Name: investigating object representations in the macaque dorsal visual stream using single-unit recordings
Uploaded: 2018-08-01T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 8 s
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Ringraziamo Inez Puttemans, Marc De Paep, Sara De Pril, Wouter Depuydt, Astrid Hermans, Piet Kayenbergh, Gerrit Meulemans, Christophe Ulens e Stijn Verstraeten per assistenza tecnica e amministrativa.

Tutte le procedure tecniche sono state eseguite in conformità con guida del National Institute of Health per la cura e l'uso di animali da laboratorio e la direttiva europea 2010/63/UE e ha approvate il comitato etico di KU Leuven.
1. generalità metodi per registrazioni extracellulari in scimmie comportarsi sveglio
<ol><li>Addestrare gli animali per eseguire le attività visive e motorie necessarie per rispondere alla sua domanda di ricerca specifici. Assicurarsi che l'animale sia in grado di passare in modo flessibile tra le attività durante la stessa sessione di registrazione al fine di testare il neurone estesamente e ottenere una migliore comprensione delle caratteristiche di guida la risposta neurale (Figura 2-3).<ol>
<li>Addestrare l'animale nel Visually-Guided afferrare (VGG; afferrare 'nella luce') per valutare le componenti visuomotorie della risposta. Nota: indipendentemente dal compito scelto, gradualmente limitare l'assunzione di liquidi almeno tre giorni prima dell'inizio della fase di formazione.<ol>
<li>Trattenere la testa della scimmietta per tutta la durata della sessione sperimentale.</li>
			<li>Nella prima sessione, tenere la mano controlaterale alla camera di registrazione presso la posizione di riposo e aiutare l'animale a raggiungere e afferrare l'oggetto, dando manuale ricompensa dopo ogni tentativo.</li>
			<li>Rimettete la mano della scimmia sulla posizione di riposo alla fine di ogni prova.</li>
			<li>Ogni paio di prove, rilasciare la mano della scimmia e attendere qualche secondo per osservare se l'animale avvia il movimento spontaneamente.</li>
			<li>Applicare manuale ricompensa ogni volta che la scimmia raggiunge verso l'oggetto.</li>
			<li>Quando la fase di raggiungimento viene acquisita correttamente, aiuta l'animale a sollevare (o tirare) l'oggetto e la ricompensa manualmente.</li>
			<li>Come 1.1.1.4 e 1.1.1.5, lasciare la mano della scimmia e attendere qualche secondo per osservare se l'animale avvia il movimento spontaneamente. Dare ricompensa ogni volta che il movimento viene eseguito correttamente.</li>
			<li>Correggere il raggiungimento, posizione e l'orientamento di polso come tante volte quanto necessario durante la procedura a mano.</li>
			<li>Ripetere i passaggi precedenti fino a quando l'animale esegue automaticamente la sequenza.</li>
			<li>Caricare l'attività automatica. L'animale viene premiato automaticamente quando esegue i movimenti da raggiungere e afferrare per un tempo predeterminato.</li>
			<li>Aumentare gradualmente il tempo di mantenimento dell'oggetto.</li>
			<li>Introdurre il laser che proietta il punto di fissazione alla base dell'oggetto. Aggiungere quindi l'inseguitore dell'occhio per controllare la posizione dell'occhio intorno l'oggetto-per-essere-afferrato.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Addestrare l'animale in Memory-Guided afferrare (MGG) per indagare il motore componente della risposta, non risentito la componente visiva dello stimolo.<ol>
<li>Trattenere la testa della scimmietta.</li>
			<li>Seguire la stessa procedura descritta per il VGG assicurandosi che l'animale mantiene la fissazione sul laser durante l'attività all'interno di una finestra definita elettronicamente. Per questa versione dell'attività, la luce si spegne alla fine del periodo di fissazione.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Treno la scimmia a fissazione passiva all'indirizzo visual reattività e selettività di forma.<ol>
<li>Trattenere la testa della scimmietta.</li>
			<li>Presentare gli stimoli visivi alla scimmia utilizzando un CRT (fissazione passiva di stimoli 3D) o un monitor LCD (fissazione passiva di stimoli 2D).</li>
			<li>Presentare un punto di fissazione al centro dello schermo, sovrapposto su stimoli visivi.</li>
			<li>Premiare l'animale dopo ogni presentazione dello stimolo e gradualmente aumentare il periodo di fissazione fino a raggiungere gli standard dell'attività.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Eseguire un intervento chirurgico, utilizzando abiti, tende e strumenti sterili.<ol>
<li>Anestetizzare l'animale con la ketamina (15 mg/kg, intramuscolarmente) e medetomidina cloridrato (0.01-0.04 mL/kg per via intramuscolare) e confermare l'anestesia regolarmente controllando la risposta dell'animale a stimoli, frequenza cardiaca, frequenza respiratoria e sangue pressione.</li>
		<li>Mantenere l'anestesia generale (propofol 10 mg/kg/h per via endovenosa) e somministrare ossigeno con un tubo tracheale. Utilizzare un unguento a base di lanolim per prevenire la secchezza dell'occhio mentre sotto anestesia.</li>
		<li>Fornire l'analgesia utilizzando 0,5 cc di buprenorfina (0,3 mg/ml per via endovenosa). In caso di aumento della frequenza cardiaca durante l'intervento chirurgico, può essere somministrato un dosaggio supplementare.</li>
		<li>Impiantare un post di testa MRI compatibile con viti di ceramica e acrilico dentale. Eseguire tutti gli interventi chirurgici di sopravvivenza in condizioni di rigorose asepsi. Per una manutenzione adeguata del campo sterile, utilizzare guanti monouso sterili, maschere e strumenti sterili.</li>
		<li>Guidati da anatomico a risonanza magnetica (MRI; Coordinate Horsley-Clark), fare un craniotomy sopra l'area di interesse e la camera di registrazione sul cranio della scimmia di impianto. Utilizzare una camera di registrazione standard per registrazioni extracellulari della singola unità o un microdrive multielettrodo, per la registrazione simultanea di più neuroni.</li>
		<li>Dopo l'intervento chirurgico, interrompere la somministrazione endovenosa di propofol finché respiro riprende spontanea. Non lasciare incustodito l'animale fino a quando ha riacquistato coscienza e introdurre l'animale nel gruppo sociale solo dopo il recupero completo.</li>
		<li>Fornire l'analgesia post-operatoria come consigliato dal veterinario istituzionale; utilizzare ad esempio Meloxicam (5mg/ml per via intramuscolare).</li>
		<li>Attendere 6 settimane dopo l'intervento chirurgico prima di iniziare l'esperimento. Questo permette un migliore ancoraggio del post testa al cranio e garantisce che l'animale ha recuperato pienamente dall'intervento.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Localizzare l'area di registrazione usando MRI (per registrazioni extracellulari della singola unità) e la tomografia computata (CT; per registrazioni multielettrodo).<ol>
<li>Riempire i tubi capillari in vetro con una soluzione di solfato di rame di 2% e inserirli in una griglia di registrazione.</li>
		<li>Eseguire risonanza magnetica strutturale (spessore della fetta: 0,6 mm).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Monitoraggio dell'attività neurale.<ol>
<li>Utilizzare microelettrodi di tungsteno con un'impedenza di 0,8 – 1 MΩ.</li>
		<li>Inserire l'elettrodo attraverso la dura madre utilizzando un tubo di guida in acciaio inox 23G e un microdrive idraulico.</li>
		<li>Per la discriminazione di spike, amplificare e filtrare l'attività neurale da 300 a 5000 Hz.</li>
		<li>Per registrazioni (LFP) potenziali di campo locale, amplificare e filtrare il segnale tra 1 e 170 Hz.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Monitorare il segnale di occhio<ol>
<li>Regolare una termocamera ad infrarossi davanti gli occhi dell'animale per ottenere un'immagine adeguata della pupilla e del riflesso corneale.</li>
		<li>Utilizzare una telecamera infrarosso-basato per assaggiare la posizione della pupilla a 500 Hz.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. indagare oggetto selettività nelle aree dorsale
<ol><li>Eseguire guidata visivamente afferrare (VGG).<ol>
<li>Scegliere il giusto cogliere l'installazione a seconda l'obiettivo della ricerca: installazione di carosello o robot (Figura 3).</li>
		<li>Per l'installazione di carosello, eseguire l'attività VGG:<ol>
<li>Lasciate che la scimmia Poni la mano controlaterale all'emisfero registrato in posizione di riposo nella più completa oscurità per avviare la sequenza.</li>
			<li>Dopo un tempo variabile (intervallo intertrial: 2.000-3.000 ms), applicare un laser rosso (punto di fissazione) alla base dell'oggetto (distanza: 28 cm dagli occhi delle scimmie). Se l'animale mantiene lo sguardo all'interno di una finestra di fissazione elettronicamente definito (+ /-2,5 °) per 500 ms, illuminare l'oggetto dall'alto con una sorgente di luce.</li>
			<li>Dopo un ritardo variabile (300-1500 ms), programmare un oscuramento del laser (segnale visivo GO) istruire la scimmia per sollevare la mano dalla posizione di riposo e raggiungere, afferrare e tenere l'oggetto per un intervallo variabile (tempo di mantenimento: 300-900 ms).</li>
			<li>Ogni volta che l'animale venga eseguito correttamente l'intera sequenza, lo ricompensa con una goccia di succo di frutta.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Utilizzare una simile sequenza di attività per il programma di installazione di robot.<ol>
<li>Per quanto riguarda l'installazione di carosello, lasciate che la scimmia Poni la mano controlaterale all'emisfero registrato in posizione di riposo nella più completa oscurità per avviare la sequenza.</li>
