JDM è stato sostenuto da una borsa di dottorato in INSERM / Région Aquitaine ed è ora supportata da una borsa di studio post-dottorato ARC e dall&#39;Istituto Tisch Cancer presso la Scuola di Medicina del Monte Sinai. EH è sostenuto da un dottorato di ricerca presso il Ministère de l&#39;Enseignement Supérieur et de la Recherche. ZE è sostenuta da una borsa post-dottorale di Agence Nationale de la Recherche (ANR). CM è sostenuto dal Tisch Cancer Institute presso la Scuola Superiore di Medicina del Sinai e JJBC è sostenuta dalla sovvenzione NIH / NCI K22CA196750, dal Fund JJR del Giovane Scienziato TCI e dal Tisch Cancer Institute presso la Scuola di Medicina del Monte Sinai. Questo lavoro è stato sostenuto da una sovvenzione da ANR-13-JJC-JSV1-0005. FS è supportata dal &quot;Ligue nationale contre le cancer&quot;. VM e FS sono supportati da finanziamenti provenienti da &quot;Equipe Labellisée Ligue Nationale Contre le Cancer 2016&quot; e Institut National du Cancer, INCA_8036 e PLBio2012.

NOTA: Prima della fissazione, tutti i passaggi sono completati in un cappuccio flusso laminare sterile. 1. Matrice 2D NOTA: le matrici 2D vengono utilizzate per determinare la percentuale di cellule che formano gli invasomi e l&#39;area di degradazione della matrice per cellula. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54911/54911fig1.jpg" /> Figura 1: Protocollo. Sintesi del protocollo utilizzato per preparare matrici di gelatina e collagene I. E &#39;possibile realizzare solo la matrice di gelatina o una matrice mista di collagene e gelatina. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54911/54911fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <ol><li> Matrice gelatina NOTA: Le matrici fluorescenti di gelatina sono utilizzate per quantificare la degradazione della matrice e la gelatina non fluorescente viene utilizzata per promuovere l&#39;adesione delle fibre del collagene I. Stuoia di gelatina fluorescenteLe risaie sono utilizzate anche per gli studi di podosoma e di invadopodi (cfr. Figura 1 ). <ol><li> Sotto un cappuccio flusso laminare sterile, posizionare un pezzo di parafilm (20 cm x 15 cm) nell&#39;area di lavoro e disinfettarlo con il 70% di etanolo. </li><li> Aliquota 20 μL di gocce di 1 mg / ml di gelatina in una linea, distanziata di circa 1 cm di distanza; Fare riferimento alla Figura 1 per l&#39;organizzazione di gocce. </li><li> Coprire ogni gocce di gelatina da 20 μl con una copertura in vetro autoclavato (12 mm di diametro). </li><li> Incubare per 20 minuti a temperatura ambiente. Se la gelatina è fluorescente, proteggerla dalla luce. </li><li> Aliquota 40 μL di glicole di glutaraldeide di 0,5% in una soluzione salina a tampone fosfato (PBS) in una linea, ognuna distanziata di circa 1 cm sotto la linea di coperchio da punto 1.1.3. ATTENZIONE: La glutaraldeide è un agente fisico tossico. Usare guanti e non inalare. </li><li> Utilizzando pinze jeweled, trasferire ogni coverlip rivestito di gelatina a una goccia di glutaraldeide. AnnotaloÈ normale che una piccola gocce di gelatina rimanga sul parafilm. Non riutilizzare questo per un altro esperimento. </li><li> Incubare per 40 minuti a temperatura ambiente. Per i coperchi fluorescenti, proteggeli dalla luce. </li><li> Prendere una piastra di coltura a 24 pozzetti e riempire ogni pozzetto con 500 μl di 1x PBS sterile. Posizionare i coperchi, con il lato di gelatina verso l&#39;alto, in ciascun pozzetto. </li><li> Lavare due volte in 1x PBS per 5 minuti ciascuno. NOTA: A questo passo le copertine possono essere utilizzate per la sperimentazione o memorizzate in 1x PBS a 4 ° C. Le copertine non fluorescenti possono essere conservate per una settimana e le copertine fluorescenti possono essere memorizzate per 48 ore. </li></ol></li><li> Fibra collagene tipo I matrice NOTA: La matrice di tipo I del collagene fibrillare è utilizzata per studiare la formazione invasiva lineare e la degradazione della matrice associata. Una combinazione di collagene fluorescenti e copertine di gelatina non fluorescenti viene utilizzata per colocalizzare marcatori invadenti con fibre collagene ( ad esempio, F-actin iN il canale lontano-rosso, il collagene I nel canale rosso, Tks5 nel canale verde e il colorante Hoechst per una macchia nucleare). D&#39;altra parte, una combinazione di collagene I non fluorescente con copertine di gelatina non fluorescenti viene utilizzata per massimizzare il numero di marcatori invadenti macchiati ( ad esempio, F-actina nel canale lontano rosso, cortactina nel canale rosso, Tks5 in Il canale verde e il colorante Hoechst per una macchia nucleare). Infine, una combinazione di collagene I non fluorescente con coperchi fluorescenti di gelatina viene utilizzata per quantificare la degradazione associata alla gelatina ( ad es., F-actina nel canale lontano rosso, Tks5 nel canale rosso, nel canale verde, e Hoechst colorante Per una macchia nucleare) (vedi figura 1). Il colorante Hoechst è usato per macchiare il nucleo e controlla anche la contaminazione del miocoplasma, oltre ad una prova PCR eseguita regolarmente sulle linee cellulari utilizzate. <ol><li> Collagene fluorescente <ol><li> Utilizzare il collagene commerciale I estratto dal tendine del cervello in 0,02 N acetico aceticod. Togliere la quantità di collagene I necessaria per preparare 500 μL di soluzione per coperchio a una concentrazione finale di 0,4 mg / ml di collagene I. </li><li> Aggiungere 5-carbossilato di rodamino succinimidil estere a una concentrazione finale di 10 μg / mL, calcolata per il volume finale della soluzione del