Esta investigación fue financiada en parte por una gran subvención de la Facultad del Consejo Asesor de Investigación de la Universidad de Connecticut a M. Rubega. K. Burgio fue apoyado en la subvención de la Fundación Nacional de Ciencias NRT-IGE #1545458 a M. Rubega. El manuscrito fue mejorado significativamente por la retroalimentación reflexiva de dos revisores anónimos.

Este trabajo no implicó ningún trabajo con animales vivos y, por lo tanto, estuvo exento de la revisión del cuidado de los animales.
1. Configuración y materiales (Figura 1)
<ol><li>Si no se dispone de pieles planas de la especie de interés, utilice el protocolo29 de Spaw para crear pieles a partir de especímenes frescos o congelados. Prepara las plumas en una posición limpia y natural y sécala para obtener un peso constante antes de proceder con las mediciones.</li>
	<li>Configure un baño de agua caliente a temperatura constante. NOTA: Esta configuración es bastante alta, por lo que es más fácil colocar el baño de agua caliente en el suelo.</li>
	<li>Coloque una lámina de vidrio acrílico transparente(Tabla de Materiales)sobre la superficie del baño de agua caliente a temperatura constante. El vidrio permite la transmisión del calor a la parte inferior de la piel sin humedecer la muestra. NOTA: Este estudio piloto utilizó una lámina de vidrio acrílico (0.125 de espesor). El espesor del vidrio no afectará la emisividad30 del material (siempre será 0.86), pero afectará la temperatura absoluta en la superficie del vidrio (esdecir, el vidrio más grueso resultará en una temperatura más baja). Por lo tanto, todas las mediciones deben tomarse utilizando una lámina de vidrio acrílico del mismo grosor.</li>
	<li>Coloque un trozo de tablero de núcleo de espuma (1 de espesor) con un orificio circular (0,5 de diámetro) sobre el vidrio acrílico. NOTA: El tamaño del ave debe guiar el tamaño del agujero y, por lo tanto, el tamaño del plumaje ininterrumpido que recibe calor de la fuente. Aquí, se utiliza un orificio de 0,5 de diámetro, porque este tamaño es lo suficientemente grande como para lograr una transmisión de calor suficiente al espécimen, sin dejar de ser lo suficientemente pequeño como para centrar el calor debajo de los tractos de plumas de pecho (de todas las aves excepto las más pequeñas). Independientemente del tamaño de la abertura térmica, para obtener un valor comparable y replicable para cada ave, asegúrese de realizar mediciones con orificios del mismo tamaño.</li>
	<li>Conecte una cámara térmica a un trípode directamente encima de la configuración a la distancia mínima de enfoque de la cámara. NOTA: Aquí se utiliza una cámara térmica FLIR SC655 (resolución de 680 px x 480 px, ±2 °C o ±2% de precisión de lectura, distancia mínima de enfoque de 40 cm). Otras cámaras pueden diferir en grado de resolución.</li>
	<li>Calibre la cámara introduciendo lo siguiente en el software de la cámara térmica:<ol>
<li>Encuentre la temperatura reflejada colocando papel de aluminio (lado brillante hacia arriba) sobre la espuma con el valor de emisividad establecido en 1.0 en el software de calibración de la cámara. Tome una imagen térmica. La temperatura en la superficie del papel de aluminio es la temperatura reflejada, que debe ser similar a la temperatura ambiente de la habitación.</li>
		<li>Establezca el valor de emisividad31 en 0,95. NOTA: 1) La emisividad es la cantidad relativa de calor que un objeto emite32 y varía de 0 a 1. Un objeto con un alto valor de emisividad emite una gran cantidad de calor, mientras que un objeto con un valor de emisividad bajo irradia poco calor32. Este valor representa la emisividad de las plumas. 2) Este valor (0,95) está en disputa. Cossins y Bowler afirmaron que las plumas tienen un valor de emisividad entre 0,90 y 0,95, pero no incluyeron evidencia31. Hammel reportó un valor de 0.98, pero obtuvo este valor de un espécimen congelado, por lo que puede no ser exacto33. A pesar de la falta de evidencia, la emisividad de 0,95 es el valor más utilizado en la literatura de cámaras térmicas (como lo demuestran Cossins y Bowler31).</li>
		<li>Asegúrese de que la temperatura ambiente y la humedad en la habitación sean constantes. Estos valores deben medirse antes de cada medición y actualizarse en el software de calibración de la cámara. La temperatura y la humedad de todas las habitaciones interiores fluctuarán un poco, por lo que registrar estos valores y actualizarlos en el software reduce el error de medición. NOTA: Aquí se utiliza el software FLIR ResearchIR Max. Este software no guarda datos para todas las imágenes, por lo que es crucial registrar todos estos valores para cada imagen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Realización de mediciones
<ol><li>Ajuste el baño de agua caliente a temperatura constante a una temperatura objetivo (40 ° C es un proxy de la temperatura media del núcleo interno de la mayoría de las aves paseriformes)34. NOTA: Si se trabaja con una especie cuya temperatura central en reposo es más alta (por ejemplo, colibríes34)o más baja (por ejemplo, pingüinos34 o ratitas34,35),puede ser apropiado ajustar el baño de agua caliente en consecuencia. La Figura 3 muestra la relación entre la temperatura del baño de agua caliente y la temperatura en la superficie del vidrio acrílico (por ejemplo, la temperatura real de la fuente de calor a la que está expuesta la piel plana).<ol>
<li>Los resultados obtenidos de este protocolo (ver Figura 5)sugieren que la obtención de mediciones a través de un rango de temperaturas también es informativa de las diferencias de rendimiento térmico. Para lograr esto, siga el protocolo utilizando incrementos de 5 ° C de 30 a 55 ° C.</li>
	</ol></li>
	<li>En el software de la cámara térmica, dibuje un círculo / elipse sobre el orificio en la espuma donde se escapa el calor. Esto permite visualizar esta área al colocar la piel sobre la espuma para garantizar que se mida el área correcta en la piel plana.</li>
	<li>Coloque la muestra de piel plana en la espuma con el área de interés sobre el agujero. NOTA: Aquí, se mide la región del vientre de cada ave, ya que no está obstruida por otras partes del cuerpo como el ala y está lo suficientemente ubicada en el centro como para no estar sujeta a efectos de borde. La colocación de la piel sobre el orificio de calor variará según la pregunta experimental. En general, se recomienda la colocación directamente sobre un tracto de plumas, y lo más lejos posible del borde de la piel. Asegúrese de no aplanar o desordenar las plumas al colocar la piel. Si es necesario, adéntralos en una posición natural una vez que se coloque la piel.</li>
	<li>Espere 15 minutos para permitir que la piel se aclimate a la fuente de calor. Si las mediciones se realizan demasiado pronto, el valor de temperatura en la superficie de la capa de plumas será demasiado bajo. Aquí, la transmisión de temperatura a través de la piel y las plumas se estabilizó a los 15 minutos, por lo que esperar más de 15 minutos no producirá un resultado artificialmente alto.</li>
	<li>Tomar una imagen térmica de la piel plana.<ol>
<li>Establezca el valor de emisividad31 en 0,95 antes de tomar la imagen térmica.</li>
	</ol></li>
	<li>Retire la piel de la espuma e inmediatamente tome una imagen térmica de la configuración sin la piel plana de la espuma. Esto cuantifica la temperatura en la superficie del vidrio acrílico y calibra el área de la fuente de calor con el área de medición en la piel plana.<ol>
<li>Aquí, la emisividad del vidrio acrílico utilizado30 es de 0.86. Asegúrese de grabar esto en el software de la cámara térmica antes de tomar la foto sin la piel. NOTA: La temperatura mostrada por el baño de agua caliente no es necesariamente la temperatura en la superficie del vidrio acrílico (Figura 3), ya que su conductancia térmica no es perfecta. El uso de la temperatura del vidrio reduce los errores en la estimación de qué tan caliente está la parte inferior de la piel y, por lo tanto, es una estimación combinada de cuánto calor se pierde a través de la piel y las plumas.</li>
	</ol></li>
	<li>Coloque la piel de nuevo sobre la espuma en la misma posición. Repita los pasos 2.5 a 2.6 para un total de cinco ensayos.<ol>
<li>Para colocar la piel de la muestra correctamente, toque suavemente las plumas en el área de medición objetivo con la punta de un dedo, luego retire el dedo y vea la imagen térmica. El calor residual del dedo permanecerá visible en la imagen térmica brevemente. Verifique que el área de muestreo esté dentro del círculo visible dibujado en el software, que representa el área de calor que irradia a través de la piel desde el baño de agua caliente. Si no es así, mueva la piel hasta que esté. Este proceso se ilustra en la Figura 2. NOTA: Si bien las pieles frescas (cuando están disponibles) pueden representar el rendimiento térmico natural de la piel en un ave viva más de cerca, el uso de pieles secas para estas mediciones permite resultados comparables y repetibles en un grupo mucho más grande de especímenes. Por lo tanto, todas las mediciones deben tomarse utilizando pieles secas a peso constante, o tanto en la piel fresca como seca de los especímenes.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Recopilación de datos a partir de imágenes térmicas
<ol><li>Cada medición consta de dos imágenes térmicas: una de la piel plana y otra del vidrio acrílico. Primero, abra la imagen del vidrio acrílico. Alinee el círculo dibujado en el software con el orificio en la espuma visible en la imagen. Registre el valor de temperatura en el centro del círculo. NOTA: Para obtener más detalles sobre la extracción de datos de imágenes térmicas, consulte Senior et al.36.<ol>
<li>Asegúrese de calibrar la cámara con los valores adecuados. Establezca la emisividadde 30 a 0.86 y configure la temperatura ambiente y la humedad para que coincidan con las condiciones actuales en el laboratorio, antes de registrar el valor de la temperatura.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Abra la imagen térmica de la piel plana. Sin mover el círculo, registre el valor de temperatura en el centro del círculo. NOTA: Debido a que el círculo no está registrado en la imagen, es importante calibrar la colocación del círculo con la imagen del vidrio acrílico tomada en la sección 2.6.<ol>
<li>Asegúrese de calibrar la cámara con los valores adecuados. Establezca la emisividadde 31 a 0.95 y asegúrese de establecer la temperatura ambiente y la humedad a las condiciones actuales en el laboratorio, antes de registrar el valor de temperatura.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Repita los pasos 3.1 a 3.2 para todas las mediciones de todos los especímenes.</li>
</ol>4. Cálculo del rendimiento térmico
<ol><li>Reste la temperatura de la superficie de la capa de plumas de la temperatura del vidrio acrílico. Este valor representa el calor retenido por el pelaje de plumas.</li>
</ol>