			<li>Dopo un tempo variabile (intervallo intertrial: 2.000-3.000 ms), si illuminerà il LED (punto di fissazione) l'oggetto (di dentro; distanza: 28 cm dagli occhi delle scimmie). Ancora una volta, se l'animale mantiene lo sguardo all'interno di una finestra di fissazione elettronicamente definito (+ /-2,5 °) per 500 ms, illuminare l'oggetto dall'interno con una sorgente di luce bianca.</li>
			<li>Dopo un ritardo variabile (300-1500 ms.), spegnere il LED (segnale visivo GO), istruendo la scimmia per sollevare la mano dalla posizione di riposo e raggiungere, afferrare e tenere l'oggetto per un intervallo variabile (tempo di mantenimento: 300-900 ms).</li>
			<li>Ogni volta che l'animale venga eseguito correttamente l'intera sequenza, lo ricompensa con una goccia di succo di frutta.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Durante l'attività, quantificare le prestazioni della scimmia, prestando particolare attenzione al tempismo. Misura sia che il tempo trascorso fra il segnale di andare e l'inizio del movimento mano (tempo di reazione) e tra l'inizio del movimento e l'ascensore dell'oggetto (afferrare il tempo).</li>
	</ol></li>
	<li>Eseguire memoria-guida afferrare (MGG; 'Afferrare al buio'). Utilizzare l'attività MGG per determinare se i neuroni sono visuomotorie o motore-dominante. Nota: La sequenza è simile a quello descritto per il VGG, ma l'oggetto viene afferrata nel buio più totale.<ol>
<li>Identico al compito VGG, lasciate che la scimmia Poni la mano controlaterale all'emisfero registrato in posizione di riposo nella più completa oscurità per avviare la sequenza.</li>
		<li>Dopo un tempo variabile (intervallo intertrial: 2.000-3.000 ms), applicare un laser/LED rosso (punto di fissazione) per indicare il punto di fissazione (alla base dell'oggetto per l'installazione di carosello, al centro dell'oggetto per l'installazione di robot; distanza: 28 cm dagli occhi delle scimmie) . Se l'animale mantiene lo sguardo all'interno di una finestra di fissazione elettronicamente definito (+ /-2,5 °) per 500 ms, illuminare l'oggetto.</li>
		<li>Dopo un tempo fisso (400 ms), spegnere la luce.</li>
		<li>Dopo un ritardo variabile periodo (300-1500 ms) seguendo la luce di offset, dim/spegnere il punto di fissazione (andare CUE) per indicare la scimmia per sollevare la mano e raggiungere, afferrare e tenere l'oggetto (tempo di mantenimento: 300-900 ms).</li>
		<li>Ogni volta che l'animale venga eseguito correttamente l'intera sequenza, è possibile dare una goccia di succo come ricompensa.</li>
	</ol></li>
	<li>Eseguire fissazione passiva. Per quanto riguarda l'attività VGG, scegliere la più appropriata installazione (installazione carosello o robot) a seconda l'obiettivo della ricerca. Nota: Due differenti fissazione passiva attività possono essere eseguite: fissazione passiva di oggetti del mondo reale (utilizzando gli oggetti-per-essere-afferrato le configurazioni carosello e robot) e la fissazione passiva di immagini 3D/2D di oggetti.<ol>
<li>Eseguire la fissazione passiva di oggetti del mondo reale.<ol>
<li>Presentare il punto di fissazione (laser rosso per l'installazione di carosello proiettata alla base dell'oggetto e LED rosso nel setup del robot).</li>
			<li>Se l'animale mantiene lo sguardo all'interno di una finestra di fissazione elettronicamente definito (+ /-2,5 °) per 500 ms, illuminare l'oggetto per 2.000 ms.</li>
			<li>Se l'animale mantiene lo sguardo all'interno della finestra per 1.000 ms, lo ricompensa con una goccia di succo.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Eseguire la fissazione passiva di immagini 3D/2D di oggetti.<ol>
<li>Presentare tutti gli stimoli visivi su sfondo nero (luminanza di 8 cd/m2) utilizzando un monitor (risoluzione di 1.280 × 1.024 pixel) dotato di un veloce-decadimento P46-fosforo e operati a 120 Hz (distanza di visione: 86 cm).</li>
			<li>Nei test 3D, presentare gli stimoli stereoscopicamente alternando le immagini dell'occhio destro e sinistro su uno schermo (CRT monitor), in combinazione con due cristalli liquidi ferroelettrici persiane. Individuare queste persiane davanti gli occhi della scimmia, funzionare a 60 Hz e sincronizzare con il ritracciamento verticale del monitor.</li>
			<li>Iniziare la prova presentando una piccola piazza nel centro dello schermo (punto di fissazione; 0,2 ° × 0,2 °). Se la posizione dell'occhio rimane all'interno di una finestra quadrata elettronicamente definiti 1° (molto inferiore per oggetti del mondo reale) per almeno 500 ms, presente lo stimolo visivo sullo schermo, per un tempo totale di 500 ms.</li>
			<li>Quando la scimmia mantiene una fissazione stabile fino a quando l'offset di stimolo, la ricompensa con una goccia di succo di frutta.</li>
			<li>Per uno studio adeguato della selettività di forma, è necessario eseguire una batteria completa di test con immagini 2D durante attività di fissazione passiva, nella sequenza seguente.</li>
			<li>Eseguire un test di ricerca. Testare la selettività visual della cella utilizzando una vasta gamma di immagini (immagini di superficie; Figura 4A), incluse le immagini dell'oggetto che viene afferrata la VGG. Per questa e tutte le successive attività di visual, confrontare l'immagine che evoca la risposta più forte (chiamata 'preferito immagine') a una seconda immagine a cui il neurone sta rispondendo debolmente (chiamato ' immagine obbligatori'). Se il neurone sotto studio risponde anche alle immagini di oggetti, la ricerca di componenti di stimolo specifico Guida reattività della cella (contorno prova, prova di campo recettivo e riduzione).</li>
			<li>Eseguire un test di contorno. Dalle immagini originali delle superfici degli oggetti reali (immagini 2D o 3D contenente texture, ombreggiatura e prospettiva), ottenere versioni progressivamente semplificate della stessa forma di stimolo (sagome e contorni; Figura 4B). Raccogliere almeno 10 prove per patologia al fine di determinare se il neurone preferisce la superficie originale, la silhouette o la struttura dalla forma originale.</li>
			<li>Eseguire un test di campo ricettivo (RF). Per mappare la RF di un neurone, presentiamo le immagini di oggetti in posizioni diverse su un display (in questo esperimento, 35 posizioni; dimensione di stimolo del 3°), che copre il campo visivo centrale19,20. Per raccogliere abbastanza ripetizioni di stimolo a tutte le posizioni possibili in un tempo ragionevole, ridurre la durata dello stimolo (stimoli flashed; durata dello stimolo: 300 ms, intervallo intertrial: 300 ms).</li>
			<li>Eseguire un test di riduzione. Eseguire un test di riduzione con contorno frammenti presentati al centro della RF per identificare il minimo efficace forma caratteristica (rete). Generare la serie di stimoli in Photoshop ritagliando il contorno di ciascuna delle forme di contorno originale lungo gli assi principali (Figura 3B). Progettare la rete come il più piccolo frammento di forma che evoca una risposta che è almeno il 70% della risposta struttura intatta e non significativamente più piccolo di quello di risposta8.</li>
			<li>Per una migliore stima della dipendenza di posizionamento (l'effetto della posizione di stimolo sulla selettività di frammento), è necessario eseguire due diversi test. Eseguire un Test di riduzione con i frammenti che si trova nella posizione occupata nella forma muta originale. Eseguire un Test di riduzione con i frammenti presso il centro di massa della forma.</li>
			<li>In questa fase, è necessario eseguire un nuovo mapping di RF utilizzando la rete.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
	<li>Gallese, V., Fadiga, L., Fogassi, L., Rizzolatti, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Action+recognition+in+the+premotor+cortex.">Action recognition in the premotor cortex.</a> Brain. 119 (2), 593-609 (1996).</li><li>Fogassi, L., Gallese, V., Buccino, G., Craighero, L., Fadiga, L., Rizzolatti, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical+mechanism+for+the+visual+guidance+of+hand+grasping+movements+in+the+monkey:+a+reversible+inactivation+study.">Cortical mechanism for the visual guidance of hand grasping movements in the monkey: a reversible inactivation study.</a> Brain. 124 (3), 571-586 (2001).</li><li>Rizzolatti, G., Camarda, R., Fogassi, L., Gentilucci, M., Luppino, G., Matelli, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+organization+of+inferior+area+6+in+the+macaque+monkey.+II.+Area+F5+and+the+control+of+distal+movements.">Functional organization of inferior area 6 in the macaque monkey. II. Area F5 and the control of distal movements.</a> Exp. Brain Res. 71 (3), 491-507 (1988).</li><li>Mishkin, M., Ungerleider, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+of+striate+inputs+to+the+visuospatial+functions+of+parieto-preoccipital+cortex+in+monkeys.">Contribution of striate inputs to the visuospatial functions of parieto-preoccipital cortex in monkeys.</a> Behav. Brain Res. 6 (1), 57-77 (1982).</li><li>Goodale, M. A., Milner, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Separate+visual+pathways+for+perception+and+action.">Separate visual pathways for perception and action.</a> Trends Neurosci. 15 (1), 20-25 (1992).</li><li>Baumann, M. A., Fluet, M. C., Scherberger, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Context-specific+grasp+movement+representation+in+the+macaque+anterior+intraparietal+area.">Context-specific grasp movement representation in the macaque anterior intraparietal area.