Gli autori non hanno alcun acknowledgement.

tutte le procedure con gli animali, tra cui il metodo e la durata dell'anestesia, come pure la cura postoperatoria, sono state discusse con un veterinario e approvate dalla istituzionale animale cura ed uso Committee (IACUC) presso la istituzione affiliata. In questo manoscritto, tutte le procedure sono state eseguite con 8 a di topo maschio C57BL/6 di 15-settimana-vecchio e il protocollo segue le linee guida di cura degli animali approvate dal IACUC presso l'Università del Colorado.
 1. preparazione di tubi Nota: per infondere l'inoculo, un ago inserito per i tubi di polietilene (PE) ( Figura 1A) o un piccolo calibro (&#60; 24 G) angiocatheter può essere usato ( Figura 1). L'uso di un angiocatheter non richiede preparazione diverso da sterilizzazione con 70% di etanolo (EtOH). L'inoculo è la sostanza che è instillato/iniettato/depositato nell'apparato urinario. Può trattarsi di una soluzione contenente batteri, virus o una sostanza chimica. Questo è preparato prima del tempo e per il protocollo di ricerca. Ad esempio, se lo studio mira a valutare gli effetti di e. coli infezione del tratto urinario inferiore, il ricercatore dovrà preparare l'inoculo contenente batteri, che possono essere inoculati/instillato nel tratto urinario inferiore.
<ol><li>Preparazione dell'ago collegato al tubo di PE è semplice e consiste dei seguenti: scegliere la dimensione della tubazione PE sulla base dell'organo bersaglio e l'età di un animale. Per un animale di età inferiore a 12 settimane, utilizzare un tubo di PE-10 (diametro esterno è 0,024 pollici e diametro interno è 0,011 pollici). Tubi PE-10 sono suggerito per essere applicabile per (1) la semina primario dell'inoculo nella prostata anteriore (AP) e vescicole seminali (SV), o (2) la semina primario dell'inoculo nella vescica di un animale di età inferiore a 12 settimane di età. Tubi in PE con diametro maggiore di fino alla taglia 50 PE (diametro esterno fino a 0,038 pollici e diametro fino a 0,023 pollici interno) può essere utilizzato per la semina primario dell'inoculo nella vescica dei più vecchi animali.</li>
	<li>Tagliare circa 2,5 pollici di tubi PE.</li>
	<li>Selezionare un ago che misura il diametro di PE selezionato per essere utilizzato. Un ago da 27 G può andare bene nel lume del tubo PE-10, e un ago 22G si inserisce il lume del tubo PE-50.
	<ol><li>Preparare l'ago prima dell'inserimento nel tubo PE sfregando il bordo tagliente dell'ago su una pietra ad olio disponibile in commercio ( Figura 1A -B) per renderlo noioso, o utilizzare un blunt commercialmente disponibile f.</li>
	</ol></li> <li>Introdurre l'ago sordo ( Figura 1) nel lume del tubo PE. Evitare di danneggiare il lume o entrata in un lumen falso assicurando i resti dell'ago al centro del lume. ( Figura 1 -E). Se i tubi di PE sono danneggiato durante l'inserimento dell'ago sordo, tagliare l'estremità danneggiata e riavviare il processo.</li>
	<li>Inserire i tubi di PE ago inserito nel 70% di EtOH per sterilizzazione fino al suo utilizzo per la procedura. Flush il 70% EtOH attraverso il tubo dell'ago-PE per sterilizzare il lume e garantire non c' non è nessuna perdita dal tubo PE da danni durante il processo di inserimento dell'ago. Se c'è dispersione, scartato il tubo dell'ago-PE. 
	Nota: La punta del tubo PE deve essere liscia prima del cateterismo. Per evitare problemi con l'introduzione del tubo PE nell'uretra, si consiglia di tagliare la punta del tubo PE immediatamente prima del cateterismo ( Figura 1F). La lunghezza minima consigliata del tubo PE è 1,5 pollici, che comprende la parte che circonda l'ago.</li>
</ol> 2. Procedura di cateterizzazione <ol><li>prima dell'induzione dell'anestesia, svuotare la vescica di mouse.
	<ol><li>Applicare una leggera pressione e massaggio all'addome inferiore del mouse. Queste manovre in genere causare minzione spontanea. Una vescica piena può provocare la diluizione o la perdita immediata qualsiasi infuso inoculo. 
		Nota: Un'opzione aggiuntiva per garantire una vescica vuota in un mouse è di privare l'animale d'acqua per almeno 1 ora prima dell'inizio della procedura transuretrale instillazione. Privazione dell'acqua deve essere approvata dall'istituzione come parte del protocollo animali.</li>
	</ol></li> <li>Utilizzare una macchina di anestesia con isoflurano flusso (2%) per indurre anestesia.
	<ol><li>Una volta che l'animale è anestetizzato, posizionarlo su una coperta calda riscaldamento e coprirlo con un pad blu con il naso all'interno di una punta conica per il mantenimento dell'anestesia continua.</li>
		<li>Confermare che l'animale è in anestesia controllando il riflesso pedale (pizzico di punta).</li>
	</ol></li> <li>Una volta che il pedale riflesso è assente, procedere ritraendo il prepuce.
	<ol><li>Stampa la regione pubica con il pollice e il dito indice di una mano ( figure 2A e 2B) e tirare fuori il pene di ghiandole utilizzando il pollice e il dito indice di altra mano ( Figura 2). Quando questa operazione viene eseguita correttamente, il prepuzio, glande e il corpo del pene rimangono esposte. ( Figura 2D e Figura 2F). Non utilizzare pinze per tirare fuori il pene di ghiandole come questo si tradurrà in danni al tessuto.</li>
	</ol></li> <li>Lubrificare la punta del catetere e il glande con lubrificante chirurgico sterile prima dell'inserimento del catetere. Questo faciliterà l'inserimento della tubazione PE. 
	Nota: Singolarmente confezionati piazze di lubrificante chirurgico, invece di un condotto più largo, sono consigliate per ogni uso, per mantenere condizioni di sterilità.</li>
	<li>Premere delicatamente la punta del pene usando il forcipe noioso e spremere delicatamente il glande per causare il meato uretrale aprire.</li>
	<li>Tenere la siringa con l'ago inserito PE-tubazione o PE della tubazione stessa e inserire il tubo di PE tramite il meatus uretra. 
	Nota: Per stabilità, è consigliabile una presa treppiede della siringa con l'ago inserito PE-tubazione o il PE tubi se stessa utilizzando il pollice, indice e le barrette centrali. 
	Nota: Il percorso di cateterizzazione dovrebbe essere curvato dovuto alla naturale curvatura dell'uretra circondato dal pene di glans e il corpo del pene nel topo maschio adulto, come mostrato in Figura 3A e 3B di figura. I tubi di PE cateterizzato possono incontrare la resistenza durante la cateterizzazione, pertanto, si raccomanda di regolare l'angolo inclinando il tubo verso l'alto o verso il basso per aiuto anticipato i tubi di PE a seguito dell'organo bersaglio. Se necessario, i tubi di PE possono essere leggermente ruotato per aiutarlo manovra attraverso i vari tornanti dell'uretra. Quando c'è troppa resistenza, il tubo dovrebbe essere tirato indietro e quindi avanzare di nuovo con una pressione minima. Tirando il PE-tubo fuori completamente e usando maggiore lubrificazione può essere utile.</li>
	<li>Eseguire instillazione dell'inoculo, una volta che il PE-tubo ha raggiunto l'organo desiderato premendo lo stantuffo dell'ago per instillare il volume desiderato dell'inoculo (5-200 µ l di volume è suggerito).
	<ol><li>Per instillazione dell'inoculo nella vescica urinaria, avanzare la tubazione PE sino a circa 0,75 pollici di tubi di PE è inserita ( Figura 3A). 
		Nota: per instillazione dell'inoculo in AP e SV, generalmente, the inserita la tubazione incontra resistenza una volta che raggiunge il punto di apertura nella prostata anteriore. Regolando l'angolo inclinando il tubo verso l'alto o verso il basso, i tubi di PE avanzerà ulteriormente fino a circa 1 pollice di tubi di PE è stato inserito ( Figura 3B).</li>
	</ol></li></ol> 3. In Vivo Imaging del tratto urinario inferiore e reni Nota: lo scopo dell'imaging in vivo in questo manoscritto è: (1) per confermare la localizzazione spaziale dell'inoculo; e (2) per valutare l'incidenza del reflusso dell'inoculo per la reni. Per questo scopo, può essere utilizzato sia un mouse anestetizzato o euthanized.
<ol><li>Per visualizzare il tratto urinario inferiore di un topo maschio adulto, eseguire inferiore laparotomia mediana addominale per esporre la vescica, prostata e vescicole seminali.
