Name: a recovery cardiopulmonary bypass model without transfusion or inotropic agents in rats
Uploaded: 2018-03-23T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 54 s
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Apreciación se extiende al Dr. T. Taki y Dr. M. Funamoto por su apoyo técnico.

Antes del experimento, todas las ratas deberían darse una semana para aclimatarse. Todos los procedimientos quirúrgicos a los animales deben llevará a cabo conforme a la guía para el cuidado y uso de animales de laboratorio (www.nap.edu/catalog/5140.html) u otras normas éticas apropiadas. Protocolos deben ser aprobados por el Comité de bienestar de los animales en la institución correspondiente antes de proceder. Todos los procedimientos posteriores deberán realizarse bajo condiciones asépticas.
1. preparando el circuito de CEC
Nota: Use equipo de protección personal como guantes, gafas y una capa limpia o vestido disponible.
<ol><li>Configuración del circuito de CEC<ol>
<li>Conectar tubos de policloruro de vinilo con un reservorio venoso, prediseñado para el circuito de CEC y un oxigenador de membrana neonatal modificado como se muestra en la figura 1. Asegúrese de que todas las conexiones estén bien apretadas y no tener fugas de agua.</li>
		<li>Establecer un circuito de CEC en el dispositivo de la bomba de rodillo según los protocolos del fabricante.</li>
		<li>Mantener la bomba de rodillo sobre una mesa ajustable en altura y ajuste la altura de la mesa a 10 cm por debajo de la mesa experimental.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Cebado del circuito de CEC<ol>
<li>Mix 12 mL de solución de almidón hidroxietilo con 0,1 mL de heparina y 0,5 mL de solución de bicarbonato de sodio 7% para cebar el circuito de CEC.</li>
		<li>Cebar el circuito con 11 mL de la solución de cebado, con el rodillo de la bomba girando suavemente. Poner una aguja de calibre 18 ventilación en el depósito de aire de ventilación.</li>
		<li>Golpear el oxigenador de membrana varias veces para deair, con inclinación del oxigenador. Aire debe ser ocultado completamente para evitar la embolia de aire y oxigenación insuficiente. Durante el cebado del circuito, calentar el circuito por una lámpara de calor eléctrico en el depósito.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. procedimiento antes de CPB
Nota: El campo quirúrgico y dispositivos deben ser desinfectados por alcohol al 70% o un compuesto de amonio cuaternario antes de su uso.
<ol><li>Anestesia y entorno animal<ol>
<li>Anestesiar una rata con la inhalación de aire mezclado de isoflurano de 3.0% en un vaporizador. La rata en un soporte de la obra e intubar una cánula del calibre 16 en la tráquea. Seguir sus pautas de cuidado de los animales locales con respecto a la dosis de analgesia y la frecuencia (p. ej. buprenorfina 0,005 mg/kg s.c.) Nota: Las ratas deben en anestesia profunda y pierde reflejos. La respiración debe ser rítmica pero no ser arrestada.</li>
		<li>Transferencia de la rata a una mesa de operaciones equipada con una almohadilla de calefacción eléctrica. Iniciar la ventilación mecánica con 8 mL/kg de volumen de marea, una frecuencia respiratoria de 70 ciclos/min y el 30% de fracción de oxígeno inspirado por el sensor de oxígeno.</li>
		<li>Mantener la anestesia con isoflurano de 1.5-2.0% y con un adicional de la administración de ketamina/xilacina en iniciación de CPB.</li>
		<li>Monitorear la temperatura rectal mediante el uso de la sonda rectal. Mantienen temperatura corporal normotérmico de 37 º C al ajustar la temperatura de la almohadilla de calor y colocando el circuito sobre la lámpara de calor.</li>
		<li>La rata en posición supina y las cuatro extremidades se extienden por la fijación con agujas. Monitorizar la frecuencia cardíaca situando la aguja electrodo de ECG al hombro bilateral y abdomen izquierdo. Coloque una gasa húmeda o aplicar pomada oftálmica en los ojos para evitar la sequedad.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Canulación de la<ol>
<li>Después de desinfectar la superficie de todo el cuerpo por sprayingby rociar etanol al 70% u otra solución antiséptica, cepille el cabello por una navaja de afeitar en la región inguinal bilateral y región cervical de la derecha. Los anestésicos locales (como la lidocaína) se recomienda antes de realizar la incisión en la piel. Nota: como alternativa, un lavado quirúrgico del sitio de incisión puede ser utilizado en lugar de todo el cuerpo del aerosol de etanol al 70% para evitar una caída en la temperatura corporal.</li>
		<li>Haga una incisión en la piel (aproximadamente 5 mm) en la región cervical de la derecha y regiones inguinales bilaterales por tijeras y sin rodeos, disecar los tejidos para exponer la arteria femoral principal derecho. Separe cuidadosamente la arteria de la vena y el nervio cercano. Ligar el final de la arteria femoral común por exposición y seda 4-0 por la tensión.</li>
		<li>Cortar la pared arterial (aproximadamente 1 mm) de la arteria femoral común derecha por micro tijeras en dirección perpendicular a la arteria y cuidadosamente canule un catéter intravenoso calibre 24 desde la incisión hasta una profundidad de 1 cm para el monitoreo arterial sistémica presión y análisis de gas presión parcial en sangre arterial.</li>
		<li>Administrar heparina sódica (500 UI/kg) del catéter.</li>
