Name: a simple way to measure alterations in reward-seeking behavior using drosophila melanogaster
Uploaded: 2016-12-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster at JoVE.com

Ringraziamo U. Heberlein e A. Devineni per le discussioni di lunga durata e consulenza tecnica. Ringraziamo anche i membri del laboratorio Shohat-Ophir, A. Benzur, L. Kazaz, e O. Shalom, per l&#39;aiuto di dimostrare il metodo. apprezzamento speciale va a Eliezer Costi per stabilire i sistemi di mosca in laboratorio. Questo lavoro è stato sostenuto dalla Israel Science Foundation (384/14) e le Marie Curie Career Integration Grants (CIG 631.127).

Nota: panoramica generale del disegno sperimentale: Il disegno sperimentale prevede un protocollo adattato per la soppressione corteggiamento 7-9 in cui le mosche di sesso maschile sono esposti a esperienze gratificanti e nonrewarding in 3 allenamenti consecutivi nel corso di 4 d. Al termine della fase di esperienza, le mosche sono testati in un saggio di consumo di etanolo volontaria due scelta per 3 - 4 d. Il protocollo include qui diverse fasi preparatorie, alcune delle quali possono essere fatte in anticipo per essere utilizzato in più di un esperimento, mentre altri dovrebbero avvenire tempestivamente prima dell&#39;inizio dell&#39;esperimento (Tabella 1). 1. Operazioni preliminari <ol><li> Preparazione del sistema di alimentazione capillare <ol><li> Scaldare un ago G 27 e usarlo per forare piccoli fori lungo un flacone (Figura 1). </li><li> Tagliare la spina fiala a metà (trasversale) con una lama di rasoio. Mark quattro punti sulla superficie del tappo, creando un square forma per posizionare i titolari capillari in. Utilizzare un ago 18 G per fare 4 fori attraverso il tappo (figura 1b). </li><li> Utilizzare una lama di rasoio per tagliare micropipette in modo che possano tenere saldamente 5 capillari di vetro microlitri, che servono come adattatori. </li><li> Inserire 4 adattatori capillari nelle spine preparati. </li><li> Segnare la posizione dei 2 etanolo e due capillari nonethanol contenenti sulla spina. Nota: Si consiglia di mantenere le posizioni dei 2 tipi di capillari coerente in tutte le fiale. Prestare attenzione alle dimensioni dei fori, come grandi fori permettono la fuoriuscita di mosche delle fiale. Inoltre, si raccomanda di utilizzare il lato più liscio della spina (generalmente opposto al lato cut) come il lato rivolto verso il basso quando inserito nel flacone, come tagliando la spina crea alcuni piccoli, fibre sciolte che le mosche possono impigliarsi in . </li><li> Preparare un gran numero di fiale e adattatori da utilizzare per il sistema di alimentazione capillare (CAFE)esperimenti descritti al punto 2.3. </li></ol></li><li> Preparazione fiale alimentari piccolo vetro <ol><li> Un giorno prima di raccogliere le mosche (passo 1,4), organizzare 200 fiale di vetro su rack provetta. Melt mosca cibo (secondo la ricetta melassa farina di mais, vedere la tabella dei Materiali) utilizzando un forno a microonde. Versare 2 mL di cibo volare in flaconi di vetro (cercare di non spalmare il cibo sulle pareti della fiala). Lasciare indurire cibo, e coprire le fiale di involucro di plastica. NOTA: Le fiale di vetro contenenti il ​​cibo può essere conservato a 4 ° C per diverse settimane. </li><li> Il giorno della raccolta volare, prendere le fiale dal frigorifero e lasciare che raggiungano RT prima di utilizzarli a casa mosche. NOTA: Se fiale alimentari sono diverse settimane di vita, assicurarsi che il cibo è ancora integro e non distaccata dalla fiala, in linea possono essere intrappolati nelle fessure tra il cibo e il vetro. </li></ol></li><li> Fare soluzione di riserva di cibo per il saggio alimentatore capillare <ol><li> per prepare soluzione madre alimentare (5% di saccarosio e il 5% di estratto di lievito), sciogliere 5,88 g di estratto di lievito e 5,88 g di saccarosio in 100 ml di acqua distillata. NOTA: La soluzione madre è molto incline alla contaminazione. Pertanto, si raccomanda di autoclave esso (121 ° C, 30 min, e senza un ciclo di asciugatura) e aliquote in 850 microlitri aliquote lavorativi per essere conservato a 4 ° C fino all&#39;utilizzo. La concentrazione degli ingredienti nella soluzione madre è 5.88% e raggiungerà la concentrazione finale del 5% dopo l&#39;aggiunta del 15% di etanolo o acqua (150 ml in 850 ml di soluzione di cibo premade) appena prima del suo uso in fase 2.3. </li></ol></li><li> Raccolta mosche sperimentali <ol><li> Raccogliere 200 mosche maschio naïve utilizzando un pad di CO 2. Nota: Utilizzare qualsiasi ceppo di laboratorio rilevanti per la questione sperimentale. 