Karen M. Qiang erhielt die 2016 von George J. Schroepfer Research Award an der Rice University. Fanli Zhou ist der Empfänger eines Stipendiums der Lehre von der Rice University. Die Dienste von Bloomington Drosophila Stock Center, Harvard Reise-Anlage, die Wien Drosophila Resource Center sind dankbar anerkannt.

1. Vorbereitung der Larven
<ol><li>Richten Sie mindestens zwei Tage vor Beginn der Assay Kreuze des gewünschten experimentelle ein und Steuern Sie-Kombinationen (je mindestens 20 Frauen und 10 Männer) in Ei-Lay Gerichte wie beschrieben durch Wieschaus und Nüsslein-Volhard 13 aber mit 50 mL Polypropylen Becher und 6,0 cm Einweg Petrischalen mit Trauben Agar und verschmiert mit Hefe Paste kurz vor Gebrauch. Halten Sie fliegen in Ei-Lay Speisen im Dunkeln bei Raumtemperatur bis benötigt.</li>
	<li>Traube Agar Rezept-Saft kombinieren 100 mL gefroren 100 % Traubensaft Konzentrat, 350 mL Deioinized Wasser, 5 mL Glazial-Essigsäure und 13 g D. Melanogaster -Agar in eine 1 L Becherglas. Mikrowelle in 1-2 min platzt, rühren zwischen platzt, bis alle Agar aufgelöst ist. Kühlen Sie die Lösung für ein paar Minuten ab, dann fügen Sie 10 mL 10 % (w/V) des Nipagen (Methyl-p-Hydroxybenzoat) in 95 % igem Ethanol. Mix, dann Pipette 7 mL pro Platte in Einweg-6,0 cm Petrischalen lassen gel und bei Zimmertemperatur ca. 3-4 h. Store bei 4 0C in Plastiktüten.</li>
	<li>Hefe paste Rezept-7 g getrocknete Hefe, 10 mL entionisiertem Wasser, mit einem Spatel mischen, bis gleichmäßige Konsistenz.</li>
	<li>Zeitgesteuerte Eizellentnahmen generieren experimentelle und Larven zu kontrollieren. Mit neuer, Hefe verschmiert, Traube Platten, sammeln Sie Eiern bei Raumtemperatur für 4 h in der Dunkelheit in den Morgenstunden. Entfernen Sie diese 4 h Sammlung Platten und ersetzen Sie durch frische Platten. Inkubieren Sie die 4 h Sammlung Platten über Nacht bei 25 0C bis zum Nachmittag des nächsten Tages, als die meisten der Larven geschlüpft haben werden. Sammeln Sie diese erste Instar Larven und verwenden sie, um das Experiment einzurichten.</li>
</ol>2. Einrichten der Assay-Platten
<ol><li>Vorbereitung der Assay-Platten. Bereiten Sie für eine einzelne Ausführung des Tests fünf Assay Platten 10 experimentelle Larven und fünf Platten 10 Kontrolle Larven. Verwenden Sie ein 1,5 cm Kork Borer, um einen zentralen Kern des Nährbodens aus jeder Platte ein Loch für das Essen zu entfernen. Setzen Sie Hefe Paste (0,8 - 0,9 g) in das Loch und klopfen Sie vorsichtig mit einem Spatel zu einem Hügel füllen das Loch.</li>
	<li>Agar-Platte-Vorbereitung – 700 mL entionisiertem Wasser mit 16 g D. Melanogaster Agar in eine 2 L Becherglas kombinieren und Mikrowelle für 5 min. Entfernen von Mikrowelle und rühren mit einem Glasstab unaufgelöste Agar in Lösung zu bringen. Fügen Sie 17,5 mL 10 % (w/V) Nipagen in 95 % Ethanol, Mischung, dann weiter Mikrowelle Heizung in 30 s platzt gefolgt von rühren, bis alle Agar vollständig gelöst ist. Cool für ein oder zwei Minuten, dann pipette 15 mL Aliquots in 10 cm Kunststoff Petrischalen. Agar-gel, Abdeckplatten mit Deckel und lassen sie trocknen bei Raumtemperatur für ein paar Stunden oder über Nacht zu ermöglichen. Shop-Platten in versiegelten Plastikbeuteln bei 18 ° C. Anmerkung 1: Um Bildung von Nipagen Kristallen auf der Oberfläche der Platten durch überschüssige Dessiccation zu vermeiden, verwenden Sie Platten innerhalb von ein paar Tagen der Vorbereitung. Bei Bedarf können Kristalle wieder aufgelöst werden, durch wenige Mikroliter von 95 % Alkohol auf sie fallen. Anmerkung 2: Chargen des Nährbodens können unterschiedliche gelbildenden Eigenschaften haben. Die trockene Gel-Platten sollte fest im Griff und ausreichend belastbar, dass ein sauberer und intakter Kreis des Nährbodens entfernt werden, wenn der Korken Borer mit Essen-Loch (siehe oben) erstellen.</li>
	<li>Einrichten von Larven im Assay Platten. Verwenden Sie mechanischen Druck, um Kurve die Spitze der Kunststoff Microspatula und Tauchen Sie die Spitze in Hefe-Paste "Klebstoff" bieten für die Abholung der Larven. Nehmen Sie erste Instar Larven einzeln und legen Sie sie auf der Agarplatte in der Nähe von Essen-Hügel. Bereiten Sie mindestens fünf replizieren Platten aus 10 Larven für beide experimentelle und Kontrolle Genotypen. Abschluss, Kappe und beschriften Sie jeden Teller und legen Sie die Platten (Deckel Seite nach oben) in einem dunklen Raum bei Zimmertemperatur (Dies ist in unserem Labor 22 ° C).</li>
</ol>3. Überwachung der Assay-Platten