	<ol><li>Incise la pelle nel midline dall'osso pubico appena sotto il processo xifoideo utilizzando forbici.</li>
		<li>Elevare la pelle di dosso il tessuto sottocutaneo.</li>
		<li>Identificare la linea avascolare alba situata nel midline ed incise per entrare nella cavità peritoneale, dove si trovano tutti gli organi.</li>
		<li>Confermare la localizzazione spaziale da visualizzazione del colorante blu o un altro agente di rilevamento adatto.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol>
	<li>Lee, S., Yang, G., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prostatic+inflammation+induces+urinary+frequency+in+adult+mice.">Prostatic inflammation induces urinary frequency in adult mice.</a> PLoS One. 10 (2), e0116827 (2015).</li><li>Wong, L., Hutson, P. R., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prostatic+inflammation+induces+fibrosis+in+a+mouse+model+of+chronic+bacterial+infection.">Prostatic inflammation induces fibrosis in a mouse model of chronic bacterial infection.</a> PLoS One. 9 (6), e100770 (2014).</li><li>Elkahwaji, J. E., Zhong, W., Hopkins, W. J., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+bacterial+infection+and+inflammation+incite+reactive+hyperplasia+in+a+mouse+model+of+chronic+prostatitis.">Chronic bacterial infection and inflammation incite reactive hyperplasia in a mouse model of chronic prostatitis.</a> Prostate. 67 (1), 14-21 (2007).</li><li>Boehm, B. J., Colopy, S. A., Jerde, T. J., Loftus, C. J., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+bacterial+inflammation+of+the+mouse+prostate.">Acute bacterial inflammation of the mouse prostate.</a> Prostate. 72 (3), 307-317 (2012).</li><li>Bjorling, D. E., Wang, Z. Y., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Models+of+inflammation+of+the+lower+urinary+tract.">Models of inflammation of the lower urinary tract.</a> Neurourol Urodyn. 30 (5), 673-682 (2011).</li><li>Thai, K. H., Thathireddy, A., Hsieh, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transurethral+induction+of+mouse+urinary+tract+infection.">Transurethral induction of mouse urinary tract infection.</a> J Vis Exp. (42), (2010).</li><li>Bjorling, D. E., Wang, Z. Y., Boldon, K., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacterial+cystitis+is+accompanied+by+increased+peripheral+thermal+sensitivity+in+mice.">Bacterial cystitis is accompanied by increased peripheral thermal sensitivity in mice.</a> J Urol. 179 (2), 759-763 (2008).</li><li>Hopkins, W. J., Gendron-Fitzpatrick, A., Balish, E., Uehling, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time+course+and+host+responses+to+Escherichia+coli+urinary+tract+infection+in+genetically+distinct+mouse+strains.">Time course and host responses to Escherichia coli urinary tract infection in genetically distinct mouse strains.</a> Infect Immun. 66 (6), 2798-2802 (1998).</li><li>Dinis, P., Charrua, A., Avelino, A., Cruz, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravesical+resiniferatoxin+decreases+spinal+c-fos+expression+and+increases+bladder+volume+to+reflex+micturition+in+rats+with+chronic+inflamed+urinary+bladders.">Intravesical resiniferatoxin decreases spinal c-fos expression and increases bladder volume to reflex micturition in rats with chronic inflamed urinary bladders.</a> BJU Int. 94 (1), 153-157 (2004).</li><li>Cayan, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Botulinum+toxin+type+A+may+improve+bladder+function+in+a+rat+chemical+cystitis+model.">Botulinum toxin type A may improve bladder function in a rat chemical cystitis model.</a> Urol Res. 30 (6), 399-404 (2003).</li><li>Jerde, T. J., Bjorling, D. E., Steinberg, H., Warner, T., Saban, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+mouse+bladder+inflammatory+response+to+E.+coli+lipopolysaccharide.">Determination of mouse bladder inflammatory response to E. coli lipopolysaccharide.</a> Urol Res. 28 (4), 269-273 (2000).</li><li>Saban, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=LPS-sensory+peptide+communication+in+experimental+cystitis.">LPS-sensory peptide communication in experimental cystitis.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 282 (2), F202-F210 (2002).</li><li>Schilling, J. D., Mulvey, M. A., Vincent, C. D., Lorenz, R. G., Hultgren, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacterial+invasion+augments+epithelial+cytokine+responses+to+Escherichia+coli+through+a+lipopolysaccharide-dependent+mechanism.">Bacterial invasion augments epithelial cytokine responses to Escherichia coli through a lipopolysaccharide-dependent mechanism.</a> J Immunol. 166 (2), 1148-1155 (2001).</li><li>Saban, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Discriminators+of+mouse+bladder+response+to+intravesical+Bacillus+Calmette-Guerin+(BCG).">Discriminators of mouse bladder response to intravesical Bacillus Calmette-Guerin (BCG).</a> BMC Immunol. 8, 6 (2007).</li><li>Bjorling, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+acrolein-induced+cystitis+in+mice.">Acute acrolein-induced cystitis in mice.</a> BJU Int. 99 (6), 1523-1529 (2007).</li><li>Sadler, K. E., Stratton, J. M., Kolber, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Urinary+bladder+distention+evoked+visceromotor+responses+as+a+model+for+bladder+pain+in+mice.">Urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice.</a> J Vis Exp. (86), (2014).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Questo manoscritto descrive in dettaglio un metodo di transurethral instillazione in di topo maschio adulto. Differenziale zona primaria di semina è raggiungibile utilizzando PE tubi di diverso diametro. PE-50 è consigliato per raggiungere con successo il lume della vescica urinaria, mentre un più grande diametro che PE-10 viene utilizzato per raggiungere l'AP e SV (Figura 3A-B). Oltre alla scelta del formato della tubazione PE e organo bersaglio per inoculazione, altri fattori, quali il volume dell'inoculo infuso, anche svolgono un ruolo nella posizione di fine e distribuzione della soluzione. I nostri esperimenti dimostrano che l'instillazione transuretrale di 100 µ l di blu tingere usando entrambi PE-10 o PE-50 non fa scattare il reflusso istantaneo dei coloranti per i reni. Tuttavia, il riflusso di urina ai reni può accadere durante il periodo post-instillazione e potrebbe causare infezione renale, come precedentemente è stato indicato in topi femmina adulti8. Pertanto, la valutazione istologica dei reni è altamente raccomandata per confermare l'assenza di contaminazione indiretta dei reni da instillazioni transurethral.
Ci sono diversi passaggi chiave importanti per eseguire un successo instillazione transurethral dell'inoculo. In primo luogo, i tubi di PE dovrebbero essere di una lunghezza sufficiente — almeno 2,5 pollici. Ciò consentirebbe per ulteriori regolazioni della lunghezza della tubazione, se necessario, durante il processo di preparazione di tubi, o seguendo la procedura transurethral instillazione. Più tentativi e fallimenti durante passaggio 9 del presente protocollo possono causare un blocco di fine inserito il tubo di PE di fluidi corporei. In questo caso, la punta del tubo PE deve essere tagliata per avere un suggerimento chiaro per i tentativi successivi. Una volta che la punta del tubo PE viene tagliata, il lubrificante chirurgico dovrebbe essere applicato nuovamente. In secondo luogo, una corretta impugnatura della siringa o PE tubi sé aumentare il tasso di successo. In terzo luogo, una sufficiente lunghezza del tubo PE deve essere inserita e il prepuzio, glande e il corpo del pene devono essere rigidamente allineati senza impugnatura durante il processo di cateterizzazione. In caso contrario, riflusso dell'inoculo può accadere quando si spinge lo stantuffo della siringa.
Migliori risultati per la procedura transurethral instillazione possono essere un risultato di pratica accompagnata da evitando di danneggiare l'organo uretra e destinazione durante la procedura. I risultati delle prestazioni possono essere convalidati utilizzando tinture colorate o tinture fluorescenti come la procedura per confermare la localizzazione primaria dell'inoculo e segni di reflusso ai reni.