</a> J. Neurosci. 29 (20), 6436-6438 (2009).</li><li>Murata, A., Gallese, V., Luppino, G., Kaseda, M., Sakata, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selectivity+for+the+shape,+size,+and+orientation+of+objects+for+grasping+neurons+of+monkey+parietal+area+AIP.">Selectivity for the shape, size, and orientation of objects for grasping neurons of monkey parietal area AIP.</a> J. Neurophysiol. 83 (5), 2580-2601 (2000).</li><li>Romero, M. C., Pani, P., Janssen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+shape+features+in+the+macaque+anterior+intraparietal+area.">Coding of shape features in the macaque anterior intraparietal area.</a> J. Neurosci. 34 (11), 4006-4021 (2014).</li><li>Sakata, H., Taira, M., Kusonoki, M., Murata, A., Tanaka, Y., Tsutsui, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+coding+of+3D+features+of+objects+for+hand+action+in+the+parietal+cortex+of+the+monkey.">Neural coding of 3D features of objects for hand action in the parietal cortex of the monkey.</a> Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 353 (1373), 1363-1373 (1998).</li><li>Taira, M., Mine, S., Georgopoulos, A. P., Murata, A., Sakata, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parietal+cortex+neurons+of+the+monkey+related+to+the+visual+guidance+of+the+hand+movement.">Parietal cortex neurons of the monkey related to the visual guidance of the hand movement.</a> Exp Brain Res. 83 (1), 29-36 (1990).</li><li>Janssen, P., Scherberger, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+guidance+in+control+of+grasping.">Visual guidance in control of grasping.</a> Annu. Rev. 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A., Murata, A., Fogassi, L., Gallese, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+properties+of+grasping-related+neurons+in+the+ventral+premotor+area+F5+of+the+macaque+monkey.">Functional properties of grasping-related neurons in the ventral premotor area F5 of the macaque monkey.</a> J. Neurophysiol. 95 (2), 709-729 (2006).</li><li>Umilta, M. A., Brochier, T., Spinks, R. L., Lemon, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+recording+of+macaque+premotor+and+primary+motor+cortex+neuronal+populations+reveals+different+functional+contributions+to+visuomotor+grasp.">Simultaneous recording of macaque premotor and primary motor cortex neuronal populations reveals different functional contributions to visuomotor grasp.</a> J. 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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+shape+and+position+in+macaque+lateral+intraparietal+area.">Coding of shape and position in macaque lateral intraparietal area.</a> J. Neurosci. 28 (26), 6679-6690 (2008).</li><li>Romero, M. C., Janssen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Receptive+field+properties+of+neurons+in+the+macaque+anterior+intraparietal+area.">Receptive field properties of neurons in the macaque anterior intraparietal area.</a> J. Neurophysiol. 115 (3), 1542-1555 (2016).</li><li>Decramer, T., Premereur, E., Theys, T., Janssen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-electrode+recordings+in+the+macaque+frontal+cortex+reveal+common+processing+of+eye-,+arm-+and+hand+movements.+Program+No.+495.15/GG14.">Multi-electrode recordings in the macaque frontal cortex reveal common processing of eye-, arm- and hand movements. Program No. 495.15/GG14.</a> Neuroscience Meeting Planner. , (2017).</li><li>Pani, P., Theys, T., Romero, M. C., Janssen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Grasping+execution+and+grasping+observation+activity+of+single+neurons+in+macaque+anterior+intraparietal+area.">Grasping execution and grasping observation activity of single neurons in macaque anterior intraparietal area.</a> J. Cogn. Neurosci. 26 (10), 2342-2355 (2014).</li><li>Turriziani, P., Smirni, D., Oliveri, M., Semenza, C., Cipolotti, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+the+prefrontal+cortex+in+familiarity+and+recollection+processes+during+verbal+and+non-verbal+recognition+memory.">The role of the prefrontal cortex in familiarity and recollection processes during verbal and non-verbal recognition memory.</a> Neuroimage. 52 (1), 469-480 (2008).</li><li>Tsao, D. Y., Schweers, N., Moeller, S., Freiwald, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patches+of+faces-selective+cortex+in+the+macaque+frontal+lobe.">Patches of faces-selective cortex in the macaque frontal lobe.</a> Nat. Neurosci. 11 (8), 877-879 (2008).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Un approccio globale allo studio del flusso dorsale richiede un'attenta selezione delle mansioni comportamentistiche e visual test: paradigmi visivi e afferrare possono essere impiegati sia combinato o separatamente a seconda le proprietà specifiche della regione.
In questo articolo, forniamo gli esempi dell'attività neurale registrata in AIP e F5p in risposta a un sottoinsieme di attività visive e motorie, ma risposte molto simili possono essere osservate in altre aree frontali come area 45B e F5a.
Vi proponiamo due messe a punto sperimentali per indagare la rappresentazione neurale degli oggetti durante afferrare. Con una verticale giostra rotante (Figura 3A) contenente fino a sei oggetti, possiamo presentare diversi oggetti alla scimmia. Giostra rotante consente la presentazione di oggetti di destinazione diversi (diversi per forma, dimensione, volume, ecc.), che richiedono strategie diverse di afferramento (presa contro la presa di precisione).
Una seconda e più sofisticata per presentare oggetti durante le registrazioni di singole cellule è per mezzo di un braccio robot commerciali e pinza (Figura 3B). In questo caso, il robot avvia la prova afferrando un oggetto (Figura 3B) e spostarlo in una specifica posizione nello spazio nel buio più totale, mentre la mano della scimmia rimane in posizione di riposo. Oltre a questo, la sequenza degli eventi è identica in due configurazioni. Tuttavia, l'utilizzo di un robot permette una vasta manipolazione dei parametri sperimentali (distanza alla quale l'oggetto è presentato, posizione in aereo frontoparallel, o l'orientamento dell'oggetto). Infine, come mostrato nel pannello di destra della Figura 3B, il robot può anche essere programmato per afferrare gli oggetti diversi (piastra e sfera nel nostro caso).
Questo approccio sperimentale permette di determinare le caratteristiche dell'oggetto guida visuomotorie neuroni che rispondono all'osservazione di oggetti durante afferrare. Tuttavia, questo approccio ha anche limitazioni. Con tutti i test, alcuni neuroni saranno esclusi da ulteriori test (ad es., nessuna risposta alle immagini degli oggetti, nessun contorno selettività), in modo che le conclusioni dell'esperimento possono riguardano soltanto un sottoinsieme di tutti i neuroni risultati correlati all'attività attività durante afferrare. Tuttavia, in nostri precedenti studi8, la grande maggioranza (83%) dei neuroni mostrando le risposte visive all'osservazione di oggetti durante afferrando era anche rispondere selettivamente le immagini degli oggetti, e la grande maggioranza dei neuroni quest'ultimi (90%) sono stati anche selettivo per contorno versioni di queste immagini. Di conseguenza, il nostro protocollo di prova può essere appropriato per una frazione molto grande di tutti i neuroni visivamente reattivi nella corteccia parietale e frontale.
Alcuni neuroni visuomotorie, probabilmente in più motore relativi sottosettori nella corteccia frontale come area F5p, possono solo rispondere agli oggetti nel contesto di un'attività di afferramento e mai rispondere con le immagini degli oggetti (anche con disparità binoculare) presentate su un visualizzare. Tuttavia possiamo studiare le proprietà di questa sottopopolazione di neuroni utilizzando il robot. Con questa messa a punto sperimentale, possiamo presentare gli oggetti in luoghi diversi sul piano di frontoparallel durante la fissazione passiva (analoga a un test RF), diversi orientamenti 3D ed a distanze diverse dall'animale, e possiamo unire l'occhio saccadici movimenti verso l'oggetto con oggetto afferrare21.
La nostra intenzione è di non fornire un singolo o rigido protocollo sperimentale per lo studio dei neuroni parieto-frontale, ma per sottolineare la necessità di un approccio globale e dinamico, con i compiti e le prove specificamente progettati per i neuroni in fase di studio. Per quanto riguarda visual selettività, per esempio, il nostro protocollo può essere facilmente adattato per lo studio di altre proprietà visive di neuroni rispondendo agli oggetti. Ad esempio, abbiamo seguito un approccio molto simile quando studiando 3D selettività F5a12 e AIP neuroni13 durante afferrare. Abbiamo combinato anche afferrare l'esecuzione e visual test dettagliati con i video delle azioni quando si esamina le risposte di osservazione di azione in AIP22. Allo stesso modo, molti altri compiti sperimentali, non inclusi in questa sezione, potrebbero aggiungersi anche al nostro protocollo a seconda la questione scientifica da affrontare. Queste attività comprendono lo studio di entrambe le caratteristiche puramente fisiche del stimolo (ad esempio, le dimensioni dello stimolo) e aspetti cognitivi come la rilevanza di stimolo familiarità23 o biologico (preferenza per le forme che sono biologicamente rilevanti come facce24).
Ulteriori studi in queste zone forniranno una migliore comprensione della rete e ci permetterà di affinare il tipo di protocolli da utilizzare.