<ol><li>Untersuchen Sie Platten täglich unter dem sezierenden Mikroskop und notieren Sie die Anzahl der Larven auf das Essen oder draußen auf der Agar-Oberfläche. Beachten Sie alle sichtbaren Toten oder sterbenden Larven. Beachten Sie, wann und ob Tunnelbau in den Agar Substrat als dritte Instar Larven bezogen angesehen wird. Hinweis Termine auf die Puppen beginnen sich zu bilden und beachten Sie etwaige pupal Anomalien. Tägliche Beobachtungen weiter, bis alle Larven gestorben oder pupated.</li>
	<li>Entfernen Sie Puppen vorsichtig von der Platte mit einem gebogenen Nadel und Übertragung auf eine Traube Platte zu necken. Auf Wunsch weiterhin Puppen um festzustellen, wie viele Eclose als Erwachsene.</li>
</ol>4. Vorbereitung Assay-Platten für die Bildgebung
<ol><li>Sorgfältig entfernen Sie und entsorgen Sie alle Hefe Essen aus dem zentralen Brunnen jeder Platte.</li>
	<li>Sanft überfluten Sie jede Platte mit Leitungswasser zu und verwenden Sie eine weiche Künstler Pinsel vorsichtig reiben Sie Verschmutzungen, die auf die Agar-Oberfläche verfolgt worden. Ersetzen Sie das Wasser mehrmals und weiter sanft Bürsten, bis jede Platte vollständig sauber ist. Geben Platten ein abschließendes Spülen mit entionisiertem Wasser, verschließen sie und lassen bei Raumtemperatur über Nacht zu trocknen. Hinweis: Tunnelbau in den Agar ist am intensivsten um den Erdhügel Essen herum (siehe Abbildung 2). Infolgedessen ist der Rand der Öffnung Essen in der Regel jenseits der ersten 1,5 cm Durchmesser erweitert. Darüber hinaus verursachen die Zerbrechlichkeit des bearbeiteten Agar in dieser Region kleine Stücke von untertunnelten Agar bei der Reinigung von den Umfang des Lochs verloren zu gehen. Erhöhung der Gel-Agar-Konzentration könnte mit diesen Problemen helfen, aber während der Bild J Quantifizierung Schritte (siehe unten) sind Korrekturen möglich.</li>
</ol>(5) Quantifizierung der Tunnelbau
<ol><li>Bild der Platten. Bereiten Sie ein Bild von jeder Platte genommen vor einem schwarzen Hintergrund um die Tunnel im Agar als helle weiße Linien zeigen. Hinweis: Wir verwenden ein System häufig verwendet, um DNA-Gele für diesen Schritt Bild (siehe Tabelle der Werkstoffe und Reagenzien). Alternative bildgebende Systeme, geeignet zur Erzeugung von TIFF-Dateien, wie digitale Kameras oder Handy-Kameras kann angepasst werden, um geeignete Bilder zu produzieren.</li>
	<li>Verwenden Sie das Public Domain Programm NIH Image J zum quantitate Larven tunneling. Laden Sie das Programm von http://rsb.info.nih.gov/ij/download.html. Weitere Informationen zum Programm finden Sie unter http://imagej.nih.gov/ij/docs/intro.html. Hinweis: Andere bildgebende Systeme könnte verwendet werden, um quantitate Tunneln. Die folgenden Anweisungen gelten für NIH Image J.</li>
	<li>Nach dem Öffnen einer TIFF-Datei Bild einer tunneling Platte, verwenden Sie Oval Tool, um einen Bereich für Quantifizierung zu definieren, stellt die gesamte Agar-Oberfläche aber ernten, die Kunststoff-Rand der Platte.</li>
	<li>Gelten Sie die automatische Schwelle um ein umgekehrtes Bild der Platte, mit der Tunnel zeigt als schwarze Linien zu produzieren. Verwenden Sie die Farbauswahl und Pinsel Werkzeuge zu weiß, alle schwarzen Bereiche, die Schäden der Agar als Tunnel darstellen.</li>
	<li>Unter die Analyze -Pull-Down-Menü, wählen Sie Set Maßstab | Klicken Sie auf die Waage zu entfernen und überprüfen Sie dann Set Messungen im Fenster "" (auch unter Analyze) Bereich und Limit, Schwelle.</li>
	<li>Drücken Sie Taste Cntrl + M drücken, um den schwarzen Bereich (Tunnel) in Pixel.</li>
	<li>Kopieren und Einfügen ist der Pixelwert für jede Platte in einem Tabellenkalkulationsprogramm (z.B. Excel), die eine Quantitative Analyse ermöglichen.</li>
	<li>Das zentrale Loch wird in der Regel durch intensive Tunnelbau in dieser Region erweitert. Um quantitate den fehlenden Tunnelbau, deaktivieren Sie die Option "Schwellenwert begrenzen" und das Zauberstab-Werkzeug verwenden, um die zentrale Bohrung zu definieren. Drücken Sie die Taste Cntrl + M-Taste um den Pixelwert dieses Gebietes zu erhalten. Subtrahieren von diesem Wert den Pixelwert ein 1,5 cm Loch und den Unterschied zu den Tunnelbau im Schritt 5.6 ermittelten Wert hinzufügen.</li>
	<li>Für einige Platten kann das zentrale Loch ein Stück getunnelte Agar fehlen, die eine Region angrenzend an das Loch untunneled Agar enthält. Wenn das zentrale Loch für den Einsatz dieser Platten Quantifizierung Pinsel die Farbauswahl und die Farbe Werkzeuge zum Hinzufügen eines schwarzen Balken über die fehlende Region definieren die getunnelte Region und Quantifizierung nicht getunnelt Bereich ausschließen. Anmerkung 1: Wenn die experimentellen Larven jede tunneling führen, erlaubt diese Quantifizierung Berechnung des Durchschnitts Tunnelbau für Sätze von Platten und statistischen Vergleich der Kontrolle und experimentellen Werte.</li>
</ol>