		<li>Siga los pasos 2.2.2 y 2.2.3 para canule un catéter intravenoso calibre 24 en la arteria femoral común izquierda como una línea de infusión arterial del circuito de CEC.</li>
		<li>Inserte un angiocatéter de calibre 17 múltiples orificio de la vena yugular interna derecha y avanzar hacia la aurícula derecha y vena cava inferior (IVC). No empuje el catéter más o menos como el vaso se rompa. Conectar el catéter al circuito de CEC para drenaje venoso.</li>
		<li>Cubrir cada región canulado con una gasa húmeda para evitar la contaminación.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. procedimiento durante la CEC
<ol><li>Gas de oxígeno 100% al oxigenador en 0,8 L/min durante la CEC y disminuir la frecuencia respiratoria a 30 ciclos/minuto. La presión parcial de oxígeno arterial se requiere de 200 a 400 mmHg.</li>
	<li>Al principio del CPB, aumentar la temperatura de la almohadilla de calor a la máxima, 42 ° C, para mitigar la caída inmediata de la temperatura del cuerpo después de la iniciación de la CPB. Ajustar la temperatura a 37 º C cuando la temperatura corporal a 36 ° C.</li>
	<li>Iniciar el flujo CPB y mantener un ojo en el volumen de la sangre en el reservorio. Un depósito vacío puede causar embolia de aire. Si disminuye el volumen de la sangre en el reservorio, bajar el caudal de la bomba por ajuste de la altura de la tabla, o cambiar la posición del catéter del drenaje. No vuelva a colocar el catéter de drenaje venoso, que puede causar la perforación de la aurícula derecha o arritmia.</li>
	<li>Aumentar y mantener el flujo de la bomba a 100 mL/kg/min, mientras que la presión arterial media se mantiene a 70 mmHg. Cuando se mantiene la presión adecuada de la sangre, un pequeño volumen de al menos 1 mL en el tanque es aceptable. Si hay menos de 1 mL de la sangre en el reservorio, puede causar una embolia de aire en órganos.</li>
	<li>Si la presión arterial es inestable, añadir 2-3 mL de la solución de cebado del circuito (puede causar anemia después de la CPB).</li>
</ol>4. el procedimiento después de CPB
<ol><li>Sujete el tubo de drenaje venoso y retirarlo del circuito. Infundir la sangre restante en el circuito poco a poco a la arteria para mantener la presión arterial.</li>
	<li>Aumentar la frecuencia respiratoria a 70 ciclos/minuto.</li>
	<li>Retirar el catéter de drenaje venoso y el catéter arterial izquierdo y ligar el vaso en el sitio proximal y distal.</li>
	<li>Quite la línea arterial de la arteria femoral derecha 60 min después del final del CPB.</li>
	<li>Limpiar la herida con solución salina y cerrar la herida con suturas.</li>
	<li>Acabar con la anestesia y extubar el tubo endotraqueal después de comprobar la respiración espontánea del animal.</li>
	<li>Administrar líquidos isotónicas estériles calentadas y use una lámpara de calor eléctrico y estera de calor para mantener los animales calientes. Compruebe las condiciones de los animales con frecuencia hasta la recuperación de la anestesia. Proporcionar asistencia respiratoria cuando sea necesario. Nota: Una vez que el animal comienza a moverse, la fuente de calor debe eliminarse de la parte de la jaula para permitir que el animal elija el lado cálido o fresco.</li>
	<li>Que el animal aparte de la compañía de otros animales hasta que la respiración se recupera completamente. No devolver el animal a la compañía hasta la recuperación completa.</li>
	<li>Controlar la ingesta de alimentos y agua después de la recuperación de la anestesia y proporcionar un apoyo nutricional apropiado. Administrar analgésicos y verificar si hay signos de incomodidad o dolor.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Gibbon, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+a+mechanical+heart+and+lung+apparatus+to+cardiac+surgery.">Application of a mechanical heart and lung apparatus to cardiac surgery.</a> Minn Med. 37 (3), 171-185 (1954).</li><li>Apostolakis, E., Filos, K. S., Koletsis, E., Dougenis, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+dysfunction+following+cardiopulmonary+bypass.">Lung dysfunction following cardiopulmonary bypass.</a> J Cardiac Surg. 25 (1), 47-55 (2010).</li><li>Popovic, P., Horecky, J., Popovic, V. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Instrumental+responses+in+rats+after+hypothermic+cardiopulmonary+by-pass.">Instrumental responses in rats after hypothermic cardiopulmonary by-pass.</a> P Soc Exp Biol Med. 126 (1), 225-228 (1967).</li><li>Fabre, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+recovery+model+of+partial+cardiopulmonary+bypass+in+the+rat.">A recovery model of partial cardiopulmonary bypass in the rat.</a> Perfusion. 16 (3), 215-220 (2001).</li><li>Hirao, S., Masumoto, H., Minatoya, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+cardiopulmonary+bypass+models+to+Investigate+multi-organ+injury.">Rat cardiopulmonary bypass models to Investigate multi-organ injury.</a> Clin Surg. 2, 1-6 (2017).</li><li>Jungwirth, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurologic+outcome+after+cardiopulmonary+bypass+with+deep+hypothermic+circulatory+arrest+in+rats:+description+of+a+new+model.">Neurologic outcome after cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest in rats: description of a new model.</a> J Thorac Cardiov Sur. 131 (4), 805-812 (2006).</li><li>de Lange, F., Yoshitani, K., Podgoreanu, M. V., Grocott, H. P., Mackensen, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+survival+model+of+cardioplegic+arrest+and+cardiopulmonary+bypass+in+rats:+a+methodology+paper.">A novel survival model of cardioplegic arrest and cardiopulmonary bypass in rats: a methodology paper.