collagene I (nx 500 μL). </li><li> Mescolare la soluzione pipettando su e giù e incubare per 5 minuti a temperatura ambiente, protetto dalla luce. </li><li> Diluire al volume finale con 1X Dosato di Fosfato-Buffered (DPBS) contenente calcio e magnesio e utilizzare direttamente. </li></ol></li><li> Copertina in fibra di collagene <ol><li> Utilizzare le copertine di gelatina non fluorescenti o fluorescenti precedentemente preparate nel punto 1.1. </li><li> Preparare una soluzione di collagene I fluorescente o non fluorescente a una concentrazione finale di 0,4 mg / ml in 1 DPBS contenente calcio e magnesio. </li><li> Aggiungere 500 μl di soluzione fluorescente o non fluorescente di collagene I perCopre in una piastra di coltura a 24 pozzetti. </li><li> Incubare per 4 ore a 37 ° C per la polimerizzazione del collagene I. </li><li> Dopo l&#39;incubazione, rimuovere l&#39;eccesso di collagene I inclinando la piastra e pipettando sul lato del pozzetto (non direttamente sulla copertura) per evitare di danneggiare la matrice. NOTA: Questa matrice non può essere memorizzata. Seed le cellule immediatamente dopo aver rimosso il collagene I in eccesso. </li></ol></li></ol></li></ol> 2. Sementi di cellule, tempo di coltura e fissazione <ol><li> A seconda del tipo di cellula, preparare le cellule nel mezzo di coltura appropriato e aggiungere cellule per un volume finale di 500 μL per pozzetto. </li><li> Per caratterizzare la capacità di una linea cellulare di formare invadosomi lineari e di degradare la matrice, piastra le cellule per 4 h, 12 h e 24 h sulla matrice del collagene I per determinare la cinetica della formazione di invasomi lineari e dell&#39;attività associata di degradazione. NOTA: la Tabella 1 contiene esempi di linee cellulariTestato in laboratorio. <table border="1"><tbody><tr><td> Linea cellulare </td><td> Numero di celle per coverlip </td><td> Tempo di contatto con la matrice per la quantificazione invasiva lineare </td><td> Tempo di contatto con la matrice per la quantificazione dell&#39;attività invasiva di degradazione lineare </td></tr><tr><td> MDA MB 231 </td><td> 40.000 </td><td> 4 h </td><td> 12 h </td></tr><tr><td> Huh7 </td><td> 40.000 </td><td> 12 h </td><td> 24 h </td></tr><tr><td> HEP 3B </td><td> 40.000 </td><td> 12 h </td><td> 24 h </td></tr><tr><td> SNU 398 </td><td> 40.000 </td><td> 12 h </td><td> 24 h </td></tr><tr><td> NIH 3T3 src </td><td> 30.000 </td><td> 4 h </td><td> 12 h </td></tr><tr><td> A431 </td><td> 50.000 </td><td> 6 h </td><td> 24 h </td></tr><tr><td> A549 </td><td> 40.000 </td><td> 12 h </td><td> 24 h &amp;# 160; </td></tr><tr><td> CRUDO </td><td> 40.000 </td><td> 12 h </td><td> 12 h </td></tr><tr><td> PAE </td><td> 40.000 </td><td> 12 h </td><td> 12 h </td></tr></tbody></table> Tabella 1: riferimento di fusione cellulare e di tempo di incubazione. Questa tabella presenta un elenco non esaustivo delle linee cellulari utilizzate per studiare gli invasomi lineari. Indica il numero di cellule da seminare sulla matrice, il tempo necessario per osservare gli invasomi lineari e il tempo necessario per osservare la degradazione della matrice associata. Gli invasori lineari hanno una durata breve. Per essere in grado di osservare gli invasomi lineari nel numero massimo di cellule, le cellule devono essere a contatto con la matrice del collagene I per un breve periodo di tempo. D&#39;altra parte, per poter visualizzare la degradazione della gelatina riportata, le cellule devono essere in contatto con la matrice del collagene I per un periodo di tempo più lungo di quelle elencate in precedenza. </li><li> Dopo la rimozione del mezzo di coltura cellulare,Fissare le copertine per 10 minuti in 500 μl di 4% di paraformaldeide in 1X PBS. </li><li> Lavare due volte con 1x PBS. </li><li> Conservare a 4 ° C, protetto dalla luce. </li></ol> 3. Immunofluorescenza <ol><li> Permeabilizzare le cellule per 10 minuti con una soluzione preparata di recente Di 0,2% di Triton X-100 in 1x PBS. Non riutilizzare questa soluzione. </li><li> Lavare le copertine due volte con 1x PBS. </li><li> Mettere un pezzo di parafilm (20 cm x 15 cm) sul banco. </li><li> Diluire l&#39;anticorpo primario nel 4% di albumina bovina serba (BSA) in 1x PBS, come descritto nella tabella dei materiali . </li><li> Aliquota 50 μL goccioline di soluzione anticorpale primaria in una linea, ognuna distanziata di circa 1 cm di distanza. </li><li> Posizionare ciascuna copertina su una gocciolina. </li><li> Incubare per 40 min a temperatura ambiente, protetto dalla luce. </li><li> Dopo il periodo di incubazione, lavare due volte con 1x PBS. </li><li> Diluire l&#39;anticorpo secondario, il phalloidin e il colorante Hoechst nel 4% di BSA in 1xPBS. </li><li> Aliquot 50 μL gocce del mix, ognuna distanziata circa 1 cm sotto la prima linea di copertine, come fatto in precedenza. </li><li> Posizionare ciascuna copertina su una gocciolina. </li><li> Incubare per 30 minuti a temperatura ambiente, protetto dalla luce. </li><li> Dopo l&#39;incubazione, lavare due volte con 1x PBS. </li><li> Lavare una volta con acqua distillata per rimuovere i sali. </li><li> Montare le copertine su una lastra di vetro con supporto di montaggio polimerizzante. </li><li> Lasciate che le copertine si asciugano durante la notte a temperatura ambiente, protette dalla luce, prima della microscopia. </li></ol> 4. Quantificazioni <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/54911/54911fig2.jpg" /> Figura 2: Quantificazione lineare invasiva. La macro richiede immagini confocali di colorazione F-actina e Tks5 (formato: 1.024 x 1.024). ( A ) Innanzitutto apri l&#39;immagine F-actin e fai una maschera. ( B ) Allora, apriL&#39;immagine Tks5 e la soglia. Applica la macro. ( C ) I risultati analizzati compariranno in due tabelle. Il numero di invadosomi lineari per cella e altre informazioni, come l&#39;area percentuale utilizzata dagli invasomi lineari nella cella, si trovano nella tabella Riepilogo. La dimensione di ogni invasore lineare si trova nella tabella Risultati. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54911/54911fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <ol><li> Percentuale di cellule che formano invadosomi lineari <ol><li> Contare le cellule che formano invadosomi lineari, circa 100 celle per copertina (usa triplicati tecnici). Quantificare almeno 300 cellule per n, con n = 3. </li><li> Calcolare la percentuale di cellule che formano invadosomi lineari prendendo la media di tre esperimenti indipendenti, con conseguente 900 cellule quantificate. </li></ol></li><li> Dimensione e numero invariato lineare per cella <li> Utilizza ImageJ con la macro supplementare. </li></ol></li><li> Degradazione per cellula <ol><li> Utilizzare tre coverlips per condizione. </li><li> Prendi 30 immagini per coperchio di gelatina fluorescente e nuclei colorati con Hoechst. </li><li> Utilizzare il software ImageJ come descritto in Martin KH et al. 9 . </li></ol></li></ol> 5. Saggio di invasione 3D del collagene <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/54911/54911fig3.jpg" /> Figura 3: schema di analisi dell&#39;invasione. Riepilogo del protocollo di dosaggio dell&#39;invasione. Il collagene I è reticolato con colorante di estere succinimidile e polimerizzato per 1 ora a 37 ° C. Le cellule vengono aggiunte in un mezzo senza siero sulla spina del collagene I. L&#39;inserto è collocato in mezzo wiIl 10% di FBS. I tappi del collagene I sono fissati 1 h dopo la semina di coltura nel controllo e 3 giorni dopo la semina delle cellule nella condizione sperimentale per determinare la capacità di invasione delle cellule. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54911/54911fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <ol><li> Preparazione del collageno I <ol><li> Fai un corso di tempo di 4 h, 12 h, 24 h, 48 h e 72 h per il primo esperimento per determinare la cinetica dell&#39;invasione nel gel secondo il tipo di cellula. Per ogni esperimento, aggiungi un punto temporale di 1 ora come punto di riferimento quando non si verifica alcuna invasione. </li><li> Preparare la soluzione del collagene I sul ghiaccio sotto un cappuccio flusso laminare sterile. Preparare 500 μL di soluzione per 3 inserti della camera Boyden. </li><li> Aspirare 1 mg di collagene I di ratto-coda commerciale per preparare una soluzione con una concentrazione finale di 2 mg / ml collagene I. </li><li> Aggiungere l&#39;estere 5-carbossilico di rodamina succinimidilico aUna concentrazione finale di 1 μg / mL, calcolata per il volume finale della soluzione del collagene I (in questo caso, 500 μL). </li><li> Mescolare bene e incubare per 5 minuti su ghiaccio sotto il cappuccio flusso laminare sterile, protetto dalla luce. </li><li> Aggiungere 50 μl di ghiaccio freddo, filtrato 10 volte PBS e 6,25 μl di ghiaccio freddo 1 M di idrossido di sodio (NaOH). </li><li> Aggiungere acqua sterile secondo la formula 443,75 - x μL del collagene I. </li><li> Aggiungere 100 μL di soluzione per l&#39;inserto della camera Boyden. </li><li> Incubare per 1 ora a 37 ° C per consentire la polimerizzazione. </li><li> Aggiungere un mezzo di coltura cellulare arricchito con siero fetale fetale (FBS) in nuovi pozzetti; Inserire gli inserti in questi pozzetti. </li><li> Seed 30.000 cellule in cima al collagene I plug in mezzo libero FBS. </li><li> Dopo aver coltivato le cellule a 37 ° C, fissare il collageno I per 30 minuti in 4% di paraformaldeide in 1x PBS. </li><li> Completa immunofluorescenza come al punto 3, ad eccezione delle seguenti fasi: permeabiliZe con 0,2% Triton X-100 in 1x PBS per 30 minuti, non 10 min; Incubare con soluzioni anticorpali primarie e secondarie per 1,5 ore ciascuna, anziché 40 min e 30 min, rispettivamente. Macchiare F-actina o nuclei per localizzare le cellule. </li><li> Dopo l&#39;immunofluorescenza, utilizzare un bisturi per tagliare la membrana dell&#39;inserto e trasferire accuratamente la spina del collagene I verso un piatto in vetro. Assicurarsi che la parte superiore del collageno I sia in contatto con il vetro. Mantenere la membrana dell&#39;inserto attaccata al fondo della spina del collagene I per mantenere l&#39;integrità della spina. NOTA: La spina del collageno I rimane intatta nel piatto di vetro. La profondità tra il fondo del vetro e la plastica che circonda il fondo di vetro è equivalente allo spessore della spina. </li><li> Inserire un coperchio sul collageno I e montare con il supporto di polimerizzazione per evitare che la spina si asciughi. </li><li> Utilizzare un microscopio confocale invertito per l&#39;immagine del collageno I; La cima diLa spina è in contatto con il fondo del vetro del piatto. <ol><li> Acquisisci una z-stack dall&#39;alto verso il basso del plug del collagene per visualizzare l&#39;invasione cellulare. Determinare lo spessore dello z-stack esaminando come profondamente le cellule invadono il campo di imaging. Esegui le acquisizioni con un obiettivo olio 40X in un formato 512 x 512 con una dimensione z-step di 0,25 μm. NOTA: Per riferimento, lo z-stack medio per le cellule MDA-MB-231 3 giorni dopo la semina è di 30 μm. </li></ol></li></ol></li></ol>