Primati umani e non umani condividono la capacità di eseguire azioni complesse di motore tra cui afferrare oggetti. Per eseguire correttamente queste attività, il nostro cervello ha bisogno completare la trasformazione della proprietà dell'oggetto intrinseco in comandi motori. Questa trasformazione si basa su una sofisticata rete di aree corticali dorsale situato nella corteccia premotoria ventrale e parietale1,2,3 (Figura 1).
Dagli studi di lesione in scimmie ed in esseri umani4,5, sappiamo che il flusso visivo dorsale - originari della corteccia visiva primaria e diretto verso la corteccia parietale posteriore - è coinvolto nella pianificazione del motore e visione spaziale azioni. Tuttavia, la maggior parte delle zone di flusso dorsale non è dedicata a un unico tipo di elaborazione. Per esempio, l'area intraparietale anteriore (AIP), una delle zone fine fase nel flusso visivo dorsale, contiene una varietà di neuroni che il fuoco non solo durante afferrare6,7,8, ma anche durante la visual ispezione del oggetto7,8,9,10.
Simile a AIP, neuroni nell'area F5, situato nella corteccia premotoria ventrale (PMv), rispondono anche durante la fissazione visiva e oggetto afferrare, che rischia di essere importante per la trasformazione delle informazioni visive in azioni motore11. Parte anteriore di questa regione (sottosettore F5a) contiene neuroni blocca selettivamente a tridimensionale (3D, disparità-definito) immagini12,13, mentre il sottosettore situato nella convessità (F5c) contiene neuroni caratterizzata da specchio proprietà1,3, sparando sia quando un animale esegue o osserva un'azione. Infine, la regione posteriore di F5 (F5p) è un campo correlate a mano, con una proporzione elevata dei neuroni visuomotorie reattivi all'osservazione sia e afferrare oggetti 3D14,15. F5, area 45B, situato a ramus inferiore del solco arcuato, può anche essere coinvolti nell'elaborazione forma16,17 e afferrare18.
Test di selettività oggetto nella corteccia parietale e frontale è impegnativo, perché è difficile determinare quali caratteristiche questi neuroni rispondono a e quali sono i campi ricettivi di questi neuroni. Ad esempio, se un neurone risponde ad una piastra ma non ad un cono, che dispongono di questi oggetti sta guidando questa selettività: il contorno 2D, la struttura 3D, l'orientamento in profondità o una combinazione di molte caratteristiche differenti? Per determinare le caratteristiche oggetto critico per i neuroni che rispondere durante la fissazione di oggetto e di cogliere, è necessario impiegare vari test visivi utilizzando immagini di oggetti e versioni ridotte delle immagini stesse.
Una frazione consistente dei neuroni in AIP e F5 non solo risponde alla presentazione visiva di un oggetto, ma anche quando l'animale afferra questo oggetto al buio (cioè, in assenza di informazioni visive). Tali neuroni non risponda a un'immagine di un oggetto che non può essere compresa. Quindi, componenti visive e motorie della risposta sono intimamente connessi, che rende difficile indagare la rappresentazione dell'oggetto di un neurone in queste regioni. Poiché i neuroni visuomotorie possono essere verificati solo con oggetti del mondo reale, abbiamo bisogno di un sistema flessibile per la presentazione di diversi oggetti in posizioni diverse nel campo visivo e a diversi orientamenti se vogliamo determinare quali caratteristiche sono importanti per questi neuroni. Quest'ultimo può essere raggiunto solo mediante un robot capace di presentare oggetti diversi in luoghi diversi in uno spazio visivo.
Questo articolo intende fornire una guida sperimentale per i ricercatori interessati allo studio dei neuroni parieto-frontale. Nelle sezioni che seguono, vi forniremo il protocollo generale utilizzato nel nostro laboratorio per l'analisi delle risposte di oggetto per afferrare e visual in scimmie sveglio Macaco (Macaca mulatta).