<ol>
	<li>O'Farrell, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conserved+responses+to+oxygen+deprivation.">Conserved responses to oxygen deprivation.</a> J. Clin. Invest. 107 (6), 671-673 (2001).</li><li>Lavista-Llanos, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+the+hypoxic+response+in+D.+melanogaster+by+the+basic+helix-loop-helix+pas+protein+Similar.">Control of the hypoxic response in D. melanogaster by the basic helix-loop-helix pas protein Similar.</a> Mol. Cell. Biol. 22 (19), 6842-6853 (2002).</li><li>Reiling, J. 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B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+responses+to+hypoxia+and+hyperoxia+in+D.+melanogaster+larvae.">Behavioral responses to hypoxia and hyperoxia in D. melanogaster larvae.</a> Fly. 5 (2), 119-125 (2011).</li><li>Brand, A., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes.">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development. 118 (2), 401-415 (1993).</li><li>Wieschaus, E., Nusslein-Volhard, C., Roberts, D. 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Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Wir haben hier einen einfache Assay entwickelt, um Gewebehypoxie in D. Melanogaster Larven erkennen vorgestellt. Die Diagnose basiert auf verminderte wühlen in Essen Hügel im frühen Larvenstadium Leben und das Fehlen von Substrat Tunnelbau spät im Larvenstadium Leben. Larval Verdrängung kann dazu führen, dass vorzeitige Migration Weg eine Nahrungsquelle und damit einen kritischen Aspekt des Tests ist, dass eine kleine Anzahl von Larven in Anwesenheit einer großen überschüssige Lebensmittel untersucht werden. Aufnahme der Fungizid-Methyl-p-Hydroxyl-Benzoat (Nipagen) in die Agarplatten ist auch wichtig, damit keine Schimmelbildung während des Tests.
Wir finden, dass die Agarplatten eine Quelle der Variabilität in der Probe sein können. Larven des gleichen Genotyps, aus verschiedenen Chargen der Eltern oder aus verschiedenen Sammlungen der Larven, zeigen in der Regel relativ begrenzte Variation in ihrem Verhalten in der Probe. Im Gegensatz dazu Agarplatten an verschiedenen Tagen gemacht oder mit verschiedenen Chargen des Nährbodens Unterschiede im Tunnelbau ergeben können. Eine Bedingung ist daher, dass die Kontrolle und experimentelle Larven sollten alle mit getestet werden Agarplatten von der gleichen Charge-Vorbereitung. Agar von verschiedenen Herstellern oder auch Sendungen des gleichen Herstellers in ihrer gelierende Stärke variieren können, und so es kann erforderlich sein, das Anpassen der Agar-Konzentration nach oben aus dem 2,2 % hier verwendet, um eine optimale Gel zu erreichen. Wir haben festgestellt, dass Wildtyp Larven leicht über 3 % Agar-Gel graben können.
Um den Wert des Assays zu demonstrieren, haben wir es verwendet, um potenzielle Gewebehypoxie in Larven mit unterdrückte Funktion untersuchen uninflatable in die Tracheen. Unsere Ergebnisse liefern starke Unterstützung für die Hypothese, dass Verlust der trachealen Expression dieses Gens Hypoxie produzieren kann: Btl-Gal4 > FH -Uif RNAi Larven bohren sich in Essen und völlige Fehlen von Substrat Tunnelbau bei Nichtbeachtung zeigte die dritte Instar. In unseren früheren Studien von anderen Genotypen, wir beobachtet, dass Hypoxie-induzierten Verlust der Nahrung wühlen nicht so vollständig wie Verlust von Substrat tunneling und Btl-Gal4 > FH -Uif RNAi Larven studierte hier ähnlich verhalten. Die fehlerhafte tunneling Komponente des Assays bietet daher den stärksten Hinweis auf Hypoxie.
Obwohl die Btl-Gal4 > Uif RNAi Larven zeigten Verhaltensmerkmale Diagnose der Hypoxie, die schneiden(Ue)-Gal4 > FH -Uif RNAi nicht diese Anomalien aufweisen. Die Btl und schneiden(Ue) Gal4 Treiber auf verschiedenen Stufen und in verschiedenen Mustern innerhalb der Larven Tracheen zum Ausdruck kommen. Die Btl-Gal4-Treiber wird im gesamten System der trachealen ausgehend von seiner Entwicklung in Embryogenese und Weiterbildung durch Larven Leben ausgedrückt. Im Gegensatz dazu Gal4 Ausdruck aus dem Schnitt(Ue)-Gal4-Treiber nur beginnt am Ende des embryonalen Lebens nach Morphogenese der Tracheen und beschränkt sich auf die extremen hinteren Abschnitte der dorsalen Stämme, die großen längs-Gefäße des die trachealen System. UIF Zuschlag mit dieser Gal4-Linie ist nicht deshalb zu reduzieren, Uif Ausdruck früh genug oder breit genug, um einige Schwellenwert der Hypoxie erforderlich, um die Verhaltensweisen auslösen zu produzieren in dieser Assay gemessen.
Eine frühere Studie ergab, dass Dritte Instar Larven ausgesetzt zu niedrigen Sauerstoffgehalt (10 %) verminderten Wachstum zeigen und verzögert Ausbruch der Pupariation 14. Die Btl-Gal4 > UAS -Uif RNAi Larven studierte hier voran, die dritte Instar, aber die Auswirkungen auf ihre Wachstums- und Verpuppung Preise waren stärker ausgeprägt: sie waren deutlich kleiner als Steuerelemente mit sehr wenig Fettgewebe unter der Epidermis (Abbildung 3) und nur ein kleiner Bruchteil (~ 10 %) versucht Pupariation. Diese Unterschiede deuten darauf hin das Btl-Gal4 > FH -Uif RNAi Larven erlebt einen höheren Grad der Hypoxie, Uif Zuschlag in die Tracheen ganze Larven lebenslang vorhanden war, oder weil es mehr produziert schweren Sauerstoffmangel in Dritte Instar. An dieser Stelle ist es unklar, wie Uif Funktionsverlust der Tracheen Sauerstofftransport verhindern könnte. Die Tracheen der Btl-Gal4 > FH -Uif RNAi Larven waren gut sichtbar durch die Kutikula (Abbildung 3), ein Indiz dafür, dass sie Luft enthalten und nicht, bis zu dem Punkt beschädigt wurden, dass flüssige Eintrag Funktion beeinträchtigt. Es ist daher formell möglich, dass der trachealen Schaden durch Funktionsverlust UIF-Datei erstellt nicht entlocken, Hypoxie, sondern eher einige defekt, der Tunnelbau hemmt. Für die Genotypen, die schon früher damit befasst haben wir festgestellt, dass die Nichtbeachtung der tunnel im späten dritten Instar Larven 15erhöhte Niveaus von LDH mRNA7, die kanonische Indikator für die Glykolyse und Hypoxie zugeordnet ist. So, endgültige Bestätigung der Hypoxie für Btl-Gal4 > FH -Uif RNAi Larven (und in Larven untersucht in Zukunft nutzen dieser Assay) würde bedeuten, RT-PCR um LDH mRNA-Niveaus oder Verwendung einer handelsüblichen Indikator zur Messung zu beurteilen intrazelluläre Sauerstoff-Niveaus (z. B. s. 16).