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Gli autori non hanno niente da rivelare.

Classicamente, gli invasomi sono studiati in vitro senza riguardo al microambiente e alla matrice su cui sono plasmate le cellule. Attualmente vengono utilizzati diversi tipi di matrici, tra cui gelatina, fibronectina, vitronetina o collagene fibrillare ad alta densità (HDFC) 7 , 11 ; Tuttavia, queste non sono spesso rappresentative del microambiente in cui le cellule risiedono e non sono fisiologicamente rilevanti. Qui è stato utilizzato un nuovo tipo di matrice, che consiste in un&#39;associazione tra gelatina e collagene fibrillare di tipo I. L&#39;uso di fibrille di collagene di tipo I ci permette di evidenziare una nuova classe di invasomi, noti come invadosomi lineari, che formano specificamente il collagene I nella sua architettura fisiologica 7 . L&#39;etichettatura del collagene permette di osservare gli invasomi lineari lungo le fibre e di quantificare la loro formazione usando marcatori cellulari come Tks5 e cortactin. Usando il miMatrice xed, abbiamo identificato un nuovo recettore, il recettore del dominio disididino 1 (DDR1), coinvolto nella formazione di invadosomi lineari 8 . La matrice mista mista 2D ci permette di quantificare l&#39;attività di degradazione della matrice di invadosomi lineari mediante il saggio in zymography in situ . Questo esame riporta l&#39;attività di proteolisi di MMP analizzando la presenza di buchi neri nello strato di gelatina fluorescente. È interessante notare che l&#39;organizzazione di F-actina in invadosomi lineari aumenta l&#39;attività di degradazione della matrice rispetto a quella solo di gelatina 7 . Una limitazione di questo test è che la gelatina è una matrice non fisiologica e è stato dimostrato che una matrice più fisiologica modifica la risposta cellulare al microambiente. Una limitazione aggiuntiva esiste nel modo in cui l&#39;attività MMP è quantificata sulle matrici miste di gelatina-collagene I. Solo il degrado della gelatina che localizza sotto il collagene I fiIl livello del brill può essere quantificato; Quindi, questo è un metodo indiretto per quantificare il degrado della matrice del collagene. Un metodo alternativo per visualizzare l&#39;attività di degradazione degli invadosomi lineari è quello di etichettare le fibre del collagene I con un anticorpo specifico contro i siti di scissione del collagene (coli- 3/4 C, immunoglobulina). Ciò consente la visualizzazione di fibre cedute mediante immunofluorescenza. Tuttavia, a causa della migrazione cellulare, questo anticorpo non è molto specifico in 2D per il degrado dovuto alla formazione di invasomi lineari. Un altro modo per visualizzare e quantificare l&#39;attività di degradazione delle fibre di collagene I è quello di utilizzare la microscopia multifotonica e la seconda generazione armonica 8 . Questo metodo consente di imaging delle fibre di collagene I senza macchie. Il nostro metodo di polimerizzazione del collagene di tipo I è diverso rispetto ad altri metodi usati nella letteratura 12 , 13 . Ad esempio, Artym <em&gt; Et al. Le copertine di centrifuga ricoperte con una soluzione al collagene I e consentono una breve polimerizzazione di 30 minuti. Questo collagene fibrillare ad alta densità (HDFC) è molto più rigido e più densa delle fibre del collagene I, ma è meno polimerizzato. Questa differenza nella struttura della matrice sposta la forma invadente da lineare a punto. Il tempo, il pH, la concentrazione e la temperatura sono parametri che devono essere controllati per la polimerizzazione ECM. Ad esempio, minore è la temperatura della polimerizzazione, maggiori saranno le fibre. Per studiare il coinvolgimento degli invasomi lineari nell&#39;invasione cellulare, è stato utilizzato il saggio 3D di collagene I. La collezione 3D di collagene I è già utilizzata dalla comunità scientifica per studiare strutture invasive o il coinvolgimento delle metalloproteinasi nel processo di invasione 14 , 15 , 16 . Questi tipi di matrici 3D hanno limiti riguardo a loroR rigidità - ad esempio, il collega 3D collageno I è meno rigida della matrice 2D. Inoltre, il tipo e l&#39;origine del collagene I sono importanti anche per quanto riguarda la diversa organizzazione delle fibre di collagene in vivo 17 . Infine, per quanto riguarda la composizione microenvironment in vivo , si è concentrato un solo elemento della matrice extracellulare, il collagene di tipo I. Ulteriori studi sono necessari per determinare la rilevanza degli invadosomi lineari in vivo . Oltre allo studio di invadosomi lineari, la matrice mista, qui descritta, potrebbe essere utilizzata con altri tipi di componenti di matrice, come fibronectina, vitronetina e altri tipi di collagene ( ad esempio, collagene di tipo IV). Questo protocollo potrebbe essere adattato, a seconda dei tipi di elementi di matrice che sono di interesse e dei processi da studiare. Tuttavia, è chiaro che generare matrici complesse e fisiologiche permetterà l&#39;identificazione di neW percorsi coinvolti nell&#39;adesione cellulare, nella migrazione e nell&#39;invasione.

La rimodellamento della matrice extracellulare (ECM) si verifica durante processi fisiologici e patologici, come l&#39;angiogenesi e l&#39;invasione delle cellule tumorali. In condizioni fisiologiche, molti tipi di cellule, soprattutto dalla linea ematopoietica, sono in grado di degradare gli elementi di ECM. Ad esempio, i macrofagi sono in grado di attraversare barriere anatomiche per raggiungere i tessuti e gli osteoclasti degradano la matrice ossea per garantire l&#39;omeostasi del calcio. Più in tutto il mondo, tutte le matrici del corpo rinnovano per mantenere le proprie proprietà fisiche e chimiche. Nei tessuti del cancro, la composizione del microambiente del tumore è alterata. Ad esempio, nel cancro al seno e nel polmone, il collagene di tipo I è sovraespresso e si accumula intorno al tumore. Inoltre, questo accumulo è associato ad un aumento del rischio di sviluppare metastasi 1 , 2 . La metastasi del cancro dipende dalla capacità delle cellule tumorali di degradare l&#39;ECM e di invadere i tessuti adiacenti. IlL&#39;attività invasiva delle cellule è attribuita a strutture specializzate ricche di actina note come invadosomi. Questo termine comprende i podosomi e l&#39;invadopodia, presenti rispettivamente nelle cellule normali e cancerose ( ad es. Macrofagi, cellule endoteliali e cellule tumorali come la linea cellulare MDA-MB-231). In vitro , gli invasori possono organizzare in forme diverse: punti, aggregati o rosette 3 . Classicamente, gli invasomi sono costituiti da un nucleo di F actin contenente diverse proteine, come la proteina Tks5 e la corattina, circondate da molecole di placca adesiva, come integrine e vincolina 4 . Recentemente, è stato dimostrato che Tks5 e RhoGTPase Cdc42 possono essere utilizzati come una firma molecolare minima per gli invasomi funzionali 5 . Queste strutture sono in grado di degradare l&#39;ECM attraverso il reclutamento e l&#39;attivazione di proteine ​​metalloproteasiche specifiche, come MT1-MMP e MMP-2 6. In uno studio precedente, abbiamo riportato che l&#39;interazione tra i fibrille di collagene di tipo I e il recettore del dominio discoidico 1 (DDR1), un recettore specifico di fibrille di collagene di tipo I, porta alla formazione di una nuova classe di invasomi, chiamati invadosomi lineari. Gli invasomi lineari sono formati lungo fibrille di collagene di tipo 7 . Queste strutture sono in grado di degradare fibrille di collagene di tipo I attraverso il reclutamento e l&#39;attivazione di MT1-MMP / MMP2. Inoltre, la loro formazione dipende da Tks5 e Cdc42 5 . In vitro abbiamo dimostrato l&#39;esistenza di invadosomi lineari e il coinvolgimento di DDR1 nella loro formazione e nell&#39;attività 8 usando strategie diverse costituite da una combinazione di vari elementi di matrice, tra cui: i) copertine fluorescenti rivestite in gelatina, ii) fibrille collagene fluorescenti di tipo I E iii) spine 3D di tipo collageno. A causa dell&#39;utilizzo di diverse matrici, siamo stati in grado di studiare e di carattereÈ una formazione lineare invadente e la loro attività di degradazione 7 , 8 . Infine, per comprendere meglio la biologia delle cellule invasive, è stata utilizzata una combinazione di componenti ECM in entrambi i sistemi di coltura 2D e 3D, simulando la complessità della composizione del microambiente tumorale. Di seguito sono riportati i protocolli per rivestimenti di rivestimento con collagene di gelatina / tipo I nei sistemi di coltura 2D e 3D.

