Dies ist ein wirtschaftliches und reproduzierbares Modell der Herztransplantation. Es kann sowohl zur Verbesserung der mikrochirurgischen Fähigkeiten als auch zur Verwendung genetisch veränderter Mausstämme als Spender oder Empfänger verwendet werden. Die Technik umfasst im Großen und Ganzen die gesamte Schmerzbehandlung und Anästhesiekomplexität der normalen menschlichen Chirurgie, um die Morbidität nach der Operation zu begrenzen.
Dieses Modell ist entscheidend für die Untersuchung der chirurgisch induzierten Immunität, der Auswirkungen von Mismatch auf die Transplantatabstoßung und der Langlebigkeit von Transplantaten. Die allgemeinen chirurgischen Ansätze dieses Modells können in modifizierter Form auf andere Organtransplantationen von Mäusen angewendet werden. Die mikroskopische Skala und die damit verbundenen Zeitbeschränkungen lassen eine geringe Fehlerspanne zu.
Der Schlüssel zum Erfolg ist regelmäßiges Üben mit professioneller Betreuung, das spezifisches Feedback zu Problembereichen gibt. Das Verfahren wird von Frau Liu Liu, einer wissenschaftlichen Mitarbeiterin aus meinem Labor, demonstriert. Die chirurgischen Eingriffe werden von Dr. Wen Hua Huang, Frau Jas Kaur und Frau Xiao Zhang unterstützt.
Nachdem Sie die Maus betäubt und aus der Induktionskammer genommen haben, entfernen Sie die Haare, indem Sie den Bauchbauch mit einer Haarschneidemaschine gründlich rasieren. Im Fall des Spenders rasieren Sie den Bereich, der sich von den Genitalien bis zum oberen Rand des ventralen Thorax erstreckt. Achten Sie darauf, dass der rasierte Bereich seitlich bis zur Mittelachsellinie reicht.
Überwachen Sie die Temperatur, indem Sie eine saubere, geschmierte Rektalsonde in das Rektum des Tieres einführen und sie dann mit Mikroporenband am Operationskarton befestigen. Beurteilen Sie die Narkosetiefe, indem Sie die Reaktionen auf die Stimulation der Pfote oder des Schwanzes durch den Druck einer traumatischen Pinzette, den Lidreflex und den Muskeltonus beobachten. Messen Sie die Atemfrequenz, indem Sie die Bewegung der Brustwand beobachten, während Sie die Atemanstrengung beobachten, um das Tidalvolumen zu beurteilen, und berechnen Sie dann die Atemfrequenz, wie im Manuskript beschrieben.
Sobald die Operationsstelle mit sterilen Applikatoren mit Wattestäbchen desinfiziert ist, tragen Sie Chlorhexidin dreimal in kreisenden Bewegungen von der Mitte der Operationsstelle zu den Rändern auf, gefolgt von einer Kombination aus Chlorhexidin und Ethanol im gleichen Muster. Bereiten Sie das Operationsfeld vor, indem Sie sterile OP-Abdeckungen auf beiden Seiten des Operationskartons anbringen, um sterile Instrumente zu platzieren. Nachdem Sie eine kleine ovale Öffnung in das Tuch gemacht haben, platzieren Sie das gefensterte Tuch an der vorgeschlagenen Einschnittstelle.
Nachdem Sie das Tier wie zuvor gezeigt vorbereitet haben, tragen Sie Augengleitmittel auf. Injizieren Sie mit einer 29-Gauge-Insulinspritze entlang der geplanten Inzisionsstelle subkutan eine gewichtsabhängige Dosis Bupivacain in den ventralen Abdomen und achten Sie auf eine gerade Linie sichtbarer Bläschen, die das Ausmaß des geplanten Schnitts abdeckt. Verwenden Sie dann eine sterile chirurgische Skalpellklinge, um einen Hautschnitt in der ventralen Mittellinie unter achtfacher Vergrößerung vorzunehmen.