</a> J Cardiothorac Surg. 3, 51 (2008).</li><li>Peters, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+experimental+model+of+myocardial+infarction+and+controlled+reperfusion+using+a+miniaturized+cardiopulmonary+bypass+in+rats.">An experimental model of myocardial infarction and controlled reperfusion using a miniaturized cardiopulmonary bypass in rats.</a> Interact Cardiovasc Th. 19 (4), 561-564 (2014).</li><li>Engels, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+cardiopulmonary+bypass+with+deep+hypothermic+circulatory+arrest+rat+model+for+the+investigation+of+the+systemic+inflammation+response+and+induced+organ+damage.">A cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest rat model for the investigation of the systemic inflammation response and induced organ damage.</a> J Inflamm. 11 (26), (2014).</li><li>Pinto, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+extracellular+isoform+of+superoxide+dismutase+has+a+significant+impact+on+cardiovascular+ischaemia+and+reperfusion+injury+during+cardiopulmonary+bypass.">The extracellular isoform of superoxide dismutase has a significant impact on cardiovascular ischaemia and reperfusion injury during cardiopulmonary bypass.</a> Eur J Cardio-Thorac. 50 (6), 1035-1044 (2016).</li><li>Zhang, Z., Wu, Y., Zhao, Y., Xiao, X., Liu, J., Zhou, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+changes+in+HMGB1+levels+correlate+with+inflammatory+responses+during+cardiopulmonary+bypass.">Dynamic changes in HMGB1 levels correlate with inflammatory responses during cardiopulmonary bypass.</a> Exp Ther Med. 5 (5), 1523-1527 (2013).</li><li>Kohno, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+serum+high-mobility+group+box+1+protein+elevation+on+oxygenation+impairment+after+thoracic+aortic+aneurysm+repair.">Impact of serum high-mobility group box 1 protein elevation on oxygenation impairment after thoracic aortic aneurysm repair.</a> Heart Vessels. 26 (3), 306-312 (2011).</li><li>Tseng, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+serum+biomarkers+and+clinical+factors+on+intensive+care+unit+mortality+and+6-month+outcome+in+relatively+healthy+patients+with+severe+pneumonia+and+acute+respiratory+distress+syndrome.">Impact of serum biomarkers and clinical factors on intensive care unit mortality and 6-month outcome in relatively healthy patients with severe pneumonia and acute respiratory distress syndrome.</a> Dis Markers. 2014, (2014).</li><li>Paparella, D., Yau, T. M., Young, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiopulmonary+bypass+induced+inflammation:+pathophysiology+and+treatment.+An+update.">Cardiopulmonary bypass induced inflammation: pathophysiology and treatment. An update.</a> Eur J Cardio-Thorac. 21 (2), 232-244 (2002).</li><li>Hirao, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recombinant+human+soluble+thrombomodulin+prevents+acute+lung+injury+in+a+rat+cardiopulmonary+bypass+model.">Recombinant human soluble thrombomodulin prevents acute lung injury in a rat cardiopulmonary bypass model.</a> J Thorac Cardiov Sur. , (2017).</li><li>Yamazaki, S., Inamori, S., Nakatani, T., Suga, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activated+protein+C+attenuates+cardiopulmonary+bypass-induced+acute+lung+injury+through+the+regulation+of+neutrophil+activation.">Activated protein C attenuates cardiopulmonary bypass-induced acute lung injury through the regulation of neutrophil activation.</a> J Thorac Cardiov Sur. 141 (5), 1246-1252 (2011).</li><li>Wang, C. T., Zhang, L., Wu, H. W., Wei, L., Xu, B., Li, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Doxycycline+attenuates+acute+lung+injury+following+cardiopulmonary+bypass:+involvement+of+matrix+metalloproteinases.">Doxycycline attenuates acute lung injury following cardiopulmonary bypass: involvement of matrix metalloproteinases.</a> Int J Clin Exp Patho. 7 (11), 7460-7468 (2014).</li><li>Liu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Curcumin+attenuates+cardiopulmonary+bypass-induced+lung+oxidative+damage+in+rats.">Curcumin attenuates cardiopulmonary bypass-induced lung oxidative damage in rats.</a> J Cardiovasc Pharm T. 17 (4), 395-402 (2012).</li><li>Taki, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fetal+mesenchymal+stem+cells+ameliorate+acute+lung+injury+in+a+rat+cardiopulmonary+bypass+model.">Fetal mesenchymal stem cells ameliorate acute lung injury in a rat cardiopulmonary bypass model.</a> J Thorac Cardiov S. 153 (3), 726-734 (2017).</li><li>Zhu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+a+novel+rat+model+without+blood+priming+during+normothermic+cardiopulmonary+bypass.">Establishment of a novel rat model without blood priming during normothermic cardiopulmonary bypass.</a> Perfusion. 29, 63-69 (2014).</li><li>Inoue, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+anesthesia+worsens+outcome+of+rats+with+inflammatory+responses.">Deep anesthesia worsens outcome of rats with inflammatory responses.</a> Inflamm Res. 65 (7), 563-571 (2016).</li><li>Bradfield, J. F., Schachtman, T. R., McLaughlin, R. M., Steffen, E. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+and+physiologic+effects+of+inapparent+wound+infection+in+rats.">Behavioral and physiologic effects of inapparent wound infection in rats.</a> Lab Anim Sci. 42 (6), 572-578 (1992).</li></ol>