<ol>
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Los autores no tienen nada que revelar.

Este documento proporciona un protocolo para mediciones de imágenes térmicas repetibles y estandarizadas de especímenes de piel plana aviar. Este método permite comparar el rendimiento térmico de la capa de plumas entre especies, dentro de las especies, entre individuos comparables y en diferentes lugares de los cuerpos de los individuos, todo sin destrucción del espécimen.
La disponibilidad de materiales y equipos necesarios puede ser una limitación de este método. Aunque las cámaras térmicas se están volviendo rápidamente más accesibles y asequibles, las cámaras térmicas de grado de investigación todavía cuestan decenas de miles de dólares37. Sin embargo, las cámaras térmicas se pueden utilizar para muchas aplicaciones prácticas en biología. McCaffery aboga por el uso de cámaras térmicas para investigar cuestiones ecológicas28. Las cámaras térmicas son especialmente útiles para recopilar datos sobre organismos de vida libre en el campo porque son herramientas de larga distancia y no invasivas. El método aquí presentado hace posible la integración de estudios de campo y laboratorio con mediciones en las mismas unidades, realizadas por el mismo equipo.
El uso de software de cámara térmica distinto del utilizado aquí puede requerir modificaciones a este protocolo, pero dichos cambios solo afectarán a la etapa de configuración (sección 1). Los estudios de aves más pequeñas o ciertas preguntas sobre especies más grandes de aves pueden requerir agujeros de diferentes tamaños en la capa de espuma.
Del mismo modo, la temperatura del baño de agua caliente (paso 2.1) puede necesitar modificación para algunas especies con temperaturas centrales más altas o más bajas si el objetivo es medir las temperaturas con relevancia biológica directa para la cuestión experimental. En general, la estandarización de la temperatura del baño de agua a 40 ° C en todos los estudios facilitará el análisis comparativo del rendimiento térmico relativo de diferentes tipos de plumajes intactos y estructuras de plumas. Si se requiere una medición precisa del flujo de energía a través de la piel y las plumas, el método de placa caliente protegida11,12,13,28 es probablemente un mejor enfoque, ya que 1) elimina el aire entre la fuente de calor y la piel y 2) mide la temperatura en la superficie interna de la piel directamente. Sin embargo, aunque este método no mide ni calcula la transferencia de energía directamente, está diseñado para facilitar mediciones rápidas y repetibles de especímenes enteros. Finalmente, los resultados demuestran una amplia precisión en la detección de patrones de variación en el rendimiento térmico del plumaje.
Este método utiliza pieles planas, que actualmente no están ampliamente disponibles en la mayoría de las colecciones de los museos. Las pieles redondas, que están abundantemente disponibles en la mayoría de las colecciones de historia natural, podrían usarse con este método si se desmontan, suavizan, aplanan y redried. Sin embargo, es poco probable que los curadores aprueben dicho remontaje en la mayoría de los casos. Para aumentar los recursos para estudios comparativos de los valores térmicos de las plumas de las aves, abogamos por la adopción generalizada del despelleje plano en tantas especies como sea posible. Los beneficios adicionales del skinning plano son que las pieles planas no requieren la destrucción parcial del esqueleto y la musculatura de un espécimen que el skinning redondo, y un mayor número de pieles planas se pueden almacenar en el mismo espacio que requieren las pieles redondas.
En pieles de cualquier especie en particular, es esencial desarrollar una técnica para colocar con precisión la piel en el mismo lugar sobre el orificio de calor cada vez. Los resultados obtenidos aquí sugieren que la técnica (como se describe en el paso 2.7) minimiza el error de medición de manera más rápida y efectiva que la práctica en la colocación de la piel sola. Sin embargo, es plausible que los plumajes especialmente densos (por ejemplo, pingüinos11)no pierdan suficiente calor a través de las plumas para permitir visualizar agujeros de calor a través de la piel y plumas en la imagen térmica.
Debido a la presencia de pterílaos en la mayoría de las especies de aves, la disposición de las plumas sobre la piel de un espécimen afectará el patrón de transferencia de calor a través del pelaje de las plumas. Por lo tanto, es importante que las plumas se coloquen lo más cerca posible de su posición natural en un ave viva. Adiciar las plumas en una posición limpia y natural es el último paso en el protocolo para el despellejamiento plano de un espécimen29. Por lo tanto, si los especímenes se preparan adecuadamente, la colocación de plumas debe ser apropiada para las especies en todos los especímenes. La cantidad de ptiloerección de las plumas también afectará el rendimiento térmico de la capa de plumas al atrapar el aire aislante en la capa de plumas. En contraste, en especímenes de piel plana, las plumas se encuentran planas sobre la piel29,por lo que la ptiloerección debe ser efectivamente comparable en todos los especímenes.
Aunque este estudio se centra en las aves, este método puede ser igualmente útil para las pieles de mamíferos. Boonstra et al. afirmaron que las plumas de las aves son más aislantes que el pelaje de los mamíferos, pero este estudio fue una evaluación cualitativa basada en el análisis visual de videos térmicos39 en lugar de una medida cuantitativa del calor que escapa de áreas corporales comparables. Se cree que el método descrito aquí contribuirá a una expansión de la investigación térmica comparativa y proporcionará una gran visión de la evolución y la ecología de las estructuras termorreguladoras como las plumas40.