250 mosche possono essere facilmente raccolti da cinque bottiglie di mosche in loro fase eclosion scelta. Quando si raccolgono le mosche, prestare attenzione a colmosche gliere che hanno recentemente eclosed (mosche vergini di aspetto: mosche luminosi con una macchia meconio sul loro addome). mosche sperimentali devono essere tenuti singolarmente in flaconcini di vetro di piccole dimensioni contenenti cibo e di età compresa tra 3 - 4 d vecchia prima di essere utilizzato nell&#39;esperimento. </li><li> Utilizzare le spine morbide per chiudere le fiale. NOTA: Gli stessi tappi morbidi sarà molto utile per la fase di addestramento quando si utilizza la bocca di aspirazione per inserire le donne dentro e fuori delle fiale durante la fase di esperienza. </li></ol></li><li> Raccolta mosche allenatore NOTA: Tutte le mosche raccolti devono essere conservati in un / incubatore scuro 12 h / 12 h di luce a 25 ° C e 70% di umidità relativa (RH). Il ciclo di 12 h / 12 h luce / buio può essere cambiato in un comodo orario di partenza. <ol><li> Virgin mosche allenatore femminili <ol><li> Raccogliere 500 vergine formatore femminile vola da uno stock WT o di un magazzino virginator per l&#39;uso come le femmine ricettive vergini. Mantenere le mosche di sesso femminile in gruppi di 25 per cibo normale-dimensioni fiala, e tuttili ome età per 3 - 4 d vecchio prima di utilizzarli per l&#39;esperimento. </li></ol></li><li> Accoppiati mosche allenatore femminili <ol><li> Raccogliere 300 mosche femmine vergini provenienti da uno stock WT o un virginator magazzino di sottoporsi accoppiamento prima della fase di formazione (punto 1.6.1). NOTA: le mosche femminili sono allevati in gruppi di 10 femmine per cibo normale-dimensioni flaconcino e di età compresa tra 3 - 4 d vecchia prima di essere utilizzato nell&#39;esperimento. </li></ol></li><li> mosche maschile utilizzato per generare accoppiate mosche allenatore femminili <ol><li> Raccogliere 150 mosche maschio (non necessariamente vergine). NOTA: Le mosche sono tenuti in gruppi di 15 maschi per regolare dimensioni fiala cibo e di età compresa tra 3 - 4 d vecchia prima di essere accoppiato con la femmina vergine vola per creare le femmine accoppiate allenatore. </li></ol></li></ol></li><li> Generazione di mosche femmina allenatore accoppiate <ol><li> Per generare femmine fecondate vola a essere utilizzati come addestratori, gruppi coppia di 10 femmine vergini vola con 15 maschi vola lanciando un flaconcino contenente maschile in una femmina-contavorazio fiala 16 - 18 h prima della fase di formazione (punto 2.1) 10. NOTA: Questo dovrebbe normalmente avvenire la sera prima della sessione di allenamento. Il 1.5: 1 rapporto tra maschile vola a mosche di sesso femminile assicura che tutte le femmine saranno accoppiati. </li><li> Il giorno dell&#39;esperimento, separare le femmine fecondate dai maschi aspirando i maschi dalla fiala usando un aspiratore bocca. Eseguire questo diritto prima dell&#39;inizio di ogni giornata di formazione. </li></ol></li></ol> 2. Fasi sperimentali <ol><li> Impostazione della fase di esperienza <ol><li> Avviare l&#39;esperimento il più vicino possibile l&#39;inizio della fase leggera nell&#39;incubatrice. Posizionare le femmine allenatore (sia vergini e accoppiati) nella camera di comportamento. NOTA: Si consiglia di eseguire l&#39;esperimento in una camera di comportamento, o qualsiasi ambiente appartato che è tranquillo e impostare a 25 ° C e 60-65% di umidità relativa. Mantenere umidità superiore al 50% è molto importante, poiché corteggiamento e l&#39;accoppiamentos dipendono sensing feromone, che è noto per essere sensibile all&#39;umidità. </li></ol></li><li> Esponendo le mosche di sesso maschile per esperienze gratificanti e nonrewarding <ol><li> Disporre le fiale di vetro contenenti i singoli mosche maschio su rack microcentrifuga, posizionando i flaconi lungo i margini del rack. NOTA: Questa disposizione consente allo sperimentatore di osservare facilmente le coppie di mosche che subiscono copulazione senza prendere le fiale fuori dal rack. </li><li> Preparare (come descritto al punto 2.2.1) 2 gruppi di 100 fiale di vetro contenenti singolo maschio vola su rack separati per maschi sottoposti a esperienze gratificanti di accoppiamento e nonrewarding (cioè respinti e accoppiati). </li><li> Aspirare femmine allenatore e aggiungerli ad ogni flacone contenente le mosche di sesso maschile. Impostare il timer per 1 ora. A partire con il gruppo respinto, aggiungere una femmina accoppiato ad ogni flacone. Poi, passare ai maschi ad essere accoppiati e aggiungere una femmina vergine ad ogni flacone. </li><li> Guardare da vicino gli incontri di accoppiamentoper assicurarsi che i maschi interagiscono con femmine vergini accoppiano con successo entro la prima ora e che i maschi interagiscono con le femmine precedentemente accoppiate non si accoppiano. Per monitorare la coorte respinto nel corso di 1 h, impostare un secondo timer per 15 minuti e guardare maschi ogni 15 min. </li><li> Scaricare i maschi della coorte respinto che è riuscito ad accoppiarsi e maschi dalla coorte accoppiato che non finiscono di accoppiamento entro la fine della prima sessione di allenamento. </li><li> Termina il primo allenamento aspirando i formatori femminili precedentemente accoppiati in un normale flacone cibo volare, e tenerli per la prossima sessione di condizionamento. Seguire questo passaggio aspirando delicatamente le femmine del gruppo maschile accoppiato. </li><li> Lasciate che le mosche riposare per 1 ora. </li><li> Ripetere i punti 2.2.3 - 2.2.7 due volte. </li><li> Ripetere la sessione di allenamento in fasi 2.2.3 - 2.2.8 ogni giorno per più di 3 d. </li></ol></li><li> Consumo di registrazione (CAFE) <ol><li> Alla fine dell&#39;ultimo conditioning sessione (quarto giorno), aspirare singoli maschi e raggrupparli in fiale di alimentazione capillare. Utilizzare una spina morbido per coprire la fiala alimentatore capillare durante l&#39;inserimento le mosche, e sostituirlo rapidamente con la spina di alimentazione capillare ready-made, dopo tutte le mosche sono stati inseriti. Gruppo 6 - 8 linea di ciascuno dei gruppi sperimentali in una fiala, creando non meno di 8 fiale per condizione. </li><li> Bagnare i tappi aggiungendo delicatamente 5 mL di acqua all&#39;inizio del tappo. Prestare attenzione durante l&#39;aggiunta di acqua per evitare perdite nelle fiale. Aggiungere la stessa quantità di acqua per ogni flacone. NOTA: Questo passo è fatto per ridurre l&#39;evaporazione dai capillari. Pertanto, si ripete ogni giorno per il resto dell&#39;esperimento. A seconda della umidità relativa, i giorni successivi possono richiedere meno acqua da aggiungere alle spine. </li><li> Preparare due soluzioni separati dell&#39;alimento aggiungendo etanolo o acqua per le aliquote di cibo e per creare una concentrazione finale del 15%. </li><li> Per riempire il capillariete con le due soluzioni alimentari, creano 5 microlitri cibo liquido cade su una pellicola di laboratorio e permettono la soluzione per riempire il capillare fino a raggiungere il contrassegno 5 microlitri. Assicurarsi di utilizzare il chiaro fine del capillare, che è vicino alla linea di segno nero 5 ml. NOTA: per riempire diversi capillari contemporaneamente, è possibile collegare 6 - 8 adattatori capillari e li usa come inserto per tenere i capillari. </li><li> Toccare i capillari delicatamente sulla striscia di paraffina per posizionare la soluzione cibo esattamente in corrispondenza del segno nero. Sigillare i capillari immergendo la fine di ciascun capillare in piccole gocce di olio minerale. Questo passaggio minimizza potenziale evaporazione della soluzione cibo. </li><li> Inserire due capillari contenente etanolo e due capillari nonethanol contenente attraverso i 4 adattatori / porta nella spina finché i lati esposti dei capillari malapena peek dall&#39;interno della fiala (1 mm o meno dalla superficie spina). NOTA:Mantenendo l&#39;apertura dei capillari vicino alla spina bagnato riduce l&#39;evaporazione e consente un facile accesso al cibo, in linea normalmente siedono sui tappi e scendere sul capillare esposto ad alimentare. </li><li> In aggiunta a fiale contenenti mosche sperimentali, preparare una fiala finto, senza mosche. Questo controllo serve per valutare l&#39;evaporazione naturale. NOTA: Cercare di mantenere relativamente uguale posizionamento dell&#39;apertura capillare rispetto ai tappi, le differenze possono portare a evaporazione variabile e fuorvianti dati di consumo. Mantenere un&#39;adeguata umidità durante l&#39;esperimento e posizionare le aperture capillari più vicino possibile alla spina bagnato, come bassa umidità e grande distanza dalla spina bagnato può sia risultato dell&#39;evaporazione incontrollata. </li><li> Registrare la posizione relativa del liquido in ciascuna delle capillari rispetto alla linea segno nero in mm utilizzando un righello, e scrivere questi valori. NOTA: Se la soluzione è posizionata esattamente al l neraine, il valore dovrebbe essere uguale a zero, e se è superiore o inferiore, dovrebbe essere valori positivi o negativi, rispettivamente. I livelli iniziali di liquido impostare i punti di riferimento per i valori di consumo finale O / N. </li><li> Impostare le fiale indietro nell&#39;incubatrice per 24 h. Sostituire i capillari alla volta costante durante l&#39;intero esperimento. </li><li> Rimuovere i capillari delicatamente dalle fiale e misurare i livelli di liquido rispetto alla linea di marcatura nera. </li><li> Controllare attentamente il livello del liquido nel flaconcino finto. NOTA: Se i livelli sceso superiore a 2 mm, indica che l&#39;evaporazione è elevata ei livelli di consumo non sono affidabili. </li><li> Inumidire i tappi delicatamente con 2 ml di acqua e inserire una nuova serie di capillari, come indicato nei passaggi 2.3.3 - 2.3.10. Impostare le fiale indietro nell&#39;incubatrice per 24 h. </li></ol></li><li> Determinazione preferenza <ol><li> Calcolare il consumo totale di ciascun capillare sottraendo il livello finale dal ilivello nitial al punto di partenza. </li><li> Combinare i valori delle due capillari con lo stesso cibo (cioè nonethanol capillari separatamente dai capillari contenente etanolo). </li><li> Calcolare preferenza etanolo sottraendo la quantità consumata dai capillari non-etanolo dalla quantità consumata dai capillari contenente etanolo e dividere il valore i valori totali di consumo da tutti i capillari della stessa fiala. </li><li> La media dei indici di preferenza di tutti i flaconi dello stesso gruppo sperimentale. <img alt="Equation1" src="/files/ftp_upload/54910/54910equation1.jpg" /> NOTA: Nonethanol 1 (NE1), Nonethanol 2 (NE2), Etanolo 1 (E1), Etanolo 2 (E2), nonethanol totale (NE totale) = NE1 + NE2, etanolo totale (Total E) = E1 + E2, somma totale consumo (somma) = totale NE + Total e, ed etanolo preferenza Index (PI) </li></ol></li></ol>

