La ricerca si concentra sulla progettazione di farmaci assistita da computer per sviluppare nuovi farmaci innovativi o riutilizzare farmaci attualmente esistenti per malattie legate all'Africa. Ok, nel nostro campo attualmente, abbiamo molte applicazioni di apprendimento automatico che le persone stanno sviluppando, e questo è qualcosa che desideriamo incorporare anche all'interno del nostro gruppo per progettare i farmaci beta. Attualmente utilizziamo il cosiddetto calcolo ad alte prestazioni, e questo è fondamentalmente ciò che accelera la nostra ricerca utilizzando sia la tecnologia CPU che quella GPU per ottenere risultati più velocemente quando sperimentiamo gli usi.
Al momento, il calcolo è ancora un campo molto nuovo nella ricerca e gli studenti spesso non sono in grado di affrontare ciò che deve essere fatto, quindi ci vuole un po' più di tempo per metterli in grado di mettersi in regola. Recentemente abbiamo una serie di prodotti naturali, che siamo riusciti a isolare, che sono importanti per l'Africa e sono attualmente utilizzati per il trattamento del SARS-CoV-2, che stiamo cercando. Per iniziare, vai all'icona della finestra sullo schermo del monitor e fai clic su di essa.
Seleziona tutte le app e scorri verso il basso per individuare la cartella Schrödinger. Apri la cartella e fai clic sull'icona Maestro. Seleziona Apri per avviare il software.
Per recuperare la struttura proteica, fare clic sulla scheda del file e selezionare Ottieni PDB dal menu a comparsa. Immettere il codice PDB desiderato nella casella di testo e fare clic sul pulsante Download. Il file PDB selezionato apparirà nella finestra del progetto.
In alternativa, scaricare la proteina dalla banca dati delle proteine inserendo l'ID PDB nella casella di ricerca e facendo clic su Download. In Maestro, vai alla scheda File e seleziona Importa strutture. Nell'interfaccia di importazione, individuare il file PDB scaricato e fare clic su Importa.
Ora seleziona la struttura proteica e fai clic con il pulsante destro del mouse su di essa. Seleziona la proteina preparata, fai clic con il pulsante destro del mouse, scegli l'opzione Dividi e dividila in ligandi, acqua e altro. Apri il database di PubChem e digita il nome del composto nella barra di ricerca per scaricare il composto chimico.
Esaminare le strutture disponibili, fare clic su Scarica e selezionare 3D-Conformer per salvare le coordinate della struttura come file di dati strutturati o SDF. Fare clic sulla scheda File in Schrödinger e selezionare Importa strutture. Passare alla posizione in cui è salvato l'SDF e caricare il composto.
Fai clic su Attività in Schrödinger, digita LigPrep nella barra di ricerca e selezionalo. Fare clic su Usa strutture da per scegliere i file dall'area di lavoro o dalla tabella del progetto. Selezionare le opzioni preferite nella finestra LigPrep e fare clic su Esegui per inviare il lavoro per la preparazione del ligando.
Visualizzare i ligandi preparati nella finestra del software. Aprire il software per l'ottimizzazione della geometria delle strutture. Passare alla scheda File e selezionare Apri per scegliere l'SDF scaricato da PubChem.
Passare alla scheda Calcola e selezionare Impostazione calcolo gaussiano. Nella scheda del tipo di processo, scegliere Ottimizzazione o Ottimizzazione più frequenza. Ora vai alla scheda Metodo e seleziona il metodo di chimica quantistica.
Scegli Cone Sham Global Hybrid Exchange Correlation Density Functional, Basis Set, Charge e Spin of Choice dai menu a discesa. Vai alla scheda Titolo e inserisci un nome per il composto oggetto di indagine. Passare alla scheda Link Zero e specificare il limite di memoria e i processori condivisi.
Deseleziona le caselle Percorso completo. Fare clic sul pulsante Modifica in basso per salvare il file di input gaussiano nella posizione preferita con un nome di file a scelta come File di lavoro gaussiano o GJF. Passare ad Attività e selezionare Generazione griglia recettoriale per rilevare il sito attivo della proteina legato al ligando del cristallo principale.
Fare clic su Scegli per identificare il ligando, quindi selezionare il ligando co-cristallizzato. Fare clic su Esegui per inviare la griglia per la generazione. Per l'aggancio molecolare, andare su Attività, selezionare Ligand Docking (Attracco del ligando), quindi scegliere Ligand Docking Glide Docking (Attracco del ligando).