L'approccio di instillazione transuretrale è stato utilizzato negli studi precedenti come uno dei metodi per creare modelli del roditore di vescica patologie1,2,3,4 e può essere utilizzato per valutare la efficacia dei trattamenti localmente trasportati nei topi. Anche se i modelli animali non possono completamente ricapitolare patologie umane, identificazione dei meccanismi sottostanti negli studi sugli animali fornisce una migliore comprensione dei disordini LUT umani come la sindrome di dolore di cistite interstiziale, neurogena cistite, cistite autoimmune e infiammazione prostatica5.
La procedura transurethral instillazione effettuata su un topo maschio adulto è tecnicamente più complessa rispetto all'instillazione intravescicale in un topo adulto femmina6. L'anatomia naturalmente curva dell'uretra maschio insieme al suo piccolo diametro lo rendono tecnicamente difficile da realizzare l'inserzione di un catetere transuretrale. Di conseguenza, istruzioni dettagliate per l'induzione transuretrale di di infezione delle vie urinarie del mouse6 e LUT infiammazione7,8,9,10,11 , 12 , 13 , 14 , 15 via catetere della vescica-inserito precedentemente sono stati delineati per topi femmina solo. Questo manoscritto mira a fornire una descrizione dettagliata della tecnica per instillazione transuretrale di sostanze in di topo maschio, compreso la video clip, immagini e illustrazioni. Transuretrale instillazione procedure in un topo maschio adulto possono essere eseguite con variabile inoculates simile a quello precedentemente descritto in mouse femminile7 e si fuse con altre tecniche quali registrazioni di elettromiografia di visceromotor risposte (VMR)16.