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	<li>Robinson, G. E., Fernald, R. D., Clayton, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genes+and+social+behavior.">Genes and social behavior.</a> Science. 322, 896-900 (2008).</li><li>Koob, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurobiological+substrates+for+the+dark+side+of+compulsivity+in+addiction.">Neurobiological substrates for the dark side of compulsivity in addiction.</a> Neuropharmacol. 56, 18-31 (2009).</li><li>Kaun, K. R., Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+melanogaster+as+a+model+to+study+drug+addiction.">Drosophila melanogaster as a model to study drug addiction.</a> Hum Genet. 131, 959-975 (2012).</li><li>Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Addiction-like+behavior+in+Drosophila.">Addiction-like behavior in Drosophila.</a> Commun Integr Biol. 3, 357-359 (2010).</li><li>Shohat-Ophir, G., Kaun, K. R., Azanchi, R., Mohammed, H., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sexual+deprivation+increases+ethanol+intake+in+Drosophila.">Sexual deprivation increases ethanol intake in Drosophila.</a> Science. 335, 1351-1355 (2012).</li><li>Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preferential+ethanol+consumption+in+Drosophila+models+features+of+addiction.">Preferential ethanol consumption in Drosophila models features of addiction.</a> Curr Biol : CB. 19, 2126-2132 (2009).</li><li>McBride, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mushroom+body+ablation+impairs+short-term+memory+and+long-term+memory+of+courtship+conditioning+in+Drosophila+melanogaster.">Mushroom body ablation impairs short-term memory and long-term memory of courtship conditioning in Drosophila melanogaster.</a> Neuron. 24, 967-977 (1999).</li><li>Ejima, A., Smith, B. P., Lucas, C., Levine, J. D., Griffith, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequential+learning+of+pheromonal+cues+modulates+memory+consolidation+in+trainer-specific+associative+courtship+conditioning.">Sequential learning of pheromonal cues modulates memory consolidation in trainer-specific associative courtship conditioning.</a> Curr Biol. 15, 194-206 (2005).</li><li>Ejima, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generalization+of+courtship+learning+in+Drosophila+is+mediated+by+cis-vaccenyl+acetate.">Generalization of courtship learning in Drosophila is mediated by cis-vaccenyl acetate.</a> Curr Biol. 17, 599-605 (2007).</li><li>Keleman, K., Kruttner, S., Alenius, M., Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Function+of+the+Drosophila+CPEB+protein+Orb2+in+long-term+courtship+memory.">Function of the Drosophila CPEB protein Orb2 in long-term courtship memory.</a> Nat Neurosci. 10, 1587-1593 (2007).</li><li>Kaun, K. R., Azanchi, R., Maung, Z., Hirsh, J., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Drosophila+model+for+alcohol+reward.">A Drosophila model for alcohol reward.</a> Nat Neurosci. 14, 612-619 (2011).</li><li>Xu, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+propensity+for+consuming+ethanol+in+Drosophila+requires+rutabaga+adenylyl+cyclase+expression+within+mushroom+body+neurons.">The propensity for consuming ethanol in Drosophila requires rutabaga adenylyl cyclase expression within mushroom body neurons.</a> Genes Brain Behav. 11, 727-739 (2012).</li><li>Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+evolution+of+Drosophila+melanogaster+as+a+model+for+alcohol+research.">The evolution of Drosophila melanogaster as a model for alcohol research.</a> Annu Rev Neurosci. 36, 121-138 (2013).</li><li>Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FLIC:+high-throughput,+continuous+analysis+of+feeding+behaviors+in+Drosophila.">FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila.</a> PloS one. 9, 101107 (2014).</li><li>Itskov, P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+monitoring+and+quantitative+analysis+of+feeding+behaviour+in+Drosophila.">Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behaviour in Drosophila.</a> Nat Commun. 5, 4560 (2014).</li><li>Yapici, N., Cohn, R., Schusterreiter, C., Ruta, V., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Taste+Circuit+that+Regulates+Ingestion+by+Integrating+Food+and+Hunger+Signals.">A Taste Circuit that Regulates Ingestion by Integrating Food and Hunger Signals.</a> Cell. 165, 715-729 (2016).</li><li>Peru, Y. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-lasting,+experience-dependent+alcohol+preference+in+Drosophila.">Long-lasting, experience-dependent alcohol preference in Drosophila.</a> Addict Biol. 19, 392-401 (2014).</li><li>Dus, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nutrient+Sensor+in+the+Brain+Directs+the+Action+of+the+Brain-Gut+Axis+in+Drosophila.">Nutrient Sensor in the Brain Directs the Action of the Brain-Gut Axis in Drosophila.</a> Neuron. 87, 139-151 (2015).</li><li>Anderson, D. J., Adolphs, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+framework+for+studying+emotions+across+species.">A framework for studying emotions across species.</a> Cell. 157, 187-200 (2014).</li><li>Gibson, W. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+responses+to+a+repetitive+visual+threat+stimulus+express+a+persistent+state+of+defensive+arousal+in+Drosophila.">Behavioral responses to a repetitive visual threat stimulus express a persistent state of defensive arousal in Drosophila.</a> Curr Biol. 25, 1401-1415 (2015).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Here, we illustrate the details of an integrated approach to measure alterations in reward-seeking behavior, based on previous work described by Devineni et al.6 and Shohat-Ophir et al5. The first section of the protocol uses different types of sexual interactions as the experience input, and the second section uses a two-choice feeding assay to assess the effect of experience on the preference to consume ethanol.
As shown by Devineni et al.6, ethanol self-administration in flies is a robust behavior, characterized at first by low and variable preference that increases and becomes more consistent over time. The developing preference may reflect a process through which flies learn to associate the pharmacological effect of ethanol with its position, in spite of its unpleasant taste6 and the aversive responses known to occur during initial exposure to ethanol vapors11. Changing the position of the ethanol-containing capillary on a daily basis results in a constant level of preference, strongly demonstrating the role of learning and suggesting that the flies leave chemical cues next to the preferred capillaries12. In addition, the shape, the slope, and the starting point of the preference curve can be slightly different between experiments, but the overall magnitude of difference between the groups of flies that are exposed to rewarding and non-rewarding experiences is preserved across experiments.
The question of whether flies display preference to consume ethanol for its caloric value or pharmacological properties is still under debate and was examined in the last few years by several independent studies (for a review, see Devineni et al.)13. Taking into account the results obtained from these studies, it is likely that the caloric value of ethanol contributes to the pharmacological effect of ethanol and is not the main reason for the development of preference to consume ethanol.
As this protocol reflects voluntary consumption in groups of flies, the technique is limited to cumulative changes in consumption over at least several hours and is not sensitive enough to reflect short temporal changes in consumption over short time frames (minutes). Other feeding assays, such as FLIC14, flyPAD15, and EXPRESSO16, that can measure the frequency of feeding events and their bout length are technologically superior to the CAFE assay and can therefore provide high-content temporal data of feeding and ethanol preference. Still, compared to other simple two-choice assays that are based on measuring the ingestion of food mixed together with food dyes, the CAFE approach allows the accurate and uninterrupted monitoring of consumption data over several days17,18.
Although described together, each section can be used separately in future applications. The training phase can be used for further downstream analyses of plasticity-related events using real-time PCR, RNAseq, proteomic, and metabolomic screens. Following the training phase, it is also possible to use FLIC14, flyPAD15, or EXPRESSO16 to achieve higher resolution in the consumption data. The two-choice ethanol consumption assay can also serve to study the effect of other external stimuli, such as stress, on the internal state19,20. Additionally, using neurogenetic tools that control neuronal activity as an input experience and ethanol consumption as an output behavior, it can be used to dissect the neuronal circuits that encode internal reward.
Even though the described protocol is relatively simple and does not require sophisticated equipment, there are critical steps that require the most attention to ensure reproducible results. First, it is important to start the experiment with large male flies that eclosed from healthy fly bottles. Secondly, it is essential to make sure that the mated cohort indeed undergo mating and that the rejected cohort do not manage to mate. Lastly, it is important to maintain a well-humidified environment for the entire experiment, with an emphasis on the consumption part. This includes watering the plugs every day with equal amounts of water and keeping the capillary ends in close proximity to the wet plugs.

