This work was supported by funding from American Heart Association 12BGIA12040477, NC State University Chancellor&#8217;s Faculty Excellence Program, and National Natural Science Foundation of China H020381370216.

以下のプロトコルは、新生児仔ラット（10〜14匹）の1リットルから心筋細胞を分離するために設計されています。産子数が大幅に異なる場合は、手順は、補償するためにスケーリングされなければならないことがある。子犬は約48±6時間古いすべきである。すべての手順は、ここにノースカロライナ州立大学施設内動物管理および使用委員会（IACUC）によって承認されている。 1.細胞の単離の準備注：分離前の日には、次の手順を実行。 <ol><li>大はさみ、小さなはさみ、小さな鋭い鉗子、大鉗子：以下のオートクレーブ。 121℃、30分の乾燥時間を最小で60分間重力サイクルを使用する。 </li><li> O / Nを解凍する冷蔵庫で0.1％トリプシン溶液の40ミリリットルを置きます。冷蔵ハンクス平衡塩類溶液（HBSS）すでに寒さではない場合。 20％ウシ胎児血清（FBS）のストックメディア溶液を調製する。 <ol><li> Iscは400mlにオベ改変ダルベッコ培地（IMDM）は100ミリリットルFBS 5mlのL-グルタミン（200 mM）を2.5 mlのゲンタマイシン（10mgの溶液-1）、及び0.9ミリリットルの2-メルカプトエタノールを加える。真空フィルターを用いて滅菌する。最大3週間、4℃で保存メディア、これは小さくても大きくボリューム用のスケーラブルです。 10％のFBS NRCMメディアを生成するためにIMDMで1：20％のFBSの株式メディア1を希釈する。メディアだけの繰り返し加熱と冷却を防止するために、小さなバッチで作る。 </li></ol></li></ol> 2.細胞の単離1日目<ol><li>試料の汚染を防止するために、培養フード内で次の作業を行う。 O / Nインキュベーションがあるので、最高のタイミングについては、午後にこの作業を開始。 </li><li>無菌培養フードの内側にワークスペースを準備します。培養フードでベンチパッドを配置します。 70％エタノールで2 250ミリリットルのビーカーを記入し、その中に手術器具を置く。フード内氷の小さなバケツを置きます。それはいくつかのチューブと150ミリメートルディッシュを保持するのに十分な大きさであることを確認してください。 FOフードを殺菌するUVrは10分。氷上で40ミリリットルの0.1％トリプシンを置きます。 </li><li>母親から新生児ラットの子を取得します。使用するまで暖かい動物を維持するには、そのような暖かいそれらを保つためにベンチパッドに包まれたアイスバケットなどの断熱容器に配置します。 </li><li> 25ミリリットルHBSSで150ミリメートル培養皿を記入し、氷上に置きます。ワークエリア2-3ガーゼパッドと場所をアンラップ。首の後ろの皮膚によって子犬を持ち、フード内の70％エタノールと場所でそれをスプレー。注：最高の無菌性を維持するために、これはその後フードで洗浄子犬を置く別の人によって行うことができている。 </li><li>首の後ろの皮膚によって子犬を持ってください。その後、断頭により安楽死させる1迅速、強力なカットで、大規模なハサミを使用して。ガーゼで血を吸い取る。注：によりIACUC要件の差異に、むしろそれを噴霧よりワイプエタノールで子犬をきれいにするより適切である。このステップの彼らのガイドラインとして、大学動物実験委員会に確認してください。 </li><li> CHの前方側を伐採続行胸郭を通じてEST。心が表示されるまで胸郭を開く助けるために首に皮膚をつまんで。