Todos los autores no tienen nada que revelar con respecto a soporte comercial.

En este modelo CPB de rata, el suero y pulmón niveles de expresión de citoquinas inflamatorias y HMGB-1, un factor de transcripción clave regular las respuestas inflamatorias, aumentaron después de CPB. Anteriores estudios clínicos demostraron que la secreción de suero de nivel HMGB-1 está elevada en pacientes sometidos a cirugía cardiovascular11, y el nivel máximo del suero HMGB-1 durante la CEC se asoció con síndrome de respuesta inflamatoria sistémica más grave y el deterioro de la oxigenación pulmonar después de CPB12. Además, el HMGB-1 nivel del suero es un marcador independiente para predecir la mortalidad de la unidad de cuidados intensivos en pacientes con neumonía grave y síndrome de dificultad respiratoria agudo (ARDS)13. SDRA severo relacionadas con CPB asociados con citoquinas inflamatorias y activación HMGB-1 se simula con éxito por este modelo CPB de rata.
Se han realizado numerosos estudios sobre la inflamación sistémica relacionadas con el CPB en modelos de rata debido a su utilidad para la investigación de las respuestas inflamatorias sistémicas, incluyendo proinflammatory del cytokine expresión14, kappa nuclear B activación15, neutrófila activación de moléculas de adhesión16y matriz metaloproteinasa-9 actividades17. Estrés oxidativo como la activación de la proteína de la HO-1 durante la CEC se ha investigado también mediante el uso de rata CPB modelos18.
El modelo de CPC de rata se ha desarrollado recientemente en varios procedimientos para simular situaciones clínicas de las complicaciones de la CPB. Los efectos enzimáticos, genéticos e histologic de miocardio pueden ser investigados por un paro cardiaco modelo7. Por otra parte, un modelo DHCA se divulga para revelar los mecanismos asociados a resultados adversos cerebral después de cirugía de la aorta torácica y para investigar el potencial neuroprotector estrategias6. Estos modelos, basados en el modelo de CPC rata convencional, son valiosos para evaluar los efectos diversos de la CPB, mímico de cerca situaciones clínicas en las cirugías cardiovasculares.
La tasa de supervivencia de este modelo depende de la mejora técnica del investigador. Los factores más importantes relacionados con la morbilidad están sangrando durante la separación de los vasos, ruptura cardiaca y retroperitoneo hematoma, que generalmente ocurre por fallo técnico. Buena exposición, tensión adecuada a los vasos y canulación suave son requisitos quirúrgicos para el éxito. Mantener la presión arterial media de al menos 60 mmHg controlando la sangre reservada y la solución adicional es importante para evitar la extrema anemia y deficiencia de la extremidad inferior. Embolia de aire en el intestino y otros órganos abdominales también es fundamental para evitar; una vez que esto ocurre, el procedimiento no puede completarse.
En la práctica temprana de estos procedimiento, realización de CPB es aproximadamente un 20% debido a la dificultad en la canulación y hasta el 10% de supervivencia 4 h después de CPB. Después de la experiencia con los 20 modelos, la tasa de supervivencia mejoró dramáticamente a casi 80% debido a la hemodinámica estable durante la preparación del modelo.
Al principio de establecer este modelo, volumen total del circuito del CPB era 3 mL que es mayor que la del presente. Por lo tanto, el excesivo volumen coloidal induce anemia crítica durante la CEC (significa hematocrito: 14,7%)19. Al disminuir el volumen de circuito CPB y el sangrado quirúrgico, el hematocrito durante la CEC aumentado a 21.3%, lo que permitió mantener hemodinamia estable.
El calibre 17 múltiples orificios es muy conveniente para la canulación de la vena yugular interna a la vena cava inferior a través de la aurícula derecha, debido a su longitud adecuada y la suavidad, que evita el desgaste de la pared venosa. Además, el diámetro interior de múltiples orificio y suficiente permite retorno venoso suficiente y una alta tasa de éxito. Introducir el catéter en vena cava inferior es técnico difícil debido a su forma oculta y se perfora fácilmente la pared venosa o auricular.
Canulación arterial de la arteria femoral de la rata tiende a causar isquemia de extremidad en comparación con la arteria de la cola o de la arteria carótida20. En nuestra experiencia, inestabilidad hemodinámica (BP media inferior a 60 mmHg), ligadura de la arteria femoral profunda y anemia crítica puede causar daño severo de la pierna. Mantener la presión arterial, canular una región más alta de la arteria femoral común y manteniendo un hematocrito superior están todas las soluciones para evitar la isquemia del miembro causada por el innato perfusión colateral rica de ratas.
Evitación de la catecolamina y la transfusión de sangre es necesario para investigar con precisión las respuestas hemodinámicas, bioquímicas y fisiológicas de las pruebas materiales e intervenciones. No hay necesidad de vasopresor y transfusión en absoluto durante el procedimiento en nuestro modelo. Anestesia profunda aumenta la liberación de citoquinas inflamatorias y posteriormente deteriora órgano función21. Profundidad de la anestesia apropiada, suave y la canulación de la tráquea de animales para la intubación y la canulación de la arteria femoral para control de presión arterial sin sangrado son importantes antes de la iniciación de CPB. Si hay inestabilidad hemodinámica antes de la iniciación de la CPB, tasa de éxito se reduce notablemente. Durante la CEC, se debe mantener el caudal de CPB ajustando el volumen en el depósito. En el minuto 60 después de la iniciación de la CPB, la adición cuidadosa de volumen (solución salina de 1-3 mL) se requiere debido a la inestabilidad hemodinámica por procesos inflamatorios. Sin embargo, la adición de volumen coloidal excesiva causa anemia que puede conducir a condiciones inestables. Después de CPB, la sangre en el circuito de CEC debe devolverse a la rata en 30 min la inestabilidad después de CPB significa que hay morbosidad potencial como isquemia en extremidades o en el intestino.
La profundidad de la anestesia adecuada es uno de los consejos en este modelo para disminuir la mortalidad y la morbilidad. Los anestésicos inhalantes proporcionan un control adecuado de la profundidad y la duración de la anestesia. Cuando nos intubar una cánula en la tráquea, ratas deben estar en anestesia profunda lo suficiente para perder reflejos. La respiración debe ser rítmica pero no ser arrestada. Paro respiratorio indica anestesia muy profunda, hipotensión o muerte inminente, que causa inflamación sistémica. Por el contrario, anestesia insuficiente causa más estrés al animal. Durante la CEC, movimiento del cuerpo del animal es fundamental para reducir debido a la posible extirpación accidental de las cánulas. El vaporizador de isoflurano que controla mediante el control de frecuencia cardíaca, presión arterial y movimiento de la pared de pecho es necesario durante el procedimiento. En el inicio de la CEC, puede disminuir la concentración en sangre de isoflurano de dilatación por volumen preparado. Pentobarbital intraperitoneal adicional puede permitir una profundidad estable de la anestesia.
Infecciones postoperatorias en ratas provocará numerosos cambios en parámetros fisiológicos22. Un modelo de supervivencia larga requiere estricto mantenimiento de condiciones estériles durante el procedimiento. Una habitación separada y una zona de trabajo de procedimientos asépticos son deseables. El campo quirúrgico y dispositivos deben ser desinfectados por alcohol al 70% o un compuesto de amonio cuaternario antes de su uso. Cada material que afecta probablemente a contaminación, tales como cánulas, soluciones y materiales de sutura, debe ser en un paquete estéril. Durante la CEC, cubriendo el campo quirúrgico con una gasa pequeña húmeda evita que los sitios de fuentes potenciales de contaminación. Antes de cerrar las heridas, quitar sangre de la herida y enjuague con agua estéril son necesarios para evitar la infección de la herida. En nuestra experiencia, no hay infección de la herida ha producido 24 horas después de la operación.
Hay limitaciones de este modelo de CPC en lo que es totalmente no puede imitar situaciones clínicas. En primer lugar, este corazón latiendo modelo exhibe flujo pulsátil que es diferente de clínica cirugía cardiaca con el corazón detenido. En segundo lugar, este modelo puede llevarse a cabo sin toracotomía, y esto no reproduciría completamente clínico CPB con toracotomía mediana, que conduce a hemorragia masiva durante el procedimiento quirúrgico.
En conclusión, este modelo CPB de recuperación permite estudios de principios - y a largo plazo daños en múltiples órganos asociados a CPB. Principales ventajas de este modelo incluyen la reducción de posibles sesgos por transfusiones de sangre, vasopresores o agentes inotrópicos. Este modelo es adecuado para investigar estrategias terapéuticas dirigidas a prevenir lesión multiorgánica durante la CEC.

