Name: an improved method for rapid intubation of the trachea in mice
Uploaded: 2016-02-22T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 46 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice at JoVE.com

המחברים מודים בריאן ג&#39;ונסון של היסטולוגיה והדמיה Core באוניברסיטת וושינגטון לעזרה עם מכתים trichrome וניתוח. עבודה זו נתמכה על ידי HL098067 ו HL089455 מענקים NIH.

הטיפול בבעלי החיים המוסדי השתמש הוועדה (IACUC) באונ&#39; וושינגטון Cedars-Sinai Medical Center אשרה את עבודת החיה הכרחית ללימודים אלה. 1. הכנה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר הן מלקחי הסוף הבוטים החיטוי באמצעות depressor. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש ארון בטיחות ביולוגית, להכין מלאי העבודה של BLM ב PBS מן אבקת lyophilized. Sonicate הפתרון במשך 10 דקות ב 35 Khz כדי להבטיח ערבוב אפילו. הערה: נפח כולל של בין 30 ל 45 μl מומלץ למנוע וריאצית pipetting בקצה נמוך, וחנק עם נפחים גדולים יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכינו סביבת עבודה נקייה הכוללת כ 1 מ &#39;2 עבור ההליך עצמו, כמו גם במקומות המיועדים כלובים הן לפני ואחרי הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תקן את הבסיס של לוח ההליך לספסל מייד מול החוקר על ידי נחת 2 או 3 רצועות של סרט מעבדה ברחבי הבסיס underlיינג הספסל. ראה איור 1 עבור מפרטים נוספים על יצירת לוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עניבת אורך יחיד של חוט תפירת גודל 4.0 בין שני ברגי המיצוב של לוח ההליך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צור spirometer מאולתר על ידי הסרת ולהשאיר את הבוכנה משלושה 1 מ&quot;ל מזרקים, והפקדת 60 μl של PBS לתוך החלק העליון של כל חבית כדי ליצור חותם אטום. אבטח את הרכזת של הקטטר רופף לאחד מזרקים ולמקם אותו לצד אחד של הלוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב 300 μl של אוויר לתוך מזרק 1 מ&quot;ל ומניחים אותו בצד אחד של הלוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחתוך חתיכה נוספת של סרט כ 6 ס&quot;מ באורך ומקום לצד אחד. זה ישמש כדי לאבטח את החיה ללוח בשלב 2.4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדרת תא isoflurane. צרף O 2, isoflurane, ואקום אל היציאות המתאימות משני תא החשיפה ואקום אישור. לחלופין, לנהל הרדמה בבית isoflurane תואם ביולוגיבארון בטיחות. </li></ol> אינטובציה 2. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את העכבר עם isoflurane בתא עד שהוא מאבד את ההכרה והנשימה מאט לקצב המתאים. חשיפה טיפוסית כולל 4 isoflurane% ו -2% O 2 במשך 3 עד 4 דקות, ואת התוצאה האידיאלית היא 2 עד 2.5 דקות של הרגעה. זה מתאים קצב נשימה של 1 נשימה כל 2 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בזמן ההמתנה הרגעה כדי להגדיר, לשאוב בין 30 ל -45 μl של BLM לתוך פיפטור ומקום לצד אחד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר מוכן, להשעות את העכבר מסומם על ידי החותכות העליונות שלה מן החוט מחובר ברגי המיצוב של פלטפורמת ההליך. ודא כי dorsum של חיה שוכב על משטח הפלטפורמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נזהר שלא להגביל אוורור, במקום חתיכת סרט רופף ברחבי הנמוך (הזנב) החלק של חלל בית החזה, ממש מעל הסרעפת. מיקום צריך להיות חזק מספיק כדי לשמור על יישור נכון במהלך procedure, אבל לא כל כך חזק, כי זה מגביל נשימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את הפנס כדי בין 80% ל- 100% עוצמת ו לכוון את מתכווננת כך שזה 1 עד 2 ס&quot;מ מפני השטח של העור, ליד מקלעת השמש. לבדוק מדי פעם את הקצה מתכווננת עבור חום כדי לוודא שהוא אינו פוגע העכבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עומד מאחורי הפלטפורמה, השתמש מלקחי סוף סטרילי, קהים כדי לאתר את הלשון. להיות זהירים, כדי למנוע חותכות התחתונות, בעדינות האחיזה לצייר את הלשון מתוך חלל הפה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש ביד נותרת, הכנס במלחוץ ולהשתמש בו כדי לשטח את הלשון כנגד הרצפה של חלל הפה. שחרר את המלקחיים, אבל להשאיר את במלחוץ מקום על שני השלבים הבאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אוריינט האור, כך קנה הנשימה גלוי על ידי המנחה את מתכווננת proximally מרמת מקלעת השמש עד שהוא מגיע לרמה של הסמפונות mainstem. הערה: קנה הנשימה ניתן להבחין בקלות על ידי פעולה של הנשימה, WHIch גורם האור הנפלט להשתנות בעצמה. כאשר בצורה נכונה, מבנה זה יהיה להבחין במישור צירית כמו סיכה במיקום מרכזי של אור עם אור הסביבה מינימלי של חלל הפה עצמו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זווית המזרק כך שהוא עוקב אחר נתיב טבעי של קנה הנשימה, ולהפחית את קצה הצנתר 22-G, עם המזרק המצורף המכיל את אגל, ישר לתוך לומן. בועת PBS תתחיל לעלות ולרדת עם כל נשימה על שמה מוצלחת. הערה: פעולה זו עשויה להתעכב על ידי כמה שניות כתוצאת סדציה עמוקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להאכיל את הקטטר בתוך מ&quot;מ 5 נוסף. הסר את depressor לשון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Shift את המזרק ביד השנייה, מרתק הרכזת, להסיר בעדינות את המזרק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפקדה בין 30 ל 45 μl של BLM למרכז הפנים של רכזת קטטר, לצרף את המזרק השני ולחלק 300 μl של אוויר לרכזת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזר את השנימזרק עם המכיל את הבועה הראשונה של PBS. הבועה תמשיך לעלות ולרדת אם ההליך בוצע בהצלחה. </li></ol> טיפוח 3. פוסט-פרוצדורליים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את הקטטר ואת הקלטת, והמקום חי במקום חמים ויבש עד להכרתו - בדרך כלל בתוך כמה דקות. </li></ol>