Las plumas son la característica definitoria de las aves y cumplen muchas funciones, entre las más cruciales el aislamiento1. Las aves tienen las temperaturas centrales promedio más altas de cualquier grupo de vertebrados, y las plumas que las aíslan de los cambios de temperatura ambiental son una parte vital del equilibrio energético, especialmente en ambientes fríos2. A pesar de la importancia de las plumas, la mayoría de la literatura sobre los cambios en la condición térmica en las aves se ha centrado en las respuestas metabólicas a la variación de la temperatura en lugar de la función de las plumas como aislamiento3,4,5,6,7,8,9,10 (para más detalles, consulte Ward et al.) 11,12,13. Sin embargo, las plumas en sí mismas pueden variar a través del tiempo, los individuos y las especies.
El método presentado aquí es útil para cuantificar el valor térmico general de la capa de plumas solamente. Elimina los factores de confusión en las aves vivas, como la termorregulación conductual1 y las cantidades variables de grasa aislante. Se necesita una medición más generalizada del rendimiento térmico de los abrigos de plumas para mejorar la comprensión de cómo las plumas contribuyen al aislamiento y cómo esto varía entre y dentro de las especies a lo largo de la historia de vida y el ciclo anual de un ave.
Las plumas aíslan a las aves atrapando aire tanto entre la piel y las plumas como dentro de las plumas, y crean una barrera física para la pérdida de calor14. Las plumas consisten en un eje de pluma central, llamado raquis, con proyecciones llamadas púas14. Los lóbulos son pequeñas proyecciones secundarias en púas que se entrelazan con púas adyacentes para "cerrar" la pluma y darle estructura. Además, las plumas de plumón carecen de un raquis central y tienen pocos bárbulos, por lo que forman una masa suelta y aislante de púas sobre la piel14. Los pelajes de plumas varían entre las especies15,16,dentro de las especies17,18,y dentro de individuos comparables2,19,20,21,22,23,24. Sin embargo, hay poca información cuantitativa sobre cómo las variaciones en el número de plumas, la abundancia relativa de diferentes tipos de plumas en un ave o los cambios en el número de púas / bárbulos afectan el rendimiento térmico general de un pelaje de plumas. Estudios previos se han centrado en determinar un único valor medio de aislamiento y conductividad térmica para una especie dada11,12,13.
Se sabe que el pelaje de plumas varía entre las especies. Por ejemplo, la mayoría de las aves tienen áreas distintas de piel de las cuales crecen las plumas, o no, llamadas pterílae y apiceria, respectivamente14. La ubicación de los pterílaos (a veces llamados "tractos de plumas") varía entre especies y tiene algún valor como carácter taxonómico14. Sin embargo, algunas aves (es decir, ratitas y pingüinos) han perdido esta pterilosis y tienen una distribución uniforme de plumas en todo el cuerpo14. Además, las diferentes especies, especialmente las que habitan diferentes ambientes, tienen diferentes proporciones de tipos de plumas15. Por ejemplo, las aves que habitan en climas más fríos tienen más plumasde plumón 15 y plumas de contorno con una porción plumulacea más grande16 que las especies que habitan ambientes más cálidos.
La microestructura de ciertos tipos de plumas también puede tener un efecto sobre el aislamiento en todas las especies25,26. Lei et al. compararon la microestructura de las plumas de contorno de muchos gorriones paseriformes chinos y encontraron que las especies que habitan ambientes más fríos tienen una mayor proporción de púas plumulaceas en cada pluma de contorno, bárbulos más largos, mayor densidad de nodos y nodos más grandes que las especies que habitan ambientes más cálidos25. D'alba et al. compararon la microestructura de plumas de plumón de eiders comunes(Somateria mollissima)y gansos graylag(Anser anser)y describieron cómo estas diferencias afectan tanto a la capacidad cohesiva de las plumas como a la capacidad de las plumas para atrapar aire26. Los datos comparativos cuantitativos sobre cómo estas variaciones en el plumaje afectan el rendimiento térmico general de la capa de plumas en todas las especies son limitados (para obtener más detalles, consulte Taylor y Ward et al.) 11,13.
Dentro de una especie, el rendimiento térmico del pelaje de plumas puede variar. Algunas especies, como el periquito monje(Myiopsitta monachus)17,habitan en rangos geográficos muy grandes y diversos. Las diferentes tensiones térmicas planteadas por estos diferentes ambientes pueden afectar las capas de plumas de las aves dentro de una especie a nivel regional, pero actualmente no hay datos disponibles sobre este tema. Además, Broggi et al. compararon dos poblaciones de tetas grandes(Parus major L.)en el hemisferio norte. Demostraron que las plumas de contorno de la población más septentrional eran más densas pero más cortas y menos proporcionalmente plumuláceas que las de la población más meridional. Sin embargo, estas diferencias desaparecieron cuando las aves de ambas poblaciones fueron criadas en el mismo lugar18.
Además, Broggi et al. explicaron estos hallazgos como una respuesta plástica a diferentes condiciones térmicas, pero no midieron los valores de aislamiento de estas diferentes capas de plumas18. Los resultados también sugieren que la densidad de plumas del contorno es más importante para el aislamiento que la proporción de púas plumuláceas en las plumas de contorno, pero Broggi et al. sugirieron que las poblaciones del norte pueden ser incapaces de producir plumas óptimas debido a la falta de nutrientes adecuados18. Las mediciones cuantitativas del rendimiento térmico general de estas capas de plumas promoverían la comprensión de la importancia de las diferencias de plumaje.
Con el tiempo, los abrigos de plumas de las aves individuales varían. Al menos una vez al año, todas las aves mudan (reemplazan todas sus plumas)19. A medida que avanza el año, las plumas se desgastan2,20 y menos numerosas18,21,22,23. Algunas aves mudan más de una vez al año, dándoles múltiples abrigos de plumas distintos cada año19. Middleton demostró que los jilguerosamericanos (Spinus tristis),que mudan dos veces al año, tienen un mayor número de plumas y una mayor proporción de plumas suaves en su plumaje básico en los meses de invierno que en su plumaje alternativo durante los meses de verano24. Estas diferencias anuales en el pelaje de plumas pueden permitir a las aves conservar más calor durante los períodos más fríos de forma pasiva o arrojar más calor pasivamente durante las estaciones cálidas, pero ningún estudio lo ha probado de manera concluyente.
Aunque lasaves termorregulan conductualmente1,27 y pueden aclimatarse metabólicamente a diferentes condiciones térmicas3,4,5,6,7,8,9,10,26,las plumas juegan un papel importante en la termorregulación al proporcionar una capa constante de aislamiento. El método descrito aquí está diseñado para responder preguntas sobre el pelaje de plumas solo y su papel en la termorregulación pasiva (es decir, ¿cuánto calor retiene un ave viva sin modificar su comportamiento o metabolismo?) aislando las plumas. Si bien la termorregulación activa y fisiológica es ecológicamente importante, también es importante comprender cómo las plumas por sí solas ayudan en el aislamiento y cómo influyen en la necesidad de una termorregulación activa conductual y fisiológica.
Estudios previos han establecido métodos para cuantificar la conductividad térmica y el aislamiento térmico de pieles de animales11,12,13,28. El método presentado aquí es una extensión del método de "placa caliente protegida"11,12,13,28. Sin embargo, el método descrito aquí mide la temperatura en el límite exterior de la capa de plumas utilizando una cámara térmica, en lugar de termopares. El método de placa caliente protegida da estimaciones muy precisas del flujo de energía a través de una piel, pero requiere la construcción de una placa caliente multimaterial, cierta familiaridad con el uso de termopares y termopilas, y el uso destructivo de una piel que debe cortarse en trozos pequeños. Estas piezas se engrasan para eliminar el aire entre la muestra y el aparato de placa caliente. Con la excepción de las pocas aves que carecen de apicios (por ejemplo, pingüinos), cortar pequeños cuadrados de pieles de aves es problemático para fines comparativos, ya que la ubicación del corte tiene grandes efectos en el número de plumas realmente unidas (y superadas) a la piel. Este problema se ve agravado por la variación entre los taxones en la presencia, tamaño y colocación de ptyerlae14.
Además, si bien los especímenes de museo pueden ser un recurso potencialmente rico para evaluar la variación en el aislamiento entre las aves, en general, el permiso para cortar y engrasar especímenes de piel en colecciones científicas es inalcanzable. Además, los especímenes tomados de la naturaleza para mediciones de placas calientes protegidas no se pueden usar posteriormente como especímenes de museo. El método presentado aquí difiere del método de placa caliente protegida en que se puede usar con pieles enteras de aves secas, sin 1) requerir la destrucción de la muestra y 2) engrasar la parte inferior de la piel. Utiliza cámaras térmicas, que son cada vez más asequibles (aunque todavía relativamente caras), precisas y utilizadas para mediciones de aves vivas de relaciones térmicas.
Este método no mide el flujo de energía (y por lo tanto la conductividad térmica o el valor de aislamiento) a través de la piel y las plumas directamente como lo hace el método de la placa caliente protegida. En cambio, mide la temperatura en el límite exterior de una capa de plumas utilizando una cámara térmica. Los valores resultantes representan una medida integrada del calor perdido pasivamente a través de la piel, las plumas y el aire atrapado entre ellos (en comparación con una fuente de calor debajo). Los especímenes preparados como pieles planas y medidos utilizando la técnica descrita pueden almacenarse en colecciones e indefinidamente proporcionan valor para futuras investigaciones. Este método proporciona una forma estandarizada, comparable y relativamente simple de medir el rendimiento térmico de la capa de plumas en cualquier espécimen de piel plana, lo que es especialmente útil en comparaciones inter e intraespecíficos.