小さなハサミを使用して、氷上でHBSS培養皿に心と場所を削除します。他の子犬のために繰り返します。 </li><li>サンプルから任意の非心臓組織を削除し、心を洗って優しくHBSSを旋回。新鮮なHBSSを含む別の培養皿に心臓組織を移し、さらなる組織を洗う。ピース1-3 mm 3になるまで、さらに組織を切断した後、トリプシン溶液に移す。 4℃の冷蔵庫のO / Nでロッカー上のトリプシン溶液を置きます。 </li></ol>細胞分離2日目注：以下のステップで吸引しながら、真空ラインではなく、ピペットを使用しています。組織は簡単に移動し、真空ラインは、依然として細胞を含む組織を詰まらせたり削除します。それは、代わりに吸引用のピペットを使用するのが最適です。組織は、ピペットを入力すると、ピペットはそれを削除するにはバックアウト。 <ol><li>トンを作る10％のNRCMメディアのHREE分量：15ミリリットルと25ミリリットルと1と2。 37℃の水浴中で媒体の一つの25mlチューブを置き。 5別の15ミリリットルコニカルチューブに4ミリリットルHBSSを追加し、氷上にすべてを置く。各15ミリリットルチューブ＃1-5にラベルを付けます。 </li><li> 50ミリリットルコニカルチューブに40ミリリットルHBSSを追加します。 、コラゲナーゼにHBSSの10ミリリットルを追加します。中断するピペット、および1mg mlのコラゲナーゼ-1溶液50mlを作成するためのソリューションを組み合わせる。 0.22μmの真空フィルターを用いて滅菌し、室温で保存。 </li><li>心臓組織/トリプシンチューブを取得します。トリプシンがクリアされている、と組織がふわふわ表示されていることを確認してください。組織がチューブと吸引の隅に限り液体できるだけを決済できるようにする。 </li><li>手でチューブと渦に25ミリリットル暖かい、10％FBS NRCMメディアを追加します。キャップおよび2分間37℃の水浴中で回転させる。再び吸引する液体。組織は、この段階でフロートべきである。もしそうであれば、管の底から吸引する。 </li><li> 10ミリリットルのコラゲナーゼを追加します。 2分間または溶液が濁るまで、水浴中で回転させる。屈原ickly液体を吸引。組織を含むチューブに10ミリリットル新鮮なコラゲナーゼを追加し、2分間水浴中で回転させる。ピペット、チューブ＃1に転送ソリューションを混合し、氷上に配置する。これは、全ての液体を除去することができない場合があります。繰り返して、他の3 15ミリリットルコニカルチューブ用3.2から3.6を繰り返します。チューブ＃5に残りの液体を転送します。 </li><li>遠心機8分間410 RCFで15 mlチューブ。遠心分離しながら、水浴中で15ミリリットルの10％FBS NRCMメディア管を配置。 50ミリリットルコニカルチューブの上に40μmのセルストレーナーを配置し、2ミリリットル冷HBSSで濡れた。 </li><li>スピンダウンした細胞からの上清を吸引。各チューブを再懸濁に6ミリリットル冷HBSSを追加します。を50mlコニカルにストレーナを介してピペット細胞懸濁液は、任意の組織を除去した。 3ミリリットル冷たいHBSSで各15ミリリットルチューブの側面をすすぎ、ストレーナに追加する。 10分間410は、rcfで遠心細胞。上清を吸引。 T-75フラスコに10ミリリットルの10％FBS NRCMメディア転送で再懸濁細胞ペレット。 5ミリリットルメディアと円錐をすすぎ、FLに追加お願いします。 </li><li> 37℃で1時間および5％CO 2でインキュベート。水浴中に置き、最後の15ミリリットルの10％FBS NRCMメディア管。 T-75の新しいT-175フラスコの内容を転送、15ミリリットルのメディアでT-75をすすぎ、T-175に追加する。 1時間インキュベートする。 </li></ol> 4.凍結保存<ol><li>氷上で凍結メディアを配置します。 