Die anspruchsvolle Auswahl an molekulare genetische Werkzeuge in D. Melanogaster machen es einen wertvollen Organismus für das Studium der evolutionär konservierte biologische Prozesse. Wichtigsten molekularen Reaktionen auf Sauerstoffverfügbarkeit erwiesen sich in der Evolution konserviert werden und frühere Studien in D. Melanogaster haben Einblicke in die universellen Komponenten dieser Signalisierung Wege 1,2erzeugt, 3,4,5,6.
Im Rahmen einer Studie, die darauf abzielen, sezieren sensorischen Neuron Funktion in D. Melanogaster Larven identifizierten wir zwei Verhaltensreaktionen, die bewiesen durch Gewebehypoxie bei normalen Sauerstoff Niveaus 7aktiviert werden. Eine davon, die Nichtbeachtung bohren sich in Essen, ist die Reaktion auf niedrigen Sauerstoffgehalt von Wingrove und O' Farrell 8berichtet sehr verwandt. Das zweite Verhalten, Nichtbeachtung der tunnel in eine weiche Unterlage während der späten dritten Instar wandernde Phase, war nicht früher als im Zusammenhang mit Hypoxie identifiziert worden. Wir festgestellt, dass hemmt auszusetzen Wildtyp wandernden Larven zu niedrigen Sauerstoffgehalt auch Substrat Tunnelbau 7, damit, dass beide diese Verhaltensweisen Hypoxie entspringen-entweder durch Gewebeschäden oder sauerstoffarmen Aufnahmemengen induzierten zu etablieren. Hier beschreiben wir eine Probe, die wir entwickelt haben, um diese zwei Hypoxie-induzierten Verhaltensweisen, quantitate, die mit Beobachtungen sofort nach dem Larven schlüpfen beginnt.
Hypoxische Antworten in den frühen Larvenstadien wurden bisher nicht untersucht und daher die Durchführung einer Analyse Larven lebenslang ist ein wertvoller Bestandteil unserer Assay. Die meisten der offensichtlichen Manifestationen der Hypoxie – langsame Entwicklung, schlechtes Wachstum und Bewegungsorgane Trägheit – überschneiden sich mit Larven Phänotypen, die durch viele Mutationen produziert. Aber wir haben festgestellt, dass nur dritte Instar Larven mit Hypoxie einen völliger Fehlschlag 7Tunnel zeigen. So haben wir festgestellt, dass sogar Larven mehr in Bezug auf Wachstum und Fortbewegung als unsere hypoxischen Larven noch durchgeführt einigen Tunneln, während hypoxische Larven nie 7getunnelt. Ein weiterer wertvoller Bestandteil dieser Assay ist somit, dass es eine Möglichkeit bietet, wenn Hypoxie die Quelle für einen bestimmten Satz von pleiotrope Phänotypen, im Gegensatz zu einigen anderen Stress oder metabolische Störung ist zu etablieren. Eine Demonstration des Assays, hier beschreiben wir ihre Verwendung bei der Charakterisierung der Antworten der Larven mit reduzierten trachealen Ausdruck der uninflatable, ein Gen, das in die Larven Airways 9Funktionen.
Wir uns vorstellen, dass dieser Test für Forscher engagiert bei der Charakterisierung von Larven Phänotypen, die schlechtes Wachstum und trägen Verhalten von Wert sein wird. Infolgedessen wurden neue Gene, die die Verteilung, Nutzung oder Antworten auf, konnten Sauerstoff durch den Körper identifiziert werden. Darüber hinaus würde Einbeziehung dieser Assay in eine Mutante screening Protokoll bieten einen direkten Weg zur Identifizierung von Mutationen, die Hypoxie zu produzieren. Dieser Test wird auch bei der Analyse der Schaltung, die die Hypoxie-induzierten angeborene Verhaltensweisen, die hier beschriebenen entlockt wertvoll sein. Neuronales Netzwerkanalyse dieser Art ist ein Schwerpunkt der viel aktuelle Forschung und das einfache Nervensystem von D. Melanogaster Larve ist ein wertvolles System für sezieren, automatisierte Verhaltensweisen. Sensorische Neuronen Larven Sauerstoff Wahrnehmung beteiligt wurden bereits identifiziert und bietet einen ersten Schritt zur Definition die komplette Schaltung für eine Hypoxie-induzierten Reaktionen 10,11. Mit unserem Test in Kombination mit selektiven neuronale Zuschlag über die GAL4-UAS-System-12 ist eine klare Route für die Abgrenzung weiterer Komponenten des neuronalen Netzes.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;REAGENTS&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dehydrated yeast&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Frozen grape juice concentrate</td><td>Welch&#039;s</td><td></td><td>&amp;nbsp;Available at most large supermarkets</td></tr><tr><td>Glacial acetic acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>320099</td><td></td></tr><tr><td>Drosophila agar</td><td>Apex Bioresearch Products</td><td>66-103</td><td></td></tr><tr><td>Methyl-para-hydroxybenzoate</td><td>Apex Bioresearch Products</td><td>20-658</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;EQUIPMENT&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>50 ml polypropylene beakers</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>6.0 cm disposable Petri dishes</td><td>Falcon</td><td>08757100B</td><td></td></tr><tr><td>10 cm disposable plastic Petri dishes</td><td>E+K Scientific</td><td>EK-24104</td><td></td></tr><tr><td>Plastic microspatulas</td><td>Corning Incorporated</td><td>3012</td><td></td></tr><tr><td>Bent teasing needle</td><td>Nasco</td><td>S08848MH</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting microscope</td><td></td><td></td><td>Any microscope with 10-30X magnification</td></tr></tbody></table>