Modifica del comportamento in risposta alle esperienze permette animali di regolare il loro comportamento ai cambiamenti nel loro ambiente 1. Durante questo processo, gli animali integrano il loro stato fisiologico interno con mutevoli condizioni dell&#39;ambiente esterno e successivamente scegliere un&#39;azione piuttosto che un altro per aumentare le loro possibilità di sopravvivenza e la riproduzione. Sistemi di ricompensa si sono evoluti per motivare i comportamenti che sono necessari per la sopravvivenza di individui e di specie rafforzando i comportamenti che aumentano la sopravvivenza immediata, come mangiare o bere, o quelli che garantiscono la sopravvivenza a lungo termine, come ad esempio il comportamento sessuale o la cura per la prole 2. Composti artificiali, come l&#39;abuso di droghe interessano anche sistemi di ricompensa per vie neurali cooptazione che mediano ricompense naturali 2. Nel corso degli ultimi due decenni, la mosca della frutta Drosophila melanogaster è stato stabilito come un modello promettente per lo studio della Moleclare e dei meccanismi neuronali che stanno plasmando gli effetti di etanolo sul comportamento 3,4. In precedenza, abbiamo identificato un sottogruppo di neuroni peptidergiche nei moscerini (recettore NPF / NPF (R) neuroni) che premia naturali coppia, come esperienza sessuale, alla motivazione di ottenere ricompense droga 5. espressione NPF è sensibile ad entrambe le esperienze sessuali e alle ricompense di droga, come l&#39;etanolo intossicazione. I cambiamenti nei livelli di espressione NPF vengono convertiti in etanolo alterazioni autosomministrazione 5, dove l&#39;alta NPF riduce e bassa NPF aumenta la preferenza a consumare etanolo. L&#39;attivazione dei neuroni NPF è gratificante per le mosche, in quanto mostrano una forte preferenza per un odore in coppia con l&#39;attivazione, che si riflette anche dalla riduzione del consumo di etanolo. Ancora più importante, l&#39;attivazione dei neuroni NPF interferisce con la capacità di mosche formare un&#39;associazione positiva tra etanolo intossicazione e un cue odore. Il nesso causale tra la NPF / Rsistema, la memoria di ricompensa, e il consumo di etanolo suggerisce che si può usare l&#39;etanolo autosomministrazione come misura per le modifiche negli stati ricompensa 5. In questa pubblicazione abbiamo dimostrato un approccio integrato per attingere il sistema di ricompensa naturale mosca e modifiche del test negli stati di ricompensa. L&#39;approccio è costituito da due parti separate, un protocollo di formazione per la manipolazione di esperienze naturali ricompensa legati, seguita da una a due scelta saggio alimentatore capillare (CAFE) per valutare l&#39;etanolo autosomministrazione come una stima per i cambiamenti negli stati di ricompensa. Il saggio CAFE è analogo ai saggi scelta due bottiglie utilizzate in studi su roditori drug autosomministrazione ed è stato dimostrato per riflettere alcune proprietà di comportamento dipendenza simile mosche 6.

