Diese Arbeit wurde durch die USDA hauseigene Finanzierung unterstützt.

1. Vorbereitung
<ol><li>Ausrüstung, Materialien und Software zu erfassen und verarbeiten das Video Anlage Einfrieren zu sammeln.<ol>
<li>Starten Sie einen programmierbare Gefrierschrank zu, indem Sie den Ein-/Ausschalter auf auf, und stellen Sie die Temperatur um 0 ° C. Programmieren Sie den Gefrierschrank bis-8 ° C bei 1 ° C/h zu erreichen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Legen Sie einen 6 Wochen alten Erdbeere Pflanze mit 2-5 Blüten, die in einem 1 L Behälter in den Gefrierschrank gewachsen war.</li>
	<li>2 IR-Kameras (z.B. FLIR T620 Kameras) mit Befestigung Riemen und einem kleinen Holzblock, um dem richtigen konvergenzwinkel der Linsen zu produzieren. Hinweis: Die optimale Entfernung zum Zentrum der Objektive der 2 Kameras Raum in der Regel gilt das gleiche wie der Abstand zwischen den Augen1 oder ca. 7 cm.</li>
	<li>Befestigen Sie beide Kameras auf einem 10 x 10 cm Labor Jack und die Position die Buchse im Gefrierschrank nahe genug, um die Pflanze das Bild fokussiert werden kann. Passen Sie die Kameras, vertikal und horizontal so dass der gleichen Teil des Werks von beiden Kameras sichtbar ist. Verwenden Sie die Buchse beide Kameras vertikal in so positionieren, dass die 2 Bilder die ganze Pflanze und ein Teil des Bodens enthalten.</li>
	<li>2 Kameras mit USB-Anschluss an die USB-Anschlüsse auf dem Computer zu verbinden.</li>
	<li>Beide Kameras erlauben eine kontinuierliche Überwachung der Anlagen stecken Sie 2 a/c-Steckdosen.</li>
</ol>(2) Computer und Software-Setup für die Aufnahme
<ol><li>2 Fenster (1 Fenster für jede Kamera) der Software zu öffnen, durch Doppelklicken auf das Symbol für die IR-Kamera-Software 2 X. Folgen Sie den Anweisungen im Hilfe-Menü auf der linken Kamera im linken Fenster und die richtige Kamera im rechten Fenster verbinden. Hinweis: Die Details zur Nutzung der Software können über das Menü "Hilfe" zugegriffen werden. Eine einfarbige Palette eignet sich am besten für dieses Beispiel aufgrund der Notwendigkeit der Verwendung von rot-blaue Tönung für das 3D Rendering.</li>
	<li>Öffnen Sie die Screen-Capture-Software durch Doppelklicken auf das Symbol für das Programm. Passen Sie den Aufnahme-Rahmen durch Klicken und ziehen den Rahmen, so dass es beide Kameras enthält um einen Screenshot der beiden Kameras gleichzeitig zu ermöglichen. Anmerkung: Screen-capturing-video-Streams von beiden Kameras gleichzeitig ist wichtig, weil es eine einwandfreie Synchronisation der linken und rechten Ansicht erlaubt.</li>
	<li>Das Video in 3-h-Schritten für eine einfachere Verarbeitung in der video-Processing-Software aufnehmen. Hinweis: Es ist unmöglich, weiß genau, wann die Pflanze Einfrieren, deshalb es wichtig zu Datensatz eine Zeitlang vor dem Einfrieren-Event ist. Die Option zum Aufzeichnen in Segmenten ist ein Merkmal dieser Software, so ist es empfehlenswert, dass dies für 3 h aufnehmen soll. Die Software wird automatisch speichern Sie die 3-h-Aufnahme und eine neue Aufnahme beginnen. Die Datei für jede 3-h-Aufnahme wird automatisch eine Ziffernfolge nach dem Namen gegeben werden. Jede Videodatei werden von 10 bis 20 GB, also sicherstellen, dass ausreichend Speicherplatz auf einer Festplatte für mehrere Dateien dieser Größe verfügbar ist.</li>
	<li>Starten Sie das Gefrierschrank-Programm zu, wählen Sie Ausführen im Menü "Steuerung" und beginnen Sie die Bildschirmaufnahme. Drücken Sie die Rec -Taste auf das Fenster. Sicherstellen Sie, dass der Umriss zeigt den Bereich des Bildschirms gefangen rot färbt.</li>
	<li>Zeichnen Sie die Erdbeere Pflanze Einfrieren bis-8 ° C und halten Sie die Temperatur im Gefrierschrank für 1 h.</li>
	<li>Erhöhen Sie die Temperatur im Gefrierschrank bei 2 ° C/h bis der Freezer bei + 2 ° C ist. Beenden Sie die Aufnahme. Hinweis: Die gesamte Zeit einfrieren ist 14 h.</li>
	<li>.Mov mit einem Datei-Konvertierungs-Software umwandeln Sie die Dateien von Interesse von MP4-Format. Hinweis: In diesem Fall wird eine einzelne 3 h-Datei mit 1 oder mehr Einfrieren Veranstaltungen verwendet werden.</li>
</ol>3. Verarbeitung Videos mit einem Video Imaging-Software
Hinweis: Video-imaging-Software wird in diesem Beispiel verwendet werden. Anleitungen zur Verwendung der Software sind online verfügbar. In diesem Beispiel wird eine grundlegende Kenntnisse der Software übernehmen. Das Verständnis von Begriffen wie "Komposition", "Schicht", und "render-Warteschlange", sowie der verschiedenen Gremien und wie man manipulieren, wird vorausgesetzt.
<ol><li>Doppelklicken Sie im Bedienfeld "Projekt" der MOV-Datei von Interesse in der imaging-Software importieren und ziehen die Datei in der Zusammensetzung -Symbol am unteren Rand des Projektfensters. Speichern Sie das Projekt dann im gleichen Ordner enthält die original-Videos. Hinweis: Das Video aufgezeichnet wird im Vorschaufenster sichtbar.</li>
	<li>Klicken Sie auf die Region of Interest -Symbol am unteren Rand des Vorschaufensters und mit dem Cursor nur die Aufnahme von der linken Kamera zu skizzieren.</li>
	<li>Ziehen Sie das gleiche MOV-Video in der Zusammensetzung -Symbol, um eine zweite Komposition des gleichen Videos zu erstellen. Wiederholen Sie Schritt 3.3, aber dieses Mal verwenden Sie den Cursor, um nur die richtige Kamera auszuwählen.</li>
	<li>Wählen Sie Komposition > Ernte Comp, Region of Interest für die Ansicht von Links. Wiederholen Sie dies für den richtigen Durchblick. Benennen Sie jede Komposition um anzugeben, welche Links und rechts.</li>
	<li>Markieren Sie die linke Zusammensetzung durch Klicken auf es und im Hauptmenü oben Zusammensetzung auswählen > zur Renderliste hinzufügen.</li>
	<li>Klicken Sie in der Renderliste auf Ausgabe-Modul und stellen Sie sicher, dass das Video als Video (z. B.ein QuickTime video) gerendert werden soll. Klicken Sie auf die Render-Einstellungen die Auflösung ermöglichen eine schnellere Render verringern. Klicken Sie auf Ausgabe, Name video Erdbeere Links, und in demselben Ordner wie die original-Aufnahme und das Projekt speichern. Klicken Sie auf Speichern, und klicken Sie dann auf die Schaltfläche " Rendern " an der oberen rechten Seite des Fensters rendern.</li>