a burrowing/tunneling assay for detection of hypoxia in drosophila melanogaster larvae

Sauerstoffmangel bei Tieren führt, von Aussetzung zu den niedrigen atmosphärischen Sauerstoffniveaus oder interne Gewebeschäden, die mit Sauerstoff Verteilung stört. Es ist auch möglich, dass abweichendes Verhalten der Sauerstoff-abfragenneuronen Hypoxie-ähnliches Verhalten in Anwesenheit von normalen Sauerstoff-Niveaus führen könnte. Entwicklung bei niedrigen Sauerstoffgehalt ergibt in D. MelanogasterHemmung des Wachstums und der trägen Verhalten während der larvalen Phasen. Jedoch überschneiden sich diese etablierten Manifestationen der Sauerstoff Defizit erheblich mit der Phänotypen von vielen Mutationen, die Wachstum, Stressreaktionen oder Fortbewegung zu regulieren. Als Ergebnis gibt es derzeit keine Probe zur Verfügung, um (i) zelluläre Hypoxie induziert durch eine Mutation oder (Ii) Hypoxie-ähnliches Verhalten, wenn durch abnorme neuronalen Verhalten zu identifizieren.
Wir haben vor kurzem zwei charakteristische Verhaltensweisen in D. Melanogaster Larven identifiziert, die bei normalem Sauerstoffgehalt als Reaktion auf interne Erkennung von Hypoxie auftreten. Zunächst vermeiden solche Larven in allen Phasen, Wühlen in Essen, oft weit entfernt von einer Nahrungsquelle verirrt. Zweitens ist Tunneln in eine weiche Unterlage, die normalerweise auftritt, während die wandernden dritte Instar Stufe vollständig abgeschafft wenn Larven hypoxischen sind. Der hier beschriebene Test wurde entwickelt, um zu erkennen und diese Verhaltensweisen quantitate und damit eine Möglichkeit, Hypoxie induziert durch innere Schäden eher als geringe Sauerstoffversorgung zu erkennen. Assay-Platten mit einer Agar-Substrat und Zentralstecker Hefe Paste werden verwendet, um Tiere durch Larven Leben zu unterstützen. Die Positionen und den Status der Larven werden täglich verfolgt, wie sie vom ersten bis zum dritten Instar Vorgehen. Das Ausmaß der Tunnelbau in den Agar Substrat wandernde Phase ist nach der Verpuppung NIH ImageJ mit quantitated. Der Assay wird der Wert bei der Bestimmung, wenn Hypoxie ist eine Komponente eines mutierten Phänotyps und damit Einblick in die möglichen Standorte der Aktion des betreffenden Gens.