En 1953, el Dr. John H. Gibbon Jr. realizó con éxito la primera cirugía cardíaca con CEC1, y posteriormente se convirtió en una modalidad fundamental en cirugía cardiovascular. Mientras que los dispositivos y técnicas se han refinado notablemente, órganos de múltiples complicaciones relacionadas con el CPB aún comprometen el resultado de cirugías cardiovasculares y pueden afectar la morbilidad y la mortalidad postoperatoria2. Daño a los órganos relacionados con el CPB es causada por la activación del sistema inmunológico y síntesis de citoquinas proinflamatorias, la activación del complemento y producción de radicales libres de oxígeno2. Su Fisiopatología, sin embargo, ha no se ha aclarado completamente.
Modelos animales Recapitulando el uso clínico de CPB permiten la clarificación de los procesos fisiopatológicos durante y después de la CEC; Esto puede facilitar los estudios preclínicos en el desarrollo de estrategias para evitar estas complicaciones. Desde de Popovic et al. reportada por primera vez un modelo de rata CPB en 19673, rata CPB modelos se han refinado y poco a poco han tomado el lugar de los modelos de animal de gran tamaño debido a una mayor rentabilidad, procesos experimentales convenientes y una plétora de pruebas de métodos en genética y niveles de proteína. Además, las ratas consanguíneas pueden ser genéticamente idénticas, reducir posibles sesgos biológicos.
Fabre et al. estableció por primera vez un modelo de recuperación que permitió el estudio de largo plazo múltiples secuelas órgano de CPB4. Las ventajas de este modelo de supervivencia simple son la flexibilidad (flujo CPB y duración), condición vital estable y reproducibilidad en la inflamación sistémica. Modelos CPB de rata se han convertido en cruciales para la investigación de estrategias terapéuticas que tienen como objetivo prevenir lesión multiorgánica durante CPB5, y recientemente se han desarrollado varios modelos para simular situaciones clínicas durante la CEC. De Lange et al. desarrollado un modelo de paro cardíaco, que puede utilizarse para caracterizar las respuestas enzimáticas, genéticas e histológicas relacionados con la lesión del miocardio7. Peters et al. arregló el infarto de miocardio y la reperfusión controlada usando un modelo miniatura de CPB para analizar la disfunción del corazón a través de la isquemia focal y lesiones de reperfusión8. Jungwirth et al. estableció por primera vez un modelo de la detención circulatoria hipotérmica profunda (DHCA), que puede aclarar la lesión de isquemia y reperfusión global DHCA y soportes potenciales neuroprotectores estrategias6. Estudios con DHCA investigan la influencia de la hipotermia, la reperfusión o hemólisis activa señalización de eventos9. Hipotermia profunda puede afectar la activación y la inactivación de varias enzimas y vías y los mecanismos siguen siendo desconocido10. Por otro lado, modelos de fallo cardiaco o corazón isquemia modelos deben utilizarse para investigar lesiones de isquemia y reperfusión corazón. Estos diversos modelos CPB de rata que recapitulan muy humano CPB pueden revelar procesos patológicos relacionados con la CPC y ayudar a mitigar las complicaciones relacionadas con el CPB.
Este protocolo muestra un modelo simple de CPB sin transfusión o agentes inotrópicos en una rata. Este modelo permite el estudio de largo plazo múltiples secuelas órgano de CPB.

<table><tbody><tr><td>Rodent Ventilator 7025</td><td>Ugo Basile</td><td>7025</td><td>Ventilator</td></tr><tr><td>OxiQuant B</td><td>ENVITEC</td><td>46-00-0023</td><td>Oxygen Sensor</td></tr><tr><td>CMA 450 Temperature Controller</td><td>CMA</td><td>8003759</td><td>Temperature Controller</td></tr><tr><td>CMA 450 Heating Pad</td><td>CMA</td><td>8003763</td><td></td></tr><tr><td>CMA 450 Rectal Probe</td><td>CMA</td><td>8003761</td><td></td></tr><tr><td>DIN(8) to Disposable BP Transducer</td><td>ADInstruments</td><td>MLAC06</td><td></td></tr><tr><td>Disposable BP Transducer</td><td>ADInstruments</td><td>MLT0670</td><td></td></tr><tr><td>IX-214 Data Recorder</td><td>iWorx Systems</td><td>IWX-214</td><td>amplifier</td></tr><tr><td>LabScribe software</td><td>iWorx Systems</td><td></td><td>software</td></tr><tr><td>Roller pump</td><td>Furue Science</td><td>Model RP-VT</td><td>pump</td></tr><tr><td>Happy Cath</td><td>Medikit</td><td>EB 19G 4HCLs PP</td><td>17-gauge multiorifice angiocatheter</td></tr><tr><td>SURFLO ETFE I.V. Catheter</td><td>Terumo</td><td>SR-OX2419CA</td><td>24-gauge angiocatheter</td></tr><tr><td>Oxygenator</td><td>Mera</td><td>HPO-002</td><td></td></tr><tr><td>CPB circuit</td><td>Mera</td><td>custom-made</td><td></td></tr><tr><td>Hespander fluid solution</td><td>Fresenius Kabi</td><td>3319547A4035</td><td>Hydroxyethyl starch</td></tr></tbody></table>

a recovery cardiopulmonary bypass model without transfusion or inotropic agents in rats

Puente cardiopulmonar (CPB) es indispensable en cirugía cardiovascular. A pesar del refinamiento espectacular técnica CPB y dispositivos, complicaciones del multi-órgano CPB relacionados con prolongada aún comprometer el resultado de cirugías cardiovasculares y pueden empeorar la mortalidad y la morbilidad postoperatoria. Modelos animales Recapitulando el uso clínico de CPB permiten la clarificación de los procesos fisiopatológicos que ocurren durante la CEC y facilitan los estudios preclínicos para desarrollar estrategias de protección contra estas complicaciones. Modelos CPB de rata son ventajosos debido a su mayor rentabilidad, convenientes procesos experimentales, métodos de prueba abundante en la genética o los niveles de proteínas y consistencia genética. Pueden ser utilizados para investigar la activación del sistema inmunológico y síntesis de citoquinas proinflamatorias, la activación del complemento y producción de radicales libres de oxígeno. Los modelos de rata se han refinado y poco a poco han tomado el lugar de los modelos de animal de gran tamaño. Aquí, describimos un modelo simple de CPB sin transfusión y/o agentes inotrópicos en una rata. Este modelo de recuperación permite el estudio de largo plazo múltiples secuelas órgano de CPB.

