Name: analysis of nephron composition and function in the adult zebrafish kidney
Uploaded: 2014-08-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 53 s
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この作品は、以下の中からRAWに資金によってサポートされていました：国立衛生研究所は、K01 DK083512、DP2 OD008470、およびR01 DK100237を付与します。ダイムバジルオコナースターター学者グラント賞＃5-FY12-75 3月;科学と生物科学専攻のノートルダム大学の大学から資金を起動する。そしてギャラガー家族に代わってエリザベスとマイケル·ギャラガーからノートルダム大学の寛大な贈り物は、幹細胞研究促進するため。資金提供者は、研究デザイン、データ収集と分析、公開することを決定、または原稿の準備に何の役割がありませんでした。私たちは、ゼブラフィッシュのコロニーのケアと福祉での傑出した献身ために彼らのサポートのために生物科学科のスタッフに感謝し、ノートルダム寺院でのゼブラフィッシュ研究センター。最後に、この作品についての彼らのコメント、議論や洞察力のための私達の研究室のメンバーに感謝。

著者らは、開示することは何もない。

ここでは、成体ゼブラフィッシュにおけるネフロンセグメントのコンポーネントの視覚化を可能にする方法を記載している。蛍光デキストラン複合体の注入は、これらの近位尿細管細胞30,38のエンドサイトーシスの性質により優遇されたPCTラベリングを可能にします。この方法は、異なる蛍光複合体の群れを得ることができるデキストランの存在に非常に柔軟に行うことができる。二次標識手順が必要とされないように加えて、リジン固定可能なデキストランの使用は、PCTセグメントを標識するための特に便利な方法です。これは、比較的簡単な信号検出を可能にし、多くの他の蛍光標識、免疫標識、およびトランスジェニックレポーター株の使用と互換性がある。アルカリホスファターゼ標識はまた、PCTにおいて強い反応性とPSTでわずかに弱い反応性、近位尿細管をマークします。最後に、DBA染色はCHを表示遠位尿細管セグメントのラベル付けを可能にしますaracteristicは形態を分岐した。非免疫由来の糖結合タンパク質である、さまざまなレクチン分子は、哺乳動物のネフロンセグメント47を区別するために広く使用されてきた。それはそれは、哺乳動物の腎臓47に集合管をマークするために利用されるようにゼブラフィッシュにおけるDBAは、遠位尿細管セグメントと相関していることは興味深い。 まとめると、これらの方法は、腎組成および機能を文書化するためにさまざまな組み合わせで利用することができる。これらの方法の全ては、全体の腎臓調製物において使用することができるので、それらは完全に多くの時間がかかり、面倒な方法、 例えば、凍結切片作業と免疫標識の使用に頼ることなく、臓器全体ネフロンの構造と機能を評価するためのツールを提供する。しかし、この方法の資料に記載の汚れは凍結切片で生存可能である。凍結切片の分析は、特定のpeptiを検出するための免疫組織化学のために適しています（ホールマウントと比較して）サンプルを生成DESは、もちろんかかわらずこの種の分析は、適切な一次抗体の利用可能性を必要とします。残念ながら、ゼブラフィッシュ、動物モデルでの作業中の一つの主要な制限は、抗体の貧しい可用性残る。したがってWISHは、遺伝子発現の解析のための最も広く使用されている、 すなわち、「ゴーに、「手続きのまま。紫や赤の沈殿物を生成するためにBCIP、NBT、および/またはINT基質反応を用いてWISHは、凍結切片上の蛍光染色と互換性がありません。一つの選択肢は、蛍光WISH検出、ゼブラフィッシュの胚のサンプル用に最適化されており、成人の腎臓での使用のために調整することができた手順の使用を呼び出すことであろう。このビデオ記事の方法の説明は、個別のセグメントは、eGFPのかmCherryをレポーターで標識されたトランスジェニックゼブラフィッシュ系統との組み合わせで蛍光WISHのような技術とのさらなる実験のために許可する必要があります。代わりに、これらの方法は、ここでクーロンを説明したその他の重要な染料、 例えば、他のレクチンと組み合わせて試験することがdは。したがって、ここに記載した方法の更なる適応と膨張が全体マウント腎臓調製および分析のための研究者のニーズに合うように呼び出すことができる。 このように、これらの方法は、進行中の再生の研究のためのゼブラフィッシュモデルと実装のための、また、遺伝病のモデル化において幅広い可能性を秘めている。腎臓の苦痛のための革新的な研究や治療の差し迫った必要性がある。何百万人もの人が、先天性の急性および/または慢性の原因から生じ、毎年腎臓病のいくつかのフォームに苦しんでいます。さらに、腎臓病の有病率は、これらの疾患のグローバルな公衆衛生上の問題14,15を作り、世界的に上昇し続ける。外部透析機械が自分の腎臓がこの役割を実行できない場合には、代謝廃棄物の患者の血液を取り除くのに役立つことにより、血液透析などの治療法が利用可能である。残念ながら継続的な治療が生存のために必要であるとして、この介入は、制限があります。また、患者は、最終的には、患者がキャンセル待ちに置かれると受け取るように年を取ることができる腎臓移植を必要とします。でも、腎臓移植を取得した後、多くの患者は、手順の結果として悪影響を受けると自分たちの生活の残りのためにこれらの効果を戦う必要があります。これらの困難は、腎疾患を予防またはおそらく組織再生8,16,52,53を強化するのに役立つどちら小説治療法の開発のための重大な必要性を実証している。生物医学研究室で人間の被験者の使用の明白な倫理的な限界を考えると、動物モデルは、ヒト疾患の病因の研究のため、新たな治療法のテストのために不可欠である。その解剖学的類似性および進化の近接の結果、マウスは、ヒト疾患45の最も広く使用されているモデルとなっている。しかし、この動物との一定の制限がはこちらより、あるインビボでの大規模遺伝子スクリーニングを完了することの実用性器官の発達を可視化するることができない。ゼブラフィッシュは、ヒト疾患45,46の臓器の開発とモデリングの研究のための関連性の高い有益なモデル生物である。ヒトの疾患に関しては、ゼブラフィッシュにおける機能ホモログは、ヒトの全遺伝子54,55のほぼ70％のために存在する。 最近の研究は、腎臓の研究31,37,56の多くの分野のためのゼブラフィッシュの有用性を強調している。 AKI後のゼブラフィッシュにおける再生及び修復の研究は、尿細管上皮再生とneonephrogenesisが発生し、30,37時間経過再生を通じて重複する2つのプロセスがあることを示唆している。ゲンタマイシンと呼ばれるアミノグリコシド系抗生物質の使用は、成人のゼブラフィッシュ29,30,37にAKIの成果を研究するためのそれを通して怪我パラダイムとして利用されている。ゲンタマイシン、近位tubulから損傷後約2週間にわたりエス再生成し、その間に新しいネフロンは、臓器29,30,37を通じて形成される。一般的には、上皮再生を制御するメカニズムは非常に議論の余地が残されている。修復プロセスの1提案されたメカニズムでは、内腔への死細胞の脱落に続いて、最初の急性損傷のイベントがあります。次に、新しい細胞が分化し、その後脱分化、増殖、および移行一連のイベント、負傷した基底膜を再増殖し、損傷部位に機能を回復さがある。あるいは、他の研究は、置換細胞はネフロンの尿細管内に存在する幹細胞/前駆細胞から生じることを示唆している。ゼブラフィッシュにおいてneonephrogenesisのプロセスに関しては、細胞凝集体は、ゲンタマイシン注射29,30によって次AKIが観察されている。これらの凝集体は後に既存の細管29,30に配管し、新しいネフロンに成熟する。ネフロン上皮再生とneonephrを結びつける共通のスレッドogenesisは、全くの謎因子である：現時点では、これらの回生偉業が利用可能な洞察があるよりも、発生する方法については、指数関数的に多くの質問があります。 現在までに、しかし、証拠のいくつかのエキサイティングなラインがゼブラフィッシュを用いた腎再生研究は確かに、直接、翻訳可能性56-58を有することができる人間のAKIに関連する比較洞察を提供できるという考えを支持している。化学スクリーニングは、最近、ヒストンデアセチラーゼ阻害剤メチル-4-（フェニルチオ） -ブタノエート（m4PTB）56,57が同定されたゼブラフィッシュ胚における腎前駆細胞の増殖を増加させる小分子を同定する。ゲンタマイシン誘発のAKIとゼブラフィッシュの幼虫にこの化合物の投与は、幼虫の生存率が増加し、その尿細管増殖は56,58を向上したことを明らかにした。適度な虚血誘導AKIとマウスをm4PTBで処理した場合、その回復が連想で加速された尿細管細胞58の増殖の両方尿細管萎縮および細胞周期停止の減少にiation。これらの知見は、正常なゼブラフィッシュ腎臓の発生および/ ​​またはAKI回生応答を担う経路は、哺乳類56で保存されることを示唆している。 このように、さらなる研究が関与しているシグナル伝達経路を特定し、それらの相互作用、ゼブラフィッシュは、腎臓フィールドに、この重要な目標を追求するために、1つの有望な手段を提供して理解することが回生すなわちのメカニズムを離れていじめるために必要とされている。このようなプロトコルに記載ネフロンセルのラベルなどのツールは、AKIモデルにおいて腎組成および機能性を評価するために利用することができるアッセイの1つのグループを表す。さらに、それらは、腎臓病のトランスジェニックモデルを特徴付けるために適用することができ、腎ダム後のネフロン構造の修復を促進することができる化学治療薬を同定する方法を提供することができる時代。