Als ein Beweis für den Wert des Assays habe wir es untersuchen mögliche Hypoxie in Larven mit eingeschränkter Funktion des Gens uninflatable (Uif) in die Tracheen. UIF-Datei kodiert ein großer transmembranen Protein, das stark auf die apikale Oberfläche der Larven trachealen Zellen exprimiert wird. Mutanten der Uif wurden bereits erwähnt, abweichendes Verhalten aufweisen, das Gewebehypoxie durch trachealen Fehlfunktion 9hinweisen. Wir unterdrückt speziell Uif Ausdruck in der Larven Luftröhre mit dem Gal4-UAS-System. Zwei Gal4-Linien wurden verwendet: i) atemlos (Btl)-Gal4, die stark in die Tracheen von Anfang ihrer Embryonalentwicklung und Ii zum Ausdruck kommt) (Ue) schneiden-Gal4, die Ausdruck in einer kleinen hinteren Region beginnt die dorsale Hauptstamm Tracheen am Ende der Embryogenese und starken Ausdruck in dieser Region das ganze Larven leben 7weiter. Ein FH -Uif RNAi-Linie wurde aus Wien-Drosophila-Forschungszentrum (VDRC ID #1050) gewonnen.
Wie im obigen Protokoll beschrieben, replizieren fünf Platten von frisch geschlüpften erste Instar, die Larven für jede der vier Kreuze wie folgt eingerichtet wurden.
Experiment 1 (1) Steuerung 1 - Schnitt(Ue)-Gal4 x Kanton-S (+) (2) Experimental 1 - Schnitt(Ue)-Gal4 X UAS-Uif RNAi
Experiment 2 (3) Control 2 - Btl-Gal4 x Kanton-S (+) (4) Experimental 2 - Btl-Gal4 X UAS-Uif RNAi
Das Verhalten des geschnitten(Ue)-Gal4 > FH -Uif RNAi Larven von Experiment 1 war vergleichbar mit dem von der Steuerung geschnitten(Ue)-Gal4 > + Tiere im Hinblick auf die Wege des Maulwurfs, Tunnelbau und Überleben zur Verpuppung, (Abbildung 1 und Abbildung 2). Im Gegensatz dazu erzeugt Down-Regulierung Uif Ausdruck im gesamten Trachealkanüle System von früh in der Entwicklung (Experiment 2) deutlich unterschiedliche Antworten. Die Btl-Gal4 > FH -Uif RNAi Larven angezeigt beide Verhalten Manifestationen der Gewebehypoxie – reduziert Essen zu wühlen und eine völlige Abwesenheit von Substrat Tunnelbau später im Larvenstadium Leben (Abbildung 1 und Abbildung 2 ). Die experimentelle Larven waren auch deutlich kleiner, dünner und langsamer als Kontrollen (Abbildung 3) und zeigte eine hohe Todesrate im Laufe des Tests. Wie oben besprochen, sind verringertes Wachstum, Trägheit und organismal Tod Symptome der Larven Hypoxie bekannt. Darüber hinaus instar die meisten der experimentellen Larven zur Verpuppung versuchen gescheitert und blieb als Dritter Larven lange nach Kontrolle Larven pupated hatte. Einige Larven überlebten mehr als 15 Tage vor seinem Tod schließlich ohne Verpuppung (Abbildung 1A). Ein paar der experimentellen Larven verpuppen sich versucht aber in allen Fällen abnorme Puppen wurden gebildet, die nicht lebensfähigen Erwachsene generiert haben.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57131/57131fig1.jpg"> Abbildung 1. Quantifizierung der Nahrung grabende und larvale Entwicklung. (A) Prozentsatz der live Larven außerhalb essen Hügel für die vier Genotypen hier studiert. Durchschnittswerte für die fünf Assay-Platten für jede Genotyp verwendet werden angezeigt. Vom 3. Tag nach dem schlüpfen, ~ 70 % der Btl-Gal4 > FH Uif RNAi Larven wurden außerhalb der Nahrung, während keine Larven außerhalb der Küche oder auf der Agar-Oberfläche für die anderen drei Genotypen erkannt wurden. Die Btl-Gal4 > FH Uif RNAi Larven sterben langsam 15 Tage nach dem Schlupf zwischen 4-20 Tage mit ~ 15 % von ihnen noch am Leben. Der schwarze Pfeil entlang der x-Achse gibt hier und in (B) den Tag, mit dem alle Larven der drei anderen Genotypen pupated hatte. (B) Anteil der Toten Larven sichtbar außerhalb der Nahrung für die vier Genotypen. Durchschnittswerte für die fünf Assay-Platten für jede Genotyp werden angezeigt. Toten Btl-Gal4 > FH Uif RNAi Larven sammeln sich im Laufe der Zeit mit den meisten sterben außerhalb essen. Die anderen Genotypen, die alle überleben zur Verpuppung (C) Prozentsatz Überleben zur Verpuppung für die vier Genotypen untersucht. Durchschnittswerte für die fünf Assay-Platten für jede Genotyp werden angezeigt. Keine normalen Puppen von Btl-Gal4 > FH Uif RNAi Genotyp produziert wurden. Fehlerindikatoren in Abbildung repräsentieren SEMs. <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/57131/57131fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57131/57131fig2.jpg"> Abbildung 2. Quantifizierung von Larven tunneling. (A) Beispiele für die Assay-Platten für alle vier Genotypen studierte nach der Vorbereitung für den Tunnelbau Quantifizierung. Beachten Sie die völlige Fehlen von Tunneln für die Btl-Gal4 > FH Uif RNAi Larven. Assay-Platten sind 10 cm Petri Platten. (B) Quantifizierung tunneling abgeleitet von Bild J für die vier Genotypen. Durchschnittliche Pixelwerte für die fünf Assay-Platten für jede Genotyp. Keine Tunnelbau für die Btlbeobachtet wurde-Gal4 > FH Uif RNAi Larven. Fehlerbalken = SEMs. <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/57131/57131fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57131/57131fig3.jpg"> Abbildung 3. Vergleich der Btl-Gal4 > FH Uif RNAi und Btl-Gal4 > + Larven Larven des ähnlichen Alters (6. Tag nach dem Schlupf) für die Btl-Gal4 > FH Uif RNAi (A) und Btl-Gal4 > + (B) Genotypen. Rote Pfeile zeigen auf die dorsale Stamm Tracheen. Beide Larven mit der gleichen Vergrößerung abgebildet. Maßstabsleiste = 0,5 mm. <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/57131/57131fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

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A Burrowing/Tunneling Assay for Detection of Hypoxia in Drosophila melanogaster Larvae

Das Protokoll beschreibt einen einfache Assay Drosophila Melanogaster Larven zu identifizieren, die Hypoxie unter normalen atmosphärischen Sauerstoffniveaus durchleben. Dieses Protokoll ermöglicht hypoxische Larven zu unterscheiden von anderen Mutanten, die überlappende Phänotypen wie Trägheit oder langsames Wachstum zeigen.

Ein Graben/Tunneling Test zur Erkennung von Hypoxie in Drosophila Melanogaster Larven

Oxygen deprivation in animals can result from exposure to low atmospheric oxygen levels or from internal tissue damage that interferes with oxygen ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Behavior

A Burrowing/Tunneling Assay for Detection of Hypoxia in Drosophila melanogaster Larvae

7.8K Aufrufe.  Rice University. Das Protokoll beschreibt einen einfache Assay Drosophila Melanogaster Larven zu identifizieren, die Hypoxie unter normalen atmosphärischen Sauerstoffniveaus durchleben. Dieses Protokoll ermöglicht hypoxische Larven zu unterscheiden von anderen Mutanten, die überlappende Phänotypen wie Trägheit oder langsames Wachstum zeigen.

Serie: A Burrowing/Tunneling Assay for Detection of Hypoxia in Drosophila melanogaster Larvae

Induction of Hypoxia in Living Frog and Zebrafish Embryos

Here, we introduce a novel system for hypoxia induction, which we developed to study the effects of hypoxia in aquatic organisms such as frog and zebrafish embryos. Our system comprises a chamber featuring a simple setup that is nevertheless robust to induce and maintain a specific oxygen concentration and temperature in any experimental solution of choice. The presented system is very cost-effective but highly functional, it allows induction and sustainment of hypoxia for direct experiments in vivo and for various time periods up to 48 h.
To monitor and study the effects of hypoxia, we have employed two methods - measurement of levels of hypoxia-inducible factor 1alpha (HIF-1&#945;) in whole embryos or specific tissues and determination of retinal stem cell proliferation by 5-ethynyl-2&#8242;-deoxyuridine (EdU) incorporation into the DNA. HIF-1&#945; levels can serve as a general hypoxia marker in the whole embryo or tissue of choice, here embryonic retina. EdU incorporation into the proliferating cells of embryonic retina is a specific output of hypoxia induction. Thus, we have shown that hypoxic embryonic retinal progenitors decrease proliferation within 1 h of incubation under 5% oxygen of both frog and zebrafish embryos.
Once mastered, our setup can be employed for use with small aquatic model organisms, for direct in vivo experiments, any given time period and under normal, hypoxic or hyperoxic oxygen concentration or under any other given gas mixture.