<ol>
	<li>Hyde, D. M., Hamid, Q., Irvin, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomy,+pathology,+and+physiology+of+the+tracheobronchial+tree:+emphasis+on+the+distal+airways.">Anatomy, pathology, and physiology of the tracheobronchial tree: emphasis on the distal airways.</a> J Allergy Clin Immunol. 124, S72-S77 (2009).</li><li>Rosenthal, N., Brown, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mouse+ascending:+perspectives+for+human-disease+models.">The mouse ascending: perspectives for human-disease models.</a> Nat Cell Biol. 9, 993-999 (2007).</li><li>Peters, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mouse+as+a+model+for+human+biology:+a+resource+guide+for+complex+trait+analysis.">The mouse as a model for human biology: a resource guide for complex trait analysis.</a> Nat Rev Genet. 8, 58-69 (2007).</li><li>Baron, R. M., Choi, A. J., Owen, C. A., Choi, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetically+manipulated+mouse+models+of+lung+disease:+potential+and+pitfalls.">Genetically manipulated mouse models of lung disease: potential and pitfalls.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 485-497 (2012).</li><li>Sharma, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+respiratory+distress+syndrome.">Acute respiratory distress syndrome.</a> BMJ Clin Evid. 2010, (2010).</li><li>Saguil, A., Fargo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+respiratory+distress+syndrome:+diagnosis+and+management.">Acute respiratory distress syndrome: diagnosis and management.</a> Am Fam Physician. 85, 352-358 (2012).</li><li>Wilson, M. S., Wynn, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+fibrosis:+pathogenesis,+etiology+and+regulation.">Pulmonary fibrosis: pathogenesis, etiology and regulation.</a> Mucosal Immunol. 2, 103-121 (2009).</li><li>Wuyts, W. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+pathogenesis+of+pulmonary+fibrosis:+a+moving+target.">The pathogenesis of pulmonary fibrosis: a moving target.</a> Eur Respir J. 41, 1207-1218 (2013).</li><li>Mouratis, M. A., Aidinis, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+pulmonary+fibrosis+with+bleomycin.">Modeling pulmonary fibrosis with bleomycin.</a> Curr Opin Pulm Med. 17, 355-361 (2011).</li><li>Moeller, A., Ask, K., Warburton, D., Gauldie, J., Kolb, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+bleomycin+animal+model:+a+useful+tool+to+investigate+treatment+options+for+idiopathic+pulmonary+fibrosis?.">The bleomycin animal model: a useful tool to investigate treatment options for idiopathic pulmonary fibrosis?.</a> Int J Biochem Cell Biol. 40, 362-382 (2008).</li><li>Myll&#228;rniemi, M., Kaarteenaho, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacological+treatment+of+idiopathic+pulmonary+fibrosis+-+preclinical+and+clinical+studies+of+pirfenidone,+nintedanib,+and+N-acetylcysteine.">Pharmacological treatment of idiopathic pulmonary fibrosis - preclinical and clinical studies of pirfenidone, nintedanib, and N-acetylcysteine.</a> European Clinical Respiratory Journal. 2, (2015).</li><li>Reinert, T., Baldotto, C. S. d. R., Nunes, F. A. P., Scheliga, A. A. d. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bleomycin-Induced+Lung+Injury.">Bleomycin-Induced Lung Injury.</a> Journal of Cancer Research. 2013, 1-9 (2013).</li><li>Lakatos, H. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oropharyngeal+aspiration+of+a+silica+suspension+produces+a+superior+model+of+silicosis+in+the+mouse+when+compared+to+intratracheal+instillation.">Oropharyngeal aspiration of a silica suspension produces a superior model of silicosis in the mouse when compared to intratracheal instillation.</a> Exp Lung Res. 32, 181-199 (2006).</li><li>Helms, M. N., Torres-Gonzalez, E., Goodson, P., Rojas, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+tracheal+instillation+of+solutes+into+mouse+lung.">Direct tracheal instillation of solutes into mouse lung.</a> J Vis Exp. , (2010).</li><li>Osier, M., Oberdorster, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intratracheal+inhalation+vs+intratracheal+instillation:+differences+in+particle+effects.">Intratracheal inhalation vs intratracheal instillation: differences in particle effects.</a> Fundam Appl Toxicol. 40, 220-227 (1997).</li><li>Driscoll, K. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intratracheal+instillation+as+an+exposure+technique+for+the+evaluation+of+respiratory+tract+toxicity:+Uses+and+Limitations.">Intratracheal instillation as an exposure technique for the evaluation of respiratory tract toxicity: Uses and Limitations.</a> Toxicol Sci. 55, 24-35 (2000).</li><li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J Appl Physiol (1985). 106, 984-987 (1985).</li><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Lab Anim. 41, 128-135 (2007).</li><li>Cai, Y., Kimura, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+intratracheal+intubation+to+study+the+pathology+and+physiology+of+mouse+lung.">Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung.</a> J Vis Exp. , e50601 (2013).</li><li>Starcher, B., WIlliams, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+for+intratracheal+instillation+of+endotoxin+into+the+lungs+of+mice.">A method for intratracheal instillation of endotoxin into the lungs of mice.</a> Lab Anim. 23, 234-240 (1989).</li><li>Daubeuf, F., Frossard, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Performing+bronchoalveolar+lavage+in+the+mouse.">Performing bronchoalveolar lavage in the mouse.</a> Curr Protoc Mouse Biol. 2, 167-175 (2012).</li><li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Severe+lung+fibrosis+requires+an+invasive+fibroblast+phenotype+regulated+by+hyaluronan+and+CD44.">Severe lung fibrosis requires an invasive fibroblast phenotype regulated by hyaluronan and CD44.</a> J Exp Med. 208, 1459-1471 (2011).</li><li>Grazioli, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CYR61+(CCN1)+overexpression+induces+lung+injury+in+mice.">CYR61 (CCN1) overexpression induces lung injury in mice.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 308, L759-L765 (2015).</li><li>Redente, E. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tumor+necrosis+factor-alpha+accelerates+the+resolution+of+established+pulmonary+fibrosis+in+mice+by+targeting+profibrotic+lung+macrophages.">Tumor necrosis factor-alpha accelerates the resolution of established pulmonary fibrosis in mice by targeting profibrotic lung macrophages.</a> Am J Respir Cell Mol Biol. 50, 825-837 (2014).</li><li>Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intubation-mediated+intratracheal+(IMIT)+instillation:+a+noninvasive,+lung-specific+delivery+system.">Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system.</a> J Vis Exp. , e52261 (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