<table><tbody><tr><td>Gelatin solution</td><td>Sigma</td><td>G1393</td><td>Stock 20 mg/ml used at 1 mg/ml</td></tr><tr><td>Gelatin from pig skin Oregon green 488 conjugate</td><td>Molecular probe life technologies</td><td>G13186</td><td>5mg dilute at 1 mg/ml in sterile water</td></tr><tr><td>Microscope cover glasses</td><td>Marlenfeld GmbH &amp;amp; Co</td><td>111520</td><td>&amp;Oslash;12mm No.1</td></tr><tr><td>2.5% Glutaraldehyd in 0.1M sodium cacodylate buffer pH 7.4</td><td>Electron microscopy science</td><td>15960</td><td>Dilute at 0.5 % in sterile water</td></tr><tr><td>1x PBS pH 7.4</td><td>Gibco by life technologies</td><td>10010-015</td><td>Use this PBS in all steps before fixation</td></tr><tr><td>Collagen I Rat tail</td><td>Corning</td><td>354236</td><td></td></tr><tr><td>5 carboxy X rhodamin siccinimidyl ester</td><td>Life technologies</td><td>C-6125</td><td></td></tr><tr><td>DPBS 1x + calcium + magnesium</td><td>Gibco by life technologies</td><td>14040-091</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde 16% solution</td><td>Electron microscopy science</td><td>15710</td><td>Dilute at 4% in 1X PBS</td></tr><tr><td>Triton X 100</td><td>Sigma</td><td>T9284</td><td></td></tr><tr><td>10x PBS buffer pH 7.4</td><td>Ambion</td><td>AM9625</td><td>Dilute at 1X in water Use in steps after fixation</td></tr><tr><td>Tks5 antibody</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-30122</td><td>Invadosome markers Dilution : 1/100</td></tr><tr><td>Cortactin 4F11 antibody</td><td>Millipore</td><td>5180</td><td>Invadosome markers Dilution :1/100</td></tr><tr><td>DDR1 antibody</td><td>Cell signaling</td><td>5583</td><td>Linear invadosome receptor</td></tr><tr><td>Dilution :1/100</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Phalloidin FluoProbes</td><td>Interchim</td><td>FT-AZ0330</td><td>Fibrillary actin marker Dilution :1/200</td></tr><tr><td>Hoechst</td><td>Sigma</td><td>33258</td><td>Nucleus marker Dilution :1/200</td></tr><tr><td>Secondary antibodies FluoProbes</td><td>Interchim</td><td>FP-488 FP-547H or FP-647H</td><td></td></tr><tr><td>Albumin from bovine serum</td><td>Sigma</td><td>A2153</td><td>Dilute at 4% in 1X PBS</td></tr><tr><td>Fluoromount G mounting medium</td><td>Interchim</td><td>FP 483331</td><td></td></tr><tr><td>ImageJ software</td><td>Public domain</td><td></td><td>http://www.macbiophotonics.ca/imagej/</td></tr><tr><td>Cell culture insert</td><td>Corning</td><td>353097</td><td>8.0&amp;micro;m pore size / 24 wells</td></tr><tr><td>Sodium hydroxide (NaOH)</td><td>Sigma</td><td>221465</td><td></td></tr></tbody></table>

2d and 3d matrices to study linear invadosome formation and activity

L&#39;adesione cellulare, la migrazione e l&#39;invasione sono coinvolti in molti processi fisiologici e patologici. Ad esempio, durante la formazione di metastasi, le cellule tumorali devono attraversare barriere anatomiche per invadere e migrare attraverso il tessuto circostante per raggiungere i vasi sanguigni o linfatici. Ciò richiede l&#39;interazione tra le cellule e la matrice extracellulare (ECM). A livello cellulare, molte cellule, tra cui la maggior parte delle cellule tumorali, sono in grado di formare invasomi, che sono strutture a base di F-actin in grado di degradare ECM. Invadosomi sono strutture protettivali di actina che reclutano e attivano matrici metalloproteinasi (MMPs). La composizione molecolare, la densità, l&#39;organizzazione e la rigidità del ECM sono cruciali nella regolazione della formazione invasiva e dell&#39;attivazione. In vitro , un test di gelatina è il saggio standard utilizzato per osservare e quantificare l&#39;attività di degradazione invadente. Tuttavia, la gelatina, che è denaturato il collagene I, non è una matrice fisiologica element. È stato sviluppato un nuovo saggio con fibrille di collagene di tipo I e utilizzato per dimostrare che questa matrice fisiologica è un potente induttore degli invasomi. Gli invadosomi che formano lungo i fibrille del collagene sono conosciuti come invadosomi lineari a causa della loro organizzazione lineare sulle fibre. Inoltre, l&#39;analisi molecolare degli invasomi lineari ha mostrato che il recettore del dominio di discoidina 1 (DDR1) è il recettore coinvolto nella loro formazione. Questi dati dimostrano chiaramente l&#39;importanza di utilizzare una matrice fisiologicamente rilevante al fine di comprendere le complesse interazioni tra le cellule e l&#39;ECM.