T-175〜50ミリリットルの円錐管から細胞培地を移し、そしてトリパンブルーを用いて細胞計数のために、細胞懸濁液10μlを集める。 5分間410 RCFで遠心分離する。遠心分離しながら、細胞カウンターを用いて細胞数を計測する。 </li><li> 1mlあたり2から4000000細胞の濃度で凍結培地中で吸引し、培養培地、および細胞を再懸濁する。極低温バイアルに1mlの細胞懸濁液を置き、次に場所は制御された冷却容器を凍結速度、及びCの冷凍庫O / N°-80の代わりバイアル。 1~2日以内に、液体窒素中にバイアルを転送する。 </li></ol> 5.解凍細胞<ol><li> 250μlの溶解することによりフィブロネクチンでコートディッシュ60; 9.75ミリリットルの水（最終濃度0.025 mgのミリリットル-1）へのフィブロネクチン（ストック濃度1mgのミリリットル-1）の。培養プレートをカバーし、少なくとも30分間、37°C ​​のでインキュベートするのに十分な溶液を加える。 <ol><li> 20％のメディアにDMSOを追加することによって、次のように4 15ミリリットルコニカルチューブでは、DMSO /メディアの混合物を作る。 500μlのDMSOで9.5ミリリットルメディア（5％）を追加します。 250μlのDMSOで（2.5％）9.75ミリリットルのメディアを追加します。 10ミリリットルメディア（これらのうちの2つを作る）を追加します。 </li></ol></li><li> 37℃の水浴中で、前述のメディア混合物を加熱する。液体窒素から細胞を取り出し、ドライアイス上に置きます。メディア混合物が温かいときにだけ解凍するまで、37℃の水浴中で細胞を解凍する。これは、細胞に損傷を与える可能性があるが長すぎるために水浴中で細胞を放置しないでください。 </li><li> 5％DMSO /メディア管に極低温バイアルの内容を転送します。 8分間410 RCFで遠心分離する。上清を吸引し、細胞ペレットを残す。細胞ペレットとrに2.5％DMSO /メディア管の内容を追加します。esuspend。 8分間410 RCFで遠心分離する。上清を吸引し、細胞ペレットを残す。 </li><li>細胞ペレットを再懸濁に1 0％DMSO /メディア管の内容を追加します。 8分間410 RCFで遠心分離する。上清を吸引し、細胞ペレットを残す。 </li><li>細胞ペレットを再懸濁する第0％DMSO /メディアの内容を追加します。細胞計数のために少量のサンプルを取る。 8分間410 RCFで遠心分離する。血球計数器で遠心分離カウント細胞がトリパンブルーを使用している間死んだ細胞を標識する。レコード細胞量、ならびに生存率。 </li><li>上清を吸引し、細胞ペレットを残す。 10％のNRCMのメディアに再懸濁（オプション：100μMのブロモデオキシウリジン（BrdU）の追加）フィブロネクチンコートディッシュ上とプレートの細胞を。 </li></ol> 6.細胞培養<ol><li> 1cm 2当たり約100Kの細胞でプレート細胞。文化の使用目的に基づいて、プレーティング密度を調整します。 1：10の割合でIMDM中の20％メディアを希釈することによって2％NRCMメディアを準備します。以下は、一般的な文化の概要である。&lt;/ LI&gt; <li> 1日目に、10％のNRCM（オプション100μMのBrdU）を追加し、暖かいIMDMで離れて死細胞をすすいでください。 2日目に、10％のNRCMを追加、暖かいIMDMで死細胞を洗い流す。 3日目 - 追加2％NRCMを。 4日目に2％NRCMを追加。 5日目に細胞がコンフルエントと鼓動であることを確認してください。約1週間、培養中の細胞を維持する。その時点で、線維芽細胞はかなりNRCMsを脱却し始める可能性があります。 </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