Achten Sie darauf, dass die Laparotomie den Unterbauch bis zum Rippenrand überspannt. Und setzen Sie einen Retraktor ein, um das Operationsfeld zu maximieren. Befeuchten Sie das Segment der sterilen Gaze mit erwärmter 0,9%iger Natriumchloridlösung und positionieren Sie es an der oberen Seite der Operationsstelle.
Verwenden Sie nun angefeuchtete, sterile Wattestäbchen, um den Darm sanft auszuweiden. Positionieren Sie sie auf dieser Gaze und wickeln Sie die Gaze um die Orgel. Befreien und mobilisieren Sie mit einer Kombination aus Applikatoren mit Wattespitze und einer Rundkörpernahtzange die Bauchschlagader und die untere Hohlvene mit einer stumpfen Dissektionstechnik vom umgebenden Gewebe.
Stellen Sie sicher, dass sich der Abstandsbereich zwischen der infrarenalen Seite der Gefäße und über der Bifurkation der Aorta befindet. Nachdem Sie die hinteren Bauchgefäße identifiziert haben, ziehen Sie die Aorta mit einer Pinzette sanft in eine Richtung von der Wirbelsäule weg. Machen Sie auf beiden Seiten dieser Gefäße einen Kanal, indem Sie die gekrümmte Pinzette hinter den Bauchgefäßen führen.
Jedes Gefäß wurde identifiziert und in der geplanten Anastomosenzone mobilisiert, wobei Längen aus 10-O-Nylon verwendet wurden, die mit Instrumenten mit einem zusätzlichen Wurf in die Knoten des Chirurgen gebunden wurden. Isolieren Sie die Anastomosenstelle von der Durchblutung, indem Sie eine chirurgische Klemme am Kopf und an den Enden des Bauchgefäßes anbringen. Stellen Sie sicher, dass die Klemmen beide Gefäße in ausreichendem Maße kreuzen, um einen vollständigen Verschluss zu gewährleisten.
Verwenden Sie eine Pinzette in der nicht dominanten Hand, um die Aorta zu stabilisieren. Führen Sie eine Aortotomie mit einer 30-Gauge-Nadel an der vorderen Seite der Aorta durch. Verlängern Sie die Aortotomie mit einer mikrochirurgischen Schere mit gerader Spitze.
Um eine Adenotomie durchzuführen, verwenden Sie eine gerade Pinzette und üben Sie eine sanfte anteriore Traktion auf die untere Hohlvene an der Stelle aus, die mit der Mitte der Aortotomie übereinstimmt. Verwenden Sie eine gebogene mikrochirurgische Schere, bei der die konkave Seite nach vorne zeigt, um ein Segment der unteren Hohlvene von gleicher Länge wie bei der Aortotomie zu entfernen. Waschen Sie das Innere der geöffneten Gefäße mit heparinisierter Natriumchloridlösung.
Legen Sie das Spenderherz in den Bauchraum und achten Sie darauf, dass sich die aufsteigende Aorta direkt neben der abdominalen Aortotomie befindet und das Herz gedreht wird, damit die Pulmonalarterie für die zweite Anastomose durchgezogen werden kann. Platzieren Sie mit 10-O-Nylon eine Stay-Naht zwischen der 12:00-Position der Aortotomie und dem entsprechenden Ende des Lumens der aufsteigenden Aorta. Binden Sie eine Pinzette mit gerader Spitze in einem mikrochirurgischen Nadelhalter mit drei aufeinanderfolgenden Würfen eines Chirurgenknotens und schneiden Sie die Enden ab, um etwa zwei Millimeter Naht zu erhalten.
Platzieren Sie eine zweite Stay-Naht zwischen der 6:00-Position der Aortotomie und dem entsprechenden Aspekt der aufsteigenden Aorta. Da diese Naht auch als Basis für nachfolgende laufende Nähte dient, lassen Sie mindestens 10 Millimeter des Schwanzes für die endgültige Abbindung übrig. Platzieren Sie eine durchgehend verlaufende Naht aus 10-O-Nylon aufsteigend, um den anatomischen rechten Rand der Aortotomie und den entsprechenden freien Rand der aufsteigenden Aorta entgegenzusetzen.