<table><tbody><tr><td>Polystyrene 25 x 95 mm Vials</td><td>FlyStuff</td><td>32-109</td><td></td></tr><tr><td>narrow plastic vials flugs</td><td>FlyStuff</td><td>42-102</td><td></td></tr><tr><td>Disposable Sterile Needle 18 G and 27 G&amp;nbsp;</td><td>can be acquired by any company</td><td></td><td>1.20 X 38 mm (18 G x 1 1/2&quot;) , 0.40 X 13 mm (27 G x 1/2&quot;)</td></tr><tr><td>10 x 75 mm Borosilicate Glass Disposable Culture Tubes</td><td>kimble chase</td><td>73500-1075</td><td></td></tr><tr><td>calibrated pipets 5 &amp;#956;L</td><td>VWR</td><td>53432-706</td><td>color coded white to contain 5 &amp;#956;L</td></tr><tr><td>Mineral Oil&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>M5904</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose, Molecular Biology Grade</td><td>CALBIOCHEM</td><td>573113</td><td></td></tr><tr><td>Yeast extract Powder for microbiology</td><td>can be acquired by any company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>32221</td><td></td></tr><tr><td>standard pipette Tips (micro-pipetts)</td><td>ThermScientific</td><td>T114R-Q</td><td>volume: 0.1 - 20 &amp;#956;L (ultramicro)</td></tr><tr><td>IDENTI-PLUGS (Foam Tube Plugs)</td><td>Jaece</td><td>L800-A</td><td>fits opening 6 - 13 mm</td></tr><tr><td>IDENTI-PLUGS (Foam Tube Plugs)</td><td>Jaece</td><td>L800-D</td><td>fits opening 35 - 45 mm</td></tr><tr><td>virginator fly stock&amp;nbsp;</td><td>bloomington drosophila stock center</td><td>#24638</td><td></td></tr><tr><td>Narrow Vials, Tray Pack (PS)</td><td>Genesee Scientific Corporation</td><td>&amp;nbsp;# 32-109BR</td><td></td></tr><tr><td>Drosophila Media Recipes and Methods</td><td>Bloomington Drosophila Stock Center</td><td>http://flystocks.bio.indiana.edu/Fly_Work/media-recipes/molassesfood.htm</td><td></td></tr><tr><td>propionic acid</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>P5561</td><td></td></tr><tr><td>phosphoric acid</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>W290017</td><td></td></tr><tr><td>Methl 4-Hydroxybenzoate</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>H3647</td><td></td></tr><tr><td>Agar Agar</td><td>can be acquired by any company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>corn meal</td><td>can be acquired by any company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Grandma&#039;s molasses</td><td>B&amp;amp;G Foods, Inc</td><td>not indicated</td><td></td></tr><tr><td>instant dry yeast</td><td>can be acquired by any company</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