<table><tbody><tr><td>BD INTRAMEDIC Polyethylene Tubing/ PE 10</td><td>BD Medical</td><td>63019-004</td><td></td></tr><tr><td>BD INTRAMEDIC Polyethylene Tubing/ PE 50</td><td>BD Medical</td><td>63019-048</td><td></td></tr><tr><td>BD Insyte-N Autoguard/ Angiocath</td><td>BD Medical</td><td>311411</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol (EtOH)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP2818500</td><td></td></tr><tr><td>BD Needle Only 22 Gauge (G) 1 inch</td><td>Becton Dickson</td><td>205155</td><td></td></tr><tr><td>BD Needle Only 27 Gauge (G) 1/2 inch</td><td>Becton Dickson</td><td>305129</td><td></td></tr><tr><td>Luer stub, 22 G X 0.5 in / Blunt Needle</td><td>Instech</td><td>LS22</td><td></td></tr><tr><td>Luer stub, 27 G X 0.5 in / Blunt Needle</td><td>Instech</td><td>LS27</td><td></td></tr><tr><td>6&quot; Long x 2&quot; Wide x 1&quot; Thick, Aluminum Oxide Sharpening Stone / Oil Stone</td><td>Norton</td><td>40204034</td><td></td></tr><tr><td>Surgical Lubricant Sterile Bacteriostatic Folilpac</td><td>Surgilube</td><td>281020543</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Fluriso</td><td>13985-528-60</td><td></td></tr><tr><td>SomnoSuite Low-Flow Anesthesia System</td><td>Kent Scientific</td><td>SS-01</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting Forceps, Curved</td><td>vwr</td><td>82027-392</td><td></td></tr><tr><td>BD 1 ml Syringe</td><td>BD Medical</td><td>309626</td><td></td></tr><tr><td>India Ink Solution., 0.2% in PBS buffer</td><td>Alfa Aesar</td><td>J61007</td><td></td></tr><tr><td>8~12 weeks old male C57B/6 Mice</td><td>Jackson Lab</td><td>#000664</td><td></td></tr></tbody></table>