	<li>Wiederholen Sie Schritt 3.6 für die Erdbeere Recht Zusammensetzung.</li>
	<li>Doppelklicken Sie auf das Bedienfeld "Projekt" und importieren Sie die Erdbeere Links und Rechts der Erdbeere Videos, die nur gerendert wurden.</li>
	<li>Markieren Sie beide Videos und ziehen Sie sie in die Komposition-Symbol am unteren Rand des Projektfensters. Geben Sie in das Popup-Fenster Noch Dauerfordern 3 mit 5 Nullen für eine Dauer von 3 h. Hinweis: Beide Videos genau synchronisiert, werden im Bedienfeld "Projekt", sondern nur das oberste Video im Kompositionsfenster sichtbar sein wird.</li>
	<li>Um das andere Bild anzuzeigen, klicken Sie auf den kleinen Augapfel zu den Layer deaktivieren. Drücken Sie Steuerung/W eine Rotations Kontrolle der Bilder im Vorschaufenster mit dem Cursor zu ermöglichen. Mit Hilfe der Cursor und klicken Sie auf die oberste Schicht, ein- und ausschalten, anpassen den rotatorischen Aspekt von der oberen oder der Unteransicht, um sicherzustellen, dass beide Bilder sind in den gleichen Drehkreis. Passen Sie dann die X - und Y-Ebene direkt innerhalb des Unterprogramms 3D-Brille.</li>
	<li>Markieren Sie die oberste Schicht des Kompositionsfensters und wählen Sie Effekt > Perspektive > 3D Brille aus dem Menü oben. Hinweis: Die Parameter für den 3D Effekt "3D-Brille" in der Systemsteuerung öffnet sich.</li>
	<li>In der Systemsteuerung, klicken Sie auf das Feld rechts neben der "Ansicht von Links" – Wenn das Control Panel nicht aus dem Projektfenster getrennt ist, klicken Sie auf die Control Panel-Registerkarte am oberen Rand des Projektfensters. Die 2 Videos im Kompositionsfenster in einem Dropdown-Menü-Liste, markieren Sie das Video in der Liste für "Ansicht Links". Wiederholen Sie diesen Schritt für den "richtigen Blick".</li>
	<li>Wählen Sie im Feld rechts neben der 3D-Ansicht Rot-Blau-LR.</li>
	<li>Mit rot-blaue Brille, überprüfen Sie die Ansicht im Bedienfeld "Projekt". Wenn die 3D Ansicht scheint nicht korrekt zu sein, versuchen Sie, Tauschen Sie links-rechts. Stellen Sie Szene Konvergenz und vertikale Ausrichtung Geisterbilder und Auge Belastung zu beseitigen.</li>
	<li>Wenn der 3D Aspekt des Videos akzeptabel ist, die Zusammensetzung durch Anklicken markieren und wählen Sie Komposition > Add to Queue zu machen wie in Schritt 3.7 der Fall war. Rendern Sie das Video in den gleichen Ordner wie die anderen Dateien im Projekt. Hinweis: Diese Datei wird ziemlich groß sein. Sobald die Datei gerendert wurde, kann es auf eine kleinere Dateigröße mit der video-Processing-Software neu gerendert.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Geng, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+display+technologies.">Three-dimensional display technologies.</a> Advances in Optics and Photonics. 5, 456-535 (2013).</li><li>Ceccardi, T. L., Heath, R. L., Ting, I. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Low-temperature+exotherm+measurement+using+infrared+thermography.">Low-temperature exotherm measurement using infrared thermography.</a> HortScience. 30, 140-142 (1995).</li><li>Wimmer, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> History of thermal imaging, Security Sales and Integration. , (2011).</li><li>Wisniewski, M., Lindow, S. E., Ashworth, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observations+of+ice+nucleation+and+propagation+in+plants+using+infrared+video+thermography.">Observations of ice nucleation and propagation in plants using infrared video thermography.</a> Plant Physiology. 113, 327-334 (1997).</li><li>Kuprian, E., Tuong, T., Pfaller, K., Livingston, D. P., Neuner, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistent+supercooling+of+reproductive+shoots+is+enabled+by+structural+ice+barriers+being+active+despite+an+intact+xylem+connection.">Persistent supercooling of reproductive shoots is enabled by structural ice barriers being active despite an intact xylem connection.</a> Public Library of Science ONE. 11, e0163160 (2016).</li><li>Livingston, D. P., Tuong, T. D., Murphy, J. P., Gusta, L., Wisniewski, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-definition+infrared+thermography+of+ice+nucleation+and+propagation+in+wheat+under+natural+frost+conditions+and+controlled+freezing.">High-definition infrared thermography of ice nucleation and propagation in wheat under natural frost conditions and controlled freezing.</a> Planta. 247, 791-806 (2017).</li><li>Boyles, R. P., Raman, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+climate+patterns+and+trends+in+North+Carolina+(1949-1998).">Analysis of climate patterns and trends in North Carolina (1949-1998).</a> Environment International. 29 (2-3), 263-275 (2003).</li><li>Poling, E. B., Poling, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Managing+Cold+Events.">Managing Cold Events.</a> A Growers' Guide to Production, Economics and Marketing. , 75-97 (2015).</li><li>Hacker, J., Neuner, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ice+porpagaion+in+plants+visualized+at+the+tissue+level+by+infrared+differential+thermal+analysis+(IDTA).">Ice porpagaion in plants visualized at the tissue level by infrared differential thermal analysis (IDTA).</a> Tree Physiology. 27, 1661-1670 (2007).</li><li>He, J. Q., Harrison, R. J., Li, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+3D+imaging+system+for+strawberry+phenotyping.">A novel 3D imaging system for strawberry phenotyping.</a> Plant Methods. 13, 93-101 (2017).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Zwei IR-Kameras für dieses Protokoll notwendig sind, und sie müssen auf das Thema aus unterschiedlichen Winkeln1ausgerichtet. Dies erfordert die Linsen von 5-8 cm voneinander entfernt sein, aber beide an der gleichen Stelle zum Thema gefilmt werden ausgerichtet sein müssen. Denken Sie an die 2 Kameralinsen als eine Art Ersatz für das Auge des Betrachters. Die linke Kamera entspricht dem das linke Auge und die richtige Kamera für das rechte Auge. Die Post-processing-Software wird das linke Bil...