Utilizzando una combinazione di due tipi di matrici, gelatina e collagene di tipo I ( figure 1 e 4 ), abbiamo evidenziato un nuovo tipo di invasione, conosciuto come invadosomi lineari. L&#39;etichettatura di queste matrici permette l&#39;osservazione della formazione invasima lineare lungo le fibre del collagene I e delle loro capacità di degradazione ( Figura 5 ). Il numero di strutture invasive può quindi essere quantificato dalla macro descritta in precedenza (punto 4.2) e l&#39;attività di degradazione può essere determinata anche utilizzando il software ImageJ, come descritto da Martin et al. E Diaz et al. 9 , 10 . La matrice mista consente la caratterizzazione di invadosomi lineari definendo DDR1 come il recettore necessario per la formazione invasiva lineare e la funzionalità ( Figura 6 ). Figura 3 e 7 ). Questo test ci consente di determinare il numero di celle che hanno invaso nella spina del collagene I, nonché la distanza percorsa, utilizzando le ricostruzioni dello z-stack. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/54911/54911fig4.jpg" /> Figura 4: confronto della matrice di gelatina e gelatina-collagene con microscopia confocale. Rappresentazione schematica che mostra l&#39;organizzazione di coperchi fluorescenti in gelatina sul pannello superiore. ( A ) La ricostruzione di z-stack confocale dimostra che la matrice fluorescente di gelatina forma un sottile strato uniforme che copre l&#39;intera superficie del coperchio. ( B ) Nella matrice mista, dopo la deposizione di gelatina fluorescente sui coperchi, fibrille di collagene di tipo IPolimerizzare in cima. I fibrille del collageno I sono macchiati in rosso. La matrice del collagene I è spesso e eterogenea sul coperchio. La distribuzione delle fibre del collagene I dipende dalla polimerizzazione delle catene collagene I. Barra di scala = 10 μm. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54911/54911fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/54911/54911fig5.jpg" /> Figura 5: Impatto delle matrici di gelatina e gelatina-collagene I sulla formazione invadente e l&#39;attività. Le cellule utilizzate per questi saggi sono MDA-MB-231 cellule del seno del seno. ( A ) Una rappresentazione schematica mostra cellule seminate su una copertura di gelatina fluorescente sul pannello superiore. Le zone di degradazione sono visualizzate in nero a causa della riduzione della fluorescenza. La colorazione Tks5 è stata utilizzata come un marker invadente. Sulla gelatina, l&#39;invGli adosomi che formano sono organizzati come puntini. ( B ) Una rappresentazione schematica mostra cellule seminate su una matrice mista di gelatina e collagene I. Il collagene I è etichettato in rosso; L&#39;aggiunta di fibrille di collagene di tipo I aumenta la capacità della cellula di degradare la gelatina. È interessante notare che l&#39;indicatore invisibile Tks5 è riorganizzato e i punti sono sostituiti da strutture lineari che rappresentano linee invasive. Le zone di degradazione sono visualizzate in nero a causa della riduzione della fluorescenza. Barra di scala = 5 μm. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54911/54911fig5large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/54911/54911fig6.jpg" /> Figura 6: Analisi microscopica confocale della composizione molecolare e dell&#39;organizzazione degli invadosiomi in entrambe le condizioni di gelatina e matrice mista. ( A ) Nel gLo stato dell&#39;elatin, gli invasori sono organizzati in punti e F-actin (rosso) co-localizza con Tks5 (verde, pannello inferiore), ma non con DDR1 (verde, pannello superiore). Questi sono invasomi classici. Barre scala = 5 μm. ( B ) Nella condizione di matrice mista di gelatina-collagene I, DDR1 (verde, pannello superiore) colocalizza con i fibrille del collageno I (rosso, pannello superiore), Tks5 (verde, pannello inferiore) e F-actina (rosso, pannello). I fibrille di collagene di tipo I inducono la formazione di invadosomi lineari. Barre di scala = 10 μm. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54911/54911fig6large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/54911/54911fig7.jpg" /> Figura 7: Saggio di invasione cellulare delle cellule MDA-MB-231 in un collega di collagene I. 1 h dopo la semina delle cellule, gli inserti di controllo sono fissi e macchiati. ( A ) z-stack aLa ciccione del collageno I viene eseguita usando la microscopia confocale. Le cellule non invadono il collageno I spina in questo momento; Piuttosto, rimangono in cima alla collezione di collagene I. Quindi, questo viene utilizzato come momento di controllo quando non si verifica alcuna invasione. L&#39;attivazione di MMP è necessaria per le cellule per invadere una collezione di collagene I a questa densità. ( B ) Tre giorni dopo la semina, alcune cellule invadono il collageno I. Questo test consente l&#39;osservazione e la quantificazione dell&#39;invasione cellulare. Inoltre, può essere utilizzato per studiare l&#39;impatto di vari farmaci o siRNAs, ad esempio. Barra di scala = 20 μm. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54911/54911fig7large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

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2D and 3D Matrices to Study Linear Invadosome Formation and Activity

Questo protocollo descrive come preparare una matrice misti 2D, composta da gelatina e collagene I, e un collega di collagene 3D per studiare gli invasomi lineari. Questi protocolli consentono lo studio della formazione invasiva lineare, l&#39;attività di degradazione della matrice e le capacità di invasione delle cellule primarie e delle linee cellulari del cancro.

Matrici 2D e 3D per studiare formazione e attività lineare invazienti

Cell adhesion, migration, and invasion are involved in many physiological and pathological processes. For example, during metastasis formation, tumor ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Bioengineering

9.9K Views.  INSERM U1053.  Questo protocollo descrive come preparare una matrice misti 2D, composta da gelatina e collagene I, e un collega di collagene 3D per studiare gli invasomi lineari. Questi protocolli consentono lo studio della formazione invasiva lineare, l'attività di degradazione della matrice e le capacità di invasione delle cellule primarie e delle linee cellulari del cancro. 

Video: 2D and 3D Matrices to Study Linear Invadosome Formation and Activity

Moving Upwards: A Simple and Flexible In Vitro Three-dimensional Invasion Assay Protocol

Although 3D invasion assays have been developed, the challenge remains to study cells without affecting the integrity of their microenvironment. Traditional 3D assays such as the Boyden Chamber require that cells are displaced from the original culture location and moved to a new environment. Not only does this disrupt the cellular processes that are intrinsic to the microenvironment, but it often results in a loss of cells. These problems are especially challenging when dealing with cells that are either rare, or extremely sensitive to their microenvironment. Here, we describe the development of a 3D invasion assay that avoids both concerns. In this assay, cells are plated within a small well and an ECM matrix containing a chemoattractant is laid atop the cells. This requires no cell displacement, and allows the cells to invade upwards into the matrix. In this assay, cell invasion as well as cell morphology can be assessed within the collagen gel. Using this assay, we characterize the invasive capacity of rare and sensitive cells; the hybrid cells resulting from fusion between breast cancer cells MCF7 and mesenchymal/multipotent stem/stroma cells (MSCs).

Moving Upwards: A Simple and Flexible In Vitro Three-dimensional Invasion Assay Protocol

This protocol describes an inverted vertical invasion assay that could be used to quantify the migration and invasion capabilities of cells in a three-dimensional setting while preserving the cell microenvironment. This assay is suitable for rare and/or sensitive cells.