このプロトコルは、凍結保存され、単離されるべきNRCMsを可能にし、解凍した。細胞を解凍すると、手順の重要な部分である。 DMSOの希釈系列をゆっくりとセル14からDMSOを除去するために使用される。これは、細胞が、解凍後すぐに死ぬに特に敏感であるようにDMSOの抽出を迅速に行うことが重要である。多かれ少なかれ細胞は解凍のために必要とされる場合は、必要に応じて、DMSO溶?...

心筋細胞の細胞培養は、現代の心臓の研究における重要なツールである。単離および培養成体ラット心筋細胞1よりも容易であるので、新生児ラット心筋細胞（NRCMs）が一般的に使用される。 NRCM方法はまだ長い分離手順とディッシュ内の限られた細胞増殖を含む、いくつかの制限を有する。最も一般的な作業2-6の4-48時間を必要とNRCMsの単離のための多数のプロトコルがあります。さらに、細胞はしばしば2,4-7 1~2日齢のラットの仔から単離される。出産のタイミングは予測できないと研究室で他の作業と競合することができます。細胞のわずかな量は、実験に必要とされる場合に単離が非効率的で無駄にすることができる。分離時間を短縮することにワークフローのフォーカスを改善する上でほとんどの努力は、まだこれは子犬の出産のタイミングの問題を解決しない。 代替案として、多くのラボでは、利用胚性幹細胞（ESC）または人工多能性幹細胞（iPS細胞）に由来する心筋細胞。しかし、再プログラミングおよび/または分化のプロセスも非常に時間がかかり、コストがかかる可能性がある。 インビトロ筋細胞モデルとして、これらの細胞を使用した場合、他の問題が存在し得る。両方ESC-とiPSC-由来の心筋細胞を初代心筋8-10からの電気の違いを示すことが示されている。 解離NRCMs冷蔵11を用いて、数日間保存することが可能であり、まだこれは、長期保存を可能にしない。液体窒素は、典型的には、時間の大きな期間、細胞を保存するために使用されるが、ジメチルスルホキシド（DMSO）などの凍結防止剤を必要としている。これまでの研究では、凍結メディア5-10％DMSOの間の理想的な濃度はNRCMsの凍結保存を可能にすることが示されている、まだその時でさえ生存率は低い12のまま。 DMSOは、無料の間に細胞を保護するのに役立ちますが、熱意は、それは1.5％13以上の濃度で細胞に対して毒性であり得る。以前の研究は、ゆっくり細胞からDMSOを除去し、細胞生存率14を改善することができることを示している。 我々は、単離後に凍結保存細胞によるNRCM細胞ベースのアッセイの効率を改善しようとした。これは、細胞を解凍し、必要に応じて、単離および動物の消費の頻度を低減する際に使用することを可能にする。この方法を使用して、我々はそれがNRCMsを凍結保存し、後で使用するために解凍することが可能であることを示す。解凍後、細胞は、許容可能な生存能力を維持し、自然発生的にα-筋節アクチニン（α-SA）との契約について陽性であるNRCM文化を作り出す。

<table><tbody><tr><td>IMDM (+25 mM HEPES +L-glutamine)</td><td>Gibco</td><td>12440-046</td><td>With added 25 mM HEPES and L-glutamine</td></tr><tr><td>L-glutamine</td><td>Gibco</td><td>25030-081</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Hyclone</td><td>SH30070.03</td><td></td></tr><tr><td>Gentamicin</td><td>Gibco</td><td>15710-064</td><td></td></tr><tr><td>2-Mercaptoethanol</td><td>Gibco</td><td>21985-023</td><td></td></tr><tr><td>HBSS (+Ca +Mg)</td><td>Corning</td><td>21-020-CV</td><td>With added calcium and magnesium, pH 7.1-7.4</td></tr><tr><td>Trypsin 0.25%</td><td>Gibco</td><td>25300-056</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin 0.05%</td><td>Gibco</td><td>25300-054</td><td></td></tr><tr><td>Cryostor CS5</td><td>BioLife Solutions</td><td>205102</td><td>Freezing media</td></tr><tr><td>Cryogenic Vial</td><td>Corning</td><td>430659</td><td></td></tr><tr><td>Collagenase</td><td>Sigma</td><td>C1889-50MG</td><td></td></tr><tr><td>40 &amp;mu;m Cell Strainer</td><td>Greiner Bio-One</td><td>542040</td><td></td></tr><tr><td>Sterilizing Vacuum Filter (0.22&amp;mu;m)</td><td>Corning</td><td>431118</td><td></td></tr><tr><td>50 ml Conical</td><td>Corning</td><td>430828</td><td></td></tr><tr><td>15 ml Conical</td><td>Corning</td><td>430790</td><td></td></tr><tr><td>trypan blue</td><td>Cellgro</td><td>25-900-CI</td><td></td></tr><tr><td>Mr Frosty Freezing Container</td><td>ThermoScientific</td><td>5100-0001</td><td></td></tr><tr><td>Millicell EZ&amp;nbsp;SLIDES</td><td>Millipore</td><td>PEZGS0416</td><td></td></tr><tr><td>&amp;alpha;-sarcomeric actinin antibody</td><td>Sigma</td><td>A7811</td><td></td></tr><tr><td>Fibronectin</td><td>Corning</td><td>356008</td><td></td></tr><tr><td>Bromodeoxyuridine</td><td>BD Biosciences</td><td>51-7581KZ</td><td></td></tr></tbody></table>