Trotz Leben in einer Welt der drei Abmessungen, sind Forscher oft auf visuelle Beobachtungen in 2D Berichterstattung beschränkt. Obwohl 2D-Bilder in der Regel ausreichend, um wichtige Informationen zu vermitteln sind, schränkt dieser Mangel an Informationen über Tiefe unsere Fähigkeit zur Wahrnehmung und verstehen die Komplexität der Objekte der realen Welt. 1
Dieser Mangel an Informationen über die Tiefe zur Verfügung gestellt eines Anreiz, 3D-Videos hauptsächlich in der kommerziellen Filmindustrie seit den frühen 1900er Jahren1zu produzieren. Allerdings ist klar 3D-Informationen in Standbilder und Videos erzeugen durch die Komplexität in der Herstellung dieser Bilder behindert. Die einfachste Methode zur Erzeugung von 3D Film basiert auf Prinzipien, die in der stereoskopischen Fotografie verwendet. Stereoskopische Fotografie nutzt zwei Bilder desselben Objekts aus leicht unterschiedlichen Blickwinkeln, die ein 3D-Bild im Gehirn vermittelt. Um dies zu ermöglichen, muss jedes Auge nur das jeweilige Image (d. h., das linke Auge das linke Bild und das rechte Auge auf dem rechten Bild) ansehen. Da die Augen nicht natürlich tut, stereoskopische Kopfbedeckung soll diese möglich1machen. Mehrere stereoskopische haben anzeigen-Techniken, sowie Polarisation-interlaced, Zeit-Multiplexing und Kopf-Mount Display-Techniken, bei der Entwicklung von 3D Filmen, aber die Farbe-interlacing oder Anaglyph Methode mit rot und grün (oder Cyan) verwendet worden Brille ist eines der einfachsten und kostengünstigsten Verfahren. Für eine umfassende Überprüfung der 3D-Bildgebung und die verschiedenen Techniken beteiligt siehe den Beitrag von Geng1.
Monitoring, Einfrieren in Pflanzen mittels IR-Thermografie beruht auf dem Prinzip, dass wenn Wasser gefriert, es innere Energie2aufgeben muss. Diese Energie ist in Form von Wärme, die im IR-Bereich des elektromagnetischen Spektrums nachweisbar ist. Kameras in der Lage, die IR-Energie seit 19293im Einsatz. Die ersten veröffentlichte Bericht mit IR-Technologie zum Film Einfrieren in Pflanzen ist von Cecardi Et al. 2, aber die Auflösung der Kamera macht es schwierig, genau festzustellen, wo das Einfrieren initiiert wird, das Gewebe. Wisniewski Et al. 4 bestimmt genauere Standorte der eisnukleation in mehreren Pflanzenarten mit einer höheren Auflösung Kamera. Als IR-Thermographie verbessert die Technik Bilder mit höherer Auflösung zu Entdeckungen wie Barrieren zum Einfrieren5 und die genauen zellulären Lokalisation von Eis Bildung6geführt.
Eine Schwierigkeit bei Dreharbeiten Themen in IR verursacht durch kleine Unterschiede in der Temperatur. Dadurch werden die meisten Objekte in das Blickfeld zu einer ähnlichen Farbe, so dass es schwierig zu bestimmen, genau welche Objekte sind einfrieren. Dies kann wichtig sein, bei der Festlegung der Reihenfolge des Einfrierens in bestimmten Geweben, wie Blätter oder Wurzeln im Weizen6. Wenn die IR-Video von Pflanzen Einfrieren in 3D abgebildet werden könnte, könnte die Genauigkeit bestimmen, welcher Teil der Pflanze an einem bestimmten Punkt in der Zeit einfrieren ist verbessert werden.
Erdbeere ist eine Ernte in bestimmten Bereichen der Vereinigten Staaten, in denen Temperaturen von große Besorgnis für die Erzeuger sind. Unter einigen Bedingungen ist es üblich für Erdbeere Blumen erscheinen, dass 2 bis 3 Wochen vor dem Durchschnitt im vergangenen Frühjahr einzufrieren. Ein Freeze-Ereignis kann erst im Juni in einigen Bereichen der Appalachen7 und in der Regel Ergebnisse in den Tod der Blume auftreten. Frostschutz ist daher entscheidend für Erdbeeranbauer in Bereichen unterliegen diesen Veranstaltungen einfrieren. Erdbeeranbauer in North Carolina, beispielsweise müssen Frost schützen, im Durchschnitt zwischen 4 bis 6 Frost Ereignisse vor Blüte und 1-2 harte Fröste während der frühen Periode8blühen. Damit Erdbeere Genotypen zu entwickeln, die mehr Einfrieren tolerant sind, ist es wichtig zu verstehen, verschiedene Aspekte des Einfrierens, wie z. B. die Websites eisnukleation und Ausbreitung in andere Teile der Pflanze. IR-Thermografie bietet ein wirksames Mittel zur Behebung dieser Probleme.
Hier verwenden wir Erdbeere, um eine Technik zur Erfassung Einfrieren Veranstaltungen in 3D Anaglyph Methode zu veranschaulichen. Erdbeere eignet sich gut für dieses Beispiel, weil die Blätter und Blüten weit im 3D-Raum verbreitet sind und schwierig sein können zu unterscheiden, wenn in 2D Infrarot-Videos angesehen.