腎臓は、体内の生理機能の多くを満たす複雑な器官である。腎臓の最も重要な機能は、代謝老廃排泄され、このタスクは密接流体恒常性の維持と絡み合っている。付随的に、血圧、電解質レベル、および酸塩基平衡を調節しながら腎臓は、血液を濾過し、尿を形成することにより、これらのジョブを実行する。ネフロンと呼ばれる高度に専門化上皮尿細管は、腎臓1,2の基本的な機能単位として機能する。大人の脊椎動物では、ネフロンは、一般的にこのように多くの細管がかなり小さな器官にパックするためにできるように、集中排水システムを取り巻くしっかりとコイル状の配置で構成されています。例えば、それぞれの人間の腎臓は100万人以上のネフロン3を含むことができます。マウスのような他の哺乳動物は、腎臓4あたり8から10000ネフロンのオーダーで保有する。腎臓の複雑度は、これらの哺乳動物および他のヴェールの間で異なる総ネフロン数と腎臓内でのそれらの建築レイアウトの変動によるebrates。脊椎動物種は開発中に最大3つの連続した​​腎臓構造を形成し、ネフロン養老や配置に関して複雑さを増す各フォームが表示されます。前腎、中腎、および後腎。保持される最後の腎構造は、成人の腎臓臓器通常、中腎または後腎2として機能する。各腎臓の形態は、しかしながら、ネフロン系組成物2を有する。 ネフロンは腎臓の主力であり、代謝物分泌および再吸収と一緒に血液濾過を担当しています。ネフロンは、上皮細胞で構成される単純な管状構造であり、分化した上皮の離散、専門性の高いドメインは、特定のタスクを実行する分節組織を持っている。ネフロンを通してろ液の流れのために、典型的には、3つの主要な部分はcomprisことがある電子各ユニット：（1）腎小体、近位、中間、および遠位セグメントを有する、（2）尿細管、および（3）集合管1。近位尿細管は、有機溶質、最も顕著なグルコースおよびアミノ酸1の再吸収を担当しています。中間細管（またはヘンレのループ）塩と水の調節1の主要部位である。最後に、塩および他のイオンの微調整は、遠位尿細管および集合管で発生し、高度内分泌系1によって調節される。そこから、ろ液は、最終的には廃棄物1としての体を出て、尿管、膀胱を通って移動する。 腎機能の喪失は、正常なネフロンの活動を妨げる原因の多数に由来することができます。これらの原因は腎臓の発生、ネフロン5の奇形を引き起こすなど、先天性欠損、または損傷の異なるタイプからの原因（遺伝的およびenvironme両方に起因する時に発生する可能性がありますNTAL起源）。後天性の傷害は、大きく、急性腎臓損傷（AKI）または慢性腎障害（CKD）に分類される。 AKIは、多くの場合、虚血または毒素曝露6,7起因する腎機能の突然の喪失を伴う。哺乳類では、ネフロン上皮修復は、このような怪我8後に可能となり、多くの人が、AKI後の腎機能の完全な回復を示す。 70％の入射範囲6,7 -しかし、AKIも広い30全体に報告されており、高い罹患率と死亡率に関連付けられています。 CKDは、対照的に、典型的には、線維症8,9に関連付けられた、延長された損傷の年に起因する腎機能の進行性の喪失と関連している。どちらか一方が他方10-12に個人を素因となることができますように。また、相互作用は、AKIとCKDの間に存在する。例えば、AKIに苦しんでいる人たちは、CKDや死13の影響を受けやすくなります。腎臓病の発生率は、米国および全世界の両方、epideに達しているマイクプロポーションとは高齢者人口は、腎臓14,15のための再生医療介入を識別するためのニーズがあると、このように拡張するように上昇すると予測される。 AKI患者が回復できるという知識にもかかわらず、それは長い間、腎臓が先天的回生の力のない臓器であると考えられてきた。この伝統的なビューには、劇的に近年16年に改定されました。 AKI後のマウスとラットで腎障害を調査する研究はネフロン細管上皮細胞が増殖し、機能的ネフロン17-20を再構築することができることを示している。哺乳類はネフロンを再生成するには、この適応能力を有しているが、腎線維症とCKD 21につながるトリガすることができます注目すべき制限及び不適応応答があります。例えば、最近の研究では、マウスネフロンにおける繰り返さ上皮細胞の切除が減少再生に関連していたことが実証され、腎線維化を示唆しているネフロンは場海EA限られた回生しきい値22。大人の哺乳類の腎臓は、紛失または破損したものを置き換えるために新しいネフロンを構成するので、それらの破壊が恒久的なネフロン赤字8,9につながるという証拠はない。興味深いことに、いくつかの脊椎動物はネフロン上皮を再生することにより、また、新しいネフロン、neonephrogenesisまたはネフロン新生23と呼ばれるプロセスを生成することによって、AKIに反応しません。 Neonephrogenesisは毒素曝露または部分切除後に魚に発生し、損傷モデルは、歴史的に金魚24,25、ティラピア26、スケート27、メダカ28、およびより最近では、ゼブラフィッシュ29,30が含まれている。これらのうち、ゼブラフィッシュは、腎再生のための責任を細胞および分子経路を発見するために実行可能な遺伝子研究のモデルを提供する。 