Lo spostamento verso l'alto: Un semplice e flessibile In Vitro tridimensionale invasione protocollo di analisi

Although 3D invasion assays have been developed, the challenge remains to study cells without affecting the integrity of their microenvironment. ...

Ricerca

Ricerca sul cancro

Modeling and Imaging 3-Dimensional Collective Cell Invasion

A defining characteristic of cancer malignancy is invasion and metastasis 1. In some cancers (e.g. glioma 2), local invasion into surrounding healthy tissue is the root cause of disease and death. For other cancers (e.g. breast, lung, etc.), it is the process of metastasis, in which tumor cells move from a primary tumor mass, colonize distal sites and ultimately contribute to organ failure, that eventually leads to morbidity and mortality 3. It has been estimated that invasion and metastasis are responsible for 90&#37; of cancer deaths 4. As a result, there has been intense interest in identifying the molecular processes and critical protein mediators of invasion and metastasis for the purposes of improving diagnosis and treatment 5.
A challenge for cancer scientists is to develop invasion assays that sufficiently resemble the in vivo situation to enable accurate disease modeling 6. Two-dimensional cell motility assays are only informative about one aspect of invasion and do not take into account extracellular matrix (ECM) protein remodeling which is also a critical element. Recently, research has refined our understanding of tumor cell invasion and revealed that individual cells may move by elongated or rounded modes 7. In addition, there has been greater appreciation of the contribution of collective invasion, in which cells invade in strands, sheets and clusters, particularly in highly differentiated tumors that maintain epithelial characteristics, to the spread of cancer 8.
We present a refined method 9 for examining the contributions of candidate proteins to collective invasion 10. In particular, by engineering separate pools of cells to express different fluorescent proteins, it is possible to molecularly dissect the activities and proteins required in leading cells versus those required in following cells. The use of RNAi provides the molecular tool to experimentally disassemble the processes involved in individual cell invasion as well as in different positions of collective invasion. In this procedure, mixtures of fluorescently-labeled cells are plated on the bottom of a Transwell insert previously filled with Matrigel ECM protein, then allowed to invade "upwards" through the filter and into the Matrigel. Reconstruction of z-series image stacks, obtained by confocal imaging, into three-dimensional representations allows for visualization of collectively invading strands and analysis of the representation of fluorescently-labeled cells in leading versus following positions.

Models of tumor cell invasion into three-dimensional extracellular matrix better reflect the in vivo situation than two-dimensional motility assays. Using matrix invasion assays combined with confocal imaging of fluorescently-labeled cells, detailed information on invasion modes and the distinct contributions of leading versus following cells can be obtained.

Modellazione e imaging 3-Dimensional Invasion cella Collettiva

A defining characteristic of cancer malignancy is invasion and metastasis 1. In some cancers (e.g. glioma 2), local invasion into surrounding healthy ...

Medicina

A Simple Migration/Invasion Workflow Using an Automated Live-cell Imager

Cancer cell mobility is crucial for the initiation of metastasis. Therefore, investigation of the cell movement and invasive capacity is of great significance. Migration assays provide basic insight of cell movement at a 2D level, whereas invasion assays are more physiologically relevant, mimicking in vivo cancer cell dislodgment from the original site and invading through the extracellular matrix. The current protocol provides a single workflow for migration and invasion assays. Together with the integrated automated microscopic camera for real-time HD images and built-in analysis module, it gives researchers a time-efficient, simple and reproducible experimental option. This protocol also includes substitutions for the consumables and alternative analysis methods for users to choose from.

The current protocol describes an integrated method investigating cancer cell migration and invasion on a single platform in real-time, providing an easily reproducible and time-efficient option to study cell mobility and morphology.

Un flusso di lavoro semplice migrazione/invasione utilizzando un Imager di vivere-cella automatizzata

Cancer cell mobility is crucial for the initiation of metastasis. Therefore, investigation of the cell movement and invasive capacity is of great ...

Fully Human Tumor-based Matrix in Three-dimensional Spheroid Invasion Assay

Two-dimensional cell culture-based assays are commonly used in in vitro cancer research. However, they lack several basic elements that form the tumor microenvironment. To obtain more reliable in vitro results, several three-dimensional (3D) cell culture assays have been introduced. These assays allow cancer cells to interact with the extracellular matrix. This interaction affects cell behavior, such as proliferation and invasion, as well as cell morphology. Additionally, this interaction could induce or suppress the expression of several pro- and anti-tumorigenic molecules. Spheroid invasion assay was developed to provide a suitable 3D in vitro method to study cancer cell invasion. Currently, animal-derived matrices, such as mouse sarcoma-derived matrix (MSDM) and rat tail type I collagen, are mainly used in the spheroid invasion assays. Taking into consideration the differences between the human tumor microenvironment and animal-derived matrices, a human myoma-derived matrix (HMDM) was developed from benign uterus leiomyoma tissue. It has been shown that HMDM induces migration and invasion of carcinoma cells better than MSDM. This protocol provided a simple, reproducible, and reliable 3D human tumor-based spheroid invasion assay using the HMDM/fibrin matrix. It also includes detailed instructions on imaging and analysis. The spheroids grow in a U-shaped ultra-low attachment plate within the HMDM/fibrin matrix and invade through it. The invasion is daily imaged, measured, and analyzed using ilastik and Fiji ImageJ software. The assay platform was demonstrated using human laryngeal primary and metastatic squamous cell carcinoma cell lines. However, the protocol is suitable also for other solid cancer cell lines.

Tumor microenvironment is an essential part of cancer growth and invasion. To mimic carcinoma progression, a biologically relevant human matrix is needed. This protocol introduces an improvement for the in vitro three-dimensional spheroid invasion assay by applying a human leiomyoma-based matrix. The protocol also introduces a computer-based cell invasion analysis.

Matrice a base di tumore umano in un saggio di invasione sferoide tridimensionale

Two-dimensional cell culture-based assays are commonly used in in vitro cancer research. However, they lack several basic elements that form the tumor ...

Revealing the Cytoskeletal Organization of Invasive Cancer Cells in 3D

Cell migration has traditionally been studied in 2D substrates. However, it has become increasingly evident that there is a need to study cell migration in more appropriate 3D environments, which better resemble the dimensionality of the physiological processes in question. Migratory cells can substantially differ in their morphology and mode of migration depending on whether they are moving on 2D or 3D substrates. Due to technical difficulties and incompatibilities with most standard protocols, structural and functional analysis of cells embedded within 3D matrices still remains uncommon. This article describes methods for preparation and imaging of 3D cancer cell cultures, either as single cells or spheroids. As an appropriate ECM substrate for cancer cell migration, we use nonpepsinized rat tail collagen I polymerized at room-temperature and fluorescently labeled to facilitate visualization using standard confocal microscopes. This work also includes a protocol for 3D immunofluorescent labeling of endogenous cell cytoskeleton. Using these protocols we hope to contribute to a better description of the molecular composition, localization, and functions of cellular structures in 3D.