<table><tbody><tr><td>T620 Infrared Camera and software</td><td>FLIR</td><td>55903-5122</td><td>2 cameras are needed. Software works only on a Windows-based computer</td></tr><tr><td>After Effects</td><td>Adobe</td><td>15.0.1.73</td><td>Post-Production Video Editing Software</td></tr><tr><td>Bandicam</td><td>Bandisoft</td><td>4.1.2.1385</td><td>Screen Capture Software</td></tr><tr><td>Laboratory Scissor Jack&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Eisco</td><td>CH0642A</td><td>Steel Platform 13X15 cm</td></tr><tr><td>Fastening Strap</td><td>Velcro</td><td>90441</td><td>To hold camera on jack.&amp;nbsp; Should be at least 60cm long by 2cm wide</td></tr><tr><td>Media Converter</td><td>iSkysoft</td><td>10.0.6</td><td>Software to convert mp4 files to .mov&amp;nbsp;</td></tr></tbody></table>

protocol for producing three-dimensional infrared video of freezing in plants

Einfrieren in Pflanzen kann überwacht werden mit Infrarot (IR) Thermografie, denn wenn Wasser gefriert, es gibt Wärme ab. Allerdings machen Probleme mit Farbkontrast 2-Dimensionen (2D) Infrarot-Bilder etwas schwierig zu interpretieren. Anzeigen ein IR-Bild oder das Video von Pflanzen in 3 Dimensionen (3D) Einfrieren würde eine genauere Identifizierung von Websites für eisnukleation sowie das Fortschreiten des Einfrierens ermöglichen. In diesem Beitrag zeigen wir Ihnen einen relativ einfachen Mitteln, eine 3D Infrarot-Video von einer Erdbeere Pflanze Einfrieren zu produzieren. Erdbeere ist eine wirtschaftlich wichtige Pflanze, die unerwartete Frühjahr ausgesetzt ist Einfrieren Veranstaltungen in vielen Bereichen der Welt. Ein genaues Verständnis des Einfrierens in Erdbeeren bieten Züchter und Züchter mit wirtschaftlicher Möglichkeiten, um Schäden an Pflanzen zu vermeiden, bei eisigen Bedingungen.
Bei dieser Technik wird eine Positionierung der zwei IR-Kameras in unterschiedlichen Winkeln, die Erdbeeren Einfrieren zu Filmen. Die beiden video-Streams werden genau mit ein Screen-Capture-Software, die beide Kameras gleichzeitig Datensätze synchronisiert werden. Die Aufnahmen werden dann in der imaging-Software importiert und mit einer Anaglyphen-Technik verarbeitet. Rot-blaue Brille verwenden, wird das 3D Video bestimmen die genaue Website der eisnukleation auf Blattoberflächen erleichtert.