a simple way to measure alterations in reward-seeking behavior using drosophila melanogaster

Descriviamo un protocollo per misurare l&#39;etanolo autosomministrazione nei moscerini della frutta (Drosophila melanogaster) come proxy per i cambiamenti negli stati di ricompensa. Dimostriamo un modo semplice per sfruttare il sistema di ricompensa volo, modificare le esperienze legate alla ricompensa naturale, e utilizzare consumo di etanolo volontaria come misura per le modifiche negli stati di ricompensa. L&#39;approccio è uno strumento rilevante per studiare i neuroni e geni che svolgono un ruolo nella esperienza cambia-mediata di stato interno. Il protocollo si compone di due parti distinte: esporre le mosche di esperienze gratificanti e nonrewarding, e analizzando il consumo di etanolo volontariato come una misura della motivazione per ottenere un premio di droga. Le due parti possono essere usati indipendentemente per indurre la modulazione di esperienza come primo passo per ulteriori analisi a valle o come dosaggio alimentazione due scelta indipendenti, rispettivamente. Il protocollo non richiede una configurazione complessa e quindi può essere applicato in qualsiasi laboratory con strumenti di base della cultura mosca.

FPreviously, Devineni et al. hanno dimostrato che quando i moscerini della frutta sono dati la scelta di consumare cibo contenente etanolo, mostrano una forte preferenza per il cibo contenente etanolo sopra nonethanol contenente cibo 6. Indicato qui ci sono alcuni risultati rappresentativi si ottengono quando saggiare la preferenza etanolo innata di mosche maschio ingenua che non ha subito il protocollo di allenamento. Naïve Canton S mosche maschi sono stati raccolti su eclosion, di età compresa fino a 4 giorni di età, e analizzati per la loro preferenza innata di consumare etanolo nel corso di 4 d (Figura 2). Analizzando le quantità consumate da etanolo: e nonethanol contenenti soluzioni spettacoli che vola mostrano una preferenza robusto per consumare cibi etanolo al 15% per il cibo nonethanol (Figura 2). Utilizzando opposte sessualeesperienze, abbiamo precedentemente dimostrato che le mosche di sesso maschile che sono stati autorizzati ad accoppiarsi in gruppi display inferiore preferenza etanolo rispetto ai maschi singolarmente-alloggiati, che sono stati respinti dalle femmine precedentemente accoppiate ( &quot;rifiutato isolati&quot;) ( &quot;-raggruppati accoppiati&quot;). Abbiamo usato diversi controlli per disaccoppiare l&#39;esperienza custodia dall&#39;esperienza accoppiamento-correlata e che la preferenza differenziale risulta dall&#39;esperienza di accoppiamento 5. Utilizzando il protocollo di allenamento qui descritto, abbiamo generato singolarmente-accoppiati e ha respinto le mosche di sesso maschile che hanno subito simili abitative e di accoppiamento regimi. Uomo singolo mosche Canton S sono stati sottoposti nel corso di 4 d alle esperienze di accoppiamento disparate. Una coorte di maschi è stato permesso di interagire e accoppiarsi con le mosche femmine vergini (singola coorte accoppiati), e l&#39;altra di coorte è stato addestrato con le mosche di sesso femminile precedentemente accoppiati (singola coorte respinto). A seguito della fase di formazione, i singoli maschi from le due coorti sono stati raggruppati (8 / flacone) e collocati in fiale di alimentazione capillare; il loro consumo di etanolo volontario è stato registrato per 4 d (Figura 3A). La preferenza per consumare etanolo è stata calcolata dai dati di consumo utilizzando la formula in fase 2.4 (Figura 3B). I valori positivi indicano la preferenza per il cibo contenente etanolo, e valori negativi indicano l&#39;avversione al cibo contenente etanolo. Il presente esperimento supporta i nostri risultati precedenti, il che suggerisce che l&#39;esperienza sessuale, e non condizione abitativa, modula il consumo di etanolo. l&#39;accoppiamento di successo aumenta i livelli di ricompensa interne, che a sua volta riduce il consumo di etanolo. Rifiuti, percepito come una mancanza di ricompensa, portano ad un aumento dei comportamenti di ricompensa-cerca (Figura 3B). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54910/54910fig1.jpg" /> <strong&gt; Figura 1. Schema del Feeder sistema capillare (CAFE). (A) Schema del flaconcino perforata con fori equilibrare pressione e umidità. (B) Schema della spina tagliata in metà che funge da base per l&#39;inserimento dei capillari. (C) Schemi di forma e la posizione degli adattatori che servono per tenere i capillari. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54910/54910fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/54910/54910fig2.jpg" /> Figura 2. Un esempio di preferenza innata per consumare etanolo. Naive maschi WT sono stati raggruppati in gruppi di 8 maschi / flacone, e il loro consumo di etanolo: soluzioni e nonethanol contenenti stati registrati nel corso di 96 h. Le mosche consumato una quantità maggiore del 15% di etanolo contenentg cibo (** p &lt;0.01, *** p &lt;0,001, a due vie misure ripetute ANOVA con Bonferroni post-test, n = 8). I dati indicati sono la media + SEM o media - SEM. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54910/54910fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/54910/54910fig3.jpg" /> Figura 3. Esperienze di accoppiamento opposti mModulate Etanolo preferenze. (A) Schema del protocollo combinato. Singolo maschi WT vergini possono accoppiarsi con femmine vergini o sono sottoposti a 3 volte sessioni di formazione corteggiamento-soppressione 1h (rappresentati come &quot;T&quot;) distanziati di 1 h di riposo (raffigurati come &quot;R&quot;). La formazione è ripetuta per 4 d. Alla fine di ogni giorno, le mosche sono posti in incubatrice (raffigurata come &quot;ON&quot;). Dopo 4 d della formazione, i maschi sono stati collocati in fiale dove potevano scegliere di nutrirsi dacapillari contenenti soluzioni alimentari con o senza il 15% di etanolo. (B) Singolo respinto maschi esposti maggiore preferenza etanolo rispetto ai maschi singoli accoppiati (** p &lt;0.01, a due vie ripetute misure ANOVA con Bonferroni post-test, n = 9, i confronti sono tra i gruppi di trattamento in tutto 3 d dopo la fine della formazione). I dati indicati sono la media + SEM o media - SEM. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54910/54910fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td> Sezione di riferimento </td><td> Note </td></tr><tr><td> 1.1 </td><td> Può essere utilizzato in molti esperimenti </td></tr><tr><td> 1.2 </td><td> Possono essere tenuti in 4 ° C per diverse settimane </td></tr><tr><td> 1.3 </td><td> Tenete a 4 ° C dopo autoclave </td></tr><tr><td> 1.4 </td><td> Di età compresa tra 3 - 4 d primautilizzato nell&#39;esperimento </td></tr><tr><td> 1.5 </td><td> Questo passaggio dovrebbe avvenire la sera prima di ogni sessione di allenamento </td></tr><tr><td> 2.1 </td><td> Questo passaggio dovrebbe avvenire la mattina di ogni sessione di allenamento </td></tr><tr><td> 2.2 </td><td> Per essere ripetuta in 3 allenamenti consecutivi nel corso dei 4 d </td></tr><tr><td> 2.3 </td><td> Dump i tappi con acqua, misurare il consumo e sostituire capillari nel corso di 4 d </td></tr><tr><td> 2.4 </td><td> Questo passo è fatto ogni volta prima di sostituire i capillari durante il dosaggio due scelta </td></tr></tbody></table> Tabella 1. Una panoramica del protocollo raffigurante l&#39;ordine e il flusso di tempo per ciascuna delle fasi.

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A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

Descriviamo un protocollo per indurre gratificante e nonrewarding esperienze nei moscerini della frutta (Drosophila melanogaster) utilizzando il consumo di etanolo volontaria come misura per le modifiche negli stati di ricompensa.

Un modo semplice per misurare alterazioni in ricompensa il comportamento di ricerca Utilizzando<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...

a-simple-way-to-measure-alterations-reward-seeking-behavior-using

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

8.3K Views.  Bar-Ilan University.  Descriviamo un protocollo per indurre gratificante e nonrewarding esperienze nei moscerini della frutta (Drosophila melanogaster) utilizzando il consumo di etanolo volontaria come misura per le modifiche negli stati di ricompensa. 

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Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, and issues commands to start or stop feeding. Deciphering the processes underlying the decision-making of timely and moderate feeding carries major implications in our understanding of physiological and psychological disorders related to feeding control. Simple, quantitative, and robust methods are required to measure the food ingestion of animals after experimental manipulation, such as forcibly increasing the activities of certain target neurons. Here, we introduced dye-labeling-based feeding assays to facilitate the neurogenetic study of feeding control in adult fruit flies. We review available feeding assays, and then describe our methods step-by-step from setup to analysis, which combine thermogenetic and optogenetic manipulation of neurons controlling feeding motivation with dye-labeled food intake assay. We also discuss the advantages and limitations of our methods, compared with other feeding assays, to help readers choose an appropriate assay.