במקרים שבהם aerosolization אינו מעשי בשל זמינות מגיב מוגבלת, בטיחות, או עלות, ממשל קנה נשימה ישירה הוא השיטה מעולה למסירה של סוכני אקסוגניים לריאות 16 החדרת Transtracheal כבר בשימוש נרחב כדי להשיג את זה.; עם זאת, כמו עם כל התערבות כירורגית, הוא גם נושא עמו פוטנציאל מסיבוכים שנגרמו בשל ההליך עצמו, ולאו דווקא הסוכן להיות החדירו. 13 מסיבות אלה, זה הפך להיות נפוץ יותר ויותר לניהול חומר ישירות לתוך קנה הנשימה באמצעות אינטובציה 16,17,18,19,20. עם זאת, שיטות אלה גם סובלים ממגבלות, כוללים זמני התאוששות מורחבים עקב שימוש של תרופות הרגעה חזקות כמו קטמין / xylazine, אי ודאות לגבי המיקום של הקטטר (כלומר., אל ושט ולא קנו נשימה), מניפולציה מיותרת של רקמות בעולם חלל הפה, ואת העלות הכרוכהעם רכישת מכשירים מיוחדים כגון אוטוסקופים / לרינגוסקופ. לאחר שהוקמה, שהגישה המתוארת כאן מספק מספר יתרונות משמעותיים על פני פרוטוקולים אינטובציה אחרים. ראשית, שימוש isoflurane מאפשר הפחתה של הזמן הכולל שהושקע לכל עכבר. זה נובע בעיקר הזמן המופחת צורך בו חיות יכלו להכרתו הבאה הרגעת isoflurane לעומת חומרים מפוקחים כמו קטמין (כ -5 דקים &#39;מול לפעמים יותר מ -3 שעות). 14 בנוסף, spirometer המאולתר מבטיח ביטחון של הצלחה בכך שהוא מאפשר לחוקר כדי להמחיש את בועת PBS נדנוד, דבר שמצביע על מיקום נכון של החומר שניתן הן לפני ואחרי ההחדרה. לבסוף, על ידי ניצול מקור אור חיצוני במקום חוט otoscope או לרינגוסקופ ומדריך מגושם, החוקר הוא מסוגל להפחית את כמות הציוד בידיהם, תוך שיפור o לדעתם בו זמניתf חלל הפה והפחתת סיכוייהם של פגיעה ברקמות הרכות סביב קנה הנשימה. חששות ספציפיים הקשורים בפרוטוקול זה הם מעטים, אבל רציני. לדוגמא, בעוד ששימוש isoflurane ניתן לצמצם את הזמן הקשורות אינדוקציה והתאוששות ההרגעה, זה גם דורש תצפית הנמרצת של מדינת ההרגעה של חיה. אי להסיר את החיה מן חדר isoflurane מבעוד מועד יכול לגרום למוות, במיוחד כבר חי מחל התערבות קודמת. לעומת זאת, מינון isoflurane מספיק ושעות פרוצדורליים מורחבות יכולים לגרום לחיה להכרתו במהלך ההליך עצמו, אשר יכול גם לגרום לפציעה. לכן, קיים הכרח הן עבור בטיחות הסוס ואת היושרה של הניסוי כי בעל החיים יוחזר לתא isoflurane עם הסימן הראשון של תודעה. מאז זה יכול להיות נפוץ כאשר לומד שיטה זו, מומלץ כיחוקרים מנוסים לאשר בניהול מוצלח של כל חיה לפני ההרדמה הבאה. בנוסף, החוקרים מתקשים יכול גם לבחור להאריך את החשיפה isoflurane כדי להאריך את משך הזמן הפרוצידורליים, ובלבד שהם לעקוב מקרוב אחר בעלי חיים moribundity. חשש נוסף של שיטה זו הוא כי הנזק הקשורים טיפול. זה עשוי במיוחד במהלך שלושה שלבים: בעת הסרת הלשון מהפה, כאשר החדרת קטטר, וכאשר פירוק מזרקים מהרכזת לאחר הטיפול. מיקום קטטר הוא ללא ספק הכי המסוכן של השלבים הבאים. חשוב לציין, את הקטטר לא צריך להיכנס חלל הפה עד שהנוף קנה הנשימה הוא אידיאלי. אם קנה הנשימה לא ניתן להביא אל תוך שדה הראייה באמצעות מניפולציה של אחד מקור האור או במלחוץ, החוקר צריך לשחרר את הלשון ולנסות לבצע את ההליך. מניפולציה של הרקמות הרכות סביב i קנה הנשימהזה לא נחוץ או מומלץ. עם זאת, לאחר קטטר הושם כראוי, הטיפול צריך גם לנקוט כדי לשמור על הרכזת מלהתקדם רחוק מדי לתוך קנה הנשימה ניקוב הסמפונות העיקרי-גזע. זה יכול להימנע בדרך כלל על ידי הבטחה כי קטטר מחובר רק באופן רופף על חבית המזרק, ועל ידי מרענן לעומת המכיל את הקטטר נגד הלוח פרוצדורליים כך שהוא נשאר סטטי. ניואנסים אלה, יחד עם הצורך עתוי ודיוק, מדגישים את החשיבות של הכנה ותרגול לשכלל הליך זה. אף על פי כן, עם אימון זה צריך להיות אפשרי עבור חוקר טירון לטיפול 20 או יותר בעלי חיים במשך שעה, ועבור חוקרים מנוסים כדי להשלים כפליים או יותר. העקביות הנחילה ידי בתצהיר קנה הנשימה ישירה הפכה אותה המסלול המועדף של הממשל בשנים האחרונות. למעשה, בשיטות דומות כבר דווחו עבור מספר רב של זוג מפורדריאל בדרך זו 19,25. עקבי עם פרוטוקולים כגון, מסירת בליאומיצין באופן המתואר כאן הביאה לתגובה fibrotic חזק בשתי הריאות, ובכל אונות, דבר המצביע על רמה דומה של עומק ואחידות הפצה. על בסיס זה, סביר להניח כי פרוטוקול זה מספק יתרונות ניסיוני דומה עבור מגוון של חומרים אחרים המסתמכים על קשר לתווך והשפעותיהם (למשל., פרמצבטיקה, נוגדנים, סוכנים בקטריאלי, וכן במערכות שינוי חלבון vivo כגון וקטורים lentiviral) , וכי, כמו בליאומיצין, היא תאפשר ניסויים כאלה גם להתנהל בביטחון, הוצאה קטנה, וטיפול שלאחר ניתוח מינימאלי.