<table><tbody><tr><td>Aluminum Foil</td><td>Reynolds Wrap</td><td>109000831</td><td>30 square ft.; this exact model need not be used.</td></tr><tr><td>Foam Core Board</td><td>Foamular</td><td>20WE</td><td>1 in. x 4 ft. x 8 ft; this exact model need no be used.</td></tr><tr><td>General Purpose Water Bath</td><td>PolyScience</td><td>WB02</td><td>Ambiet +5 &amp;deg;C to 100 &amp;deg;C; &amp;plusmn;.01 &amp;deg;C</td></tr><tr><td>PDF Data logger</td><td>Elitech</td><td>RC-51H</td><td>Built in temperature and humidity sensor</td></tr><tr><td>Plexiglass</td><td>AdirOffice</td><td>1212-3-C</td><td>Acrylic glass; 12 in. x 12 in. x 1/8 in.; this exact model need not be used.</td></tr><tr><td>Thermal Image Analysis Software</td><td>FLIR</td><td>ResearchIR Max v4.40.7.26 (64-bit)</td><td>Allows collection of precise, quantitative thermal data</td></tr><tr><td>Thermal Imaging Camera</td><td>FLIR</td><td>SC655</td><td>680x480-pixel resolution, &amp;plusmn;2 &amp;deg;C or &amp;plusmn;2% accuracy, 40 cm minimum focusing distance</td></tr><tr><td>Tripod</td><td>The Audubon Shop</td><td>The Birder Tripod with Manfrotto 700RC2 Rapid Release Head</td><td>65&quot; maximum height; this exact model need not be used.</td></tr></tbody></table>