transurethral instillation procedure in adult male mouse

Transuretrale instillazione può essere utilizzato per fornire diverse soluzioni con principi attivi (ad es., farmaci, sostanze chimiche, batteri e virus) localmente nella vescica urinaria a indurre modelli animali di patologie della vescica o valutare la efficacia dei trattamenti intravesical. Più modelli di roditori di inferiore del tratto urinario (LUT) patologie sono indotte nei topi femmina dovuta alla facilità di instillazione intravescicale delle sostanze tramite l'uretra femminile. Tuttavia, a causa di differenze anatomiche fra il LUT maschili e femminili, transurethral instillazione in un topo maschio è stato considerato una procedura molto impegnativa, e non è stata precedentemente descritta. In questo manoscritto, forniamo una descrizione dettagliata di come preparare i tubi di polietilene (PE) per il successivo inserimento nell'uretra di un topo maschio. In più, discutiamo i tipi ideali di tubi PE da utilizzare a seconda del sito di inoculazione desiderato. Inoltre, descriviamo punto per punto come preparare un animale per un successo instillazione transuretrale evitare lesioni all'uretra e garantire la consegna della soluzione nella posizione desiderata. La procedura viene avviata da ritrarre il prepuzio e il glande per esporre l'apertura del meato uretrale. Successivamente, il glande sono afferrati dal forcipe smussato non schiacciare per stabilizzare il pene e i tubi di PE. I tubi di PE prima viene inserito nel meato uretrale parallelo al corpo animale, quindi l'angolo è regolato inclinando il catetere per manovrare per seguire la naturale curvatura dell'uretra. Questa tecnica può essere utilizzata per indotti modelli murini di patologie della vescica e/o valutare l'efficacia dei trattamenti intravesical in di topo maschio.

Transuretrale instillazione di colorante blu tramite tubazione PE 50 provocato instillazione del colorante nella vescica urinaria (Figura 4A) e via PE 10 tubi in colorazione della SV e AP (Figura 4B), rispettivamente. Per valutare se l'instillazione transuretrale eseguito provoca un reflusso istantanea dell'inoculo ai reni o non, del rene e dell'uretere sono stati osservati seguita da instillazione di 100 µ l del colorante blu e tintura fluorescente (fig. 4A-B). Nessuno della procedura instillazione utilizzando due diverse misure di tubi di PE e due differenti tinture ha provocato la colorazione della ureteri o reni.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56663/56663fig1.jpg"> 
Figura 1: Ago 22 G preparazione per l'inserimento in polietilene (PE) tubi 50. L'ago tagliente (A) è macinato contro una pietra ad olio (B) per attenuare i bordi taglienti (C). Una volta che l'ago è noioso, l'ago è inserito nel lume del tubo PE (D) e avanzata sopra l'ago con una pinzetta (E). Il tubo viene poi tagliato a circa 1,5 pollici (F). 24 G angiocath (G) può anche essere utilizzato. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56663/56663fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56663/56663fig2.jpg"> 
Figura 2: Prepuzio di topo maschio copre il glande e meato uretrale (A), con leggera trazione del prepuce il glande può essere esposto (B), e con leggera trazione del glande (C), può essere l'intero prepuzio retratto (D), così consentendo un facile accesso al meato uretrale e uretra. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56663/56663fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56663/56663fig3.jpg"> 
Figura 3: Illustrazioni degli organi del tratto urinario inferiori; vescica urinaria, prostata e vescichetta seminale (SV) mostrando instillazione transuretrale utilizzando tubi di PE 50 (A) e tubi PE 10 (B) per il seeding primario della vescica urinaria e SV/anteriore della prostata, rispettivamente. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56663/56663fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56663/56663fig4.jpg"> 
Figura 4: Immagini degli organi del tratto urinario inferiore e superiore; reni, vescica urinaria, prostata e delle vescicole seminali (SV) dopo instillazione transuretrale utilizzando tubi di PE 50 (A) e tubi PE 10 (B). <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56663/56663fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