<table><tbody><tr><td>Grasping robot</td><td>GIBAS Universal Robots</td><td>UR-6-85-5-A</td><td>Robot arm equipped with a gripper</td></tr><tr><td>Carousel motor</td><td>Siboni</td><td>RD066/&amp;dagger;20 MV6, 35x23 F02</td><td>Motor to be implemented in a custom-made vertical carousel. It allows the rotation of the carousel.</td></tr><tr><td>Eye tracker</td><td>SR Research</td><td>EyeLink II</td><td>Infrared camera system sampling at 500 Hz</td></tr><tr><td>Filter</td><td>Wavetek Rockland</td><td>852</td><td>Electronic filters perform a variety of signal-processing functions with the purpose of removing a signal&#039;s unwanted frequency components.</td></tr><tr><td>Preamplifier</td><td>BAK ELECTRONICS, INC.</td><td>A-1</td><td>The Model A-1 allows to reduce input capacity and noise pickup and allows to test impedance for metal micro-electrodes</td></tr><tr><td>Electrodes</td><td>FHC</td><td>UEWLEESE*N4G</td><td>Metal microelectrodes (* = Impedance, to be chosen by the researcher)</td></tr><tr><td>CRT monitor</td><td>Vision Research Graphics</td><td>M21L-67S01</td><td>The CRT monitor is equipped with a fast-decay P46-phosphor operating at 120 Hz</td></tr><tr><td>Ferroelectric liquid crystal shutters</td><td>Display Tech</td><td>FLC Shutter Panel; LV2500P-OEM</td><td>The shutters operate at 60 Hz in front of the monkeys and are synchronized to the vertical retrace of the monitor</td></tr></tbody></table>