このビデオの記事では、成人のゼブラフィッシュではネフロンセグメントにラベルを付ける方法を示します。ネフロン解剖学、分子的特徴に関する知識、そして機能的特徴は、ゼブラフィッシュを用いて、将来の成功腎研究のために不可欠です。大人のゼブラフィッシュの腎臓は中腎構造であり、大人の哺乳類、鳥類、爬虫類31で見つかった後腎構造よりネフロン数と組織の観点から本質的にあまり複雑である。しかし、ゼブラフィッシュネフロンセグメント組織は、哺乳類に類似しており、最初の遺伝子発現研究31-35に基づいて胎児腎臓で文書化されました。ゼブラフィッシュ胚ネフロンは、近位尿細管（PCT）、近位尿細管ストレート（PST）、（DE）遠位早く、および遠位後期（DL）31-35（ 図1）を含むリニア細管セグメントを含む。ゼブラフィッシュ成体のネフロンは、同様の管状のセグメント30,31,36,37（ 図1）を有する。 PCTは、機能表現型によって識別できます。PCTにおける上皮細胞は（サイズは10〜70 kDa）の蛍光標識されたデキストラン化合物を組み込む予定に存在胚および成体ゼブラフィッシュの腎臓の両方で使用されてきた循環は、これらの近位尿細管細胞38-41（ 図1）によるエンドサイトーシス取り込みを評価した。ゼブラフィッシュと哺乳類の間ネフロンセグメントにおける1つの違いは、ゼブラフィッシュが中間尿細管、ヘンレまたは30-37のループを欠いているということです。哺乳類におけるこのセグメントの機能は、水を節約するために、ゼブラフィッシュは、その尿を濃縮するための緊急性のない淡水種であるので、ゼブラフィッシュは、このセグメント32,33を欠いていることは驚くべきことではない。このように、全体的なネフロン組成物は、主にゼブラフィッシュと哺乳類の腎臓32,33の間で保存されている。これらの類似性は、発生腎形成32-35,42時の腎発現遺伝子の機能を調査することにより、することができ、人間の条件のかなりのリストに追加して、非常に多くの腎疾患43,44をモデル化するための有効な研究ツールであることがゼブラフィッシュを有効にしている使用して調査ゼブラフィッシュ45,46。 今日では、成人のゼブラフィッシュの腎臓は、その遺伝的取り扱いやすさと、この種における遺伝子機能及びシグナル伝達経路を調べるために利用可能な技術リソースの拡大を口蓋に腎再生の比較研究のための魅力的なモデルです。いくつかの研究は、AKI 29,30,37後の再生のメカニズムを調査するためにゼブラフィッシュ中腎を使用している。大人のゼブラフィッシュの腎臓を使って継続的なAKIの研究のためには、ネフロンの機能を調査するために、異なるネフロン領域や方法を標識する絶妙なメソッドを持つことが不可欠である。成人腎臓分析のためのいくつかの方法が胚腎臓プロトコルから適応されている。大人のゼブラフィッシュにおける蛍光標識されたデキストランの腹腔内注射は、ゼブラフィッシュ胚38-41（ 図1）のように、エンドサイトーシス30を介して中腎ネフロンにおけるPCT上皮にラベルを付けます。この方法は、visualizするために使用されている近位尿細管が復元生理的機能の一つ評価30（ 図1）を可能AKI、次の彼らの再吸収財産を取り戻すメール。ネフロンの近位尿細管のもう一つの特徴は、このセグメントの上皮細胞は、内因性アルカリホスファターゼ活性の高いレベルを示す刷子縁37を有することである。このように、近位上皮はELF-（酵素標識蛍光）として知られている蛍光ベースの技術-97 47を使用して、大人のゼブラフィッシュの腎臓で視覚的に定位させることができる。 ここでは、近位尿細管の機能評価を取得し、この細管セグメントのサイズと輪郭をマッピングするように、成人のゼブラフィッシュの腎臓中の蛍光デキストラン取り込みアッセイを30,48の実行方法について説明します。次に、蛍光標識アルカリホスファターゼで大人のネフロンの近位尿細管領域を標識するためのテクニックを説明します。第三に、私たちはそのrhod初めて示して哺乳類の腎臓49集合管の一般的なマーカーとして使用されてきたアミンタグ付きレクチンドリコスbiflorus凝集素（DBA）は、成人のゼブラフィッシュの腎臓の遠位尿細管をマーク。 DBAは、アルカリホスファターゼ染色に相互に排他的であるように、これらのラベルは、広く大人のゼブラフィッシュネフロンのパン - 遠位ストレッチに対する汎近位を区別する方法を提供します。ホールマウントクライオスタット組織切片の両方でこれらの蛍光染色剤の実装を通じて、私たちは一意にネフロンセグメントを識別し、溶質輸送体遺伝子の発現ドメインとこれらのラベルを関連付ける。したがって、このプロトコルはまた、当社の胚WISHプロトコル50に基づいて、in situハイブリダイゼーション （WISH）分析における成体組織全体のマウントのための修正された組織処理手順のガイドが含まれています。これらの手順は、O、形態学的および機能的属性を文書化するためにさまざまな組み合わせ（ 図2）において使用することができるfは大人のゼブラフィッシュの腎臓ネフロン。したがって、これらのプロトコルは、再生の研究、他の腎疾患モデルの表現型の特徴に適用することができ、さらには成人腎臓の形成を研究するために使用される。