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Transurethral Instillation Procedure in Adult Male Mouse

Instillazione transuretrale è una procedura difficile e non è stato ben descritto nella letteratura. Lo scopo di questo manoscritto è quello di descrivere una tecnica per transuretrale inserzione di un catetere per consegna intravescicale di liquidi con sostanze attive nella vescica urinaria e/o della prostata nei topi del maschio adulto.

Procedura transuretrale instillazione in di topo maschio adulto

Transurethral instillation can be used to deliver different solutions with active ingredients (e.g., drugs, chemicals, bacteria, and viruses) locally into ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

15.5K Views.  University of Colorado School of Medicine. Instillazione transuretrale è una procedura difficile e non è stato ben descritto nella letteratura. Lo scopo di questo manoscritto è quello di descrivere una tecnica per transuretrale inserzione di un catetere per consegna intravescicale di liquidi con sostanze attive nella vescica urinaria e/o della prostata nei topi del maschio adulto.

Video: Transurethral Instillation Procedure in Adult Male Mouse

Transurethral Induction of Mouse Urinary Tract Infection

Uropathogenic bacterial strains of interest are grown on agar. Generally, uropathogenic E. coli (UPEC) and other strains can be grown overnight on Luria-Bertani (LB) agar at 37&deg;C in ambient air. UPEC strains grow as yellowish-white translucent colonies on LB agar. Following confirmation of appropriate colony morphology, single colonies are then picked to be cultured in broth. LB broth can be used for most uropathogenic bacterial strains. Two serial, overnight LB broth cultures can be employed to enhance expression of type I pili, a well-defined virulence factor for uropathogenic bacteria. Broth cultures are diluted to the desired concentration in phosphate buffered saline (PBS). Eight to 12 week old female mice are placed under isoflurane anesthesia and transurethrally inoculated with bacteria using polyethylene tubing-covered 30 gauge syringes. Typical inocula, which must be empirically determined for each bacterial/mouse strain combination, are 106 to 108 cfu per mouse in 10 to 50 microliters of PBS. After the desired infection period (one day to several weeks), urine samples and the bladder and both kidneys are harvested. Each organ is minced, placed in PBS, and homogenized in a Blue Bullet homogenizer. Urine and tissue homogenates are serially diluted in PBS and cultured on appropriate agar. The following day, colony forming units are counted.

This video will demonstrate methods to transurethrally induce mouse urinary tract infections and quantify the extent of resulting infections.

Induzione transuretrale di infezioni del tratto urinario mouse

Uropathogenic bacterial strains of interest are grown on agar. Generally, uropathogenic E. coli (UPEC) and other strains can be grown overnight on ...

Ricerca

Immunologia e infezioni

Mouse Bladder Wall Injection

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. Before starting injections, the surgical area must be cleaned with soap and water and antiseptic solution. Surgical equipment must be sterilized before use and between each animal. Each mouse is placed under inhaled isoflurane anesthesia (2-5% for induction, 1-3% for maintenance) and its bladder exposed by making a midline abdominal incision with scissors. If the bladder is full, it is partially decompressed by gentle squeezing between two fingers. The cell suspension of interest is intramurally injected into the wall of the bladder dome using a 29 or 30 gauge needle and 1 cc or smaller syringe. The wound is then closed using wound clips and the mouse allowed to recover on a warming pad. Bladder wall injection is a delicate microsurgical technique that can be mastered with practice.

Mouse bladder wall injection is a useful approach to orthotopically study bladder stem cell and cancer biology. This delicate microsurgical method can be mastered with careful technique and practice.

Topo iniezione parete della vescica

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. ...