investigating object representations in the macaque dorsal visual stream using single-unit recordings

Studi precedenti hanno dimostrato che i neuroni in aree parieto-frontale del cervello macaco possono essere altamente selettivi per oggetti del mondo reale, superfici curve definite disparità e immagini di oggetti del mondo reale (con e senza disparità) in un modo simile come descritto in visual ventrale. Inoltre, aree parieto-frontale sono creduti per convertire le informazioni oggetto visivo in uscite motore appropriati, quali la presagomatura della mano durante afferrare. Per meglio caratterizzare la selettività di oggetto nella rete corticale coinvolti nelle trasformazioni visuomotorie, mettiamo a disposizione una batteria di test intende analizzare la selettività di oggetto visivo dei neuroni nelle regioni parieto-frontale.

Figura 5 trame le risposte di un neurone di esempio registrato da zona F5p testato con quattro oggetti: due diverse forme - una sfera e una piastra-mostrato in due diverse misure (6 e 3 cm). Questo particolare neurone ha risposto non solo alla sfera grande (stimolo ottimo; pannello di sinistra superiore), ma anche per la grande piastra (pannello inferiore sinistro). In confronto, la risposta agli oggetti più piccoli era più debole (superiore e inferiore pannelli a destra).
Figura 6 Mostra un neurone esempio registrato in AIP testato durante sia VGG e fissazione passiva. Questo neurone era sensible a reagire non solo durante afferrare (attività VGG, pannello A) ma anche per la presentazione visiva delle immagini 2D di oggetti presentati su uno schermo (fissazione passiva tra cui l'immagine degli oggetti utilizzati nell'attività afferrare; Figura 6B). Si noti che lo stimolo preferito nel compito di fissazione passiva non è necessariamente l'oggetto-per-essere-afferrato, ma un'altra immagine 2D con cui l'animale non ha alcuna precedente esperienza afferra (mandarino). Figura 6 Mostra la RF di questa cella quando testato con l'immagine preferita e obbligatori. In Figura 6è riportato un esempio delle risposte ottenute nel test di riduzione. Questo neurone di esempio ha risposto ai più piccoli frammenti nel test (1-1,5 °).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57745/57745fig1v2.jpg"> Figura 1. Parieto-frontale rete coinvolti nell'elaborazione di oggetti visual e motore di pianificazione ed esecuzione. Progetti AIP zona parietale posteriore alle aree PFG, 45B e F5a e poi a F5p, M1 e, infine, al midollo spinale.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57745/57745fig2v2.jpg"> Figura 2. Albero di decisione per le prove di selettività oggetto: protocollo sperimentale utilizzato per testare le risposte visuomotorie nelle nostre popolazioni neuronali. L'attività VGG può essere seguito da un MGG o un compito visivo (fissazione passiva). Due attività differenti fissazione passiva può essere considerata a seconda della regione di interesse: fissazione passiva di fissazione passiva di immagini 2D di oggetti e oggetti del mondo reale. Il sistema visuomotorie primate si è evoluto per supportare la manipolazione degli oggetti reali, non le immagini di oggetti6,13 e di conseguenza, si prevede che le regioni con una componente dominante motore sarà significativamente più rispondente alla visione degli oggetti reali, afferrabili. Tuttavia, selettività di forma può essere esplorata solo in dettaglio utilizzando un approccio di riduzione, che può essere implementato più facilmente con le immagini degli oggetti. Nell'attività di fissazione passiva 2D, una risposta positiva (che indica visual selettività per le immagini degli oggetti) significa che è possibile raffinare ulteriormente la risposta neuronale. Questo ci porta a eseguire una nuova attività sperimentale esplorare funzionalità a livello più basso nello stimolo. Al contrario, una risposta negativa indica la fine dell'esperimento.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57745/57745fig3v2.jpg"> Figura 3. Visuomotorie Setup. (A). installazione di carosello. Pannello di sinistra: carosello di progettazione (invisibile alla scimmia). Pannello di destra: il dettaglio della piastra carosello mostrando l'oggetto-be-colto e la mano di scimmia si avvicina. Con un carosello rotante verticale contenente fino a sei oggetti, possiamo presentare diversi oggetti alla scimmia. (B). installazione di Robot. Pannello di sinistra: Vista frontale dell'installazione del robot. Pannello di destra: il dettaglio dei quattro diversi oggetti presentati dal robot (piccolo/grande piastra; sfera piccolo/grande). Una seconda e più sofisticato di presentare gli oggetti durante le registrazioni di singole cellule è per mezzo di un braccio del robot commerciale dotato di una pinza. Per A e B, la sequenza di eventi è identico durante la fissazione visiva con l'eccezione che nell'impostazione di carosello, l'oggetto viene illuminato dall'alto e nel setup del robot, l'oggetto è illuminato dall'interno. Nella fase di stretta, il compito è leggermente diversa. Mentre nell'impostazione di carosello, il CUE andare viene indicato con l'oscuramento del laser; configurazione del robot, la fissazione LED si spegne completamente. Un'altra differenza si riferisce alla funzionalità specifiche di entrambe le impostazioni. Mentre il programma di installazione di carosello può essere usato principalmente per testare la selettività di oggetto in una posizione unica nella spazio visivo, con l'installazione di robot, siamo in grado di programmare la distanza a cui viene presentato l'oggetto be-colto, la posizione sul piano di frontoparallel, o addirittura indurre perturbazioni nell'orientamento dell'oggetto durante afferrare (ad es., una rotazione di 45 ° rapida dell'oggetto durante la fase di raggiungimento). Entrambi i sistemi permettono la presentazione di oggetti di destinazione diversi con differenti proprietà afferrare (superficie, volume, ecc.), che richiedono strategie diverse di afferramento (presa contro la presa di precisione). (C). esempio di attività VGG (programma di installazione di Carosello). 1. fissazione: Nel nostro compito VGG carosello, la scimmia posti sua mano controlaterale in un dispositivo di posizione riposo per avviare la sequenza. Successivamente, un laser è proiettato sull'oggetto-per-essere-afferrato, che rimane nel buio più totale. 2. spia accesa: se l'animale mantiene la fissazione stabile intorno a una finestra elettronicamente definita intorno all'oggetto per una durata specifica, l'oggetto è illuminato da una fonte esterna di luce (visual fase dell'attività). Infine, dopo un ritardo variabile, il laser si affievolisce, lavorando come un segnale visivo di GO e indicando la scimmia per avviare il movimento di afferra. L'animale è stato premiato per raggiungere, afferrare e sollevare l'oggetto (rilevato da cavi in fibra ottica).
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57745/57745fig4v2.jpg"> Figura 4. Stimoli visivi. (A). esempio del set stimolo utilizzato per valutare la selettività di forma visiva. (B). dalle immagini originali di superficie nella A, produciamo versioni progressivamente semplificate di stimoli visivi (superfici 3D, superfici 2D, sagome, contorni e frammenti). Dividendo il contorno in segmenti più piccoli, siamo alla ricerca per il minimo efficace forma caratteristica (rete) evocando visual selettività.
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57745/57745fig5v2.jpg"> Figura 5. Compito VGG testati con il programma di installazione di robot (installazione di robot in Figura 3B). Abbiamo presentato quattro diversi oggetti nella stessa posizione in profondità: grande sfera (in alto a sinistra), grande piatto (in basso a sinistra), piccolo piatto (in basso a destra) e piccola sfera (in alto a destra). La risposta neuronale è allineata all'inizio luce nell'oggetto (bin dimensione di 20 ms).
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57745/57745fig6v2.jpg"> Nella figura 6. Neurone AIP registrata utilizzando VGG (afferrare sulla giostra) e attività di fissazione passiva. (A). attività durante afferrare. Peristimulus-tempo istogramma che mostra la risposta di un neurone AIP (risposta neuronale allineato all'inizio luce sull'oggetto). (B). risposta visiva del neurone stesso quando testato con una vasta gamma di immagini 2D di oggetti del mondo reale, tra cui un'immagine dell'oggetto be-colto (in due diversi orientamenti: orizzontale e verticale). (C). mappatura campo recettivo. 2D interpolata mappe che rappresentano il medio di risposta agli stimoli (a destra) preferiti (a sinistra) e obbligatori per il neurone nella A e B quando testato con 3° immagini di oggetti. Per creare le mappe, abbiamo quantificato la risposta neuronale netta (sottraendo l'attività basale) ottenuto a 35 posizioni diverse sullo schermo (indicato dalle intersezioni delle linee tratteggiate; [0,0]: posizione centrale; azimuth + 6 °: controlaterale), distanziati di 2 ° parte e che copre sia il ipsi - e controlaterale visual hemifields. Colore indica l'intensità della risposta neurale (che varia tra 0 e la risposta massima della cella). (D). il complotto Color albero che rappresenta le risposte nette normalizzate (frequenza meno attività di base di cottura) del neurone stesso come in Figura 6A- C allo stimolo preferito e obbligatori (contorni dell'immagine preferito e obbligatori) nel test di riduzione standard (test di riduzione con i frammenti che si trova nella posizione occupata presso il contorno originale; 4-frammento stimoli, prima fila; 8-frammento stimoli, seconda fila; 16-frammento stimoli, terza fila). Il colore in ogni cerchio indica la grandezza della risposta (1 = 28 punte/s).

