Name: use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration in a mouse model of critical illness
Uploaded: 2017-05-02T14:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 17 s
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GVdB, via the University of Leuven (KU Leuven), receives long-term structural research support from the Methusalem Program funded by the Flemish Government (METH08/07) and holds a European Research Council Advanced Grant AdvG-2012-321670 from the Ideas Program of the European Union seventh framework program. SET received a Research Foundation-Flanders (FWO) Research Assistant Fellowship.

Das Protokoll wurde von der Universität Leuven Ethical Review Board für Tierforschung genehmigt. 1. Herstellung der venösen Leitung <ol><li> Bereiten Sie die Spitze des Venenkatheters durch schnell den Mittelteil von 60 cm microrenathane (MRE) Schläuchen in heißem (&gt; 220 ° C), Sesamöl eingetaucht wird. Anschließend dehnt den mittleren Teil des Rohres einen schmalen Durchmesser (Außendurchmesser (OD) von &lt;0,5 mm) durch vorsichtige die Ende des Schlauches voneinander weg zu bewegen zu erzeugen. </li><li> Verwenden eine Skalpellklinge das Rohr in zwei Teile von 30 cm geschnitten , die jeweils (siehe Figur 1, Tabelle 1). </li><li> Schließen Sie den MRE Schlauch an Polyethylenschlauch unter Verwendung von Polyethylen PE10 PE50 abklemmen und diesen PE10 Schlauch an den unteren Teil des Dreh. Verbinden des oberen Teils des Schwenk bis PE10 Schläuche, und verbinden diese mit einer Luer - Stub Nadel mit PE50 Verbinderschlauch gemäß Abbildung 1. </li><li> Bewerben stark schnell akting Klebstoff Klebstoff an alle Anschlüsse und den Katheter zur Dichtigkeitsprüfung von mit Luft gespült wird. Gas sterilisiert die Katheter vor der Verwendung. </li></ol><img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/55553/55553fig1.jpg" /> Abbildung 1: Konstruktion von Venöse Linie. Venöse Linien werden durch Strecken des MRE Schlauch auf einen kleinen Durchmesser und anschließen über Polyethylenschlauch zu einer Nagetier Schwenkvorrichtung hergestellt. Siehe Tabelle 1 für Anweisungen auf Längen der verschiedenen Teile. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55553/55553fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55553/55553fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Legende </td><td> Länge </td><td> Volumen </td></tr><tr><td> 1) Luer-Stub Nadel 22G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 2) PE50 - Polyethylen .023&quot; x .038&quot; </td><td> 5 cm </td><td> 13 &amp; mgr; l </td></tr><tr><td> 3) PE10 - Polyethylen .011&quot; x .024” </td><td> 50 cm </td><td> 30 &amp; mgr; l </td></tr><tr><td> 4) Rodent Swivel 20 G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5) PE-10 </td><td> 15 cm </td><td> 9 ul </td></tr><tr><td> 6) PE-50 (Steckverbinder) </td><td> 5 cm </td><td> 13 &amp; mgr; l </td></tr><tr><td> 7) MRE025 Tipp gestreckt microrenathane .025&quot; x .012&quot; </td><td> 30 cm </td><td> 27 &amp; mgr; l </td></tr><tr><td> Gesamtsumme </td><td> 105 cm </td><td> 92 &amp; mgr; l </td></tr></tbody></table> Tabelle 1: Aufbau der Venöse Linie. Diese Tabelle enthält eine Legende für Abbildung 1. 