Überraschend, zufolge das IR-Video von der Erdbeere Pflanze Einfrieren (Supplemental Video 1) nicht alle Blätter/Blüten zur gleichen Zeit erstarrte. Die Blätter und Blüten fror individuell bei unterschiedlichen Temperaturen, aber die Blätter erfroren früher als die Blumen und bei einer höheren Temperatur. Darüber hinaus begann das Einfrieren in den Blättern, aber nicht unbedingt an der gleichen Stelle auf jedem Blatt. Während diese Ergebnisse in Erdbeeren nicht...

Watch this Scientific Journal Video about Protocol for Producing Three-Dimensional Infrared Video of Freezing in Plants at JoVE.com

Protocol for Producing Three-Dimensional Infrared Video of Freezing in Plants

Hier präsentieren wir ein Protokoll, um eine Erdbeere Pflanze Einfrieren in 3 Dimensionen Bild. Zwei Infrarot-Kameras, die in unterschiedlichen Winkeln positioniert werden verwendet, um eine rot-blaue Anaglyphen-Video um das Einfrieren der Anlage in 3 Dimensionen zu beobachten zu produzieren.

Protokoll zur Herstellung von dreidimensionalen Infrarot-Video des Einfrierens in Pflanzen

Freezing in plants can be monitored using infrared (IR) thermography, because when water freezes, it gives off heat. However, problems with color contrast ...

protocol-for-producing-three-dimensional-infrared-video-freezing

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Environment

6.1K Aufrufe.  United States Department of Agriculture and North Carolina State University. Hier präsentieren wir ein Protokoll, um eine Erdbeere Pflanze Einfrieren in 3 Dimensionen Bild. Zwei Infrarot-Kameras, die in unterschiedlichen Winkeln positioniert werden verwendet, um eine rot-blaue Anaglyphen-Video um das Einfrieren der Anlage in 3 Dimensionen zu beobachten zu produzieren.

Serie: Protocol for Producing Three-Dimensional Infrared Video of Freezing in Plants

High-resolution, High-speed, Three-dimensional Video Imaging with Digital Fringe Projection Techniques

Digital fringe projection (DFP) techniques provide dense 3D measurements of dynamically changing surfaces.&#160;Like the human eyes and brain, DFP uses triangulation between matching points in two views of the same scene at different angles to compute depth.&#160;However, unlike a stereo-based method, DFP uses a digital video projector to replace one of the cameras1. The projector rapidly projects a known sinusoidal pattern onto the subject, and the surface of the subject distorts these patterns in the camera&#8217;s field of view. Three distorted patterns (fringe images) from the camera can be used to compute the depth using triangulation.
Unlike other 3D measurement methods, DFP techniques lead to systems that tend to be faster, lower in equipment cost, more flexible, and easier to develop.&#160;DFP systems can also achieve the same measurement resolution as the camera.&#160;For this reason, DFP and other digital structured light techniques have recently been the focus of intense research (as summarized in1-5). Taking advantage of DFP, the graphics processing unit, and optimized algorithms, we have developed a system capable of 30&#160;Hz 3D video data acquisition, reconstruction, and display for over 300,000 measurement points per frame6,7.&#160;Binary defocusing DFP methods can achieve even greater speeds8.
Diverse applications can benefit from DFP techniques. Our collaborators have used our systems for facial function analysis9, facial animation10, cardiac mechanics studies11, and fluid surface measurements, but many other potential applications exist.&#160;This video will teach the fundamentals of DFP techniques and illustrate the design and operation of a binary defocusing DFP system.

This video describes the fundamentals of digital fringe projection techniques, which provide dense 3D measurements of dynamically changing surfaces.&#160;It also demonstrates the design and operation of a high-speed binary defocusing system based on these techniques.

High-Auflösung, High-Speed-, Three-dimensional Imaging mit Digital-Video-Streifenprojektionstechnik

Digital fringe projection (DFP) techniques provide dense 3D measurements of dynamically changing surfaces.&#160;Like the human eyes and brain, DFP uses ...

Forschung

Ingenieurwesen

The Use of High-resolution Infrared Thermography (HRIT) for the Study of Ice Nucleation and Ice Propagation in Plants

Freezing events that occur when plants are actively growing can be a lethal event, particularly if the plant has no freezing tolerance. Such frost events often have devastating effects on agricultural production and can also play an important role in shaping community structure in natural populations of plants, especially in alpine, sub-arctic, and arctic ecosystems. Therefore, a better understanding of the freezing process in plants can play an important role in the development of methods of frost protection and understanding mechanisms of freeze avoidance. Here, we describe a protocol to visualize the freezing process in plants using high-resolution infrared thermography (HRIT). The use of this technology allows one to determine the primary sites of ice formation in plants, how ice propagates, and the presence of ice barriers. Furthermore, it allows one to examine the role of extrinsic and intrinsic nucleators in determining the temperature at which plants freeze and evaluate the ability of various compounds to either affect the freezing process or increase freezing tolerance. The use of HRIT allows one to visualize the many adaptations that have evolved in plants, which directly or indirectly impact the freezing process and ultimately enables plants to survive frost events.