<table><tbody><tr><td>1X PBS</td><td></td><td></td><td>Made by diluting 10 X PBS in distilled water.</td></tr><tr><td>1X PBST</td><td></td><td></td><td>0.1% Tween-20 detergent in 1 X PBS.</td></tr><tr><td>1X PBS with 0.05 % Tween</td><td></td><td></td><td>0.05% Tween-20 detergent in 1 X PBS.</td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>American Bioanalytical</td><td>AB02038</td><td></td></tr><tr><td>4% PFA/1X PBS</td><td></td><td></td><td>Dissolve 4% PFA (w/v) (Electron Microscopy Sciences, Cat # 19210) in 1 X PBS, bring to boil on a hot plate in a fume hood. Cool and freeze the aliquots for storage in the freezer at -20&amp;deg;C. Thaw just before use and do not refreeze stocks.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Fine Forceps</td><td>Roboz</td><td>RS-1050</td><td>Dumont Tweezers Pattern #55&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Glass slide</td><td>Thermo-Fisher</td><td>4445</td><td>White Frost&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Glass coverslip</td><td>Thermo-Fisher</td><td>12-540A</td><td>18 x 18 mm</td></tr><tr><td>Modeling clay</td><td>Hasbro</td><td>Playdoh</td><td>Other modeling clays can be substituted and work similarly</td></tr><tr><td>Slide holder</td><td>Thermo-Fisher</td><td>12-587</td><td>Optional: cardboard tray to store slides flat</td></tr><tr><td>Bleaching solution</td><td></td><td></td><td>Bleach mix formula (for a 20 ml solution):&lt;br/&gt; 1.6 ml of 10% Potassium hydroxide solution&lt;br/&gt; 0.6 ml of 30% Hydrogen peroxide solution&lt;br/&gt; 100 &amp;mu;l of 20% Tween&lt;br/&gt; Fill to 20 ml with distilled water</td></tr><tr><td>Potassium hydroxide</td><td>Sigma</td><td>221473</td><td></td></tr><tr><td>Hydrogen peroxide</td><td>Sigma</td><td>H1009</td><td></td></tr><tr><td>Blocking solution</td><td></td><td></td><td>Blocking Solution (for a 10 ml solution):&lt;br/&gt; 8 ml of 1X PBS with 0.05% Tween&lt;br/&gt; 2 ml of fetal calf serum&lt;br/&gt; 150 &amp;mu;l of DMSO</td></tr><tr><td>Alkaline phosphatase activity detection</td><td>Invitrogen</td><td>E6601</td><td>We utilize the ELF 97 Endogenous Phosphatase Detection Kit.&amp;nbsp; To prepare the working substrate solution, dilute the substrate 20-fold in the detection buffer, according to the manufacturer&#039;s instructions.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Alkaline phosphatase wash solution</td><td></td><td></td><td>Recipe for Wash Buffer Solution (for a 100 ml solution):&lt;br/&gt; 5 ml of 0.5 M EDTA&lt;br/&gt; 120 mg of Levamisole&lt;br/&gt; 95 ml of 1X PBS</td></tr><tr><td>Dextran, fluorescein, 40,000 MW</td><td>Invitrogen</td><td>D1844</td><td>Dilute with distilled water to make a 50 mg/ml stock solution, and store aliquots in the freezer at -20&amp;deg;C.</td></tr><tr><td>Dextran, cascade blue, 10,000 MW</td><td>Invitrogen</td><td>D1976</td><td>Dilute with distilled water to make a 50 mg/ml stock solution, and store aliquots in the freezer at -20&amp;deg;C.</td></tr><tr><td>Dextran, lucifer yellow, 10,000 MW</td><td>Invitrogen</td><td>D1825</td><td>Dilute with distilled water to make a 50 mg/ml stock solution, and store aliquots in the freezer at -20&amp;deg;C.</td></tr><tr><td>Dextran, tetramethylrhodamine (fluoro-ruby), 10,000 MW</td><td>Invitrogen</td><td>D1817</td><td>Dilute with distilled water to make a 50 mg/ml stock solution, and store aliquots in the freezer at -20&amp;deg;C.</td></tr><tr><td>Dolichos biflorus agglutinin (DBA)-rhodamine</td><td>Vector laboratories</td><td>RL-10-32</td><td>DBA Staining Solution (for a 100 &amp;mu;l solution):&lt;br/&gt; 1 &amp;mu;l of DBA&lt;br/&gt; 99 &amp;mu;l of 1X PBS</td></tr><tr><td>Propidium iodide</td><td>Invitrogen</td><td>E6601</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Invitrogen</td><td>P1304MP</td><td></td></tr><tr><td>Vectashield hard set mounting medium</td><td>Vector laboratories</td><td>H-1400</td><td></td></tr><tr><td>Micro cover glass</td><td>VWR</td><td>48393081</td><td></td></tr><tr><td>Dimethyl sulfoxide, DMSO</td><td>American Bioanalytical</td><td>67-68-5</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Sigma</td><td>S0289</td><td></td></tr><tr><td>EDTA, 0.5 M solution, pH 8.0</td><td>American Bioanalytical</td><td>AB00502</td><td></td></tr><tr><td>Levamisole</td><td>Sigma</td><td>L-9756</td><td></td></tr><tr><td>Tissue freezing medium</td><td>Triangle Biomedical Sciences, Inc.</td><td>TFM-C</td><td></td></tr><tr><td>Tissue-Tek Cryomold Biopsy, 10 x 10x 5 mm</td><td>Sakura Finetek</td><td>4565</td><td></td></tr><tr><td>TruBond 380 adhesive microscope slides</td><td>Tru Scientific</td><td>0380W</td><td></td></tr><tr><td>Liquid blocker &amp;ndash; super PAP pen</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>71312</td><td></td></tr><tr><td>Immuno stain moisture chamber</td><td>Evergreen Scientific</td><td>240-9020-Z10</td><td></td></tr><tr><td>Cryostat</td><td>Therm</td><td>Microm&amp;trade; HM 525 Cryostat</td><td></td></tr><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Nikon</td><td>SMZ645; SMZ1000; 83455 P-Blue GFP/DAPI; 83457 P-Endow GFP/FITC; 83457 P-TRITC</td><td>Filter set used was as follows: Hoechst/DAPI filter was used for DAPI, propidium iodide, dextran-cascade blue and alkaline phosphatase detection. GFP/FITC filter was used for dextran-FITC, dextran lucifer yellow, and anti-GFP detection. The TRITC filter was used for dextran-fluoro-ruby, PI, and DBA detection.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Compound microscope</td><td>Nikon</td><td>96310 C-FL UV-2E/C DAPI; 96311 C-FL B-2E/C FITC; 96313 C-FL Y-2E/C Texas Red</td><td>Filter set used was as follows: Hoechst/DAPI filter was used for DAPI, propidium iodide, dextran-cascade blue and alkaline phosphatase detection. GFP/FITC filter was used for dextran-FITC, dextran lucifer yellow, and anti-GFP detection. The Texas Red filter was used for dextran-fluoro-ruby, PI, and DBA detection.&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td></tr></tbody></table>