La figura 1 muestra el circuito completo de CPB. Las variables fisiológicas en este modelo se muestran en la figura 2e incluyen temperatura rectal, significan la presión arterial y frecuencia cardiaca. La figura 3 muestra el análisis del gas de sangre arterial durante la CEC, incluyendo la presión parcial de oxígeno arterial, presión parcial de dióxido de carbono arterial, hematocrito, exceso de base, expresión del suero del potasio y el potencial de hidrógeno. Durante todo el procedimiento, la frecuencia cardíaca y presión arterial media eran estables. La temperatura rectal y hematocrito disminuido al principio del CPB por hemodilución causada por el volumen de cebado. La presión parcial de oxígeno arterial aumentó significativamente durante el CPB debido a la oxigenación de la membrana. Representante de hematoxilina y eosina tinción imágenes de pulmones se muestran en la figura 4, que incluye las imágenes del grupo CPC (figura 4B, D) y el grupo de operación simulada (figura 4A, C) y los cocientes de la PaO2 / FiO2 después de la CPB en comparación con la línea de base (figura 4E). De edema intersticial, infiltración de células inflamatorias y hemorragia, se observó una diferencia significativa en el grupo CPB. Figura 5 muestra la concentración sérica del factor de necrosis tumoral-α (TNF-α), interleucina 6 (IL-6) y alta movilidad Grupo 1 caja (HMGB1) niveles después de CPB.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56986/56986fig1.jpg"> Figura 1 : Circuito de la CEC. Todo el circuito de CEC consiste en un depósito (8 mL), un oxigenador de membrana con un volumen de cebado de 3,3 mL y una bomba de rodillo. Todas las piezas están conectadas por tubos de cloruro de polivinilo, incluyendo una línea de drenaje venoso (diámetro externo (OD), 3,3 mm, diámetro interno (ID), 2 mm, aproximadamente 1,4 mL), una línea arterial (OD, 2 mm; ID, de 1,2 mm; aproximadamente 1,2 mL) y un tubo de fijación del rodillo de la bomba (OD, 6,6 mm; ID, de 4,5 mm; aproximadamente 2,8 mL). Volumen de cebado total es 11 mL incluyendo aproximadamente 3 mL en el tanque. <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56986/56986fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56986/56986fig2.jpg"> Figura 2 : Las variables fisiológicas. Las variables fisiológicas durante y después de CPB, incluyendo temperatura rectal (A), (B) la presión arterial media y la frecuencia cardíaca (C) (n = 6). Los puntos y las barras de error se presentan como media y desviación estándar. CPB, derivación cardiopulmonar; Pre, antes de CPC; CPB X, X min después del inicio del CPC; X el post, X min después del final del CPB. <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56986/56986fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56986/56986fig3.jpg"> Figura 3 : Análisis de gas de sangre arterial. Análisis de gas de sangre arterial durante y después de CPB. (A) presión parcial de oxígeno arterial, (B) la presión parcial de dióxido de carbono arterial (C) hematocrito, exceso de base (D), (E) expresión de suero de potasio y (F) potencial de hidrógeno (n = 6). Los puntos y las barras de error se presentan como media y desviación estándar. CPB, derivación cardiopulmonar; Pre, antes de CPC; CPB X, X min después del inicio del CPC; X el post, X min después del final del CPB. <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56986/56986fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56986/56986fig4.jpg"> Figura 4 : Análisis histológico de los pulmones. Representante de hematoxilina y eosina tinción imágenes para el grupo de operación simulada (A, C) y el bypass cardiopulmonar realizan grupo (B, D). 4 h después de CPB. La severidad de la dificultad respiratoria se correlacionó con el grado de resultados patológicos en edema y hemorragia. Barras de escala; 50 μm (a, B), 1 mm (C, D). (E) la relación entre PaO2/FiO2 después del CPB en comparación con la basal en el grupo sham y grupo control (n = 6 en cada grupo). Los puntos y las barras de error se presentan como media y desviación estándar. p < 0.01 vs grupo Sham. CPB, derivación cardiopulmonar; PaO2, presión parcial de oxígeno arterial; FiO2, fracción de oxígeno inspirado; X el post, X min después del final del CPB. <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56986/56986fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56986/56986fig5.jpg"> Figura 5 : Evaluación de las respuestas inflamatorias en el suero. Concentración del suero de (A) factor de necrosis tumoral-α (TNF-α), (B) interleukin-6 (IL-6) y (C) alta movilidad Grupo 1 caja (HMGB1) después de CPB. n = 5 para cada grupo: farsa grupo y CPB de ratas sometidos a CEC. Los puntos y las barras de error se presentan como media y desviación estándar. p < 0.05, †p < 0.001 vs grupo Sham. CPB, derivación cardiopulmonar; X el post, X min después del final del CPB. <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56986/56986fig5large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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A Recovery Cardiopulmonary Bypass Model Without Transfusion or Inotropic Agents in Rats

Un modelo de derivación cardiopulmonar de recuperación sin transfusión o agentes inotrópicos en ratas

Aquí, presentamos un protocolo para describir un modelo de recuperación simple puente cardiopulmonar sin transfusión o agentes inotrópicos en una rata. Este modelo permite el estudio de largo plazo múltiples secuelas órgano de puente cardiopulmonar.

Cardiopulmonary bypass (CPB) is indispensable in cardiovascular surgery. Despite the dramatic refinement of CPB technique and devices, multi-organ ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

7.8K vistas.  Kyoto University. Aquí, presentamos un protocolo para describir un modelo de recuperación simple puente cardiopulmonar sin transfusión o agentes inotrópicos en una rata. Este modelo permite el estudio de largo plazo múltiples secuelas órgano de puente cardiopulmonar.

Video: A Recovery Cardiopulmonary Bypass Model Without Transfusion or Inotropic Agents in Rats

Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization and for minimizing organ damage resulting from prolonged extracorporal circulation. The goal of this paper was to demonstrate a fully functional and clinically relevant model of cardiopulmonary bypass in a mouse. We report on the device design, perfusion circuit optimization, and microsurgical techniques. This model is an acute model, which is not compatible with survival due to the need for multiple blood drawings. Because of the range of tools available for mice (e.g., markers, knockouts, etc.), this model will facilitate investigation into the molecular mechanisms of organ damage and the effect of cardiopulmonary bypass in relation to other comorbidities.