using a thermal camera to measure heat loss through bird feather coats

Las plumas son esenciales para el aislamiento y, por lo tanto, para el costo de la termorregulación, en las aves. Existe una sólida literatura sobre el costo energético de la termorregulación en aves en una variedad de circunstancias ecológicas. Sin embargo, pocos estudios caracterizan la contribución de las plumas por sí solas a la termorregulación. Varios estudios previos han establecido métodos para medir el valor de aislamiento de las pieles de animales, pero requieren métodos de muestreo destructivos que son problemáticos para las aves, cuyas plumas no se distribuyen uniformemente a través de la piel. Se necesita más información sobre 1) cómo la contribución de las plumas a la termorregulación varía tanto entre las especies como dentro de las especies y 2) cómo los abrigos de plumas pueden cambiar con el espacio y el tiempo. Aquí se informa un método para medir rápida y directamente el rendimiento térmico de las capas de plumas y la piel utilizando muestras de piel entera seca, sin la necesidad de destruir la muestra de piel. Este método aísla y mide el gradiente térmico a través de una capa de plumas de una manera que las mediciones de la pérdida de calor y el costo metabólico en aves vivas, que utilizan estrategias conductuales y fisiológicas para termorregular, no pueden. El método emplea una cámara térmica, que permite la recopilación rápida de datos térmicos cuantitativos para medir la pérdida de calor de una fuente estable a través de la piel. Este protocolo se puede aplicar fácilmente a diversas preguntas de investigación, es aplicable a cualquier taxón aviar y no requiere la destrucción de la muestra de piel. Finalmente, promoverá la comprensión de la importancia de la termorregulación pasiva en las aves al simplificar y acelerar la recopilación de datos cuantitativos.

Los resultados representativos de una serie de un individuo de cada una de las cinco especies, medidos a seis temperaturas, se presentan en la Figura 4 y la Figura 5. Estos muestran que pequeñas variaciones en la colocación de la piel pueden resultar en variaciones en las lecturas de hasta 1.7 ° C. La Figura 4 muestra cómo el entrenamiento de un investigador aumenta la repetibilidad de las mediciones. Por ejemplo, el mismo gorrión doméstico individual(Passer domesticus)fue medido cinco veces a una sola temperatura objetivo por un investigador inexperto(Figura 4A). Después de entrenar en una variedad de especímenes de diferentes especies, un investigador (J.G.) midió el mismo espécimen cinco veces a la misma temperatura objetivo(Figura 4B). La estimación de la relación entre la temperatura del vidrio acrílico y la temperatura en la superficie de las plumas cambió solo en una pequeña cantidad (pero quizás importante). Como resultado, la repetibilidad de las mediciones en sí cambió casi cuatro veces. Por lo tanto, la práctica repetida es muy recomendable para los operadores en una piel que no sea de muestra (antes de tomar medidas que se analizarán) hasta que las mediciones converjan y la variación en las mediciones se estabilice (es decir, no se observa ninguna mejora adicional en la reproducibilidad con práctica adicional). Esto es importante lograrlo antes de realizar análisis sobre medidas repetidas (o la media de medidas repetidas) en cada espécimen.
Los datos que se muestran en la Figura 5 representan una pequeña muestra piloto, pero sugieren que este método para medir el rendimiento térmico de la capa de plumas es probable que produzca una visión importante de la ecología térmica de las aves. Para reducir el error de medición, solo un investigador (J.G.) entrenó y tomó las mediciones. Aunque estos datos representan solo un individuo de cada una de las especies enumeradas (gorrión doméstico, phoebe oriental [Sayornis phoebe], catbird gris [Dumetella carolinensis], pájaro azul oriental [Sialia sialis], y titmouse [Baeolophus bicolor]), la variación en las pendientes de los datos resultantes demuestra que el rendimiento térmico de los abrigos de plumas varía entre estos individuos. Además, la magnitud de estas diferencias sugiere que la variación puede deberse a diferencias de especies.
Además, dado que un solo investigador capacitado realizó todas las mediciones de la Figura 5,la habilidad del investigador por sí sola no controla la variación en los valores de R2. Por ejemplo, fue particularmente difícil obtener mediciones repetidamente en el gorrión doméstico, incluso después del entrenamiento, en comparación con el phoebe oriental y el pájaro azul oriental(Figura 4, Figura 5). Las dos últimas aves eran ambos individuos del año de eclosión. Por lo tanto, su clase de edad podría influir en la paridad de su aislamiento (aunque, eso es especulación sin más estudio), pero no hay razón para esperar que la colocación de sus pieles para la medición sea más fácil de repetir que la del gorrión doméstico. Por lo tanto, algunas cualidades incompletamente entendidas de los abrigos de plumas en el gorrión doméstico pueden exigir una mayor investigación. Del mismo modo, la variación en las pendientes de las líneas de la Figura 5 sugiere que la medición del rendimiento térmico en todos los rangos de temperatura (por ejemplo, la zona termoneutral de una especie) puede ser más informativa biológicamente que el uso de un único nivel de calor de referencia.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60981/60981fig01.jpg"> Figura 1: Diagrama de la configuración completa de la cámara térmica y el baño de agua caliente. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/60981/60981fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60981/60981fig02.jpg"> Figura 2: Imágenes térmicas que representan un método para replicar la misma ubicación en múltiples ensayos. La elipse ya se ha colocado en el área calentada en el vidrio acrílico. Estas imágenes muestran el movimiento de la piel y no la elipse. Toque suave y brevemente la punta de un dedo en el área de medición objetivo en la capa de plumas. La punta de los dedos dejará una marca de calor en la piel durante unos segundos. (A) Se muestra la marca de calor fuera de la elipse, lo que significa que el área de medición objetivo no está expuesta al calor. Tener cuidado de no mover la espuma o el vidrio acrílico (esto haría que la elipse represente incorrectamente el área de exposición al calor), ajuste la colocación de la piel plana y toque el área de medición objetivo nuevamente. Continúe este proceso hasta que (B) la marca de calor esté contenida dentro de la elipse. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/60981/60981fig02large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60981/60981fig03.jpg"> Figura 3: Relación entre la temperatura del baño de agua caliente (lectura de la pantalla) y la temperatura en la superficie de vidrio acrílico (por ejemplo, la fuente de calor real a la que está expuesta la piel plana). Cabe señalar que la temperatura en la superficie del vidrio acrílico es consistentemente ligeramente más alta que la temperatura mostrada por el baño de agua caliente. Utilice esta figura sólo para comprender esta relación y mida siempre la temperatura en la superficie del vidrio acrílico para cada ensayo (sección 2.6). <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/60981/60981fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60981/60981fig04.jpg"> Figura 4: Mejora en la repetibilidad de las mediciones de temperatura en la superficie de un pelaje de plumas en una sola ave. Estos valores se obtuvieron de un gorrión doméstico individual (A) antes y (B) después del entrenamiento de repetibilidad por parte del investigador para el rendimiento de la medición. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/60981/60981fig04large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60981/60981fig05.jpg"> Figura 5: Relación entre la temperatura en la superficie de vidrio acrílico y la temperatura en la superficie de las plumas en especímenes individuales de cinco especies de aves. Los puntos en cualquier gráfico individual representan mediciones repetidas en el mismo individuo a seis temperaturas objetivo diferentes. Cabe señalar que aunque las mediciones en el punto de calentamiento de referencia de 40 ° C son similares, la pendiente de estas líneas varía. Esto sugiere que el rendimiento térmico de los abrigos de plumas en estas aves difiere (con una pendiente de 0 siendo un aislante perfecto y una pendiente de 1 siendo completamente no aislante). También debe tenerse en cuenta que la repetibilidad de la medición varía. Incluso después de la capacitación en medición del investigador, la variación en las medidas repetidas es más alta para el gorrión doméstico y más baja para el phoebe oriental y el pájaro azul oriental. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/60981/60981fig05large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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Using a Thermal Camera to Measure Heat Loss Through Bird Feather Coats

