pathogens. Investigating intestinal physiology and immunology commonly employs 'intestinal loops' as an experimental model. The majority of these loop models are non-recovery surgical procedures that study short-term (&lt;24 hr) changes in the intestine (1-3). We previously created a recovery intestinal loop model to specifically measure long-term (&lt;6 mo) immunological changes in the intestine of sheep following exposure to vaccines, adjuvants, and viruses (4). This procedure localized treatments to a specific 'loop', allowing us to sample this area of the intestine. A significant drawback of this method is the single window of opportunity to administer treatments (i.e. at the time of surgery). Furthermore, samples of both the intestinal mucosa and luminal contents can only be taken at the termination of the project. Other salient limitations of the above model are that the surgical manipulation and requisite post-operative measures (e.g. administration of antibiotics and analgesics) can directly affect the treatment itself and/or alter immune function, thereby confounding results. Therefore, we modified our intestinal loop model by inserting long-term catheters into the loops. Sheep recover fully from the procedure, and are unaffected by the exteriorized catheters. Notably, the establishment of catheters in loops allows us to introduce multiple treatments over an extended interval, following recovery from surgery and clearance of drugs administered during surgery and the post-operative period.

We describe a novel surgical method for catheterizing 'intestinal loops' within the ileum of sheep. Once animals have recovered from surgery and have cleared antibiotics and analgesics, multiple treatments can be deposited directly in loops via the catheters.

反芻動物の腸ループのカテーテル

The intestine is a complex structure that is involved not only in absorption of nutrients, but also acts as a barrier between the individual and the ...

Measurement of the Pressure-volume Curve in Mouse Lungs

In recent decades the mouse has become the primary animal model of a variety of lung diseases. In models of emphysema or fibrosis, the essential phenotypic changes are best assessed by measurement of the changes in lung elasticity. To best understand specific mechanisms underlying such pathologies in mice, it is essential to make functional measurements that can reflect the developing pathology. Although there are many ways to measure elasticity, the classical method is that of the total lung pressure-volume (PV) curve done over the whole range of lung volumes. This measurement has been made on adult lungs from nearly all mammalian species dating back almost 100 years, and such PV curves also played a major role in the discovery and understanding of the function of pulmonary surfactant in fetal lung development. Unfortunately, such total PV curves have not been widely reported in the mouse, despite the fact that they can provide useful information on the macroscopic effects of structural changes in the lung. Although partial PV curves measuring just the changes in lung volume are sometimes reported, without a measure of absolute volume, the nonlinear nature of the total PV curve makes these partial ones very difficult to interpret. In the present study, we describe a standardized way to measure the total PV curve. We have then tested the ability of these curves to detect changes in mouse lung structure in two common lung pathologies, emphysema and fibrosis. Results showed significant changes in several variables consistent with expected structural changes with these pathologies. This measurement of the lung PV curve in mice thus provides a straightforward means to monitor the progression of the pathophysiologic changes over time and the potential effect of therapeutic procedures.

Here we present a protocol to simply and reliably measure the lung pressure-volume curve in mice, showing that it is sufficiently sensitive to detect phenotypic parenchymal changes in two common lung pathologies, pulmonary fibrosis and emphysema. This metric provides a means to quantify the lung&#8217;s structural changes with developing pathology.

マウス肺における圧力 - 容積曲線の測定

In recent decades the mouse has become the primary animal model of a variety of lung diseases. In models of emphysema or fibrosis, the essential ...

医学

Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these strategies is to examine their effects on heart function. There are several techniques to measure in vivo cardiac mechanics (e.g., echocardiography, pressure/volume relations, etc.). Compared to echocardiography, real-time left ventricular (LV) pressure/volume analysis via catheterization is more precise and insightful in assessing LV function. Additionally, LV pressure/volume analysis provides the ability to instantaneously record changes during manipulations of contractility (e.g., &#946;-adrenergic stimulation) and pathological insults (e.g., ischemia/reperfusion injury). In addition to the maximum (+dP/dt) and minimum (-dP/dt) rate of pressure change in the LV, an accurate assessment of LV function via several load-independent indexes (e.g., end systolic pressure volume relationship and preload recruitable stroke work) can be attained. Heart rate has a significant effect on LV contractility such that an increase in the heart rate is the primary mechanism to increase cardiac output (i.e., Bowditch effect). Thus, when comparing hemodynamics between experimental groups, it is necessary to have similar heart rates. Furthermore, a hallmark of many cardiomyopathy models is a decrease in contractile reserve (i.e., decreased Bowditch effect). Consequently, vital information can be obtained by determining the effects of increasing heart rate on contractility. Our and others data has demonstrated that the neuronal nitric oxide synthase (NOS1) knockout mouse has decreased contractility. Here we describe the procedure of measuring LV pressure/volume with increasing heart rates using the NOS1 knockout mouse model.

This article describes the measurement of murine left ventricular function via pressure/volume analysis at different heart rates.

ボーディッチ影響を調べる：圧力体積関係を測定するために、マウスにおける心臓カテーテル検査

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these ...

Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) generated by recording both pressure and volume during cardiac catheterization are vital when assessing both systolic and diastolic cardiac function. Left and right heart function are closely related, reflected in ventricular interdependence. Thus, recording biventricular function in the same animal is important to get a complete assessment of cardiac function. In this protocol, a closed chest approach to cardiac catheterization consistent with the way catheterization is performed in patients is adopted in mice. While challenging, the closed chest strategy is a more physiological approach, because opening the chest results in major changes in preload and afterload that create artifacts, most notably a fall in systemic blood pressure. While high-resolution echocardiography is used to assess rodents, cardiac catheterization is invaluable, particularly when assessing diastolic pressures in both ventricles.
Described here is a procedure to perform invasive, closed chest, sequential left and right ventricular pressure-volume (PV) loops in the same animal. PV loops are acquired using&#160;admittance technology with a mouse pressure-volume catheter and pressure-volume system acquisition. The procedure is described, beginning with the neck dissection, which is required to access the right jugular vein and the right carotid artery, to the insertion and positioning of the catheter, and finally the data acquisition. Then, the criteria required to ensure the acquisition of high-quality PV loops are discussed. Finally, the analysis of the left and right ventricular PV loops and the different hemodynamic parameters available to quantify systolic and diastolic ventricular function are briefly described.

Presented here is a protocol to assess biventricular heart function in mice by generating pressure-volume (PV) loops from the right and left ventricle in the same animal using closed chest catheterization. The focus is on the technical aspect of surgery and data acquisition.

マウスにおける閉鎖胸腔カテーテル法による心機能および圧力容積ループの両心室評価

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) ...

Cardiac Response to &#946;-Adrenergic Stimulation Determined by Pressure-Volume Loop Analysis

Determination of the cardiac function is a robust endpoint analysis in animal models of cardiovascular diseases in order to characterize effects of specific treatments on the heart. Due to the feasibility of genetic manipulations the mouse has become the most common mammalian animal model to study cardiac function and to search for new potential therapeutic targets. Here we describe a protocol to determine cardiac function&#160;in vivo using pressure-volume loop measurements and analysis during basal conditions and under &#946;-adrenergic stimulation by intravenous infusion of increasing concentrations of isoproterenol. We provide a refined protocol including ventilation support taking into account the positive end-expiratory pressure to ameliorate negative effects during open-chest measurements, and potent analgesia (Buprenorphine) to avoid uncontrollable myocardial stress evoked by pain during the procedure. All together the detailed description of the procedure and discussion about possible pitfalls enables highly standardized and reproducible pressure-volume loop analysis, reducing the exclusion of animals from the experimental cohort by preventing possible methodological bias.

Here we describe a cardiac pressure-volume loop analysis under increasing doses of intravenously infused isoproterenol to determine the intrinsic cardiac function and the &#946;-adrenergic reserve in mice. We use a modified open-chest approach for the pressure-volume loop measurements, in which we include ventilation with positive end-expiratory pressure.

圧力量ループ解析によるβ-アドレナリン刺激に対する心臓応答

Determination of the cardiac function is a robust endpoint analysis in animal models of cardiovascular diseases in order to characterize effects of ...

Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular systolic and diastolic function. Measures of ventricular contractility and compliance are obtained through examination of cardiac response to changes in afterload and preload. These techniques were originally developed nearly three decades ago to measure cardiac function in large mammals and humans. The application of these analyses to small mammals, such as mice, has been accomplished through the optimization of microsurgical techniques and creation of conductance catheters. Conductance catheters allow for estimation of the blood pool by exploiting the relationship between electrical conductance and volume. When properly performed, these techniques allow for testing of cardiac function in genetic mutant mouse models or in drug treatment studies. The accuracy and precision of these studies are dependent on careful attention to the calibration of instruments, systematic conduct of hemodynamic measurements and data analyses. We will review the methods of conducting pressure-volume loop experiments using a conductance catheter in mice.

Cardiac pressure-volume loop analysis is the most comprehensive way to measure cardiac function in the intact heart. We describe a technique to perform and analyze cardiac pressure volume loops, using conductance catheters.

マウスにおけるコンダクタンスカテーテルを用いて心臓圧力 - 体積ループ解析

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular ...

心房ペーシングプロトコルを使用したHR依存性心臓パフォーマンスの探索

A Pacing-Controlled Procedure for the Assessment of Heart Rate-Dependent Diastolic Functions in Murine Heart Failure Models

Heart failure with preserved ejection fraction (HFpEF) is a condition characterized by diastolic dysfunction and exercise intolerance. While exercise-stressed hemodynamic tests or MRI can be used to detect diastolic dysfunction and diagnose HFpEF in humans, such modalities are limited in basic research using mouse models. A treadmill exercise test is commonly used for this purpose in mice, but its results can be influenced by body weight, skeletal muscle strength, and mental state. Here, we describe an atrial-pacing protocol to detect heart rate (HR)-dependent changes in diastolic performance and validate its usefulness in a mouse model of HFpEF. The method involves anesthetizing, intubating, and performing pressure-volume (PV) loop analysis concomitant with atrial pacing. In this work, a conductance catheter was inserted via a left ventricular apical approach, and an atrial pacing catheter was placed in the esophagus. Baseline PV loops were collected before the HR was slowed with ivabradine. PV loops were collected and analyzed at HR increments ranging from 400 bpm to 700 bpm via atrial pacing. Using this protocol, we clearly demonstrated HR-dependent diastolic impairment in a metabolically induced HFpEF model. Both the relaxation time constant (Tau) and the end-diastolic pressure-volume relationship (EDPVR) worsened as the HR increased compared to control mice. In conclusion, this atrial pacing-controlled protocol is useful for detecting HR-dependent cardiac dysfunctions. It provides a new way to study the underlying mechanisms of diastolic dysfunction in HFpEF mouse models and may help develop new treatments for this condition.

著者スポットライト:新しい心房ペーシングアプローチによるマウスモデルにおけるHR依存性心機能の調査 

The present protocol describes obtaining the pressure-volume relationship through transesophageal pacing, which serves as a valuable tool in evaluating diastolic function&#160;in mouse models of heart failure.