2. Anästhesie und Pre-Chirurgie Handhabung <ol><li> Verwenden Sie 24 Wochen alte männliche C57BL / 6J-Mäuse (27-32 g). HINWEIS: Wir verwenden 24-Wochen alte Mäuse (reif Erwachsene) als dieses Alter mit dem Alter von Intensivpatienten mittleren besser entspricht. Wir verwenden nur männliche Mäuse den zyklischen Einfluss von Östrogenen zu vermeiden. Die Technik kann auch auf jüngeren Tieren verwendet werden (getestet in 16 Wochen alten Mäusen) und Weibchen, bevorzugt, wenn. </li><li> Sterilisiert alle chirurgischen Instrumente vor dem Gebrauch. Spülen Sie den sterilen hausgemachten venösen Katheter mit Kochsalzlösung aller Luftblasen zu entfernen und um die Durchgängigkeit und möglichen Lecks zu testen. </li><li> Geschnitten, um einen Metalldraht (0,8 mm Durchmesser) von 80 cm Länge, verdoppeln sie durch Falten und eine Schleife bilden. Lead 3 Perlen über den verdoppelten Draht der Schleife. Befestigen des Katheters an dem Metalldraht durch die Spitze des Katheters durch die 3-Perlen führen. HINWEIS: Das Metallbefestigungsdraht zur Drehung des Schwenks notwendig ist, um die der Katheter angeschlossen ist. Als solches kann die Maus frei bewegen, ohne dass die venöse Leitung zu blockieren. </li><li> Betäubt den mouse durch eine intraperitoneale (IP) Injektion einer Mischung von 0,03 ml Ketamin (100 mg / kg) und 0,02 ml Xylazin (13 mg / kg). Stellen Sie sicher, dass Anästhesie durch Überprüfung der Abwesenheit von Reflexen ausreichend ist. Ziehen Sie vorsichtig außerhalb der Maus Zunge mit einer Pinzette durch Schlucken der Zunge Erstickung zu vermeiden. HINWEIS: Wenn nach 10 min, noch die Maus versucht, seine Gliedmaßen geben zusätzliche Ketamin als 0,01 mL bolus zurückzuziehen. </li><li> Shave OP-Bereich einschließlich Abdomen, ventrale Seite des Halses (Dreieck zwischen Kinn, Sternum und Clavicula) und zwischen den Schulterblättern an der Basis des Kopfes). </li><li> Platzieren Sie die Maus in Bauchlage auf ein vorgewärmten Heizkissen, Desinfizieren die Haut mit 70% Ethanol und eine kleine Menge von ophthalmischen Schmiermittels Schutz der Augen vor dem Austrocknen. Infiltriert die Operationsstellen (Bauch, Hals-Vorder- und Rückseite) mit 0,2 ml Ropivacain (0,67 mg / kg). </li><li> Während die Maus noch immer in Bauchlage ist, auf der Basis der dorsalen Seite einen kleinen Einschnitt machendes Kopfes mit Skalpell oder einer Schere. Setzen Sie die hinteren Halsmuskeln und den Muskels zu der Schleife des Befestigungskabelbinders mit 3,0 Nylon 3,0 durch einen Nylonfaden unter dem Muskel führt. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf der rechten Seite. Machen Sie einen kleinen vertikalen Schnitt in der Haut des ventralen Hals mit einem Skalpell oder einer Schere. Unter visueller Führung Tunnel einer 18-Gauge-Nadel subkutan durch diesen ventralen Einschnitt in Richtung des Einschnitts an der Rückseite aus zuvor und den Katheter durch die Nadel einfädeln es an der Bauchseite exteriorisieren. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf dem Rücken. Übergeben eine 3,0 Nylongarn hinter den oberen Schneidezahn der Maus und Band es nach unten zu dem Heizkissen. Sichern des Kopfes in einer Gesichtsmaske für die Bereitstellung von Sauerstoff (2 l / min). Befestigen Sie die Maus in einer gestreckten Position durch Abkleben des Schwanzes und die beiden Vorderbeine nach unten. HINWEIS: Wenn die Ketamin-Xylazin Narkose allein nicht ausreichend ist, inhaliert Isofluran (0,5-1,5%) kann während der Operation geliefert werden. </li></ol><pclass = &quot;jove_title&quot;&gt; 3. Platzierung eines chronischen Verweil-Katheter <ol><li> Platzieren Sie die Maus unter dem Binokular. Im Schnitt zuvor im ventralen Hals gemacht, necken sanft Fettgewebe und Drüsen entfernt mit einer Pinzette, bis die Halsvene sichtbar gemacht werden kann. </li><li> Bluntly sezieren die Vena jugularis vom Binde- und subkutane Gewebe über und um den Behälter zu befreien, indem die Spitze der Zange zwischen der Vene und Bindegewebe platzieren und die Zange wiederholt parallel zu der Vene öffnet. Als solche wird eine Beschädigung der Vene vermieden