This paper describes how to perform cardiopulmonary bypass in mice. This novel model will facilitate the investigation of the molecular mechanisms involved in organ damage.

Puente cardiopulmonar en un modelo de ratón: un nuevo enfoque

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

Investigación

Medicina

Pre-clinical Model of Cardiac Donation after Circulatory Death

Cardiac transplantation demand is on the rise; nevertheless, organ availability is limited due to a paucity of suitable donors. Organ donation after circulatory death (DCD) is a solution to address this limited availability, but due to a period of prolonged warm ischemia and the risk of tissue injury, its routine use in cardiac transplantation is seldom seen. In this manuscript we provide a detailed protocol closely mimicking current clinical practices in the context of DCD with continuous monitoring of heart function, allowing for the evaluation of novel cardioprotective strategies and interventions to decrease ischemia-reperfusion injury.
In this model, the DCD protocol is initiated in anesthetized Lewis rats by stopping ventilation to induce circulatory death. When systolic blood pressure drops below 30 mmHg, the warm ischemic time is initiated. After a pre-set warm ischemic period, hearts are flushed with a normothermic cardioplegic solution, procured, and mounted onto a Langendorff ex vivo heart perfusion system. Following 10 min of initial reperfusion and stabilization, cardiac reconditioning is continuously evaluated for 60 min using intraventricular pressure monitoring. A heart injury is assessed by measuring cardiac troponin T and the infarct size is quantified by histological staining. The warm ischemic time can be modulated and tailored to develop the desired amount of structural and functional damage. This simple protocol allows for the evaluation of different cardioprotective conditioning strategies introduced at the moment of cardioplegia, initial reperfusion and/or during ex vivo perfusion. Findings obtained from this protocol can be reproduced in large models, facilitating clinical translation.

This protocol shows a simple and flexible approach for the evaluation of new conditioning agents or strategies to increase the feasibility of cardiac donation after circulatory death.

Modelo preclínico de donación cardíaca después de la muerte circulatoria

Cardiac transplantation demand is on the rise; nevertheless, organ availability is limited due to a paucity of suitable donors. Organ donation after ...

A Rat Lung Transplantation Model of Warm Ischemia/Reperfusion Injury: Optimizations to Improve Outcomes

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods for choosing appropriate cuff sizes for the pulmonary vein (PV), pulmonary artery (PA), or bronchus (Br) are varied, thus making the determination of proper cuff size during rat lung transplantation an exercise of trial and error. By standardizing the cuffing technique to use the smallest effective cuff appropriate for the size of the vessel or bronchus, one can make the transplantation procedure safer, faster, and more successful. Since diameters of the PV, PA, and Br are related to the body weight of the rat, we present a strategy to choosing an appropriate size using a weight-based guide. Since lung volume is also related to body weight, we recommend that this relationship should also be considered when choosing the proper volume of air for donor lung inflation during warm ischemia as well as for the proper volume of PBS to be instilled during bronchoalveolar lavage (BAL) fluid collection. We also describe methods for 4th intercostal space dissection, wound closure, and sample collection from both the native and transplanted lobes.

Here, we present optimizations to a rat lung transplantation model that serve to improve outcomes. We provide a size guide for cuffs based on body weight, a measurement strategy to ascertain the 4th intercostal space, and methods of wound closure and BAL (bronchoalveolar lavage) fluid and tissue collection.

Un modelo de trasplante de pulmón de rata de lesión por isquemia/reperfusión caliente: optimizaciones para mejorar los resultados

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods ...

A New Model of Heart Failure Post-Myocardial Infarction in the Rat

Ligation of the left anterior descending (LAD) coronary artery has been widely used to establish the rat model of heart failure (HF) post myocardial infarction (MI). However, the disadvantages of this model include high mortality rate after ligation and larger variations both in the infarct size and the degree of impaired cardiac function. In addition, a ventilator or exteriorization of the heart is indispensable for the previous models, which complicates the procedure during the ligation. In this study, we developed a reliable and reproducible model without the ventilator or exteriorization of the heart by ligating the LAD coronary artery. Four weeks after the procedure, we found that the serum concentrations of CK-MB, NT-proBNP, and Renin, which were used to assist diagnoses of MI and HF, were significantly higher in the MI group compared to the sham group. In contrast, the value of left ventricle ejection fraction (LVEF) in the MI group was obviously less than in the sham group. Furthermore, the infarct size and cardiac fibrosis area were individually confirmed and quantitatively analyzed by TTC staining and Masson's trichrome staining. Smaller variations were found in either infarct size or fibrosis area in the MI group, which helped to develop a reliable and reproducible model of HF post-MI. This new model of HF post-MI in the rat is vital for studying the potential mechanisms of MI and HF. This new method can be used to develop the new drug for treatment of MI and HF in rats by using pharmacological strategies.

We successfully developed a reliable and reproducible model of heart failure post-myocardial infarction in the rat without ventilation or exteriorization of the heart. This simplifies the procedure and benefits the further studies about the potential mechanisms behind the heart failure.

Ligation of the left anterior descending (LAD) coronary artery has been widely used to establish the rat model of heart failure (HF) post myocardial ...

Large-Animal Model of Donation after Circulatory Death and Normothermic Regional Perfusion for Cardiac Assessment

The increase in demand for cardiac transplantation throughout the years has fueled interest in donation after circulatory death (DCD) to expand the organ donor pool. However, the DCD process is associated with the risk of cardiac tissue injury due to the inevitable period of warm ischemia. Normothermic regional perfusion (NRP) allows for an in situ organ assessment, allowing the procurement of hearts determined to be viable. Here, we describe a clinically relevant large-animal model of DCD followed by NRP. Circulatory death is established in anesthetized pigs by stopping mechanical ventilation. After a preset warm ischemia period, an extracorporeal membrane oxygenator (ECMO) is used for a NRP period lasting at least 30 min. During this reperfusion period, the model allows the collection of various myocardial biopsies and blood samples for initial cardiac evaluation. Once NRP is weaned, biochemical, hemodynamic, and echocardiographic assessments of cardiac function and metabolism can be performed before organ procurement. This protocol closely simulates the clinical scenario previously described for DCD and NRP in heart transplantation and has the potential to facilitate studies aimed at decreasing ischemia-reperfusion injury and enhance cardiac functional preservation and recovery.