We introduce a novel hypoxic chamber system for use with aquatic organisms such as frog and zebrafish embryos. Our system is simple, robust, cost-effective and allows the induction and sustainment of hypoxia in vivo and for up to 48 h. We present 2 reproducible methods to monitor the effectiveness of hypoxia.

Induktion von Hypoxie im lebenden Frosch und Zebrafisch Embryonen

Here, we introduce a novel system for hypoxia induction, which we developed to study the effects of hypoxia in aquatic organisms such as frog and ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Methoden zum Test Drosophila Verhalten

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Neurowissenschaften

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The serotonergic feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of critical importance during the development of the circuit. Using the functional output of the circuit, feeding, changes in the neuronal architecture of the stomatogastric system can be visualized. Feeding behavior can be recorded by observing the rate of retraction of the mouth hooks, which receive innervation from the brain. Locomotor behavior is used as a physiological control for feeding, since larvae use their mouth hooks to traverse across an agar substrate. Changes in feeding behavior can be correlated with the axonal architecture of the neurites innervating the gut. Using immunohistochemistry it is possible to visualize and quantitate these changes. Improper handling of the larvae during behavior paradigms can alter data as they are very sensitive to manipulations. Proper imaging of the neurite architecture innervating the gut is critical for precise quantitation of number and size of varicosities as well as the extent of branch nodes. Analysis of most circuits allow only for visualization of neurite architecture or behavioral effects; however, this model allows one to correlate the functional output of the circuit with the impairments in neuronal architecture.

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae serves a simple yet powerful model that allows changes in feeding rate to be correlated with alterations in the stomatogastric neural circuitry. This circuit is composed of central serotonergic neurons that send projections to the mouth hooks as well as the foregut.

Funktionelle Analyse der Larvenfütterung Circuit in Drosophila</i

The serotonergic  feeding circuit in Drosophila  melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of  critical importance during the ...

Assay for Blood-brain Barrier Integrity in Drosophila melanogaster

Proper nervous system development includes the formation of the blood-brain barrier, the diffusion barrier that tightly regulates access to the nervous system and protects neural tissue from toxins and pathogens. Defects in the formation of this barrier have been correlated with neuropathies, and the breakdown of this barrier has been observed in many neurodegenerative diseases. Therefore, it is critical to identify the genes that regulate the formation and maintenance of the blood-brain barrier to identify potential therapeutic targets. In order to understand the exact roles these genes play in neural development, it is necessary to assay the effects of altered gene expression on the integrity of the blood-brain barrier. Many of the molecules that function in the establishment of the blood-brain barrier have been found to be conserved across eukaryotic species, including the fruit fly, Drosophila melanogaster. Fruit flies have proven to be an excellent model system for examining the molecular mechanisms regulating nervous system development and function. This protocol describes a step-by-step procedure to assay for blood-brain barrier integrity during the embryonic and larval stages of D. melanogaster development.

Assay for Blood-brain Barrier Integrity in Drosophila melanogaster

Blood-brain barrier integrity is critical for nervous system function. In Drosophila melanogaster, the blood-brain barrier is formed by glial cells during late embryogenesis. This protocol describes methods to assay for blood-brain barrier formation and maintenance in D. melanogaster embryos and third instar larvae.

Assay für Blut - Hirn-Barriere Integrität in Drosophila melanogaster

Proper nervous system development includes the formation of the blood-brain barrier, the diffusion barrier that tightly regulates access to the nervous ...

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, Drosophila research lacks popularity in developing countries, possibly due to the misinformed idea that establishing a lab and performing relevant experiments with such tiny insects is difficult and requires expensive, specialized apparatuses. Here, we describe how to build an affordable flylab to quantitatively analyze a myriad of behavioral parameters in D. melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We provide protocols to build in-house vial racks, courtship arenas, apparatuses for locomotor assays, etc., to be used for general fly maintenance and to perform behavioral experiments using adult flies and larvae. We also provide protocols on how to use more sophisticated systems, such as a high resolution oxygraph, to measure mitochondrial oxygen consumption in larval samples, and show its association with behavioral changes in the larvae upon the xenotopic expression of the mitochondrial alternative oxidase (AOX). AOX increases larval activity and mitochondrial leak respiration, and accelerates development at low temperatures, which is consistent with a thermogenic role for the enzyme. We hope these protocols will inspire researchers, especially from developing countries, to use Drosophila to easily combine behavior and mitochondrial metabolism data, which may lead to information on genes and/or environmental conditions that may also regulate human physiology and disease states.

<meta charset="utf8"></head><body>Eine erschwingliche und effiziente "hausgemachte" Plattform für Drosophila-Verhaltensstudien und ein begleitendes Protokoll für die mitochondriale Respirometrie vo

We provide protocols for anyone with a "maker culture" mind to start building a flylab for quantitative analysis of a myriad of behavioral parameters in Drosophila melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We also describe a high resolution respirometry protocol using larvae to combine behavioral and mitochondrial metabolism data.

Eine erschwingliche und effiziente "hausgemachte" Plattform für Drosophila-Verhaltensstudien und ein begleitendes Protokoll für die mitochondriale Respirometrie von Larven

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, ...

Verhalten

Metabolic Analysis of Drosophila melanogaster Larval and Adult Brains

This protocol describes a method for measuring the metabolism in Drosophila melanogaster larval and adult brains. Quantifying metabolism in whole organs provides a tissue-level understanding of energy utilization that cannot be captured when analyzing primary cells and cell lines. While this analysis is ex vivo, it allows for the measurement from a number of specialized cells working together to perform a function in one tissue and more closely models the in vivo organ. Metabolic reprogramming has been observed in many neurological diseases, including neoplasia, and neurodegenerative diseases. This protocol was developed to assist the D. melanogaster community&#39;s investigation of metabolism in neurological disease models using a commercially available metabolic analyzer. Measuring metabolism of whole brains in the metabolic analyzer is challenging due to the geometry of the brain. This analyzer requires samples to remain at the bottom of a 96-well plate. Cell samples and tissue punches can adhere to the surface of the cell plate or utilize spheroid plates, respectively. However, the spherical, three-dimensional shape of D. melanogaster brains prevents the tissue from adhering to the plate. This protocol requires a specially designed and manufactured micro-tissue restraint that circumvents this problem by preventing any movement of the brain while still allowing metabolic measurements from the analyzer&#39;s two solid-state sensor probes. Oxygen consumption and extracellular acidification rates are reproducible and sensitive to a treatment with metabolic inhibitors. With a minor optimization, this protocol can be adapted for use with any whole tissue and/or model system, provided that the sample size does not exceed the chamber generated by the restraint. While basal metabolic measurements and an analysis after a treatment with mitochondrial inhibitors are described within this protocol, countless experimental conditions, such as energy source preference and rearing environment, could be interrogated.