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Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Un protocollo dettagliato per analizzare la selettività di oggetto di parieto-frontale neuroni coinvolti nelle trasformazioni visuomotorie è presentato.

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Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.2K Views.  Katholieke Universiteit Leuven. Un protocollo dettagliato per analizzare la selettività di oggetto di parieto-frontale neuroni coinvolti nelle trasformazioni visuomotorie è presentato.

Video: Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

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Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

Singola unità In vivo Registrazioni dal chiasma ottico di Rat

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Ricerca

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A Pressure Injection System for Investigating the Neuropharmacology of Information Processing in Awake Behaving Macaque Monkey Cortex

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Here, we show the pressure injection of neuropharmacological substances during single-cell recording in an awake, behaving macaque monkey. This procedure allows pharmacological manipulation in the direct vicinity of a cortical recording site.

Un sistema di iniezione di pressione per Indagare la Neurofarmacologia di Information Processing in Svegliatevi Comportarsi Macaco Cortex

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Multi-layer Cortical Ca2+ Imaging in Freely Moving Mice with Prism Probes and Miniaturized Fluorescence Microscopy

In vivo circuit and cellular level functional imaging is a critical tool for understanding the brain in action. High resolution imaging of mouse cortical neurons with two-photon microscopy has provided unique insights into cortical structure, function and plasticity. However, these studies are limited to head fixed animals, greatly reducing the behavioral complexity available for study. In this paper, we describe a procedure for performing chronic fluorescence microscopy with cellular-resolution across multiple cortical layers in freely behaving mice. We used an integrated miniaturized fluorescence microscope paired with an implanted prism probe to simultaneously visualize and record the calcium dynamics of hundreds of neurons across multiple layers of the somatosensory cortex as the mouse engaged in a novel object exploration task, over several days. This technique can be adapted to other brain regions in different animal species for other behavioral paradigms.

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Here, we present a procedure for performing large-scale Ca2+ imaging with cellular-resolution across multiple cortical layers in freely moving mice. Hundreds of active cells can be observed simultaneously using a miniature, head-mounted microscope coupled with an implanted prism probe.

Corticale multistrato Ca<sup&gt; 2+</sup&gt; Imaging nei mouse con movimento libero con sonde a prisma e microscopia a fluorescenza miniaturizzata

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Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

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Intracranial recordings from patients with intractable epilepsy provide a unique opportunity to study the activity of individual human neurons during ...

Recording Single Neurons' Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed single-neuron activity while animals are acquiring an operantly conditioned response, or when that response is extinguished. But even in these cases, observation periods usually encompass only a single stage of learning, i.e. acquisition or extinction, but not both (exceptions include protocols employing reversal learning; see Bingman&#160;et al.1 for an example). However, acquisition and extinction entail different learning mechanisms and are therefore expected to be accompanied by different types and/or loci of neural plasticity.
Accordingly, we developed a behavioral paradigm which institutes three stages of learning in a single behavioral session and which is well suited for the simultaneous recording of single neurons&#39; action potentials. Animals are trained on a single-interval forced choice task which requires mapping each of two possible choice responses to the presentation of different novel visual stimuli (acquisition). After having reached a predefined performance criterion, one of the two choice responses is no longer reinforced (extinction). Following a certain decrement in performance level, correct responses are reinforced again (reacquisition). By using a new set of stimuli in every session, animals can undergo the acquisition-extinction-reacquisition process repeatedly. Because all three stages of learning occur in a single behavioral session, the paradigm is ideal for the simultaneous observation of the spiking output of multiple single neurons. We use pigeons as model systems, but the task can easily be adapted to any other species capable of conditioned discrimination learning.

Learning new stimulus-response associations engages a wide range of neural processes which are ultimately reflected in changing spike output of individual neurons. Here we describe a behavioral protocol allowing for the continuous registration of single-neuron activity while animals acquire, extinguish, and reacquire a conditioned response within a single experimental session.

Registrazione di potenziali d&#39;azione singoli neuroni &#39;di muoversi liberamente Piccioni attraverso tre fasi di apprendimento

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed ...

Juxtacellular Monitoring and Localization of Single Neurons within Sub-cortical Brain Structures of Alert, Head-restrained Rats

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures in behaving animals remains a technical challenge, especially if the structures must be targeted stereotaxically. This protocol describes convenient surgical and electrophysiological techniques that maintain the animal&#8217;s head in the stereotaxic plane and unambiguously isolate the spiking activity of single neurons. The protocol combines head restraint of alert rodents, juxtacellular monitoring with micropipette electrodes, and iontophoretic dye injection to identify the neuron location in post-hoc histology. While each of these techniques is in itself well-established, the protocol focuses on the specifics of their combined use in a single experiment. These neurophysiological and neuroanatomical techniques are combined with behavioral monitoring. In the present example, the combined techniques are used to determine how self-generated vibrissa movements are encoded in the activity of neurons within the somatosensory thalamus. More generally, it is straightforward to adapt this protocol to monitor neuronal activity in conjunction with a variety of behavioral tasks in rats, mice, and other animals. Critically, the combination of these methods allows the experimenter to directly relate anatomically-identified neurophysiological signals to behavior.

This protocol describes the design and surgical implantation of a head-restraining mechanism to monitor neuronal activity in sub-cortical brain structures in alert rats. It delineates procedures to isolate single neurons in the juxtacellular configuration and to efficiently identify their anatomical locations.

Monitoraggio Juxtacellular e localizzazione dei singoli neuroni nelle strutture cerebrali Sub-corticali di Alert, Rats Testa-trattenuto

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures ...