This article presents a method to fluorescently label collagen that can be further used for both fix and live imaging of 3D cell cultures. We also provide an optimized protocol to visualize endogenous cytoskeletal proteins of cells cultured in 3D environments.

Rivelare l&#39;organizzazione del citoscheletro delle cellule tumorali invasive in 3D

Cell migration has traditionally been studied in 2D substrates. However, it has become increasingly evident that there is a need to study cell migration ...

Modelli 3D in Biologia del Cancro: Dinamiche di Invasione negli Eterosferoidi

Alternative Strategy to Analyze In Vitro Cell Invasion of 3D Cultures

Spheroid culture is a 3D model that provides an improved replication of the in vivo microenvironment compared to traditional two-dimensional (2D) cultures. Invasion is a cellular outcome of utmost interest in cancer biology. In this protocol, we have devised an alternative strategy for evaluating cancer cell invasion in vitro, employing heterospheroids comprised of oral squamous cell carcinoma (OSCC), cancer-associated fibroblasts (CAF), and monocytes. These heterospheroids aim to mimic the tumor microenvironment (TME), including two relevant non-neoplastic cell types alongside the cancer cells. Each cell type was labeled with vital fluorescent markers emitting in distinct wavelengths before spheroid formation. Once formed, heterospheroids were seeded onto a layer of human leiomyoma-derived extracellular matrix in the upper compartment of a microporous membrane. Invasion was assessed in the z-axis using confocal microscopy. Digital images were obtained in the corresponding fluorescent channels at 10 &#181;m intervals, covering a depth of 90 &#181;m in the z-axis. Analysis was performed using freeware image software by calculating the integrated fluorescence intensity in each image and fluorescence channel. This approach enables a more dynamic analysis of cell invasion patterns in a multilayered context, as well as the examination of spatial co-localization of different cell types during invasion.

Autore in primo piano: Decifrare il crosstalk tra cancro e cellule immunitarie durante la progressione del cancro della testa e del collo

Invasion is a major biological phenomenon in the development and progression of cancer. This process is influenced by non-neoplastic cells and components of the tumor microenvironment. The purpose of this study is to describe an alternative method for analyzing tumor cell invasion in vitro using three-dimensional (3D) cultures.

Strategia alternativa per analizzare l'invasione cellulare in vitro di colture 3D

Spheroid culture is a 3D model that provides an improved replication of the in vivo microenvironment compared to traditional two-dimensional (2D) ...

Mammalian Cell Division in 3D Matrices via Quantitative Confocal Reflection Microscopy

The study of how mammalian cell division is regulated in a 3D environment remains largely unexplored despite its physiological relevance and therapeutic significance. Possible reasons for the lack of exploration are the experimental limitations and technical challenges that render the study of cell division in 3D culture inefficient. Here, we describe an imaging-based method to efficiently study mammalian cell division and cell-matrix interactions in 3D collagen matrices. Cells labeled with fluorescent H2B are synchronized using the combination of thymidine blocking and nocodazole treatment, followed by a mechanical shake-off technique. Synchronized cells are then embedded into a 3D collagen matrix. Cell division is monitored using live-cell microscopy. The deformation of collagen fibers during and after cell division, which is an indicator of cell-matrix interaction, can be monitored and quantified using quantitative confocal reflection microscopy. The method provides an efficient and general approach to study mammalian cell division and cell-matrix interactions in a physiologically relevant 3D environment. This approach not only provides novel insights into the molecular basis of the development of normal tissue and diseases, but also allows for the design of novel diagnostic and therapeutic approaches.

This protocol efficiently studies mammalian cell division in 3D collagen matrices by integrating synchronization of cell division, monitoring of division events in 3D matrices using live-cell imaging technique, time-resolved confocal reflection microscopy and quantitative imaging analysis.

Divisione delle cellule dei mammiferi in matrici 3D tramite microscopia confocale quantitativa di riflessione

The study of how mammalian cell division is regulated in a 3D environment remains largely unexplored despite its physiological relevance and therapeutic ...

Bioingegneria

Quantitative Measurement of Invadopodia-mediated Extracellular Matrix Proteolysis in Single and Multicellular Contexts 

Cellular invasion into local tissues is a process important in development and homeostasis. Malregulated invasion and subsequent cell movement is characteristic of multiple pathological processes, including inflammation, cardiovascular disease and tumor cell metastasis1. Focalized proteolytic degradation of extracellular matrix (ECM) components in the epithelial or endothelial basement membrane is a critical step in initiating cellular invasion. In tumor cells, extensive in vitro analysis has determined that ECM degradation is accomplished by ventral actin-rich membrane protrusive structures termed invadopodia2,3. Invadopodia form in close apposition to the ECM, where they moderate ECM breakdown through the action of matrix metalloproteinases (MMPs). The ability of tumor cells to form invadopodia directly correlates with the ability to invade into local stroma and associated vascular components3. 
Visualization of invadopodia-mediated ECM degradation of cells by fluorescent microscopy using dye-labeled matrix proteins coated onto glass coverslips has emerged as the most prevalent technique for evaluating the degree of matrix proteolysis and cellular invasive potential4,5. Here we describe a version of the standard method for generating fluorescently-labeled glass coverslips utilizing a commercially available Oregon Green-488 gelatin conjugate. This method is easily scaled to rapidly produce large numbers of coated coverslips. We show some of the common microscopic artifacts that are often encountered during this procedure and how these can be avoided. Finally, we describe standardized methods using readily available computer software to allow quantification of labeled gelatin matrix degradation mediated by individual cells and by entire cellular populations. The described procedures provide the ability to accurately and reproducibly monitor invadopodia activity, and can also serve as a platform for evaluating the efficacy of modulating protein expression or testing of anti-invasive compounds on extracellular matrix degradation in single and multicellular settings.

Quantitative Measurement of Invadopodia-mediated Extracellular Matrix Proteolysis in Single and Multicellular Contexts

We describe the prototypical method for producing microscope coverslips coated with fluorescent gelatin for visualizing invadopodia-mediated matrix degradation. Computational techniques using available software are presented for quantifying the resultant levels of matrix proteolysis by single cells within a mixed population and for multicellular groups encompassing entire microscopic fields.

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