Este protocolo describe la cuantificación de la transmisión de calor a través de una muestra de ave de piel plana utilizando una cámara térmica y un baño de agua caliente. El método permite obtener datos cuantitativos y comparativos sobre el rendimiento térmico de las capas de plumas en todas las especies utilizando especímenes de piel plana seca.

Uso de una cámara térmica para medir la pérdida de calor a través de abrigos de plumas de aves

Feathers are essential to insulation, and therefore to the cost of thermoregulation,&#160;in birds. There is robust literature on the energetic cost of ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

3.4K vistas.  University of Connecticut. Este protocolo describe la cuantificación de la transmisión de calor a través de una muestra de ave de piel plana utilizando una cámara térmica y un baño de agua caliente. El método permite obtener datos cuantitativos y comparativos sobre el rendimiento térmico de las capas de plumas en todas las especies utilizando especímenes de piel plana seca.

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Measuring Spatially- and Directionally-varying Light Scattering from Biological Material

Light interacts with an organism's integument on a variety of spatial scales. For example in an iridescent bird: nano-scale structures produce color; the milli-scale structure of barbs and barbules largely determines the directional pattern of reflected light; and through the macro-scale spatial structure of overlapping, curved feathers, these directional effects create the visual texture. Milli-scale and macro-scale effects determine where on the organism's body, and from what viewpoints and under what illumination, the iridescent colors are seen. Thus, the highly directional flash of brilliant color from the iridescent throat of a hummingbird is inadequately explained by its nano-scale structure alone and questions remain. From a given observation point, which milli-scale elements of the feather are oriented to reflect strongly? Do some species produce broader "windows" for observation of iridescence than others? These and similar questions may be asked about any organisms that have evolved a particular surface appearance for signaling, camouflage, or other reasons.
In order to study the directional patterns of light scattering from feathers, and their relationship to the bird's milli-scale morphology, we developed a protocol for measuring light scattered from biological materials using many high-resolution photographs taken with varying illumination and viewing directions. Since we measure scattered light as a function of direction, we can observe the characteristic features in the directional distribution of light scattered from that particular feather, and because barbs and barbules are resolved in our images, we can clearly attribute the directional features to these different milli-scale structures. Keeping the specimen intact preserves the gross-scale scattering behavior seen in nature. The method described here presents a generalized protocol for analyzing spatially- and directionally-varying light scattering from complex biological materials at multiple structural scales.

We present a non-destructive method for sampling spatial variation in the direction of light scattered from structurally complex materials. By keeping the material intact, we preserve gross-scale scattering behavior, while concurrently capturing fine-scale directional contributions with high-resolution imaging. Results are visualized in software at biologically-relevant positions and scales.

Medición espacialmente y direccionalmente variable dispersión de luz de material biológico

Light interacts with an organism's integument on a variety of spatial scales. For example in an iridescent bird: nano-scale structures produce color; the ...

Investigación

Ingeniería

Quantitative Visualization and Detection of Skin Cancer Using Dynamic Thermal Imaging

In 2010 approximately 68,720 melanomas will be diagnosed in the US alone, with around 8,650 resulting in death 1. To date, the only effective treatment for melanoma remains surgical excision, therefore, the key to extended survival is early detection 2,3. Considering the large numbers of patients diagnosed every year and the limitations in accessing specialized care quickly, the development of objective in vivo diagnostic instruments to aid the diagnosis is essential. New techniques to detect skin cancer, especially non-invasive diagnostic tools, are being explored in numerous laboratories. Along with the surgical methods, techniques such as digital photography, dermoscopy, multispectral imaging systems (MelaFind), laser-based systems (confocal scanning laser microscopy, laser doppler perfusion imaging, optical coherence tomography), ultrasound, magnetic resonance imaging, are being tested. Each technique offers unique advantages and disadvantages, many of which pose a compromise between effectiveness and accuracy versus ease of use and cost considerations. Details about these techniques and comparisons are available in the literature 4.
Infrared (IR) imaging was shown to be a useful method to diagnose the signs of certain diseases by measuring the local skin temperature. There is a large body of evidence showing that disease or deviation from normal functioning are accompanied by changes of the temperature of the body, which again affect the temperature of the skin 5,6. Accurate data about the temperature of the human body and skin can provide a wealth of information on the processes responsible for heat generation and thermoregulation, in particular the deviation from normal conditions, often caused by disease. However, IR imaging has not been widely recognized in medicine due to the premature use of the technology 7,8 several decades ago, when temperature measurement accuracy and the spatial resolution were inadequate and sophisticated image processing tools were unavailable. This situation changed dramatically in the late 1990s-2000s. Advances in IR instrumentation, implementation of digital image processing algorithms and dynamic IR imaging, which enables scientists to analyze not only the spatial, but also the temporal thermal behavior of the skin 9, allowed breakthroughs in the field.
In our research, we explore the feasibility of IR imaging, combined with theoretical and experimental studies, as a cost effective, non-invasive, in vivo optical measurement technique for tumor detection, with emphasis on the screening and early detection of melanoma 10-13. In this study, we show data obtained in a patient study in which patients that possess a pigmented lesion with a clinical indication for biopsy are selected for imaging. We compared the difference in thermal responses between healthy and malignant tissue and compared our data with biopsy results. We concluded that the increased metabolic activity of the melanoma lesion can be detected by dynamic infrared imaging.