The Use of High-resolution Infrared Thermography HRIT for the Study of Ice Nucleation and Ice Propagation in Plants

Here we present a protocol that allows one to visualize sites of ice formation and avenues of ice propagation in plants utilizing high resolution infrared thermography (HRIT).

Die Verwendung von hochauflösenden Infrarot-Thermografie (HRIT) für das Studium der Ice Ice Keimbildung und Ausbreitung in Pflanzen

Freezing events that occur when plants are actively growing can be a lethal event, particularly if the plant has no freezing tolerance. Such frost events ...

Umwelt

RGB and Spectral Root Imaging for Plant Phenotyping and Physiological Research: Experimental Setup and Imaging Protocols

Better understanding of plant root dynamics is essential to improve resource use efficiency of agricultural systems and increase the resistance of crop cultivars against environmental stresses. An experimental protocol is presented for RGB and hyperspectral imaging of root systems. The approach uses rhizoboxes where plants grow in natural soil over a longer time to observe fully developed root systems. Experimental settings are exemplified for assessing rhizobox plants under water stress and studying the role of roots. An RGB imaging setup is described for cheap and quick quantification of root development over time. Hyperspectral imaging improves root segmentation from the soil background compared to RGB color based thresholding. The particular strength of hyperspectral imaging is the acquisition of chemometric information on the root-soil system for functional understanding. This is demonstrated with high resolution water content mapping. Spectral imaging however is more complex in image acquisition, processing and analysis compared to the RGB approach. A combination of both methods can optimize a comprehensive assessment of the root system. Application examples integrating root and aboveground traits are given for the context of plant phenotyping and plant physiological research. Further improvement of root imaging can be obtained by optimizing RGB image quality with better illumination using different light sources and by extension of image analysis methods to infer on root zone properties from spectral data.

An experimental protocol is presented for assessment of soil grown plant root systems with RGB and hyperspectral imaging. Combination of RGB image time series with chemometric information from hyperspectral scans optimizes insights into plant root dynamics.

RGB und spektrale Wurzel Bildgebung für die Pflanze Phänotypisierung und physiologischen Forschung: Versuchsaufbau und Imaging-Protokolle

Better understanding of plant root dynamics is essential to improve resource use efficiency of agricultural systems and increase the resistance of crop ...

A Simple Method for Imaging Arabidopsis Leaves Using Perfluorodecalin as an Infiltrative Imaging Medium

The problem of acquiring high-resolution images deep into biological samples is widely acknowledged1. In air-filled tissue such as the spongy mesophyll of plant leaves or vertebrate lungs further difficulties arise from multiple transitions in refractive index between cellular components, between cells and airspaces and between the biological tissue and the rest of the optical system. Moreover, refractive index mismatches lead to attenuation of fluorophore excitation and signal emission in fluorescence microscopy. We describe here the application of the perfluorocarbon, perfluorodecalin (PFD), as an infiltrative imaging medium which optically improves laser scanning confocal microscopy (LSCM) sample imaging at depth, without resorting to damaging increases in laser power and has minimal physiological impact2. We describe the protocol for use of PFD with Arabidopsis thaliana leaf tissue, which is optically complex as a result of its structure (Figure 1). PFD has a number of attributes that make it suitable for this use3. The refractive index of PFD (1.313) is comparable with that of water (1.333) and is closer to that of cytosol (approx. 1.4) than air (1.000). In addition, PFD is readily available, non-fluorescent and is non-toxic. The low surface tension of PFD (19 dynes cm-1) is lower than that of water (72 dynes cm-1) and also below the limit (25 - 30 dyne cm-1) for stomatal penetration4, which allows it to flood the spongy mesophyll airspaces without the application of a potentially destructive vacuum or surfactant. Finally and crucially, PFD has a great capacity for dissolving CO2 and O2, which allows gas exchange to be maintained in the flooded tissue, thus minimizing the physiological impact on the sample. These properties have been used in various applications which include partial liquid breathing and lung inflation5,6, surgery7, artificial blood8, oxygenation of growth media9, and studies of ice crystal formation in plants10. Currently, it is common to mount tissue in water or aqueous buffer for live confocal imaging. We consider that the use of PFD as a mounting medium represents an improvement on existing practice and allows the simple preparation of live whole leaf samples for imaging.

A Simple Method for Imaging Arabidopsis Leaves Using Perfluorodecalin as an Infiltrative Imaging Medium

We describe the use of perfluorodecalin as an infiltrative mounting medium. This is a simple method for improving depth of imaging in Arabidopsis thaliana leaf tissue with minimal physiological impact.

Eine einfache Methode zur Bildgebung Arabidopsis Leaves Mit Perfluordecalin als Infiltrative Imaging Medium

The problem of acquiring high-resolution images deep into biological samples is widely acknowledged1. In air-filled tissue such as the spongy mesophyll of ...