isolation and cryopreservation of neonatal rat cardiomyocytes

Cell culture has become increasingly important in cardiac research, but due to the limited proliferation of cardiomyocytes, culturing cardiomyocytes is difficult and time consuming. The most commonly used cells are neonatal rat cardiomyocytes (NRCMs), which require isolation every time cells are needed. The birth of the rats can be unpredictable. Cryopreservation is proposed to allow for cells to be stored until needed, yet freezing/thawing methods for primary cardiomyocytes are challenging due to the sensitivity of the cells. Using the proper cryoprotectant, dimethyl sulfoxide (DMSO), cryopreservation was achieved. By slowly extracting the DMSO while thawing the cells, cultures were obtained with viable NRCMs. NRCM phenotype was verified using immunocytochemistry staining for &#945;-sarcomeric actinin. In addition, cells also showed spontaneous contraction after several days in culture. Cell viability after thawing was acceptable at 40-60%. In spite of this, the methods outlined allow one to easily cryopreserve and thaw NRCMs. This gives researchers a greater amount of flexibility in planning experiments as well as reducing the use of animals.

新生児ラット心筋細胞の単離後、細胞を液体窒素中に凍結しており、少なくとも数ヶ月間保存することができる。典型的に解凍すると、トリパンブルー分析により決定生存率は40〜60％の間であろう。にもかかわらず、これは適切な播種し、培養して、細胞が（ 図1）を増殖する、他の細胞型より低い。収縮性を確認するために、細胞を、位相差顕微鏡を使用して画像化すること?...

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Isolation and Cryopreservation of Neonatal Rat Cardiomyocytes

The isolation of neonatal rat cardiomyocytes is a time consuming and unpredictable procedure. This study describes methods for cryopreservation and thawing of neonatal rat cardiomyocytes that allows for more efficient use of cells. The thawed NRCMs can be used for various experiments without the need for performing isolations each time.

新生児ラット心筋細胞の単離と凍結保存

Cell culture has become increasingly important in cardiac research, but due to the limited proliferation of cardiomyocytes, culturing cardiomyocytes is ...

isolation-and-cryopreservation-of-neonatal-rat-cardiomyocytes

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

12.5K ビュー.  College of Veterinary Medicine, North Carolina State University. The isolation of neonatal rat cardiomyocytes is a time consuming and unpredictable procedure. This study describes methods for cryopreservation and thawing of neonatal rat cardiomyocytes that allows for more efficient use of cells. The thawed NRCMs can be used for various experiments without the need for performing isolations each time.

ビデオ: Isolation and Cryopreservation of Neonatal Rat Cardiomyocytes

Isolation of Neural Stem/Progenitor Cells from the Periventricular Region of the Adult Rat and Human Spinal Cord

Adult rat and human spinal cord neural stem/progenitor cells (NSPCs) cultured in growth factor-enriched medium allows for the proliferation of multipotent, self-renewing, and expandable neural stem cells. In serum conditions, these multipotent NSPCs will differentiate, generating neurons, astrocytes, and oligodendrocytes. The harvested tissue is enzymatically dissociated in a papain-EDTA solution and then mechanically dissociated and separated through a discontinuous density gradient to yield a single cell suspension which is plated in neurobasal medium supplemented with epidermal growth factor (EGF), basic fibroblast growth factor (bFGF), and heparin. Adult rat spinal cord NSPCs are cultured as free-floating neurospheres and adult human spinal cord NSPCs are grown as adherent cultures. Under these conditions, adult spinal cord NSPCs proliferate, express markers of precursor cells, and can be continuously expanded upon passage. These cells can be studied in vitro in response to various stimuli, and exogenous factors may be used to promote lineage restriction to examine neural stem cell differentiation. Multipotent NSPCs or their progeny can also be transplanted into various animal models to assess regenerative repair.

The adult mammalian spinal cord contains neural stem/progenitor cells (NSPCs) that can be isolated and expanded in culture. This protocol describes the harvesting, isolation, culture, and passaging of NSPCs generated from the periventricular region of the adult spinal cord from the rat and from human organ transplant donors.