werden. </li><li> Isolieren der Jugularvene indem stumpfen Pinzette unter der Vene. Futtermittel drei Stücke von 3,0 Seidenfaden unter der Vene, Position ein Stück proximal zu der Bifurkation der Vena jugularis (cranialen Ligatur) und ein Stück der Nähe des Kopfnickers (caudal Ligatur). Ziehen Sie die kraniale Ligatur und die Schwanz Ligatur die Vene zu dehnen und zu übermäßigen Blutungen zu verhindern, während der Katheter platziert. Tdh eine lose Ligatur mit dem mittleren Gewinde leicht Sicherung des Katheters zu gewährleisten später. </li><li> Verwendung von Mikroscheren, einen Einschnitt macht entlang der Vene zwischen den kranialen und kaudalen Ligaturen und groß genug, um den Katheter zu führen. Ergreifen des Katheters mit einer Pinzette, und legen den Katheter 11 mm in die Vene. Lose um den Katheter sicher durch die Mitte Ligatur Abbinden und die korrekte Platzierung bestätigen, indem Sie vorsichtig mit steriler Kochsalzlösung gespült. </li><li> Sichern Sie den Katheter durch Abbinden fest in der Mitte und Schwanz Ligatur um das Gefäß und Katheter. Tie Enden Schwanz und mittlerer Ligatur fest zusammen, den Katheter zu sichern. Stellen Sie sicher, dass die Knoten nicht die Vene verschließen, indem der Katheter Spülung nach jedem Knoten gemacht. Schließlich binden die Schwanz- und Schädel Ligatur. Schließen Sie den Schnitt mit 5,0 Seidenfäden. </li></ol> 4. Blinddarm Ligatur und Puncture <ol><li> Machen einen 1 cm-Mittelschnittes durch die Haut der unteren Hälfte des Bauches mit Skalpell oder eine Schere;nicht zu durchdringen, in die Peritonealhöhle vorsichtig sein. </li><li> Identifizieren der linea alba der Bauchmuskulatur und ein intermuscular Einschnitt Eintritt in die Bauchhöhle zu gewinnen. Finde den Blinddarm, und verwenden blunt anatomische Pinzette Blinddarm zu isolieren und es exteriorisieren. </li><li> Ligieren Caecum bei 50% seiner Länge mit 3,0 Seidennähten. Achten Sie darauf, nicht die lleozökalklappe abzubinden, so dass Darm-Kontinuität aufrechterhalten wird. </li><li> Perforiert Zökum mit einer 18-Gauge-Nadel durch eine einzige durch und durch Punktion der Mitte zwischen der Ligatur und der Spitze des Blinddarms. Nachdem die Nadel zu entfernen, extrudieren aus dem Loch eine kleine Menge von Fäkalien Durchgängigkeit zu gewährleisten. </li><li> Repositionieren, den Darm in der Bauchhöhle, und schließen Sie das Peritoneum und die Haut mit 5,0 Seidennähten. HINWEIS: im Durchschnitt eine neue Ausbildungs ​​erfordert 10 bis 15 Tiere in der Lage sein, sanft den venösen Katheter zu setzen und durchzuführen CLP innerhalb von 45 min. Nach der Einarbeitungszeit, eine Anästhesie / Chirurgie related Mortalität von 10% zu erwarten. </li></ol> 5. Post-chirurgische Behandlung und Flüssigkeitstherapie <ol><li> Platzieren Sie die Maus in Rückenlage und sichern, den Katheter an den Befestigungsdraht mit Klebeband. Bewegen Sie die Maus auf einen einzelnen Käfig. Verwenden, um einen Ständer mit einstellbarem Klemm der Schwenkvorrichtung 25 cm über der Maus zu halten und Band fest den freien Teils des Metallbefestigungsdrahtes an den Drehpunkt des Schwenks. </li><li> Befestigen einer Spritze, die die Mischung von symmetrischen Kolloide und Kristalloide (1: 4), die an die venöse Leitung Flüssigkeitszufuhr zu starten. </li><li> Platzieren Sie den Käfig in einem temperierten (27 ° C) Tierschrank mit 12 h Licht und Dunkel-Zyklen und starten intravenöse Flüssigkeit Reanimation (10 ml / kg / h) über eine Spritze präzise getriebene Infusionspumpe. Käfig bereitzustellen Anreicherung wie Verschachtelung Material und ein Holzblock. </li></ol> 6. Intensive Care <ol><li> Um 6 h nach der