Medicina

Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice

Urinary tract infections (UTI) are extremely common worldwide, incurring significant morbidity and healthcare-associated expenses. Small animal models, which accurately reflect disease establishment and progression, permit dissection of host-pathogen interactions and generation of immunity to infection. In mice, intravesical instillation of uropathogenic E. coli, the causative agent in more than 85% of community acquired UTI, recapitulates many of the stages of infection observed in humans. Until recently, however, UTI could only be modeled in female animals. This limitation has hindered the study of sex-related differences in UTI, as well as other bladder pathologies, such as cancer. Here, we describe a method to instill male mice that allows direct comparison between female and male animals and provide a detailed protocol to assess bladder tissue by flow cytometry as a means to better understand host responses to infection. Together, these approaches will aid in the identification of host factors that contribute to sex biases observed in UTI and other bladder-associated diseases.

The established model of transurethral catheterization of mice allows the study of bladder pathologies, including urinary tract infection, but can only be performed in females. A new model of male transurethral instillation, presented here, will enable research in an area marked by strong clinical and epidemiological differences between the sexes.

Infezione di apparato urinario in un modello animale piccolo: cateterizzazione transuretrale di topi maschi e femmine

Urinary tract infections (UTI) are extremely common worldwide, incurring significant morbidity and healthcare-associated expenses. Small animal models, ...

Longitudinal Follow-Up of Urinary Tract Infections and Their Treatment in Mice using Bioluminescence Imaging

Urinary tract infections (UTI) rank among the most common bacterial infections in humans and are routinely treated with empirical antibiotics. However, due to increasing microbial resistance, the efficacy of the most used antibiotics has declined. To find alternative treatment options, there is a great need for a better understanding of the UTI pathogenesis and the mechanisms that determine UTI susceptibility. In order to investigate this in an animal model, a reproducible, non-invasive assay to study the course of UTI is indispensable.
For years, the gold standard for the enumeration of bacterial load has been the determination of Colony Forming Units (CFU) for a particular sample volume. This technique requires post-mortem organ homogenates and serial dilutions, limiting data output and reproducibility. As an alternative, bioluminescence imaging (BLI) is gaining popularity to determine the bacterial load. Labeling pathogens with a lux operon allow for the sensitive detection and quantification in a non-invasive manner, thereby enabling longitudinal follow-up. So far, the adoption of BLI in UTI research remains limited.
This manuscript describes the practical implementation of BLI in a mouse urinary tract infection model. Here, a step-by-step guide for culturing bacteria, intravesical instillation and imaging is provided. The in vivo correlation with CFU is examined and a proof-of-concept is provided by comparing the bacterial load of untreated infected animals with antibiotic-treated animals. Furthermore, the advantages, limitations, and considerations specific to the implementation of BLI in an in vivo UTI model are discussed. The implementation of BLI in the UTI research field will greatly facilitate research on the pathogenesis of UTI and the discovery of new ways to prevent and treat UTI.

This manuscript describes the intravesical administration of uropathogenic bacteria with a lux operon to induce a urinary tract infection in mice and subsequent longitudinal in vivo analysis of the bacterial load using bioluminescence imaging.

Follow-up longitudinale delle infezioni del tratto urinario e loro trattamento nei topi utilizzando l'imaging a bioluminescenza

Urinary tract infections (UTI) rank among the most common bacterial infections in humans and are routinely treated with empirical antibiotics. However, ...

Ultrasonography of the Adult Male Urinary Tract for Urinary Functional Testing

The incidence of clinical benign prostatic hyperplasia (BPH) and lower urinary tract symptoms (LUTS) is increasing due to the aging population, resulting in a significant economic and quality of life burden. Transgenic and other mouse models have been developed to recreate various aspects of this multifactorial disease; however, methods to accurately quantitate urinary dysfunction and the effectiveness of new therapeutic options are lacking. Here, we describe a method that can be used to measure bladder volume and detrusor wall thickness, urinary velocity, void volume and void duration, and urethral diameter. This would allow for the evaluation of disease progression and treatment efficacy over time. Mice were anesthetized with isoflurane, and the bladder was visualized by ultrasound. For non-contrast imaging, a 3D image was taken of the bladder to calculate volume and evaluate shape; the bladder wall thickness was measured from this image. For contrast-enhanced imaging, a catheter was placed through the dome of the bladder using a 27-gauge needle connected to a syringe by PE50 tubing. A bolus of 0.5 mL of contrast was infused into the bladder until a urination event occurred. Urethral diameter was determined at the point of the Doppler velocity sample window during the first voiding event. Velocity was measured for each subsequent event yielding a flow rate. In conclusion, high frequency ultrasound proved to be an effective method for assessing bladder and urethral measurements during urinary function in mice. This technique may be useful in the assessment of novel therapies for BPH/LUTS in an experimental setting.

We describe the use of high frequency ultrasound with contrast imaging as a method to measure bladder volume, bladder wall thickness, urine velocity, void volume, void duration, and urethral diameter. This strategy can be used to assess voiding dysfunction and treatment efficacy in various mouse models of lower urinary tract dysfunction (LUTD).