למרות כמה הבדלים אנטומיים ופיסיולוגיים, 1 מודלים בעכברים להמשיך להיות יקר למידול ביולוגיה אנושית בהיווצרות מחלה. 2 מבחינה בעלי, עכברים קלים לטפל, יש זמן רבייה נמוך, אורך חיים מואץ, והם זולים יחסית לבית. עם התפתחות זנים ואסטרטגיות גנטיים שונים (למשל., ביטולי דפיקה על תנאי, עכברי כתב, גישות התחקות שושלת, וכו &#39;), כמו גם המגוון הרחב של חומרים כימיים זמין (למשל., נוגדנים, חלבונים רקומביננטיים, מעכבים, וכו &#39;), עכברים הפכו אורגניזם חוליות מודל חיוני לחשוף תהליכים הומאוסטזיס ומחלות של בני אדם. 3 עכברים כבר בעל ערך במיוחד עבור לחקור את תנאי ריאתי, כולל פגיעה ריאות חריפה (ALI) ופיברוזיס ריאתי. 4 עלי בבני אדם יכול להיגרם על ידי טראומה, פציעה, או אלח דם ומאופיין אפיתלדליפת האנדותל (כלומר., בצקת), דלקת, סיסטיק המתהווה. בחולים רבים, עליי מתקדם הצורה החמורה שלה, תסמונת מצוקה נשימתית החריפה (ARDS), עלולה לגרום סיסטיק ותמותה עקב אי ספיקה נשימתית. 5,6 פיברוזיס ריאתי הוא פתולוגיה פרוגרסיבי, קטלנית המאופיינת בתצהיר העודף של תאי מטריקס , בעיקר סוג I קולגן, שמוביל את תפקוד ריאות לקויות. 7,8 מנהל בליאומיצין (BLM) הוא מודל הנפוץ ביותר והטוב ביותר מאופיין גרימת ALI סיסטיק בחיות מעבדה. 9 למרות פיברוזיס ריאתי נגרמת BLM במכרסמים עושה לא לשחזר באופן מלא פנוטיפים fibrotic האדם, 10 מחקרי עכבר עם המודל הזה הובילו לגילוי של גורמים רבים חשובים המשפיע על ההופעה וההתקדמות של המחלה. 11 בעוד המנגנון המדויק (ים) מאחורי fibrogenesis הנגרמת BLM אינם ידועים, הפגיעה ייזוםהוא חשב לנבוע הפסקות גדיל DNA קשר תלויי לתאי האפיתל המצפים את דרכי הנשימה alveoli ניצוח, ובפרט, סוג 1 pneumocytes. 12 הצורך במגע ישיר בין BLM ואת אפיתל ריאתי מדגיש את החשיבות של מסלול משלוח חזקים גם, וחששות אלה רלוונטיים למגוון רחב של טיפולים הממוקדים אל דרך נשימת דיסטלי, כולל חלבונים רקומביננטיים, נוגדנים, siRNA, וירוס, חיידקים, חלקיקים, ועוד. שאיפת לוע תחתונה (OPA) כבר בשימוש נרחב למטרה זו 13, אבל רב סרן חסרון של OPA הוא אותו חלק חלק הסוכן נמסר עלול להיבלע לתוך מערכת העיכול, ולכן היא מובילה חוסר דיוק במינון המנוהל. גישה נוספת נפוצה היא החדרת transtracheal, שכרוכה הנשמה בהרדמה חזקה כדי לחשוף את הקנה הנשימה ההחדרה של סוכן ישירות לדרכי נשימה. 14 עם זאת, לא רק רשאית כזההליך להיות רצוי בשל invasivity שלה, אבל זה גם גוזל זמן דורש קצת הוגן של אימונים, וגורם לפגיעה חזקה אל דרך הנשימה. 15,16 פרוטוקולים פותחו מספר שקשור לניהול הישיר של הסוכנים לתוך קנה נשימה ללא צורך בהתערבות כירורגית, 16,17,18,19,20 אך שיטות אלו כוללות זמני התאוששות מורחבות הנגרמת על ידי הרדמה חזקה, השימוש בציוד יקר (כלומר., otoscope / לרינגוסקופ, לוחות הליך זמינים מסחרי, סיבים אופטיים חוטים, וכו &#39;), עודף של מניפולציה של חלל הפה, ואי ודאות לגבי המינון. מאמר זה מתאר שיטה קלה יחסית של הממשל באמצעות אינטובציה המאפשר חוקר במהירות, ובזול, ולטעת מגיב באופן מהימן לתוך הריאות בעכברים עם סיכון מוגבל של נזק שיורי אל הרקמות הסובבות.