We demonstrated that malignant pigmented lesions with increased metabolic activity generate quantifiable amounts of heat and the measurement of the transient thermal response of the skin to a cooling excitation allows quantitative identification of melanoma and other skin cancers (vs. non-proliferative nevi) at an early stage of the disease.

Visualización y detección cuantitativa de cáncer de piel utilizando imágenes térmica dinámica

In 2010 approximately 68,720 melanomas will be diagnosed in the US alone, with around 8,650 resulting in death 1. To date, the only effective treatment ...

Medicina

Characterization of Thermal Transport in One-dimensional Solid Materials

The TET (transient electro-thermal) technique is an effective approach developed to measure the thermal diffusivity of solid materials, including conductive, semi-conductive or nonconductive one-dimensional structures. This technique broadens the measurement scope of materials (conductive and nonconductive) and improves the accuracy and stability. If the sample (especially biomaterials, such as human head hair, spider silk, and silkworm silk) is not conductive, it will be coated with a gold layer to make it electronically conductive. The effect of parasitic conduction and radiative losses on the thermal diffusivity can be subtracted during data processing. Then the real thermal conductivity can be calculated with the given value of volume-based specific heat (&#961;cp), which can be obtained from calibration, noncontact photo-thermal technique or measuring the density and specific heat separately. In this work, human head hair samples are used to show how to set up the experiment, process the experimental data, and subtract the effect of parasitic conduction and radiative losses.

The TET (transient electro-thermal) technique is an effective approach developed to measure the thermal diffusivity of solid materials.

Caracterización de Transporte térmica en materiales sólidos unidimensionales

The TET (transient electro-thermal) technique is an effective approach developed to measure the thermal diffusivity of solid materials, including ...

Measurements of Local Instantaneous Convective Heat Transfer in a Pipe - Single and Two-phase Flow

This manuscript provides step by step description of the manufacturing process of a test section designed to measure the local instantaneous heat transfer coefficient as a function of the liquid flow rate in a transparent pipe. With certain amendments, the approach is extended to gas-liquid flows, with a particular emphasis on the effect of a single elongated (Taylor) air bubble on heat transfer enhancement. A non-invasive thermography technique is applied to measure the instantaneous temperature of a thin metal foil heated electrically. The foil is glued to cover a narrow slot cut in the pipe. The thermal inertia of the foil is small enough to detect the variation in the instantaneous foil temperature. The test section can be moved along the pipe and is long enough to cover a considerable part of the growing thermal boundary layer.
At the beginning of each experimental run, a steady state with a constant water flow rate and heat flux to the foil is attained and serves as the reference. The Taylor bubble is then injected into the pipe. The heat transfer coefficient variations due to the passage of a Taylor bubble propagating in a vertical pipe is measured as function of the distance of the measuring point from the bottom of the moving Taylor bubble. Thus, the results represent the local heat transfer coefficients. Multiple independent runs preformed under identical conditions allow accumulating sufficient data to calculate reliable ensemble-averaged results on the transient convective heat transfer. In order to perform this in a frame of reference moving with the bubble, the location of the bubble along the pipe has to be known at all times. Detailed description of measurements of the length and of the translational velocity of the Taylor bubbles by optical probes is presented.

This manuscript describes methods aimed at measuring the local instantaneous convective heat transfer coefficients in a single or two-phase pipe flow. A simple optical method to determine the length and the propagation velocity of an elongated (Taylor) air bubble moving at a constant velocity is also presented.

Mediciones de transferencia de calor convectivo instantánea Local en una pipa - flujo bifásico y solo

This manuscript provides step by step description of the manufacturing process of a test section designed to measure the local instantaneous heat transfer ...

In Situ Surface Temperature Measurement in a Conveyor Belt Furnace via Inline Infrared Thermography

Measuring the surface temperature of objects that are processed in conveyor belt furnaces is an important tool in process control and quality assurance. Currently, the surface temperature of objects processed in conveyor belt furnaces is typically measured via thermocouples. However, infrared (IR) thermography presents multiple advantages compared to thermocouple measurements, as it is a contactless, real-time, and spatially resolved method. Here, as a representative proof-of-concept example, an inline thermography system is successfully installed into an IR lamp powered solar firing furnace, which is used for the contact firing process of industrial Si solar cells. This protocol describes how to install an IR camera into a conveyor belt furnace, conduct a customer correction of a factory calibrated IR camera, and perform the evaluation of spatial surface temperature distribution on a target object.

This protocol describes how to install an infrared camera into a conveyor belt furnace, conduct a customer correction of a factory calibrated IR camera, and evaluate the spatial surface temperature distribution of an object of interest. The example objects are industrial silicon solar cells.

In Situ Medición de Temperatura de Superficie en un Horno de Cinta Transportadora a través de Termografía Infrarroja Inline

Measuring the surface temperature of objects that are processed in conveyor belt furnaces is an important tool in process control and quality assurance. ...

Thermal Imaging to Study Stress Non-invasively in Unrestrained Birds

Stress, a central concept in biology, describes a suite of emergency responses to challenges. Among other responses, stress leads to a change in blood flow that results in a net influx of blood to key organs and an increase in core temperature. This stress-induced hyperthermia is used to assess stress. However, measuring core temperature is invasive. As blood flow is redirected to the core, the periphery of the body can cool. This paper describes a protocol where peripheral body temperature is measured non-invasively in wild blue tits (Cyanistes caeruleus) using infrared thermography. In the field we created a set-up bringing the birds to an ideal position in front of the camera by using a baited box. The camera takes a short thermal video recording of the undisturbed bird before applying a mild stressor (closing the box and therefore capturing the bird), and the bird&#8217;s response to being trapped is recorded. The bare skin of the eye-region is the warmest area in the image. This allows an automated extraction of the maximum eye-region temperature from each image frame, followed by further steps of manual data filtering removing the most common sources of errors (motion blur, blinking). This protocol provides a time series of eye-region temperature with a fine temporal resolution that allows us to study the dynamics of the stress response non-invasively. Further work needs to demonstrate the usefulness of the method to assess stress, for instance to investigate whether eye-region temperature response is proportional to the strength of the stressor. If this can be confirmed, it will provide a valuable alternative method of stress assessment in animals and will be useful to a wide range of researchers from ecologists, conservation biologists, physiologists to animal welfare researchers.

There is a need for a non-invasive assessment of stress. This paper describes a simple protocol using thermal imaging to detect a significant response in eye-region temperature in wild blue tits to a mild acute stressor.

Imágenes Térmicas para estudiar el estrés de forma no invasiva en ilimitados Birds

Stress, a central concept in biology, describes a suite of emergency responses to challenges. Among other responses, stress leads to a change in blood ...