成体ラットおよびヒト脊髄の脳室周囲領域から神経幹/前駆細胞の単離

Adult rat and human spinal cord neural stem/progenitor cells (NSPCs) cultured in growth factor-enriched medium allows for the proliferation of ...

発生生物学

Isolation and Culture of Rat Embryonic Neural Cells: A Quick Protocol

We are describing a quick method to dissociate and culture hippocampal or cortical neurons from E15-17 rat embryos. The procedure can be applied successfully to the isolation of mouse and human primary neurons and neural progenitors. Dissociated neurons are maintained in serum-free medium up to several weeks. These cultures can be used for nucleofection, immunocytochemistry, nucleic acids preparation, as well as electrophysiology. Older neuronal cultures can also be transfected with a good efficiency rate by lentiviral transduction and, less efficiently, with calcium phosphate or lipid-based methods such as lipofectamine.

We describe a rapid methodology to isolate and culture hippocampal and cortical neurons from rodent embryos. This protocol allows us to perform experiments in which nearly pure neuronal cultures are required.

ラット胚神経細胞の分離と文化：クイックプロトコル

We are describing a quick method to dissociate and culture hippocampal or cortical neurons from E15-17 rat embryos. The procedure can be applied ...

神経科学

Isolation and Cultivation of Adult Rat Cardiomyocytes

In an intact heart, adjacent cells influence adult cardiomyocytes. With the method of isolation and cultivation of adult cardiomyocytes, a precise investigation of the behavior of these cells under specific treatments and environments is possible. This manuscript presents a protocol for successful isolation and cultivation of adult rat ventricular cardiomyocytes (ARVC).
The rat is sacrificed by cervical dislocation under deep anesthesia. Then, the heart is extracted and the aorta is uncovered. Subsequently, perfusion on the Langendorff perfusion system with calcium depletion and collagenase treatment is performed. Afterwards, ventricular tissue gets minced, re-circulated, and filtered, followed by three centrifugation steps with gradual addition of CaCl2 until physiological calcium concentration is reached. ARVC are plated on cell culture dishes. After refreshing the cell culture medium, ARVC can be cultivated for up to six days without changing the serum-containing culture medium. Isolation of ARVC is a calcium sensitive process. Small changes in the intracellular calcium concentration cause a decrease in the quality and viability of the isolated cells.
Freshly isolated ARVC are rod shaped. Within the first days of cultivation they lose the rod-shaped morphology and form pseudopodia-like structures (spreading). During this morphological formation ARVC initially degrade their contractile elements followed by a reformation through actin stress fibers and de novo sarcomerogenesis. After one week of cultivation, most ARVC show a widespread appearance with a clearly detectable cross striation. This process is sensitive to intracellular calcium concentration, as treatment with ionomycin attenuates spreading. Key markers in this process of de- and re-differentiation are &#946;-myosin heavy chain (&#946;-MHC), oncostatin M (OSM), and swiprosin-1 (EFHD2). Recent studies have suggested that cardiac re- and de-differentiation occurring under culture conditions mimics features seen in vivo during cardiac remodeling. Therefore, isolation and cultivation of ARVC play a key role in understanding the biology of cardiomyocytes.

Here, we present a protocol for the isolation and cultivation of adult rat ventricular cardiomyocytes (ARVC). Isolated ARVC can be used for short and long-term cultivation. The isolation and cultivation of ARVC can play a key role in developing new treatment regimens for cardiac diseases.

ラット心筋細胞の分離と培養

In an intact heart, adjacent cells influence adult cardiomyocytes. With the method of isolation and cultivation of adult cardiomyocytes, a precise ...

医学

Isolation and Culture of Neonatal Mouse Cardiomyocytes

Cultured neonatal cardiomyocytes have long been used to study myofibrillogenesis and myofibrillar functions. Cultured cardiomyocytes allow for easy investigation and manipulation of biochemical pathways, and their effect on the biomechanical properties of spontaneously beating cardiomyocytes.	
The following 2-day protocol describes the isolation and culture of neonatal mouse cardiomyocytes. We show how to easily dissect hearts from neonates, dissociate the cardiac tissue and enrich cardiomyocytes from the cardiac cell-population. We discuss the usage of different enzyme mixes for cell-dissociation, and their effects on cell-viability. The isolated cardiomyocytes can be subsequently used for a variety of morphological, electrophysiological, biochemical, cell-biological or biomechanical assays. We optimized the protocol for robustness and reproducibility, by using only commercially available solutions and enzyme mixes that show little lot-to-lot variability. We also address common problems associated with the isolation and culture of cardiomyocytes, and offer a variety of options for the optimization of isolation and culture conditions.