<table><tbody><tr><td>Bleomycin For Injection, 30 units/vial</td><td>APP Pharmaceuticals, LLC</td><td>103720</td><td>For best results, BLM should be suspended in PBS, aliquoted, and stored as single use lyophilzed aliquots</td></tr><tr><td>Blunt End Forceps</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tongue Depressor (i.e. bent Valleylab Blade Electrode, 2.4&quot;)&amp;nbsp;</td><td>Covidien</td><td>E1551G</td><td>Before use, create a 45 degree bend 1.5 cm&amp;nbsp; from the blade tip. A suitable depressor can also be created from any metal implement of similar dimensions.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Exel Safelet Catheter 22G X 1&quot;</td><td>Exel International</td><td>26746</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Slip-tip Disposable Tuberculin Syringe (200/sp, 1600/ca)</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>0.2 ml Pipettor and Filter Tips</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fiber-Lite Illuminator. Model 181-1: Model 180 mated with Standard Dual Gooseneck illuminator</td><td>Dolan Jenner Industries, Inc.</td><td>181-1</td><td>Lower output LED illuminators are not recommended as they fail to suficiently illuminate the trachea.</td></tr><tr><td>Intubation Board</td><td></td><td></td><td>See Diagram 1.</td></tr><tr><td>Colored Label Tape: 0.5&amp;nbsp;in. Wide</td><td>Fisherbrand</td><td>15-901-15A</td><td></td></tr><tr><td>Oxygen&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Phosphate-Buffered Saline, 1X</td><td>Corning</td><td>21-040-CV</td><td>Product should be sterile</td></tr><tr><td>Non-Sterile Silk Black Braided Suture Spool, 91.4 m, Size 4-0</td><td>Harvard Apparatus</td><td>517698</td><td></td></tr><tr><td>Table Top Anesthesia Machine Isoflurane</td><td>Highland Medical Equipment</td><td></td><td>http://www.highlandmedical.net/</td></tr><tr><td>Slide Top Induction Mouse Isoflurane Chamber</td><td>MIP / Anesthesia Technologies</td><td>AS-01-0530-SM</td><td></td></tr><tr><td>FORANE (isoflurane, USP) Liquid For Inhalation 100 mL&amp;nbsp;</td><td>Baxter</td><td>1001936040</td><td></td></tr><tr><td>&amp;nbsp;Nanozoomer Digital Pathology system</td><td>Hamamatsu</td><td></td><td></td></tr><tr><td>IgM ELISA Quantification Kit&amp;nbsp;</td><td>Bethyl Laboratories</td><td>E90-101</td><td></td></tr></tbody></table>

an improved method for rapid intubation of the trachea in mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