Führen Sie diesen Vorgang sorgfältig durch und verwenden Sie ungefähr vier Würfe für diese Schnur. Führen Sie das freie Ende der Naht um die distale Stegnaht herum, bevor Sie eine zweite durchgehend verlaufende Naht entlang der anatomisch linken Seite platzieren, um die Apposition mit der verbleibenden freien Kante der Aortotomie zu beeinflussen. Binden Sie die Naht mit einem Chirurgenknoten mit zwei zusätzlichen Würfen am Schwanz ab.
Platzieren Sie eine Haltenaht zwischen der 12:00-Position der unteren Hohlvene, Venotomie, und dem entsprechenden Ende des Lumens der Pulmonalarterie. Platzieren Sie von diesem Ankerpunkt aus eine durchgehend verlaufende Naht zwischen dem anatomisch verlaufenden linken Rand der Pulmonalarterie und dem entsprechenden Rand der Venotomie. Führen Sie die Nadel durch die 6:00-Position der Venotomie und die entsprechende Extremität des Lumens der Pulmonalarterie.
Führen Sie die Nadel aufsteigend durch den verbleibenden freien Rand der Pulmonalarterie und die anatomische rechte Seite der Venotomie. Verwenden Sie für diese Linie durchschnittlich vier Würfe und zeichnen Sie dann die letzten freien Ränder der Pulmonalarterie und der Venotomie zusammen. Binden Sie das freie Ende der Naht an den Anker ab und binden Sie den Chirurgenknoten mit einem Instrument mit zwei zusätzlichen Würfen und schneiden Sie den zusätzlichen Faden ab.
Überprüfen Sie die Gefäße auf Verdrehungen, die den Blutfluss beeinträchtigen würden. Positionieren Sie den Gelschaum über der Nahtlinie. Legen Sie zwei Stücke ca. zwei Millimeter Gelschaum um sie herum und formen Sie sie so, dass alle sichtbaren Nahtlinien abgedeckt sind.
Lösen Sie die Gefäßklemmen, beginnend mit der Coddle-Klemme und dann mit der Cephalo-Klemme. Da eine geringe Blutung zu erwarten ist, positionieren Sie präventiv Applikatoren mit Wattespitzen über den Anastomosenstellen, um Druck auszuüben. Nachdem Sie die sichtbaren Lecks behoben haben, überprüfen Sie das Herz auf Pulsation.
Wenn es fehlt, überprüfen Sie die Herzgefäße auf Verdrehungen, positionieren Sie dann den Darm über und um das Herz herum und befeuchten Sie die Bauchhöhle mit erwärmter Natriumchloridlösung, wenn sie trocken erscheint. Bei der kontinuierlichen ununterbrochenen Technik wird die Bauchhöhle mit nicht resorbierbarem 6-O-Prolen-Monofilament verschlossen, indem zuerst die Muskelschicht und dann die Haut vernäht werden. Sobald der Empfänger aus dem Operationskarton und aus dem Anästhetikum entfernt wurde, verabreichen Sie einen Milliliter warme Kochsalzlösung subkutan und legen Sie den Empfänger in einen vorbereiteten Käfig mit Erwärmung zur Beobachtung gemäß den postoperativen Genesungsprotokollen.
Eine vollständige Genesung und Akzeptanz wurde bei syngenen und kongenen heterotopen Mausherztransplantationen für 100 Tage nach der Operation beobachtet. Eine rasche Abstoßung wurde jedoch bereits sieben Tage nach der Operation bei größeren nicht übereinstimmenden heterotopen Mausherztransplantationen beobachtet. Bei Anastomosen müssen Sie darauf achten, wo sich Ihre Naht im Operationsfeld befindet.
Andernfalls kann es zu kritischen Schäden an Strukturen oder zu Verwicklungen der Naht kommen. Diese mikrochirurgischen Techniken der Dissektion und Anastomose sind sehr gut auf andere chirurgische Modelle von Kleinsäugern anwendbar, einschließlich heterotoper Nieren- und orthotoper Lebertransplantation, und ermöglichen es Forschern, die Abstoßung von Transplantaten zu untersuchen.