Biologie

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue patterning. During animal development, key cell proliferation and patterning events occur very quickly. For instance, in Caenorhabditis elegans all cell divisions required for the larval body plan are completed within six hours after fertilization, with seven mitotic cycles1; the sixteen or more mitoses of Drosophila embryogenesis occur in less than 24 hr2. In contrast, cell divisions during plant development are slow, typically on the order of a day 3,4,5 . This imposes a unique challenge and a need for long-term live imaging for documenting dynamic behaviors of cell division and differentiation events during plant organogenesis. Arabidopsis epidermis is an excellent model system for investigating signaling, cell fate, and development in plants. In the cotyledon, this tissue consists of air- and water-resistant pavement cells interspersed with evenly distributed stomata, valves that open and close to control gas exchange and water loss. Proper spacing of these stomata is critical to their function, and their development follows a sequence of asymmetric division and cell differentiation steps to produce the organized epidermis (Fig. 1).
This protocol allows observation of cells and proteins in the epidermis over several days of development. This time frame enables precise documentation of stem-cell divisions and differentiation of epidermal cells, including stomata and epidermal pavement cells. Fluorescent proteins can be fused to proteins of interest to assess their dynamics during cell division and differentiation processes. This technique allows us to understand the localization of a novel protein, POLAR6, during the proliferation stage of stomatal-lineage cells in the Arabidopsis cotyledon epidermis, where it is expressed in cells preceding asymmetric division events and moves to a characteristic area of the cell cortex shortly before division occurs. Images can be registered and streamlined video easily produced using public domain software to visualize dynamic protein localization and cell types as they change over time.

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

We describe a protocol using chamber slides and media to immobilize plant cotyledons for confocal imaging of the epidermis over several days of development, documenting stomatal differentiation. Fluorophore-tagged proteins can be tracked dynamically by expression and subcellular localization, increasing understanding of their possible roles during cell division and cell-type differentiation.

Langfristige, High-Resolution Konfokale Zeitraffer Bildgebung<em&gt; Arabidopsis Cotyledon</em&gt; Epidermis während der Keimung

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue ...

Measuring Spatial and Temporal Ca2+ Signals in Arabidopsis Plants

Developmental and environmental cues induce Ca2+ fluctuations in plant cells. Stimulus-specific spatial-temporal Ca2+ patterns are sensed by cellular Ca2+ binding proteins that initiate Ca2+ signaling cascades. However, we still know little about how stimulus specific Ca2+ signals are generated. The specificity of a Ca2+ signal may be attributed to the sophisticated regulation of the activities of Ca2+ channels and/or transporters in response to a given stimulus. To identify these cellular components and understand their functions, it is crucial to use systems that allow a sensitive and robust recording of Ca2+ signals at both the tissue and cellular levels. Genetically encoded Ca2+ indicators that are targeted to different cellular compartments have provided a platform for live cell confocal imaging of cellular Ca2+ signals. Here we describe instructions for the use of two Ca2+ detection systems: aequorin based FAS (film adhesive seedlings) luminescence Ca2+ imaging and case12 based live cell confocal fluorescence Ca2+ imaging. Luminescence imaging using the FAS system provides a simple, robust and sensitive detection of spatial and temporal Ca2+ signals at the tissue level, while live cell confocal imaging using Case12 provides simultaneous detection of cytosolic and nuclear Ca2+ signals at a high resolution.

Measuring Spatial and Temporal Ca2+ Signals in Arabidopsis Plants

Ca2+ signaling regulates diverse biological processes in plants. Here we present approaches for monitoring abiotic stress induced spatial and temporal Ca2+ signals in Arabidopsis cells and tissues using the genetically encoded Ca2+ indicators Aequorin or Case12.

Mess räumliche und zeitliche Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; Signale in Arabidopsis-Pflanzen

Developmental and environmental cues induce Ca2+ fluctuations in plant cells. Stimulus-specific spatial-temporal Ca2+ patterns are sensed by cellular Ca2+ ...

Light Sheet Fluorescence Microscopy of Plant Roots Growing on the Surface of a Gel

One of the key questions in understanding plant development is how single cells behave in a larger context of the tissue. Therefore, it requires the observation of the whole organ with a high spatial- as well as temporal resolution over prolonged periods of time, which may cause photo-toxic effects. This protocol shows a plant sample preparation method for light-sheet microscopy, which is characterized by mounting the plant vertically on the surface of a gel. The plant is mounted in such a way that the roots are submerged in a liquid medium while the leaves remain in the air. In order to ensure photosynthetic activity of the plant, a custom-made lighting system illuminates the leaves. To keep the roots in darkness the water surface is covered with sheets of black plastic foil. This method allows long-term imaging of plant organ development in standardized conditions.

This protocol shows a plant sample preparation method for light-sheet microscopy. The setup is characterized by mounting the plant vertically on the surface of a gel and letting it grow in controlled bright conditions. This allows long-term observation of plant organ development in standardized conditions.

Lichtblatt Fluoreszenzmikroskopie von Pflanzenwurzeln wachsen auf der Oberfläche eines Gel

One of the key questions in understanding plant development is how single cells behave in a larger context of the tissue. Therefore, it requires the ...

A Versatile Method for Mounting Arabidopsis Leaves for Intravital Time-lapse Imaging

The plant immune response associated with a genome-wide transcriptional reprogramming is initiated at the site of infection. Thus, the immune response is regulated spatially and temporally. The use of a fluorescent gene under the control of an immunity-related promoter in combination with an automated fluorescence microscopy is a simple way to understand spatiotemporal regulation of plant immunity. In contrast to the root tissues that have been used for a number of various intravital fluorescent imaging experiments, there exist few fluorescent live-imaging examples for the leaf tissues that encounter an array of airborne microbial infections. Therefore, we developed a simple method to mount leaves of Arabidopsis thaliana plants for live-cell imaging over an extended period of time. We used transgenic Arabidopsis plants expressing the yellow fluorescent protein (YFP) genefused to the nuclear localization signal (NLS) under the control of the promoter of a defense-related marker gene, Pathogenesis-Related 1 (PR1). We infiltrated a transgenic leaf with Pseudomonas syringae pv. tomato DC3000 (avrRpt2) strain (Pst_a2) and performed in vivo time-lapse imaging of the YFP signal for a total of 40 h using an automated fluorescence stereomicroscope. This method can be utilized not only for studies on plant immune responses but also for analyses of various developmental events and environmental responses occurring in leaf tissues.