<html> עכברים מחוברים לצינור נוטר יומיים לירידה במשקל ומצוקה, והקריבו 4, 10 או 17 ימים לאחר מכן באמצעות זריקת intraperitoneal של 2.5% 2,2,2- tribromoethanol. ברונכואלוואולרית שטיפה (BAL) נאספה שלוש שוטף של PBS כמתואר במקום אחר 21 , ואת הריאה הימנית נקבע בפורמלין 10%, פרפין מוטבע, מוכתם Trichrome של מייסון ידי אוניברסיטת היסטולוגיה וושינגטון והדמיה Core 22. עולה בקנה אחד עם המידע שהוקם, עכברים שטופלו BLM חוו ירידה במשקל שיא בין ימים 7 ו -10 שלאחר החשיפה 23 (איור 2 א). בנוסף, רמות גבוהות של IgM ב BAL מעכברים BLM שטופלו הקריב הפגינו עלייה משמעותית, תלוי זמן בחדירות ריאות, מעיד על אפיתל ו / או תפקוד לקוי של האנדותל המחסום (איור 2 ב). <html> = &quot;jove_content&quot; FO: keep-together.within-page = &quot;1&quot;&gt; התגובה fibrogenic נמדדה באמצעות כתם trichrome של מייסון - סמן ומבוססת של תוכן קולגן הכולל 24. ריאות עכבר הוכתמו, ואת השטח הכולל ממוצע של trichrome מכתים לכל סעיף ריאה ימנית היו לכמת (איור 3 א). סעיפים נציג להראות ועיבוי טיפול תלוי וכתוצאה מכך של interstitium ריאתי ועליות בנגעים פיברוטית (איור 3 ב). <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/53771/53771fig1.jpg" /> איור 1. פרמטרים כלליים להפקת לוח הליך עבודה. האורכים שהוצגו מצביעים על הממד המשוער הכרחי ליצירת מנגנון הליך עבודה. בניסויים אלה, מתכת אלומיניום סטנדרטי נחתך המידות הנכונות, אז מחוזק עם סוגר &quot;T&quot;.&quot;Target =&quot; ftp_upload / 53,771 / 53771fig1large.jpg _ blank &quot;&gt; לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו. <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/53771/53771fig2.jpg" /> איור 2. ירידה במשקל וחוסר תפקוד מחסום לאחר נטילה של בליאומיצין. עכברים נוהלו 2.0 U / kg של BLM או נפח שווה של PBS. (א) ירידה במשקל מבוטא כאחוז של יום 0 המשקל (BLM: n = 21; PBS: 5). (ב) עכברים הוקרבו על 4 או 10 ימים לאחר חשיפה, וחלבון IgM ב BAL מריאות שנקטפו נמדד באמצעות ELISA. (PBS: n = 5; יום 4: n = 3; יום 10: n = 5). הנתונים מוצגים כממוצע ± SEM. * P &lt;0.05 לעומת שליטת PBS. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53771/53771fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 3"src = &quot;/ files / ftp_upload / 53,771 / 53771fig3.jpg&quot; /&gt; איור 3. פיברוזיס ריאתי לאחר נטילה של בליאומיצין. (א) קולגן סה&quot;כ, לכמת כמו מכתים trichrome של שינוי לקפל הכולל מאסון מפיקוח WT. (ב) נציג תמונות של trichrome חלקי ריאות מוכתמים נלקחים בהגדלת 5x. שליטת PBS מורכבת חיות נלקחות בין 5 ל 14 ימים לאחר טיפול-PBS (PBS: n = 5; יום 10: n = 5; יום 17: n = 3). הנתונים מוצגים כממוצע ± SEM. * P &lt;0.05 לעומת שליטת PBS. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53771/53771fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a>

Watch this Scientific Journal Video about An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice at JoVE.com

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

שיטה משופרת עבור אינטובציה מהירה של קנה הנשימה של עכברים

מאמר זה מציג שיטה מהירה ופשוטה לניהול בליאומיצין ישירות לתוך קנה הנשימה העכבר באמצעות אינטובציה. יתרונות עיקריים של שיטה זו הם כי הוא מאוד לשחזור, קל לשלוט, ואינו דורשים ציוד מיוחד או פעמי החלמה ממושכות.

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

an-improved-method-for-rapid-intubation-of-the-trachea-in-mice

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

25.1K Views.  University of Washington.  מאמר זה מציג שיטה מהירה ופשוטה לניהול בליאומיצין ישירות לתוך קנה הנשימה העכבר באמצעות אינטובציה. יתרונות עיקריים של שיטה זו הם כי הוא מאוד לשחזור, קל לשלוט, ואינו דורשים ציוד מיוחד או פעמי החלמה ממושכות. 

Video: An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Pressure Controlled Ventilation to Induce Acute Lung Injury in Mice

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged mechanical ventilation, contributes to morbidity and mortality of critical illness, and studies on novel genetic or pharmacological targets are areas of intense investigation (1-3, 5, 8, 26, 30, 33-36). ALI is defined by the acute onset of the disease, which leads to non-cardiac pulmonary edema and subsequent impairment of pulmonary gas exchange (36). We have developed a murine model of ALI by using a pressure-controlled ventilation to induce ventilator-induced lung injury (2). For this purpose, C57BL/6 mice are anesthetized and a tracheotomy is performed followed by induction of ALI via mechanical ventilation. Mice are ventilated in a pressure-controlled setting with an inspiratory peak pressure of 45 mbar over 1 - 3 hours. As outcome parameters, pulmonary edema (wet-to-dry ratio), bronchoalveolar fluid albumin content, bronchoalveolar fluid and pulmonary tissue myeloperoxidase content and pulmonary gas exchange are assessed (2). Using this technique we could show that it sufficiently induces acute lung inflammation and can distinguish between different treatment groups or genotypes (1-3, 5). Therefore this technique may be helpful for researchers who pursue molecular mechanisms involved in ALI using a genetic approach in mice with gene-targeted deletion.

A murine model for ventilator induced lung injury is an important tool to study an acute lung injury in vivo. Here, we report an easy applicable in situ model for acute lung injury using high-pressure mechanical ventilation to induce acute failure of the lung.

לחץ אוורור מבוקר כדי לגרום פגיעה ריאות חריפה על עכברים

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged ...