analysis of nephron composition and function in the adult zebrafish kidney

ゼブラフィッシュのモデルは、腎臓の開発、再生や病気を研究するための関連システムとして浮上している。どちらの胚および成体ゼブラフィッシュ腎臓を強く哺乳類を含む他の脊椎動物と保存されているネフロンとして知られている機能ユニットで構成されている。ゼブラフィッシュの研究は最近、成人のネフロンが被害を被るから2独特の現象が蒸散ことを実証した：最初に、破壊された尿細管上皮細胞に置き換えられ、既存のネフロン内の強固な再生があります。第二、全く新しいネフロンはneonephrogenesisとして知られているプロセスにおける腎前駆細胞から産生される。これとは対照的に、ヒトおよび他の哺乳動物は、ネフロンの上皮再生のための限られた能力を持っているようだ。現在までに、これらの腎臓再生現象の原因となるメカニズムはよくわかっていないままである。大人のゼブラフィッシュ腎臓はネフロン上皮再生とneonephrogenesis両方を受けるので、それらは優れた実験的なパラを提供これらのイベントを研究するdigm。さらに、腎臓の再生を制御する細胞および分子メカニズムを描写するために使用することができるゼブラフィッシュモデルで利用可能な遺伝的および薬理学的ツールの広い範囲が存在する。このような研究の一つの重要な側面は、ネフロンの構造と機能の評価である。このプロトコルは、大人のゼブラフィッシュの腎臓における腎組成やテストネフロンの機能を評価するために使用することができます標識技術のセットについて説明します。したがって、これらの方法には、これらに限定されないが、成体ゼブラフィッシュの腎臓損傷パラダイム、腎毒性暴露方式や、ニトロレダクターゼ媒介細胞アブレーション法などの標的細胞死の遺伝的方法の将来の表現型の特徴付けに広く適用可能である。さらに、これらの方法は、成人の腎臓形成に遺伝的摂動を研究するために使用することができ、また、慢性疾患のモデリングの際に腎状態を評価するために適用することができる。

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Analysis of Nephron Composition and Function in the Adult Zebrafish Kidney

ゼブラフィッシュ成体の腎臓は腎臓の再生や病気の研究のための優れたシステムです。このような研究の重要な側面は、ネフロンの構造と機能の評価である。このプロトコルは、ネフロンの尿細管組成を評価し、腎再吸収を評価するために実施することができるいくつかの方法論を記載している。

大人のゼブラフィッシュの腎臓におけるネフロン構成と機能の解析

The zebrafish model has emerged as a relevant system to study kidney development, regeneration and disease. Both the embryonic and adult zebrafish kidneys ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

44.0K ビュー.  University of Notre Dame. ゼブラフィッシュ成体の腎臓は腎臓の再生や病気の研究のための優れたシステムです。このような研究の重要な側面は、ネフロンの構造と機能の評価である。このプロトコルは、ネフロンの尿細管組成を評価し、腎再吸収を評価するために実施することができるいくつかの方法論を記載している。 

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Kidney Regeneration in Adult Zebrafish by Gentamicin Induced Injury

The kidney is essential for fluid homeostasis, blood pressure regulation and filtration of waste from the body. The fundamental unit of kidney function is the nephron. Mammals are able to repair existing nephrons after injury, but lose the ability to form new nephrons soon after birth. In contrast to mammals, adult fish produce new nephrons (neonephrogenesis) throughout their lives in response to growth requirements or injury. Recently, lhx1a has been shown to mark nephron progenitor cells in the adult zebrafish kidney, however mechanisms controlling the formation of new nephrons after injury remain unknown. Here we show our method for robust and reproducible injury in the adult zebrafish kidney by intraperitoneal (i.p.) injection of gentamicin, which uses a noninvasive visual screening process to select for fish with strong but nonlethal injury. Using this method, we can determine optimal gentamicin dosages for injury and go on to demonstrate the effect of higher temperatures on kidney regeneration in zebrafish.

Here we present a reliable method to study adult kidney regeneration by inducing acute kidney injury by gentamicin injection. We show that injury is dependent on gentamicin dosage and environmental temperature using in situ hybridization to label lhx1a+ developing new nephrons.

ゲンタマイシン誘発性損傷によって大人ゼブラフィッシュにおける腎再生

The kidney is essential for fluid homeostasis, blood pressure regulation and filtration of waste from the body. The fundamental unit of kidney function is ...