Ultrasonografia del tratto urinario maschile adulto per test funzionali urinari

The incidence of clinical benign prostatic hyperplasia (BPH) and lower urinary tract symptoms (LUTS) is increasing due to the aging population, resulting ...

Novel Method of Plasmid DNA Delivery to Mouse Bladder Urothelium by Electroporation

Genetically engineered mouse models (GEMMs) are extremely valuable in revealing novel biological insights into the initiation and progression mechanisms of human diseases such as cancer. Transgenic and conditional knockout mice have been frequently used for gene overexpression or ablation in specific tissues or cell types in vivo. However, generating germline mouse models can be time-consuming and costly. Recent advancements in gene editing technologies and the feasibility of delivering DNA plasmids by viral infection have enabled rapid generation of non-germline autochthonous mouse cancer models for several organs. The bladder is an organ that has been difficult for viral vectors to access, due to the presence of a glycosaminoglycan layer covering the urothelium. Here, we describe a novel method developed in lab for efficient delivery of DNA plasmids into the mouse bladder urothelium in vivo. Through intravesical instillation of pCAG-GFP DNA plasmid and electroporation of surgically exposed bladder, we show that the DNA plasmid can be delivered specifically into the bladder urothelial cells for transient expression. Our method provides a fast and convenient way for overexpression and knockdown of genes in the mouse bladder, and can be applied to building GEMMs of bladder cancer and other urological diseases.

We describe a novel method for the delivery of DNA plasmid into the urothelial cells of mouse bladder in vivo through urethra catheterization and electroporation. It offers a fast and convenient way for generating autochthonous mouse models of bladder diseases.

Nuovo metodo di consegna plasmide DNA Urothelium della vescica del Mouse mediante elettroporazione

Genetically engineered mouse models (GEMMs) are extremely valuable in revealing novel biological insights into the initiation and progression mechanisms ...

Biologia

Modeling Orthotopic Bladder Tumor in Mouse Model: A Procedure for Intravesical Administration of Cancer Cells into Murine Bladder

Source: Tham, S. M. et al. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/video/55078" target="_blank">A Murine Orthotopic Bladder Tumor Model and Tumor Detection System.</a>&#160;J. Vis. Exp.&#160;(2017)
In this video, we describe the intravesical procedure of delivering cancer cells into the bladder of a mouse model. This procedure helps generate an orthotopic bladder tumor model that can be used to develop therapeutic strategies.

Modellazione del tumore ortotopico della vescica in un modello murino: una procedura per la somministrazione intravescicale di cellule tumorali nella vescica murina

Source: Tham, S. M. et al. A Murine Orthotopic Bladder Tumor Model and Tumor Detection System.&#160;J. Vis. Exp.&#160;(2017)
In this video, we describe ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Ricerca sul cancro

Urinary Tract Cancer

In vivo studies

Urine Depletion and Bladder Rinsing in Mouse Model: A Catheter-based Procedure to Empty and Wash Murine Urinary Bladder

Source: Yu, C. et al. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/video/57649" target="_blank">Novel Method of Plasmid DNA Delivery to Mouse Bladder Urothelium by Electroporation.</a> J. Vis. Exp. (2018)
In this video, we describe a catheter-based procedure to empty and rinse the urinary bladder of a mouse model. The prepped mouse can then be used for further experimental procedures.

Deplezione delle urine e risciacquo della vescica in un modello murino: una procedura basata su catetere per svuotare e lavare la vescica urinaria murina

Source: Yu, C. et al. Novel Method of Plasmid DNA Delivery to Mouse Bladder Urothelium by Electroporation. J. Vis. Exp. (2018)
In this video, we describe ...

Transurethral Catheterization and Bacterial Inoculation to Generate a Urinary Tract Infection Model in Male Mice

Source: Zychlinsky Scharff, A., et al. <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/54432">Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video demonstrates the establishment of uropathogenic Escherichia coli infection in a female mouse bladder through transurethral catheter instillation. The injected bacteria successfully establish a urinary tract infection within the bladder, providing a valuable platform for studying healthcare-associated diseases related to the urinary tract.

Cateterismo transuretrale e inoculazione batterica per generare un modello di infezione del tratto urinario nei topi maschi

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

Immunology

Immunopathology

Host-Pathogen Interaction Models

Establishment of a Urinary Tract Infection Model in Female Mice

Source: Zychlinsky Scharff, A. et al., <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/54432">Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice.</a>&#160;J. Vis. Exp. (2017)
This video demonstrates the establishment of uropathogenic Escherichia coli infection in a female mouse bladder through transurethral catheter instillation. The injected bacteria successfully establish a urinary tract infection within the bladder, providing a valuable platform for studying healthcare-associated diseases related to the urinary tract.