Neurociencias

Infrared Thermography for the Detection of Changes in Brown Adipose Tissue Activity

Measuring brown adipose tissue (BAT) activity by positron emission tomography computed tomography (PET-CT) via the accumulation of 18F-fluorodeoxyglucose (FDG) after a meal or in obese or diabetic patients fails as the method of choice. The main reason is that 18F-FDG competes with the postprandial high glucose plasma concentration for the same glucose transporter on the membrane of BAT cells. In addition, BAT uses fatty acids as a source of energy as well, which is not visible with PET-CT and could be changed along with glucose concentration in obese and diabetic patients. Therefore, to estimate the physiological importance of BAT in animals and humans, a new infrared thermography method used in recent publications is applied.
After overnight fasting, BAT activity was measured by infrared thermography before and after a meal in human volunteers and&#160;female wild-type mice. The camera software calculates the object&#39;s temperature using distance from the object, skin emissivity, reflected room temperature, air temperature, and relative humidity. In mice, the shaved area above the BAT was a region of interest for which average and maximal temperatures were measured. The phase of the estrous cycle in female mice was determined after an experiment by vaginal smears stained with cresyl violet (0.1%) stain solution. In healthy volunteers, two skin areas of the neck were selected: the supraclavicular area (above the collarbone, where BAT cells are present) and the interclavicular area (between the collarbones, where there is no BAT tissue detected). BAT activity is determined by the subtraction of those two values. Also, the average and maximal temperatures of skin areas could be determined in animals and human participants.
Changes in BAT activity after a meal measured by infrared thermography, a non-invasive and more sensitive method, were shown to be sex, age, and phase of the estrous cycle dependent in laboratory animals. As part of diet-induced thermogenesis, BAT activation in humans was also proven to be sex, age, and body mass index dependent. Further determining the pathophysiological changes in BAT activity after a meal will be of great importance for participants with high glucose plasma concentrations (obesity and diabetes mellitus type 2), as well as in different laboratory animals (knock-out mice). This method is also a variable tool for determining possible activating drugs that could rejuvenate BAT activity.

Here, we present a protocol for measuring brown adipose tissue activity after a meal in humans and laboratory animals.

Termografía infrarroja para la detección de cambios en la actividad del tejido adiposo marrón

Measuring brown adipose tissue (BAT) activity by positron emission tomography computed tomography (PET-CT) via the accumulation of 18F-fluorodeoxyglucose ...

Using a Combination of Indirect Calorimetry, Infrared Thermography, and Blood Glucose Levels to Measure Brown Adipose Tissue Thermogenesis in Humans

In mammals, brown adipose tissue (BAT) is activated rapidly in response to cold in order to maintain body temperature. Although BAT has been studied greatly in small animals, it is difficult to measure the activity of BAT in humans. Therefore, little is known about the heat-generating capacity and physiological significance of BAT in humans, including the degree to which components of the diet can activate BAT. This is due to the limitations in the currently most used method to assess the activation of BAT-radiolabeled glucose (fluorodeoxyglucose or 18FDG) measured by positron emission tomography-computerized tomography (PET-CT).
This method is usually performed in fasted subjects, as feeding induces glucose uptake by the muscles, which can mask the glucose uptake into the BAT. This paper describes a detailed protocol for quantifying total-body human energy expenditure and substrate utilization from BAT thermogenesis by combining indirect calorimetry, infrared thermography, and blood glucose monitoring in carbohydrate-loaded adult males. To characterize the physiological significance of BAT, measures of the impact of BAT activity on human health are critical. We demonstrate a protocol to achieve this by combining carbohydrate loading and indirect calorimetry with measurements of supraclavicular changes in temperature. This novel approach will help to understand the physiology and pharmacology of BAT thermogenesis in humans.

Here, we present a protocol to quantify the physiological significance of the impact of brown adipose tissue (BAT) activity on human metabolism. This is achieved by combining carbohydrate loading and indirect calorimetry with measurements of supraclavicular changes in temperature. This novel approach can help develop a pharmacological target for BAT thermogenesis in humans.

Uso de una combinación de calorimetría indirecta, termografía infrarroja y niveles de glucosa en sangre para medir la termogénesis del tejido adiposo marrón en humanos

In mammals, brown adipose tissue (BAT) is activated rapidly in response to cold in order to maintain body temperature. Although BAT has been studied ...

High-Throughput Assays of Critical Thermal Limits in Insects

Upper and lower thermal limits of plants and animals are important predictors of their performance, survival, and geographic distributions, and are essential for predicting responses to climate change. This work describes two high-throughput protocols for measuring insect thermal limits: one for assessing critical thermal minima (CTmin), and the other for assessing heat knock down time (KDT) in response to a static heat stressor. In the CTmin assay, individuals are placed in an acrylic-jacketed column, subjected to a decreasing temperature ramp, and counted as they fall from their perches using an infrared sensor. In the heat KDT assay, individuals are contained in a 96 well plate, placed in an incubator set to a stressful, hot temperature, and video recorded to determine the time at which they can no longer remain upright and move. These protocols offer advantages over commonly used techniques. Both assays are low cost and can be completed relatively quickly (~2 h). The CTmin assay reduces experimenter error and can measure a large number of individuals at once. The heat KDT protocol generates a video record of each assay and thus removes experimenter bias and the need to continuously monitor individuals in real time.

Thermal limits can predict the environments organisms tolerate, which is valuable information in the face of rapid climate change. Described here are high-throughput protocols to assess critical thermal minima and heat knockdown time in insects. Both protocols maximize the throughput and minimize the cost of the assays.

Ensayos de alto rendimiento de límites térmicos críticos en insectos

Upper and lower thermal limits of plants and animals are important predictors of their performance, survival, and geographic distributions, and are ...

Biología

Field-Based Thermal Physiology Assay: Cold Shock Recovery under Ambient Conditions

Ecological physiology, particularly of ectotherms, is increasingly important in this changing world as it uses measures of species and environmental traits to explore the interactions between organisms and their surroundings to better understand their survival and fitness. Traditional thermal assays are costly in terms of time, money, and equipment and are therefore often limited to small sample sizes and few species. Presented here is a novel protocol that generates detailed data on individual behavior and physiology of large, volant, terrestrial insects, using the example of butterflies. This paper describes the methods of a cold shock recovery assay that can be performed in the field under ambient environmental conditions and does not require costly laboratory equipment. This method has been used to understand the response and recovery strategy to cold shock of tropical butterflies, generating individual level data across entire butterfly communities. These methods can be employed in both remote field settings and classrooms and can be used to generate ecologically relevant physiological data and as a teaching tool.

Here, a low-cost, accessible protocol is described to evaluate cold shock recovery of butterflies under ambient environmental conditions.

Ensayo de fisiología térmica basado en el campo: recuperación de choque frío en condiciones ambientales

Ecological physiology, particularly of ectotherms, is increasingly important in this changing world as it uses measures of species and environmental ...