Metabolic Analysis of Drosophila melanogaster Larval and Adult Brains

We present a protocol for measuring oxygen consumption and extracellular acidification in Drosophila melanogaster larval and adult brains. A metabolic analyzer is utilized with an adapted and optimized protocol. Micro-tissue restraints are a critical component of this protocol and were designed and created specifically for their use in this analysis.

Stoffwechselanalyse von Drosophila Melanogaster Schildzecken und erwachsenen Gehirn

This protocol describes a method for measuring the metabolism in Drosophila melanogaster larval and adult brains. Quantifying metabolism in whole organs ...

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating the neuronal regulation of these behaviors is essential for the understanding of the physiological and molecular mechanisms underlying nutritional homeostasis. The use of genetically tractable animal models such as worms, flies, and fish greatly facilitates these types of studies. In the last decade, the fruit fly Drosophila melanogaster has been used as a powerful animal model by neurobiologists investigating the neuronal control of feeding and foraging behaviors. While undoubtedly valuable, most studies examine adult flies. Here, we describe a protocol that takes advantage of the simpler larval nervous system to investigate neuronal substrates controlling feeding behaviors when larvae are exposed to diets differing in their protein and carbohydrates content. Our methods are based on a quantitative colorimetric no-choice feeding assay, performed in the context of a neuronal thermogenetic-activation screen. As a read-out, the amount of food eaten by larvae over a 1 h interval was used when exposed to one of the three dye-labeled diets that differ in their protein to carbohydrates (P:C) ratios. The efficacy of this protocol is demonstrated in the context of a neurogenetic screen in larval Drosophila, by identifying candidate neuronal populations regulating the amount of food eaten in diets of different macronutrient quality. We were also able to classify and group the genotypes tested into phenotypic classes. Besides a brief review of the currently available methods in the literature, the advantages and limitations of these methods are discussed and, also, some suggestions are provided about how this protocol might be adapted to other specific experiments.

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Described here is a protocol that enables the colorimetric quantification of the amount of food eaten within a defined interval of time by Drosophila melanogaster larvae exposed to diets of different macronutrient quality. These assays are conducted in the context of a neuronal thermogenetic screen.

Quantifizierung der Zufuhr von Makronährstoffen in einem thermogenetischen neuronalen Bildschirm mit Drosophila Larven

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating ...

Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

Drosophila larvae are used in many behavioral studies, yet a simple device for measuring basic parameters of larval activity has not been available. This protocol repurposes an instrument often used to measure adult activity, the TriKinetics Drosophila activity monitor (MB5 Multi-Beam Activity Monitor) to study larval activity. The instrument can monitor the movements of animals in 16 individual 8 cm glass assay tubes, using 17 infrared detection beams per tube. Logging software automatically saves data to a computer, recording parameters such as number of moves, times sensors were triggered, and animals&#8217; positions within the tubes. The data can then be analyzed to represent overall locomotion and/or position preference as well as other measurements. All data are easily accessible and compatible with basic graphing and data manipulation software. This protocol will discuss how to use the apparatus, how to operate the software and how to run a larval activity assay from start to finish.

Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

This report describes a method for measuring Drosophila larval activity using the TriKinetics Drosophila Activity Monitor. The device employs infrared beams to detect movements of up to 16 individual animals. Data can be analyzed to represent motion parameters including rates and the positions of the animals within the assay chambers.

Die Messung der Aktivität in der Larven<em&gt; Drosophila</em&gt; Activity Monitor

Drosophila larvae are used in many behavioral studies, yet a simple device for measuring basic parameters of larval activity has not been available. This ...

Biologie

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model to study animal avoidance behavior. This protocol introduces a light-spot assay to investigate larval phototactic behavior. The experimental set-up includes two main parts: a visual stimulation system that generates the light spot, and an infrared light-based imaging system that records the process of larval light avoidance. This assay allows tracking of the behavior of larva before entering, during encountering, and after leaving the light spot. Details of larval movement including deceleration, pause, head casting, and turning can be captured and analyzed using this method.

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

This protocol introduces a light-spot assay to investigate Drosophila larval phototactic behavior. In this assay, a light spot is generated as light stimulation, and the process of larval light avoidance is recorded by an infrared light-based imaging system.

Licht-Spot-basierter Assay zur Analyse von Drosophila Larval Phototaxis

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model ...

Ein Graben/Tunneling Test zur Erkennung von Hypoxie in Drosophila Melanogaster Larven

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Induktion von Hypoxie im lebenden Frosch und Zebrafisch Embryonen

Methoden zum Test Drosophila Verhalten

Funktionelle Analyse der Larvenfütterung Circuit in Drosophila

Assay für Blut - Hirn-Barriere Integrität in Drosophila melanogaster

Eine erschwingliche und effiziente "hausgemachte" Plattform für Drosophila-Verhaltensstudien und ein begleitendes Protokoll für die mitochondriale Respirometrie von Larven

Eine erschwingliche und effiziente "hausgemachte" Plattform für Drosophila-Verhaltensstudien und ein begleitendes Protokoll für die mitochondriale Respirometrie von Larven

Stoffwechselanalyse von Drosophila Melanogaster Schildzecken und erwachsenen Gehirn

Quantifizierung der Zufuhr von Makronährstoffen in einem thermogenetischen neuronalen Bildschirm mit Drosophila Larven

Die Messung der Aktivität in der Larven

Licht-Spot-basierter Assay zur Analyse von Drosophila Larval Phototaxis