The protocol describes a large-animal (porcine) model of donation after circulatory death, followed by thoracoabdominal normothermic regional perfusion that closely simulates the clinical scenario in heart transplantation, and has the potential to facilitate therapeutic studies and strategies.

Modelo animal grande de donación después de la muerte circulatoria y perfusión regional norterámica para la evaluación cardíaca

The increase in demand for cardiac transplantation throughout the years has fueled interest in donation after circulatory death (DCD) to expand the organ ...

Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation

Heart transplantation is the most effective therapy for end-stage heart failure. Despite the improvements in therapeutic approaches and interventions, the number of heart failure patients waiting for transplantation is still increasing. The normothermic ex situ preservation technique has been established as a comparable method to the conventional static cold storage technique. The main advantage of this technique is that donor hearts can be preserved for up to 12 h in a physiologic condition. Moreover, this technique allows resuscitation of the donor hearts after circulatory death and applies required pharmacologic interventions to improve donor function after implantation. Numerous animal models have been established to improve normothermic ex situ preservation techniques and eliminate preservation-related complications. Although large animal models are easy to handle compared to small animal models, it is costly and challenging. We present a rat model of normothermic ex situ donor heart preservation followed by heterotopic abdominal transplantation. This model is relatively cheap and can be accomplished by a single experimenter.

Here, we present an assessment protocol of a heterotopically implanted heart after normothermic ex situ preservation in the rat model.

Modelo de rata de trasplante cardíaco heterotópico con perfusión ex-situ normotémica

Heart transplantation is the most effective therapy for end-stage heart failure. Despite the improvements in therapeutic approaches and interventions, the ...

Reanimación cardiopulmonar extracorpórea en modelo animal tras un paro cardiaco

Pediatric Animal Model of Extracorporeal Cardiopulmonary Resuscitation After Prolonged Circulatory Arrest

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive investigation of this disease requires appropriate and validated animal models. Piglets are commonly used for translational research due to their analogous anatomy and physiology. This work aimed to describe and validate a neonatal piglet model of cardiopulmonary bypass (CPB) with circulatory and cardiac arrest (CA) as a tool for studying severe brain damage and other complications of cardiac surgery. In addition to including a list of materials, this work provides a roadmap for other investigators to plan and execute this protocol. After experienced practitioners performed several trials, the representative results of the model demonstrated a 92% success rate, with failures attributed to small piglet size and variant vessel anatomy. Furthermore, the model allowed practitioners to select from a wide variety of experimental conditions, including varying times in CA, temperature alterations, and pharmacologic interventions. In summary, this method uses materials readily available in most hospital settings, is reliable and reproducible, and can be widely employed to enhance translational research in children undergoing heart surgery.

Autor destacado: Simulación de cirugía cardíaca pediátrica mediante un modelo de lechones neonatos

This protocol describes a neonatal porcine model of cardiopulmonary bypass (CPB), with circulatory and cardiac arrest as a tool for studying severe brain damage and other complications secondary to CPB.

Modelo animal pediátrico de reanimación cardiopulmonar extracorpórea tras parada circulatoria prolongada

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive ...

Modified Heterotopic Abdominal Heart Transplantation and a Novel Aortic Regurgitation Model in Rats

Over the past 50 years, many researchers have reported heterotopic abdominal heart transplantation in mice and rats, with some variations in the surgical technique. Modifying the transplantation procedure to strengthen the myocardial protection could prolong the ischemia time while preserving the donor&#39;s cardiac function. This technique&#39;s key points are as follows: transecting the donor&#39;s abdominal aorta before harvesting to unload the donor&#39;s heart; perfusing the donor&#39;s coronary arteries with a cold cardioplegic solution; and topical cooling of the donor&#39;s heart during the anastomosis procedure. Consequently, since this procedure prolongs the acceptable ischemia time, beginners can easily perform it and achieve a high success rate.
Moreover, a new aortic regurgitation (AR) model was established in this work using a technique different from the existing one,&#160;which is created by inserting a catheter from the right carotid artery and puncturing the native aortic valve under continuous echocardiographic guidance. A heterotopic abdominal heart transplantation was performed using the novel AR model. In the protocol, after the donor&#39;s heart is harvested, a stiff guidewire is inserted into the donor&#39;s brachiocephalic artery and advanced toward the aortic root. The aortic valve is punctured by pushing the guidewire further even after the resistance is felt, thus inducing AR. It is easier to damage the aortic valve using this method than with the procedure described in the conventional AR model. Additionally, this novel AR model does not contribute to the recipient&#39;s circulation; therefore, this method is expected to produce a more severe AR model than the conventional procedure.

This study demonstrates a reproducible heterotopic abdominal heart transplantation technique in rats that beginners can learn and perform. Additionally, a novel aortic regurgitation model in rats is generated by performing heterotopic abdominal heart transplantation and damaging the donor's aortic valve using a guidewire after harvesting.

Trasplante de corazón abdominal heterotópico modificado y un nuevo modelo de regurgitación aórtica en ratas

Over the past 50 years, many researchers have reported heterotopic abdominal heart transplantation in mice and rats, with some variations in the surgical ...

Un modelo de derivación cardiopulmonar de recuperación sin transfusión o agentes inotrópicos en ratas

Resumen

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Puente cardiopulmonar en un modelo de ratón: un nuevo enfoque

Modelo preclínico de donación cardíaca después de la muerte circulatoria

Un modelo de trasplante de pulmón de rata de lesión por isquemia/reperfusión caliente: optimizaciones para mejorar los resultados

A New Model of Heart Failure Post-Myocardial Infarction in the Rat

Modelo animal grande de donación después de la muerte circulatoria y perfusión regional norterámica para la evaluación cardíaca

Modelo de rata de trasplante cardíaco heterotópico con perfusión ex-situ normotémica

Modelo animal pediátrico de reanimación cardiopulmonar extracorpórea tras parada circulatoria prolongada

Modelo animal pediátrico de reanimación cardiopulmonar extracorpórea tras parada circulatoria prolongada

Modelo animal pediátrico de reanimación cardiopulmonar extracorpórea tras parada circulatoria prolongada

Trasplante de corazón abdominal heterotópico modificado y un nuevo modelo de regurgitación aórtica en ratas