発生生物学

Analysis of Zebrafish Kidney Development with Time-lapse Imaging Using a Dissecting Microscope Equipped for Optical Sectioning

In order to understand organogenesis, the spatial and temporal alterations that occur during development of tissues need to be recorded. The method described here allows time-lapse analysis of normal and impaired kidney development in zebrafish embryos by using a fluorescence dissecting microscope equipped for structured illumination and z-stack acquisition. To visualize nephrogenesis, transgenic zebrafish (Tg(wt1b:GFP)) with fluorescently labeled kidney structures were used. Renal defects were triggered by injection of an antisense morpholino oligonucleotide against the Wilms tumor gene wt1a, a factor known to be crucial for kidney development.
The advantage of the experimental setup is the combination of a zoom microscope with simple strategies for re-adjusting movements in x, y or z direction without additional equipment. To circumvent focal drift that is induced by temperature variations and mechanical vibrations, an autofocus strategy was applied instead of utilizing a usually required environmental chamber. In order to re-adjust the positional changes due to a xy-drift, imaging chambers with imprinted relocation grids were employed.
In comparison to more complex setups for time-lapse recording with optical sectioning such as confocal laser scanning&#160;or light sheet microscopes, a zoom microscope is easy to handle. Besides, it offers dissecting microscope-specific benefits such as high depth of field and an extended working distance.
The method to study organogenesis presented here can also be used with fluorescence stereo microscopes not capable of optical sectioning. Although limited for high-throughput, this technique offers an alternative to more complex equipment that is normally used for time-lapse recording of developing tissues and organ dynamics.

The method described here allows time-lapse analysis of organ development in zebrafish embryos by using a fluorescence dissecting microscope capable of performing optical sectioning and simple strategies of readjustment to correct focal and planar drift.

解剖顕微鏡を使用したタイムラプスイメージングとゼブラフィッシュ腎臓の開発の分析は、光学切片のための装備します

In order to understand organogenesis, the spatial and temporal alterations that occur during development of tissues need to be recorded. The method ...

Dissection of Organs from the Adult Zebrafish

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental analysis of the embryo and larva is extensive and the morphology has been well documented, descriptions of adult zebrafish anatomy and studies of development of the adult structures and organs, together with techniques for working with adults are lacking. The organs of the larva undergo significant changes in their overall structure, morphology, and anatomical location during the larval to adult transition.  Externally, the transparent larva develops its characteristic adult striped pigment pattern and paired pelvic fins, while internally, the organs undergo massive growth and remodeling.  In addition, the bipotential gonad primordium develops into either testis or ovary.  This protocol identifies many of the organs of the adult and demonstrates methods for dissection of the brain, gonads, gastrointestinal system, heart, and kidney of the adult zebrafish. The dissected organs can be used for in situ hybridization, immunohistochemistry, histology, RNA extraction, protein analysis, and other molecular techniques.  This protocol will assist in the broadening of studies in the zebrafish to include the remodeling of larval organs, the morphogenesis of organs specific to the adult and other investigations of the adult organ systems.

This protocol describes a procedure for identifying and dissecting organs from the adult zebrafish.

アダルトゼブラフィッシュからの臓器の解剖

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental ...

生物学

In Situ Hybridization in Zebrafish Larvae and Juveniles during Mesonephros Development

The zebrafish forms two kidney structures in its lifetime. The pronephros (embryonic kidney) forms during embryonic development and begins to function at 2 days post fertilization. Consisting of only two nephrons, the pronephros serves as the sole kidney during larval life until more renal function is required due to the increasing body mass. To cope with this higher demand, the mesonephros (adult kidney) begins to form during metamorphosis. The new primary nephrons fuse to the pronephros and form connected lumens. Then, secondary nephrons fuse to primary ones (and so on) to create a branching network in the mesonephros. The vast majority of research is focused on the pronephros due to the ease of using embryos. Thus, there is a need to develop techniques to study older and larger larvae and juvenile fish to better understand mesonephros development. Here, an in situ hybridization protocol for gene expression analysis is optimized for probe penetration, washing of probes and antibodies, and bleaching of pigments to better visualize the mesonephros. The Tg(lhx1a-EGFP) transgenic line is used to label progenitor cells and the distal tubules of nascent nephrons. This protocol fills a gap in mesonephros research. It is a crucial model for understanding how new kidney tissues form and integrate with existing nephrons and provide insights into regenerative therapies.

In Situ Hybridization in Zebrafish Larvae and Juveniles during Mesonephros Development

The zebrafish is an important model for understanding kidney development. Here, an in situ hybridization protocol is optimized to detect gene expression in zebrafish larvae and juveniles during mesonephros development.

イン・シトゥ メサネフォロス発生時のゼブラフィッシュ幼虫と若年期のハイブリダイゼーション

The zebrafish forms two kidney structures in its lifetime. The pronephros (embryonic kidney) forms during embryonic development and begins to function at ...

Dissection of the Adult Zebrafish Kidney

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem cells during normal homeostasis and disease states. The understanding of adult stem cells has broad reaching implications for the future of regenerative medicine1. For example, better knowledge about adult stem cell biology can facilitate the design of therapeutic strategies in which organs are triggered to heal themselves or even the creation of methods for growing organs in vitro that can be transplanted into humans1. The zebrafish has become a powerful animal model for the study of vertebrate cell biology2. There has been extensive documentation and analysis of embryonic development in the zebrafish3. Only recently have scientists sought to document adult anatomy and surgical dissection techniques4, as there has been a progressive movement within the zebrafish community to broaden the applications of this research organism to adult studies. For example, there are expanding interests in using zebrafish to investigate the biology of adult stem cell populations and make sophisticated adult models of diseases such as cancer5. Historically, isolation of the zebrafish adult kidney has been instrumental for studying hematopoiesis, as the kidney is the anatomical location of blood cell production in fish6,7. The kidney is composed of nephron functional units found in arborized arrangements, surrounded by hematopoietic tissue that is dispersed throughout the intervening spaces. The hematopoietic component consists of hematopoietic stem cells (HSCs) and their progeny that inhabit the kidney until they terminally differentiate8. In addition, it is now appreciated that a group of renal stem/progenitor cells (RPCs) also inhabit the zebrafish kidney organ and enable both kidney regeneration and growth, as observed in other fish species9-11. In light of this new discovery, the zebrafish kidney is one organ that houses the location of two exciting opportunities for adult stem cell biology studies. It is clear that many outstanding questions could be well served with this experimental system. To encourage expansion of this field, it is beneficial to document detailed methods of visualizing and then isolating the adult zebrafish kidney organ. This protocol details our procedure for dissection of the adult kidney from both unfixed and fixed animals.
Dissection of the kidney organ can be used to isolate and characterize hematopoietic and renal stem cells and their offspring using established techniques such as histology, fluorescence activated cell sorting (FACS)11,12, expression profiling13,14, and transplantation11,15. 
We hope that dissemination of this protocol will provide researchers with the knowledge to implement broader use of zebrafish studies that ultimately can be translated for human application.