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

Endotracheal אינטובציה בעכברים<em&gt; דרך</em&gt; ישיר laryngoscopy באמצעות אוטוסקופ

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

A simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or expensive animal. One of the reasons that this is not done more routinely is that it is relatively difficult, despite there being several published studies that describe ways to achieve it. In this paper we demonstrate a procedure that eliminates one of the major hurdles associated with this intubation, that of visualizing the trachea during the entire time of intubation. The approach uses a 0.5 mm fiberoptic light source that serves as an introducer to direct the intubation cannula into the mouse trachea. We show that it is possible to use this procedure to measure lung mechanics in individual mice over a time course of at least several weeks. The technique can be set up with relatively little expense and expertise, and it can be routinely accomplished with relatively little training. This should make it possible for any laboratory to routinely carry out this intubation, thereby allowing longitudinal studies in individual mice, thereby minimizing the number of mice needed and increasing the statistical power by using each mouse as its own control.

This paper describes a striaghforward and efficient method of intubating mice for pulmonary function measurements or pulmonary instillation, that allows the mice to recover and be studied at later times. The procedure involves an inexpensive fiberoptic light source that directly illuminates the trachea.

שיטה פשוטה של ​​אינטובציה ריאות המאוסות

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Noninvasive Intratracheal Intubation to Study the Pathology and Physiology of Mouse Lung

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. With the increasing availability of knockout and transgenic derivatives, together with a vast amount of genetic information, mice provide one of the best models to study the molecular mechanisms underlying the pathology and physiology of lung diseases. Inhalation, intranasal instillation, intratracheal instillation, and intratracheal intubation are the most widely used techniques by a number of investigators to administer materials of interest to mouse lungs. There are pros and cons for each technique depending on the goals of a study. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented. This technique was applied to administer bleomycin to mouse lungs as a model to study pulmonary fibrosis.

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented.

פולשנית Intratracheal אינטובציה ללמוד פתולוגיה והפיזיולוגיה של עכבר ריאות

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular ...

A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated procedures to obtain such measurements in the same animal are generally not feasible.  Here, we demonstrate protocols for obtaining from mice repeated measurements of AHR and bronchoalveolar lavage fluid samples.  Mice were challenged intranasally seven times over 14 days with a potent allergen or sham treated.  Prior to the initial challenge, and within 24 hours following each intranasal challenge, the same animals were anesthetized, orally intubated and mechanically ventilated.  AHR, assessed by comparing dose response curves of respiratory system resistance (RRS) induced by increasing intravenous doses of acetylcholine (Ach) chloride between sham and allergen-challenged animals, were determined.  Afterwards, and via the same intubation, the left lung was lavaged so that differential enumeration of airway cells could be performed.  These studies reveal that repeated measurements of AHR and BAL fluid collection are possible from the same animals and that maximal airway hyperresponsiveness and airway eosinophilia are achieved within 7-10 days of initiating allergen challenge.  This novel technique significantly reduces the number of mice required for longitudinal experimentation and is applicable to diverse rodent species, disease models and airway physiology instruments.  

Repeated measurements of rodent respiratory physiology and sampling of airway inflammatory cells are desirable, but generally not feasible. Here we describe a repeatable method for orally intubating mice that permits repeated measurements of airway hyperreactivity and sampling of airway inflammatory cells.

הפיך, לא פולשני שיטת ההתנגדות מדידות דרכי הנשימה ואת נוזל שטיפה ברונכואלוואולרית דגימה של עכברים

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated ...

Biology

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to perform a partial thoracotomy to visualize the transverse aortic arch. However, the surgical trauma caused by the thoracotomy in open-chest models changes the respiratory physiology as the ribs are dissected and left unattached after chest closure. To prevent this, we established a minimally invasive, closed chest approach via lateral thoracotomy. Herein we approach the aortic arch via the 2nd intercostal space without entering the chest cavities, leaving the mouse with a less traumatic injury to recover from. We perform this operation using standard laboratory settings for open chest TAC procedures with equal survival rates. Apart from maintaining physiological breathing patterns due to the closed chest approach, the mice seem to benefit by showing rapid recovery, as the less invasive technique appears to facilitate a fast healing process and to reduce immune response after trauma.

Here, we present a protocol of Transverse Aortic constriction (TAC) via a lateral thoracotomy. This technique is a minimally invasive, closed chest surgical procedure aiming to simulate pressure overload and heart failure in mice utilizing standard TAC laboratory settings.

דגם סגור-החזה לזירוז רוחבי. התרחבות אבי העורקים בעכברים

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR permits the experimental study of this specific process with continued alveolar ventilation, thereby avoiding the compounding injurious processes of hypoxia and atelectasis. In the clinical context, lung ischemia reperfusion injury (also known as lung IRI or LIRI) is caused by numerous processes, including but not limited to pulmonary embolism, resuscitated hemorrhagic trauma, and lung transplantation. There are currently limited effective treatment options for LIRI. Here, we present a reversible surgical model of lung IR involving first orotracheal intubation followed by unilateral left lung ischemia and reperfusion with preserved alveolar ventilation or gas exchange. Mice undergo a left thoracotomy, through which the left pulmonary artery is exposed, visualized, isolated, and compressed using a reversible slipknot. The surgical incision is then closed during the ischemic period, and the animal is awakened and extubated. With the mouse spontaneously breathing, reperfusion is established by releasing the slipknot around the pulmonary artery. This clinically relevant survival model permits the evaluation of lung IR injury, the resolution phase, downstream effects on lung function, as well as two-hit models involving experimental pneumonia. While technically challenging, this model can be mastered over the course of a few weeks to months with an eventual survival or success rate of 80%-90%.

A mouse surgical model to create left lung ischemia reperfusion (IR) injury while maintaining ventilation and avoiding hypoxia.

מודל עכברי של אינטובציה אורוטרכאלית וניתוח איסכמיה ריאה מונשמת

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR ...