Large-scale Reconstructions and Independent, Unbiased Clustering Based on Morphological Metrics to Classify Neurons in Selective Populations

This protocol outlines large-scale reconstructions of neurons combined with the use of independent and unbiased clustering analyses to create a comprehensive survey of the morphological characteristics observed among a selective neuronal population. Combination of these techniques constitutes a novel approach for the collection and analysis of neuroanatomical data. Together, these techniques enable large-scale, and therefore more comprehensive, sampling of selective neuronal populations and establish unbiased quantitative methods for describing morphologically unique neuronal classes within a population.
The protocol outlines the use of modified rabies virus to selectively label neurons. G-deleted rabies virus acts like a retrograde tracer following stereotaxic injection into a target brain structure of interest and serves as a vehicle for the delivery and expression of EGFP in neurons. Large numbers of neurons are infected using this technique and express GFP throughout their dendrites, producing &#34;Golgi-like&#34; complete fills of individual neurons. Accordingly, the virus-mediated retrograde tracing method improves upon traditional dye-based retrograde tracing techniques by producing complete intracellular fills.
Individual well-isolated neurons spanning all regions of the brain area under study are selected for reconstruction in order to obtain a representative sample of neurons. The protocol outlines procedures to reconstruct cell bodies and complete dendritic arborization patterns of labeled neurons spanning multiple tissue sections. Morphological data, including positions of each neuron within the brain structure, are extracted for further analysis. Standard programming functions were utilized to perform independent cluster analyses and cluster evaluations based on morphological metrics. To verify the utility of these analyses, statistical evaluation of a cluster analysis performed on 160 neurons reconstructed in the thalamic reticular nucleus of the thalamus (TRN) of the macaque monkey was made. Both the original cluster analysis and the statistical evaluations performed here indicate that TRN neurons are separated into three subpopulations, each with unique morphological characteristics.

This protocol describes large-scale reconstructions of selective neuronal populations, labeled following retrograde infection with a modified rabies virus expressing fluorescent markers, and independent, unbiased cluster analyses that enable comprehensive characterization of morphological metrics among distinct neuronal subclasses.

Ricostruzioni su larga scala e indipendente, imparziale Clustering Sulla base morfologici metrica per classificare i neuroni in selettivi Popolazioni

This protocol outlines large-scale reconstructions of neurons combined with the use of independent and unbiased clustering analyses to create a ...

Convection Enhanced Delivery of Optogenetic Adeno-associated Viral Vector to the Cortex of Rhesus Macaque Under Guidance of Online MRI Images

In non-human primate (NHP) optogenetics, infecting large cortical areas with viral vectors is often a difficult and time-consuming task. Here, we demonstrate the use of magnetic resonance (MR)-guided convection enhanced delivery (CED) of optogenetic viral vectors into primary somatosensory (S1) and motor (M1) cortices of macaques to obtain efficient, widespread cortical expression of light-sensitive ion channels. Adeno-associated viral (AAV) vectors encoding the red-shifted opsin C1V1 fused to yellow fluorescent protein (EYFP) were injected into the cortex of rhesus macaques under MR-guided CED. Three months post-infusion, epifluorescent imaging confirmed large regions of optogenetic expression (&#62;130 mm2) in M1 and S1 in two macaques. Furthermore, we were able to record reliable light-evoked electrophysiology responses from the expressing areas using micro-electrocorticographic arrays. Later histological analysis and immunostaining against the reporter revealed widespread and dense optogenetic expression in M1 and S1 corresponding to the distribution indicated by epifluorescent imaging. This technique enables us to obtain expression across large areas of the cortex within a shorter period of time with minimal damage compared to the traditional techniques and can be an optimal approach for optogenetic viral delivery in large animals such as NHPs. This approach demonstrates great potential for network-level manipulation of neural circuits with cell-type specificity in animal models evolutionarily close to humans.&#160;

Here, we demonstrate magnetic resonance (MR)-guided convection enhanced delivery (CED) of viral vectors into the cortex as an efficient and simplified approach for achieving optogenetic expression across large cortical areas in the macaque brain.

Convezione Consegna migliorata del vettore virale optogenetico adeno-associato alla Corteccia di Rhesus Macaque Sotto la guida di immagini MRI online

In non-human primate (NHP) optogenetics, infecting large cortical areas with viral vectors is often a difficult and time-consuming task. Here, we ...

Un sistema di impianto di sonde economico e versatile per l'elettrofisiologia nei topi

The DREAM Implant: A Lightweight, Modular, and Cost-Effective Implant System for Chronic Electrophysiology in Head-Fixed and Freely Behaving Mice

Chronic electrophysiological recordings in rodents have significantly improved our understanding of neuronal dynamics and their behavioral relevance. However, current methods for chronically implanting probes present steep trade-offs between cost, ease of use, size, adaptability, and long-term stability.
This protocol introduces a novel chronic probe implant system for mice called the DREAM (Dynamic, Recoverable, Economical, Adaptable, and Modular), designed to overcome the trade-offs associated with currently available options. The system provides a lightweight, modular and cost-effective solution with standardized hardware elements that can be combined and implanted in straightforward steps and explanted safely for recovery and multiple reuse of probes, significantly reducing experimental costs.
The DREAM implant system integrates three hardware modules: (1) a microdrive that can carry all standard silicon probes, allowing experimenters to adjust recording depth across a travel distance of up to 7 mm; (2) a three-dimensional (3D)-printable, open-source design for a wearable Faraday cage covered in copper mesh for electrical shielding, impact protection, and connector placement, and (3) a miniaturized head-fixation system for improved animal welfare and ease of use. The corresponding surgery protocol was optimized for speed (total duration: 2 h), probe safety, and animal welfare.
The implants had minimal impact on animals&#39; behavioral repertoire, were easily applicable in freely moving and head-fixed contexts, and delivered clearly identifiable spike waveforms and healthy neuronal responses for weeks of post-implant data collection. Infections and other surgery complications were extremely rare.
As such, the DREAM implant system is a versatile, cost-effective solution for chronic electrophysiology in mice, enhancing animal well-being, and enabling more ethologically sound experiments. Its design simplifies experimental procedures across various research needs, increasing accessibility of chronic electrophysiology in rodents to a wide range of research labs.

Autore in primo piano: Comprensione del calcolo neuronale naturalistico attraverso la realtà virtuale e l'elettrofisiologia negli animali

Here, we introduce a lightweight, cost-effective probe implant system for chronic electrophysiology in rodents optimized for ease of use, probe recovery, experimental versatility, and compatibility with behavior.

L'impianto DREAM: un sistema implantare leggero, modulare ed economico per l'elettrofisiologia cronica in topi con testa fissa e a comportamento libero

Chronic electrophysiological recordings in rodents have significantly improved our understanding of neuronal dynamics and their behavioral relevance. ...

Indagando su rappresentazioni di oggetti nel macaco dorsale Visual flusso utilizzando registrazioni unitario

Riepilogo

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