The zebrafish kidney is home to both renal and hematopoietic adult stem/progenitor cells, and represents an outstanding opportunity to study these cell types and their progeny in a vertebrate model organism. Here, we demonstrate a detailed dissection procedure that enables the researcher to identify and surgically remove the adult zebrafish kidney, which can be used for applications such as cell isolation, transplantation, and expression studies of kidney and/or blood cell populations.

アダルトゼブラフィッシュ腎臓の解剖

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem ...

Laser Ablation of the Zebrafish Pronephros to Study Renal Epithelial Regeneration

Acute kidney injury (AKI) is characterized by high mortality rates from deterioration of renal function over a period of hours or days that culminates in renal failure1. AKI can be caused by a number of factors including ischemia, drug-based toxicity, or obstructive injury1. This results in an inability to maintain fluid and electrolyte homeostasis. While AKI has been observed for decades, effective clinical therapies have yet to be developed. Intriguingly, some patients with AKI recover renal functions over time, a mysterious phenomenon that has been only rudimentally characterized1,2. Research using mammalian models of AKI has shown that ischemic or nephrotoxin-injured kidneys experience epithelial cell death in nephron tubules1,2, the functional units of the kidney that are made up of a series of specialized regions (segments) of epithelial cell types3. Within nephrons, epithelial cell death is highest in proximal tubule cells. There is evidence that suggests cell destruction is followed by dedifferentiation, proliferation, and migration of surrounding epithelial cells, which can regenerate the nephron entirely1,2. However, there are many unanswered questions about the mechanisms of renal epithelial regeneration, ranging from the signals that modulate these events to reasons for the wide variation of abilities among humans to regenerate injured kidneys.
The larval zebrafish provides an excellent model to study kidney epithelial regeneration as its pronephric kidney is comprised of nephrons that are conserved with higher vertebrates including mammals4,5. The nephrons of zebrafish larvae can be visualized with fluorescence techniques because of the relative transparency of the young zebrafish6. This provides a unique opportunity to image cell and molecular changes in real-time, in contrast to mammalian models where nephrons are inaccessible because the kidneys are structurally complex systems internalized within the animal. Recent studies have employed the aminoglycoside gentamicin as a toxic causative agent for study of AKI and subsequent renal failure: gentamicin and other antibiotics have been shown to cause AKI in humans, and researchers have formulated methods to use this agent to trigger kidney damage in zebrafish7,8. However, the effects of aminoglycoside toxicity in zebrafish larvae are catastrophic and lethal, which presents a difficulty when studying epithelial regeneration and function over time. Our method presents the use of targeted cell ablation as a novel tool for the study of epithelial injury in zebrafish. Laser ablation gives researchers the ability to induce cell death in a limited population of cells. Varying areas of cells can be targeted based on morphological location, function, or even expression of a particular cellular phenotype. Thus, laser ablation will increase the specificity of what researchers can study, and can be a powerful new approach to shed light on the mechanisms of renal epithelial regeneration. This protocol can be broadly applied to target cell populations in other organs in the zebrafish embryo to study injury and regeneration in any number of contexts of interest.

Acute kidney injury (AKI) in humans is a common clinical problem caused by damage to the epithelial cells that comprise kidney nephrons, and AKI is associated with high mortality rates of 50-70%1. Following epithelial cell destruction, nephrons have a limited ability to regenerate, though the mechanisms and limitations that guide this phenomenon remain poorly understood. In this video article, we describe our technique for targeted laser ablation of kidney nephron cells in the zebrafish embryo kidney, or pronephros. Our new method can be used to complement nephrotoxicity-induced models of AKI and gain a high-resolution understanding of the cell and molecular alterations that are associated with epithelial regeneration in the kidney nephron.

腎上皮再生を研究するためにゼブラフィッシュの前腎のレーザーアブレーション

Acute kidney injury (AKI) is characterized by high mortality rates from deterioration of renal function over a period of hours or days that culminates in ...

Acute Kidney Injury Model Induced by Cisplatin in Adult Zebrafish

Cisplatin is commonly used as chemotherapy. Although it has positive effects in cancer-treated individuals, cisplatin can easily accumulate in the kidney due to its low molecular weight. Such accumulation causes the death of tubular cells and can induce the development of Acute Kidney Injury (AKI), which is characterized by a quick decrease in kidney function, tissue damage, and immune cells infiltration. If administered in specific doses cisplatin can be a useful tool as an AKI inducer in animal models. The zebrafish has appeared as an interesting model to study renal function, kidney regeneration, and injury, as renal structures conserve functional similarities with mammals. Adult zebrafish injected with cisplatin shows decreased survival, kidney cell death, and increased inflammation markers after 24 h post-injection (hpi). In this model, immune cells infiltration and cell death can be assessed by flow cytometry and TUNEL assay. This protocol describes the procedures to induce AKI in adult zebrafish by intraperitoneal cisplatin injection and subsequently demonstrates how to collect the renal tissue for flow cytometry processing and cell death TUNEL assay. These techniques will be useful to understand the effects of cisplatin as a nephrotoxic agent and will contribute to the expansion of AKI models in adult zebrafish. This model can also be used to study kidney regeneration, in the search for compounds that treat or prevent kidney damage and to study inflammation in AKI. Moreover, the methods used in this protocol will improve the characterization of tissue damage and inflammation, which are therapeutic targets in kidney-associated comorbidities.

This protocol describes the procedures to induce Acute Kidney Injury (AKI) in adult zebrafish using cisplatin as a nephrotoxic agent. We detailed the steps to evaluate the reproducibility of the technique and two techniques to analyze inflammation and cell death in the renal tissue, flow cytometry and TUNEL, respectively.