Primary mouse cardiomyocyte cultures are one of the pivotal tools for the investigation of myofibrillar organization and function. The following protocol describes the isolation and culture of primary cardiomyocytes from neonatal mouse hearts. The resulting cardiomyocyte cultures may be subsequently used for a variety of biomechanical, biochemical and cell-biological assays.

新生仔マウス心筋細胞の単離および培養

Cultured neonatal cardiomyocytes have long been used to study  myofibrillogenesis and myofibrillar functions. Cultured cardiomyocytes allow  for easy ...

生物学

Isolation of Atrial Cardiomyocytes from a Rat Model of Metabolic Syndrome-related Heart Failure with Preserved Ejection Fraction

In this article, we describe an optimized, Langendorff-based procedure for the isolation of single-cell atrial cardiomyocytes (ACMs) from a rat model of metabolic syndrome (MetS)-related heart failure with preserved ejection fraction (HFpEF). The prevalence of MetS-related HFpEF is rising, and atrial cardiomyopathies associated with atrial remodeling and atrial fibrillation are clinically highly relevant as atrial remodeling is an independent predictor of mortality. Studies with isolated single-cell cardiomyocytes are frequently used to corroborate and complement in vivo findings. Circulatory vessel rarefication and interstitial tissue fibrosis pose a potentially limiting factor for the successful single-cell isolation of ACMs from animal models of this disease.
We have addressed this issue by employing a device capable of manually regulating the intraluminal pressure of cardiac cavities during the isolation procedure, substantially increasing the yield of morphologically and functionally intact ACMs. The acquired cells can be used in a variety of different experiments, such as cell culture and functional Calcium imaging (i.e., excitation-contraction-coupling).
We provide the researcher with a step-by-step protocol, a list of optimized solutions, thorough instructions to prepare the necessary equipment, and a comprehensive troubleshooting guide. While the initial implementation of the procedure might be rather difficult, a successful adaptation will allow the reader to perform state-of-the-art ACM isolations in a rat model of MetS-related HFpEF for a broad spectrum of experiments.

Here, we describe an optimized, Langendorff-based procedure for the isolation of single-cell atrial cardiomyocytes from a rat model of metabolic syndrome-related heart failure with preserved ejection fraction. A manual regulation of intraluminal pressure of cardiac cavities is implemented to yield functionally intact myocytes suitable for excitation-contraction-coupling studies.

保存された駆出率とメタボリック症候群関連心不全ラットモデルから心房の心筋細胞の単離

In this article, we describe an optimized, Langendorff-based procedure for the isolation of single-cell atrial cardiomyocytes (ACMs) from a rat model of ...

組織損傷を軽減するための新しい低侵襲スローインジェクション法

A Novel Cell Injection Method with Minimum Invasion

Directly injecting cells into tissues is a necessary process in cell administration and/or replacement therapy. The cell injection requires a sufficient amount of suspension solution to allow the cells to enter the tissue. The volume of the suspension solution affects the tissue, and this can cause major invasive injury as a result of the cell injection. This paper reports on a novel cell injection method, called slow injection, that aims to avoid this injury. However, pushing out the cells from the needle tip requires a sufficiently high injection speed according to Newton's law of shear force. To solve the above contradiction, a non-Newtonian fluid, such as gelatin solution, was used as the cell suspension solution in this work. Gelatins solution have temperature sensitivity, as their form changes from gel to sol at approximately 20 &#176;C. Therefore, to maintain the cell suspension solution in the gel form, the syringe was kept cooled in this protocol; however, once the solution was injected into the body, the body temperature converted it to a sol. The interstitial tissue fluid flow can absorb excess solution. In this work, the slow injection technique allowed cardiomyocyte balls to enter the host myocardium and engraft without surrounding fibrosis. This study employed a slow injection method to inject purified and ball-formed neonatal rat cardiomyocytes into a remote area of myocardial infarction in the adult rat heart. At 2 months following the injection, the hearts of the transplanted groups showed significantly improved contractile function. Furthermore, histological analyses of the slow-injected hearts revealed seamless connections between the host and graft cardiomyocytes via intercalated disks containing gap junction connections. This method could contribute to next-generation cell therapies, particularly in cardiac regenerative medicine.