A Versatile Method for Mounting Arabidopsis Leaves for Intravital Time-lapse Imaging

We report a simple and versatile method for performing fluorescent live-imaging of Arabidopsis thaliana leaves over an extended period of time. We use a transgenic Arabidopsis plant expressing a fluorescent reporter gene under the control of an immunity-related promoter as an example for gaining spatiotemporal understanding of plant immune responses.

Eine vielseitige Methode für die Montage von Arabidopsis verlässt für intravitalen Zeitraffer Aufnahmen

The plant immune response associated with a genome-wide transcriptional reprogramming is initiated at the site of infection. Thus, the immune response is ...

Identification of Novel Regulators of Plant Transpiration by Large-Scale Thermal Imaging Screening in Helianthus Annuus

Plant adaptation to biotic and abiotic stresses is governed by a variety of factors, among which the regulation of stomatal aperture in response to water deficit or pathogens plays a crucial role. Identifying small molecules that regulate stomatal movement can therefore contribute to understanding the physiological basis by which plants adapt to their environment. Large-scale screening approaches that have been used to identify regulators of stomatal movement have potential limitations: some rely heavily on the abscisic acid (ABA) hormone signaling pathway, therefore excluding ABA-independent mechanisms, while others rely on the observation of indirect, long-term physiological effects such as plant growth and development. The screening method presented here allows the large-scale treatment of plants with a library of chemicals coupled with a direct quantification of their transpiration by thermal imaging. Since evaporation of water through transpiration results in leaf surface cooling, thermal imaging provides a non-invasive approach to investigate changes in stomatal conductance over time. In this protocol, Helianthus annuus seedlings are grown hydroponically and then treated by root feeding, in which the primary root is cut and dipped into the chemical being tested. Thermal imaging followed by statistical analysis of cotyledonary temperature changes over time allows for the identification of bioactive molecules modulating stomatal aperture. Our proof-of-concept experiments demonstrate that a chemical can be carried from the cut root to the cotyledon of the sunflower seedling within 10 minutes. In addition, when plants are treated with ABA as a positive control, an increase in leaf surface temperature can be detected within minutes. Our method thus allows the efficient and rapid identification of novel molecules regulating stomatal aperture.

Identification of Novel Regulators of Plant Transpiration by Large-Scale Thermal Imaging Screening in Helianthus Annuus

We provide a method for identifying modulators of foliar transpiration by large-scale screening of a compound library.

Identifizierung neuartiger Regulatoren der Pflanzentranspiration durch großangelegtes Thermisches Bildgebungsscreening in Helianthus Annuus

Plant adaptation to biotic and abiotic stresses is governed by a variety of factors, among which the regulation of stomatal aperture in response to water ...

Optical Clearing of Plant Tissues for Fluorescence Imaging

It is challenging to directly observe the internal structure of multi-layered and opaque plant specimens, without dissection, under a microscope. In addition, autofluorescence attributed to chlorophyll hampers the observation of fluorescent proteins in plants. For a long time, various clearing reagents have been used to make plants transparent. However, conventional clearing reagents diminish fluorescent signals; therefore, it has not been possible to observe the cellular and intracellular structures with fluorescent proteins. Reagents were developed that can clear plant tissues by removing chlorophyll while maintaining fluorescent protein stability. A detailed protocol is provided here for the optical clearing of plant tissues using clearing reagents, ClearSee (CS) or ClearSeeAlpha (CSA). The preparation of cleared plant tissues involves three steps: fixation, washing, and clearing. Fixation is a crucial step in maintaining the cellular structures and intracellular stability of fluorescent proteins. The incubation time for clearing depends on the tissue type and species. In Arabidopsis thaliana, the time required for clearing with CS was 4 days for leaves and roots, 7 days for seedlings, and 1 month for pistils. CS also required a relatively short time of 4 days to make the gametophytic leaves of Physcomitrium patens transparent. In contrast, pistils in tobacco and torenia produced brown pigment due to oxidation during CS treatment. CSA reduced the brown pigment by preventing oxidation and could make tobacco and torenia pistils transparent, although it took a relatively long time (1 or 2 months). CS and CSA were also compatible with staining using chemical dyes, such as DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole) and Hoechst 33342 for DNA and Calcofluor White, SR2200, and Direct Red 23 for the cell wall. This method can be useful for whole-plant imaging to reveal intact morphology, developmental processes, plant-microbe interactions, and nematode infections.

Here, a method is described for making plant tissues transparent while maintaining the stability of fluorescent proteins. This technique facilitates deep imaging of cleared plant tissues without physical sectioning.

Optische Reinigung von Pflanzengeweben für die Fluoreszenzbildgebung

It is challenging to directly observe the internal structure of multi-layered and opaque plant specimens, without dissection, under a microscope. In ...

Protokoll zur Herstellung von dreidimensionalen Infrarot-Video des Einfrierens in Pflanzen

Zusammenfassung

Weitere Videos entdecken

Kapitel in diesem Video