成体ゼブラフィッシュにおけるシスプラチンによる急性腎損傷モデル

Cisplatin is commonly used as chemotherapy. Although it has positive effects in cancer-treated individuals, cisplatin can easily accumulate in the kidney ...

医学

Evaluation of Zebrafish Kidney Function Using a Fluorescent Clearance Assay

The zebrafish embryo offers a tractable model to study organogenesis and model human genetic disease. Despite its relative simplicity, the zebrafish kidney develops and functions in almost the same way as humans. A major difference in the construction of the human kidney is the presence of millions of nephrons compared to the zebrafish that has only two. However, simplifying such a complex system into basic functional units has aided our understanding of how the kidney develops and operates. In zebrafish, the midline located glomerulus is responsible for the initial blood filtration into two pronephric tubules that diverge to run bilaterally down the embryonic axis before fusing to each other at the cloaca. The pronephric tubules are heavily populated by motile cilia that facilitate the movement of filtrate along the segmented tubule, allowing the exchange of various solutes before finally exiting via the cloaca2-4. Many genes responsible for CKD, including those related to ciliogenesis, have been studied in zebrafish5. However, a major draw back has been the difficulty in evaluating zebrafish kidney function after genetic manipulation. Traditional assays to measure kidney dysfunction in humans have proved non translational to zebrafish, mainly due to their aquatic environment and small size. For example, it is not physically possible to extract blood from embryonic staged fish for analysis of urea and creatinine content, as they are too small. In addition, zebrafish do not produce enough urine for testing on a simple proteinuria &#8216;dipstick&#8217;, which is often performed during initial patient examinations. We describe a fluorescent assay that utilizes the optical transparency of the zebrafish to quantitatively monitor the clearance of a fluorescent dye, over time, from the vasculature and out through the kidney, to give a read out of renal function1,6-9.

The zebrafish is a popular tool to model chronic kidney disease (CKD). However, their small size makes it impossible to evaluate renal function using traditional methods. We describe a fluorescent dye kidney clearance assay1 that allows quantitative analysis of zebrafish kidney function in CKD.

蛍光クリアランスアッセイを用いてゼブラフィッシュ腎臓機能の評価

The zebrafish embryo offers a tractable model to study organogenesis and model human genetic disease. Despite its relative simplicity, the zebrafish ...

Nephrotoxin Microinjection in Zebrafish to Model Acute Kidney Injury

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid decline in renal function and development of the clinical syndrome known as acute kidney injury (AKI). Pharmacological agents used to treat medical circumstances ranging from bacterial infection to cancer, when administered individually or in combination with other drugs, can initiate AKI. Zebrafish are a useful animal model to study the chemical effects on renal function in vivo, as they form an embryonic kidney comprised of nephron functional units that are conserved with higher vertebrates, including humans. Further, zebrafish can be utilized to perform genetic and chemical screens, which provide opportunities to elucidate the cellular and molecular facets of AKI and develop therapeutic strategies such as the identification of nephroprotective molecules. Here, we demonstrate how microinjection into the zebrafish embryo can be utilized as a paradigm for nephrotoxin studies.

Renal injuries incurred from nephrotoxins, which include drugs ranging from antibiotics to chemotherapeutics, can result in complex disorders whose pathogenesis remains incompletely understood. This protocol demonstrates how zebrafish can be used for disease modeling of these conditions, which can be applied to the identification of renoprotective measures.

ゼブラフィッシュにおける腎毒素マイクロインジェクションは急性腎障害をモデルに

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid ...

Depigmentation and Prestaining of Zebrafish Kidney: A Technique to Prepare Adult Zebrafish Kidney for Staining

Source: McCampbell, K. K. et al. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/video/51644" target="_blank">Analysis of Nephron Composition and Function in the Adult Zebrafish Kidney.</a> J. Vis. Exp. (2014)
In this video, we demonstrate the depigmentation of adult zebrafish kidney and its subsequent preparation for staining procedures. Post-staining, the adult zebrafish kidney can be used for studying kidney regeneration, phenotypic characterization of renal disease models, and nephron functionality.

大人のゼブラフィッシュの腎臓におけるネフロン構成と機能の解析

要約

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ゲンタマイシン誘発性損傷によって大人ゼブラフィッシュにおける腎再生

解剖顕微鏡を使用したタイムラプスイメージングとゼブラフィッシュ腎臓の開発の分析は、光学切片のための装備します

アダルトゼブラフィッシュからの臓器の解剖

イン・シトゥメサネフォロス発生時のゼブラフィッシュ幼虫と若年期のハイブリダイゼーション

アダルトゼブラフィッシュ腎臓の解剖

腎上皮再生を研究するためにゼブラフィッシュの前腎のレーザーアブレーション

成体ゼブラフィッシュにおけるシスプラチンによる急性腎損傷モデル

蛍光クリアランスアッセイを用いてゼブラフィッシュ腎臓機能の評価

ゼブラフィッシュにおける腎毒素マイクロインジェクションは急性腎障害をモデルに

ゼブラフィッシュ腎臓の色素脱失と染色:成体ゼブラフィッシュ腎臓の染色準備技術

大人のゼブラフィッシュの腎臓におけるネフロン構成と機能の解析

要約

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ゲンタマイシン誘発性損傷によって大人ゼブラフィッシュにおける腎再生

解剖顕微鏡を使用したタイムラプスイメージングとゼブラフィッシュ腎臓の開発の分析は、光学切片のための装備します

アダルトゼブラフィッシュからの臓器の解剖

イン・シトゥ メサネフォロス発生時のゼブラフィッシュ幼虫と若年期のハイブリダイゼーション

アダルトゼブラフィッシュ腎臓の解剖

腎上皮再生を研究するためにゼブラフィッシュの前腎のレーザーアブレーション

成体ゼブラフィッシュにおけるシスプラチンによる急性腎損傷モデル

蛍光クリアランスアッセイを用いてゼブラフィッシュ腎臓機能の評価

ゼブラフィッシュにおける腎毒素マイクロインジェクションは急性腎障害をモデルに

ゼブラフィッシュ腎臓の色素脱失と染色:成体ゼブラフィッシュ腎臓の染色準備技術

イン・シトゥメサネフォロス発生時のゼブラフィッシュ幼虫と若年期のハイブリダイゼーション