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Quantitative food-intake assays with dyed food provide a robust and high-throughput means to evaluate feeding motivation. Combining the food consumption assay with thermogenetic and optogenetic screens is a powerful approach to investigate the neural circuits underlying appetite in adult Drosophila melanogaster.

Combinando le analisi quantitativa l'ingestione di cibo e forzatamente attivazione di neuroni per studiare l'appetito in Drosophila

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, ...

Ricerca

Comportamento

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

Appetitivo apprendimento associativo olfattiva in<em&gt; Drosophila</em&gt; Le larve

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

Neuroscienze

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

A Single-fly saggio per comportamento alimentare in<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

Analisi del comportamento di foraggiamento indotto dallo zucchero in Drosophila

Tracking Sugar-Elicited Local Searching Behavior in Drosophila

Foraging behavior is essential for the survival of organisms as it enables them to locate and acquire essential food resources. In Drosophila, hunger triggers a distinct search behavior following the consumption of small quantities of a sugar solution. This report presents a simple experimental setup to study sugar-elicited search behavior with the aim of uncovering the underlying mechanisms. Minute quantities of concentrated sugar solution elicit sustained searching behavior in flies. The involvement of path integration in this behavior has been established, as flies utilize their trajectory to return to the sugar location. The most recent findings provide evidence of temporal modulation in the initiation and intensity of the search behavior after sugar intake. We have also used this setup for artificial activation of specific taste-receptor neurons in the pharynx, which elicits the search behavior. The Drosophila neurogenetic toolkit offers a diverse array of tools and techniques that can be combined with the sugar-elicited search behavior paradigm to study the neural and genetic mechanisms underlying foraging. Understanding the neural basis of hunger-driven searching behavior in flies contributes to the field of neurobiology as a whole, offering insights into the regulatory mechanisms that govern feeding behaviors not only in other organisms but also in humans.

Autore in primo piano: Esplorare i percorsi comportamentali attraverso intuizioni interspecie nel foraggiamento e nella comunicazione

This protocol describes a behavioral assay for recording sugar-elicited search behavior using Drosophila melanogaster. The assay can be utilized to study feeding and foraging-related behaviors, as well as the underlying neuronal mechanisms.

Monitoraggio del comportamento di ricerca locale indotto dallo zucchero in Drosophila

Foraging behavior is essential for the survival of organisms as it enables them to locate and acquire essential food resources. In Drosophila, hunger ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

Ad alta risoluzione quantificazione del comportamento Odor-guidata<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Utilizzo della<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. When selecting sites to deposit their eggs, female flies are capable of ranking the relative attractiveness of their options and choosing the &#34;greater of two goods.&#34; However, most egg-laying preference assays are not practical if one wants to take a systematic genetic screening approach to search for the circuit basis underlying this simple decision-making process, as they are population-based and laborious to set up. To increase the throughput of studying of egg-laying preferences of single females, we developed custom chambers that each can simultaneously assay egg-laying preferences of up to thirty individual flies as well as a protocol that ensures each female has a high egg-laying rate (so that their preference is readily discernable and more convincing). Our approach is simple to execute and produces very consistent results. Additionally, these chambers can be equipped with different attachments to allow video recording the egg-laying animals and to deliver light for optogenetics studies. This article provides the blueprints for fabricating these chambers and the procedure for preparing the flies to be assayed in these chambers.

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

This protocol describes a high throughput assay for testing egg-laying preferences of Drosophila melanogaster at single-animal resolution. This assay provides a simple, efficient, and scalable platform to identify genes and circuit components that control a simple decision-making process.

High Throughput test per esaminare Preferenze deposizione delle uova dei singoli<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. ...

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Il capillare alimentatore Assay Misure assunzione di cibo in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, reductionist, and scalable system for in-depth investigation of motivation using the mating drive of male Drosophila&#160;melanogaster (Drosophila), the methods for which we detail here. The behavioral paradigm centers on the finding that male mating drive decreases alongside fertility over the course of repeated copulations and recovers over ~3 d. In this system, the powerful neurogenetic tools available in the fly converge with the genetic accessibility and putative wiring diagram available for sexual behavior. This convergence allows rapid isolation and interrogation of small neuronal populations with specific motivational functions. Here we detail the design and execution of the satiety assay that is used to measure and alter courtship motivation in the male fly. Using this assay, we also demonstrate that low male mating drive can be overcome by stimulating dopaminergic neurons. The satiety assay is simple, affordable, and robust to influences of genetic background. We expect the satiety assay to generate many new insights into the neurobiology of motivational states.

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

This article describes a behavioral assay that uses male mating drive in Drosophila melanogaster to study motivation. Using this method, researchers can utilize advanced fly neurogenetic techniques to uncover the genetic, molecular, and cellular mechanisms that underlie this motivation.

Un modo semplice per misurare alterazioni in ricompensa il comportamento di ricerca Utilizzando

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Combinando le analisi quantitativa l'ingestione di cibo e forzatamente attivazione di neuroni per studiare l'appetito in Drosophila

Appetitivo apprendimento associativo olfattiva in

A Single-fly saggio per comportamento alimentare in

Monitoraggio del comportamento di ricerca locale indotto dallo zucchero in Drosophila

Monitoraggio del comportamento di ricerca locale indotto dallo zucchero in Drosophila

Monitoraggio del comportamento di ricerca locale indotto dallo zucchero in Drosophila

Ad alta risoluzione quantificazione del comportamento Odor-guidata

High Throughput test per esaminare Preferenze deposizione delle uova dei singoli

Il capillare alimentatore Assay Misure assunzione di cibo in

Misurazione e l'alterazione di accoppiamento Drive a Maschio