著者スポットライト:最小限の侵襲で新しい細胞注入法  

This method eliminates any major invasion during cell injections caused by the cell suspension solution.

浸潤の少ない新規細胞注入法

Directly injecting cells into tissues is a necessary process in cell administration and/or replacement therapy. The cell injection requires a sufficient ...

生物工学

Live Cell Imaging of Primary Rat Neonatal Cardiomyocytes Following Adenoviral and Lentiviral Transduction Using Confocal Spinning Disk Microscopy

Primary rat neonatal cardiomyocytes are useful in basic in vitro cardiovascular research because they can be easily isolated in large numbers in a single procedure. Due to advances in microscope technology it is relatively easy to capture live cell images for the purpose of investigating cellular events in real time with minimal concern regarding phototoxicity to the cells. This protocol describes how to take live cell timelapse images of primary rat neonatal cardiomyocytes using a confocal spinning disk microscope following lentiviral and adenoviral transduction to modulate properties of the cell. The application of two different types of viruses makes it easier to achieve an appropriate transduction rate and expression levels for two different genes. Well focused live cell images can be obtained using the microscope&#8217;s autofocus system, which maintains stable focus for long time periods. Applying this method, the functions of exogenously engineered proteins expressed in cultured primary cells can be analyzed. Additionally, this system can be used to examine the functions of genes through the use of siRNAs as well as of chemical modulators.

This protocol describes a method of live cell imaging using primary rat neonatal cardiomyocytes following lentiviral and adenoviral transduction using confocal spinning disk microscopy. This enables detailed observations of cellular processes in living cardiomyocytes.

ディスク顕微鏡スピニング共焦点の使い方アデノウイルスやレンチウイルス形質導入後の初代ラット新生児心筋細胞の生細胞イメージング

Primary rat neonatal cardiomyocytes are useful in basic in vitro cardiovascular research because they can be easily isolated in large numbers in a single ...

A Simple and Effective Method to Consistently Isolate Mouse Cardiomyocytes

The need for reproducible yet technically simple methods yielding high-quality cardiomyocytes is essential for research in cardiac biology. Cellular and molecular functional experiments (e.g., contraction, electrophysiology, calcium cycling, etc.) on cardiomyocytes are the gold standard for establishing mechanism(s) of disease. The mouse is the species of choice for functional experiments and the described technique is specifically for the isolation of mouse cardiomyocytes. Previous methods requiring a Langendorff apparatus require high levels of training and precision for aortic cannulation, often resulting in ischemia. The field is shifting toward Langendorff-free isolation methods that are simple, are reproducible, and yield viable myocytes for physiological data acquisition and culture. These methods greatly diminish ischemia time compared to aortic cannulation and result in reliably obtained cardiomyocytes. Our adaptation to the Langendorff-free method includes an initial perfusion with ice-cold clearing solution, use of a stabilizing platform that ensures a steady needle during perfusion, and additional digestion steps to ensure reliably obtained cardiomyocytes for use in functional measurements and culture. This method is simple and quick to perform and requires little technical skill.

The gold standard in cardiology for cellular and molecular functional experiments are cardiomyocytes. This article describes adaptations to the non-Langendorff technique to isolate mouse cardiomyocytes.

マウス心筋細胞を一貫して単離するための簡単で効果的な方法

The need for reproducible yet technically simple methods yielding high-quality cardiomyocytes is essential for research in cardiac biology. Cellular and ...

新生児ラット心筋細胞の単離と凍結保存

要約

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浸潤の少ない新規細胞注入法

浸潤の少ない新規細胞注入法

浸潤の少ない新規細胞注入法

ディスク顕微鏡スピニング共焦点の使い方アデノウイルスやレンチウイルス形質導入後の初代ラット新生児心筋細胞の生細胞イメージング

マウス心筋細胞を一貫して単離するための簡単で効果的な方法