Immunology and Infection

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the cerebellum. IO has long been proposed to be crucial for motor control and its activity is currently considered to be at the center of many hypotheses of both motor and cognitive functions of the cerebellum. While its physiology and function have been relatively well studied on single-cell level in vitro, presently there are no reports on the organization of the IO network activity in living animals. This is largely due to the extremely challenging anatomical location of the IO, making it difficult to subject to conventional fluorescent imaging methods, where an optic path must be created through the entire brain located dorsally to the region of interest.
Here we describe an alternative method for obtaining state-of-the-art -level calcium imaging data from the IO network. The method takes advantage of the extreme ventral location of the IO and involves a surgical procedure for inserting a gradient-refractive index (GRIN) lens through the neck viscera to come into contact with the ventral surface of the calcium sensor GCaMP6s-expressing IO in anesthetized mice. A representative calcium imaging recording is shown to demonstrate the feasibility to record IO neuron activity after the surgery. While this is a non-survival surgery and the recordings must be conducted under anesthesia, it avoids damage to life-critical brainstem nuclei and allows conducting large variety of experiments investigating spatiotemporal activity patterns and input integration in the IO. This procedure with modifications could be used for recordings in other, adjacent regions of the ventral brainstem.

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

We present a protocol to expose the brainstem of adult mouse from the ventral side. By using a gradient-refractive index lens with a miniature microscope, calcium imaging can be used to examine the activity of inferior olive neural somata in vivo.

אין ויוו הדמיית סידן בעכבר זית נחות

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the ...

Neuroscience

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

וחזר אורוקנה אל בעכברים

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

<meta charset="utf8"></head><body>פרוטוקול אינטובציה אנדוטרכאלית מבוסס טרכאוטומיה עבור מודלים של חולדות שאינן הישרדותיות

Endotracheal Intubation via Tracheotomy and Subsequent Thoracotomy in Rats for Non-Survival Applications

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that require controlled or high ventilation pressures or access to the thoracic cavity and organs. Conventional endoorotracheal intubation using the anatomically existing route through the mouth is well suited for survival experiments. However, this procedure poses some challenges, including generally higher levels of the required experience and technical skill, more advanced equipment, and greater time effort with relevant intubation failure rates and complications such as tracheal perforation, temporary systemic hypooxygenation, and relevant aerial leakage.
This manuscript, therefore, presents a detailed step-by-step protocol for endotracheal intubation through tracheotomy in non-survival rat models when guaranteed intubation success, constant oxygenation levels, high ventilation pressures, or open thoracotomy are required.
The protocol emphasizes the importance of meticulous surgical technique to ensure consistent and reliable outcomes, especially for researchers who are inexperienced or lack routine in the technique of endoorotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is, therefore, expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

<meta charset="utf8"></head><body>אינטובציה אנדוטרכאלית באמצעות טרכאוטומיה ולאחר מכן ניתוחי בית החזה בחולדות ליישומים שאינם הישרדותיים

Here we introduce a standardized procedure for endotracheal intubation via tracheotomy followed by thoracotomy in rats, aimed at enhancing the precision and reproducibility of non-survival applications requiring invasive ventilation and exposure of thoracic organs in in vivo rat models.

אינטובציה אנדוטרכאלית באמצעות טרכאוטומיה ולאחר מכן ניתוחי בית החזה בחולדות ליישומים שאינם הישרדותיים

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that ...

שיטה משופרת עבור אינטובציה מהירה של קנה הנשימה של עכברים

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

לחץ אוורור מבוקר כדי לגרום פגיעה ריאות חריפה על עכברים

Endotracheal אינטובציה בעכברים

שיטה פשוטה של אינטובציה ריאות המאוסות

פולשנית Intratracheal אינטובציה ללמוד פתולוגיה והפיזיולוגיה של עכבר ריאות

הפיך, לא פולשני שיטת ההתנגדות מדידות דרכי הנשימה ואת נוזל שטיפה ברונכואלוואולרית דגימה של עכברים

דגם סגור-החזה לזירוז רוחבי. התרחבות אבי העורקים בעכברים

מודל עכברי של אינטובציה אורוטרכאלית וניתוח איסכמיה ריאה מונשמת

אין ויוו הדמיית סידן בעכבר זית נחות

וחזר אורוקנה אל בעכברים

אינטובציה אנדוטרכאלית באמצעות טרכאוטומיה ולאחר מכן ניתוחי בית החזה בחולדות ליישומים שאינם הישרדותיים

שיטה משופרת עבור אינטובציה מהירה של קנה הנשימה של עכברים

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

לחץ אוורור מבוקר כדי לגרום פגיעה ריאות חריפה על עכברים

Endotracheal אינטובציה בעכברים

שיטה פשוטה של ​​אינטובציה ריאות המאוסות

פולשנית Intratracheal אינטובציה ללמוד פתולוגיה והפיזיולוגיה של עכבר ריאות

הפיך, לא פולשני שיטת ההתנגדות מדידות דרכי הנשימה ואת נוזל שטיפה ברונכואלוואולרית דגימה של עכברים

דגם סגור-החזה לזירוז רוחבי. התרחבות אבי העורקים בעכברים

מודל עכברי של אינטובציה אורוטרכאלית וניתוח איסכמיה ריאה מונשמת

אין ויוו הדמיית סידן בעכבר זית נחות

וחזר אורוקנה אל בעכברים

אינטובציה אנדוטרכאלית באמצעות טרכאוטומיה ולאחר מכן ניתוחי בית החזה בחולדות ליישומים שאינם הישרדותיים

שיטה פשוטה של אינטובציה ריאות המאוסות