Quindi, caricare il file della griglia e selezionare i ligandi dall'area di lavoro utilizzando l'opzione Usa ligando da. Selezionare la casella Ricettore di visualizzazione nella parte superiore, aggiungere un nome di lavoro appropriato e inviare il processo facendo clic su Esegui. Dalla scheda Impostazioni, scegli il metodo di precisione di ancoraggio preferito.
Configura vincoli come i legami idrogeno. Dopo aver esaminato tutte le impostazioni, fare clic su Esegui per avviare il processo di ancoraggio. Esamina i risultati dell'aggancio e confronta i punteggi di aggancio prima e dopo l'ottimizzazione dei ligandi.
Selezionare una coppia della proteina agganciata e del complesso ligando dal navigatore dell'area di lavoro. Passare ad Attività, andare a Ligand Designer e fare clic su Analizza area di lavoro nella finestra Ligand Designer. Per generare e valutare nuovi ligandi, selezionare Scansione isosterica dall'elenco del flusso di lavoro, che implica il metodo di coltivazione che estende il ligando aggiungendo frammenti alle strutture molecolari esistenti.
Analizza i risultati dell'aggancio dei composti enumerati e identifica un composto con un valore più negativo rispetto al composto co-cristallizzato meno 9,242. Quindi, fai clic sul pulsante Attività e scegli Desmond System Builder. Nel pannello System Builder, selezionare la scheda Sollazione.
Scegli il modello di solvente predefinito che si adatta al complesso del ligando proteico. Quindi seleziona la forma della scatola e il metodo di calcolo delle dimensioni della scatola. Quindi, seleziona la scheda Ioni e fai clic su ricalcola per neutralizzare il sistema aggiungendo ioni contatore e impostando la concentrazione di risoluzione desiderata.
Dopo la preparazione del sistema, visualizzare il progetto nell'area di lavoro. Selezionare il complesso del ligando proteico dal navigatore dell'area di lavoro. Passare a Attività e scegliere Molecular Dynamics Desmond.
Caricare il complesso proteico del ligando dall'area di lavoro nel pannello Molecular Dynamics. Selezionare la sequenza temporale di simulazione desiderata dalla scheda Simulazione. Scegli NPT come classe d'insieme.
Assegna un nome appropriato al lavoro nel pannello Dinamica molecolare. Scrivi il lavoro e fai clic su Chiudi per uscire dalla finestra Molecular Dynamics. Invia il lavoro scritto per la preparazione della dinamica molecolare tramite un terminale locale.
Al termine, aprire il lavoro completato e continuare il tempo di simulazione dalla sequenza temporale impostata inizialmente fino al tempo di simulazione desiderato. Ad esempio, 100 nanosecondi o 200 nanosecondi. Aprite il file Traiettoria (Trajectory) e riproducete la traiettoria.
Visualizza dove è bilanciato il complesso del ligando proteico e annota il numero di fotogrammi. Invia il lavoro tramite Terminale. Visualizza il contenuto del file di output per analizzare i risultati generati e scarica il file CSV.
Apri il file CSV e prendi nota dell'energia di legame. Infine, utilizzare l'equazione mostrata e calcolare l'energia di legame libera del complesso calcolando la media dei valori di energia di legame determinati per ogni istantanea all'interno della simulazione MD. Un grafico a dispersione mostra l'attività osservata rispetto all'attività prevista per la prima classe del modello QSAR.
Il grafico rappresenta l'adattamento tra la classe uno come set di addestramento e gli inibitori della trascrittasi inversa non nucleotidica come set di test per fornire un valore di attività predittiva. Il set di addestramento si è allineato bene con la linea di regressione, mentre il set di test ha avuto deviazioni minori. Le forze di interazione tra la proteina in diversi ligandi hanno rivelato legami idrogeno con la lisina 101 in tutti i ligandi.
Le simulazioni di dinamica molecolare della proteina libera si sono stabilizzate dopo circa 60 nanosecondi a un RMSD di circa 3,5 Angstrom, confermando l'affidabilità del protocollo. Etravirina enumerata, che si è stabilizzata a 3,5. Angstroms, ha mostrato un legame più forte e più stabile nel sito attivo dell'HIV una trascrittasi inversa rispetto all'etravirina che si è stabilizzata a 4,5 Angstroms.
La cronologia dei contatti dell'etravirina enumerata ha anche indicato interazioni più forti e più stabili nel tempo.