Operation, injiziert subkutan Schmerz medication und Antibiotika (0,3 ml Buprenorphin (0,15 mg / kg) und 0,2 ml Imipenem (16.67mg / kg)). HINWEIS: Im Anschluss an Standard-Labortiermedizin Praxis, die erste Dosis von Schmerzmitteln wird vor dem ersten chirurgischen Eingriff gegeben und dann wie von der Institution Veterinärpolitik gerichtet. Subkutane Injektionen sollten sorgfältig in den subkutanen Raum injiziert werden. </li><li> Nach 20 - 24 h der Flüssigkeitszufuhr, ersetzen die Kristalloide / Kolloide durch totale parenterale Ernährung (6,67 ml / kg / h). HINWEIS: totale parenterale Ernährung verabreicht (5,8 kcal / 24 h) umfasst rund 40% des täglichen Kalorienbedarfs von Mäusen, ähnlich wie die frühen Kalorienzufuhr der Patienten in der Intensivstation. </li><li> Subkutan verabreichen Schmerzmittel und Antibiotika (0,6 ml Buprenorphin (0,3 mg / kg) und 0,2 ml Imipenem (16,67 mg / kg) alle 12 h während der gesamten Dauer der kritischen Erkrankung. </li><li> Schauen Sie sich die Tiere mindestens alle 3 Stunden während des Tages. Beurteilen Sie das Leiden durch einen Schmerz gebenNote basierend auf der validierten Maus Grimasse Skala 11. Intensivieren für Tiere mit einem hohen Schmerz-Score zu überwachen. </li></ol> 7. Ende des Experiments HINWEIS: Zustimmung und Empfehlungen auf der Ebene der Schwere des Modells und Richtlinien und Richtlinien für die menschlichen Endpunkte sollten von der lokalen Institutional Ethical Review Board für Tierforschung gesucht werden. HINWEIS: Bei einer nicht-funktionellen venösen Leitung wie blockierte Katheter, Delokalisierung des Katheters, Probleme mit der Spritzenpumpe, das Tier von der Studie ausgeschlossen und euthanasiert. <ol><li> Am Ende der Versuchsperiode, tief anästhesieren die Maus eine Mischung aus 0,03 ml Ketamin (100 mg / kg) und 0,02 ml (13 mg / kg), Xylazin verwenden. Euthanize die Maus durch das Blut durch Herzpunktion zurückzieht. Shop-Snap gefrorene Gewebeproben von Interesse bei -80 ° C. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Wir entwickeln ein klinisch relevantes Mausmodell der kritischen Erkrankung, durch die cecal Ligatur und Einstichverfahren Kombination für Flüssigkeiten, Medikamente und Nährstoff Verabreichung Sepsis mit der Verwendung eines zentralen Venenkatheter zu induzieren. Dieser Versuchsaufbau reproduzierbar ist, ermöglicht die längere Phase der kritischen Erkrankung und führt zu einer stabilen Sterblichkeit zu untersuchen, hiermit die menschliche klinische Situation nachahmt 1. Cecal Ligatur und Einstich wurde als Tiermodell der akuten kritischen Erkrankung weitgehend anerkannt , dass die wichtigsten Merkmale der Sepsis 6, 7 wiedergibt . Allerdings ist dieses Modell der akuten kritischen Erkrankung nicht das Studium der Nicht-Lösung multiplem Organversagen, Muskelschwund erlauben, und endokrinen und metabolischen Veränderungen, die für die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung typisch sind. Darüber hinaus präklinischen Ergebnisse mit diesem Modell scheitern oft an TRANSLATe der klinischen menschlichen Einstellung 8, 9, 10. Daher entwickelten wir ein Modell, bei dem eine zentrale venöse Leitung Platzierung der Ermittler umfangreiche Flüssigkeitstherapie verabreichen können, Drogen und totale parenterale Ernährung. Diese unterstützende Maßnahmen sind von entscheidender Bedeutung für kritisch kranke Patienten, um die akute Phase der kritischen Erkrankung zu überleben. Trotz der Platzierung dieser zentralen Venenkatheter, sind die Tiere noch in der Lage, sich frei mit relativ geringen Beschwerden zu bewegen. Täglich Schmerzmittel hilft Leiden zu lindern, als 11 von der Maus Grimasse Skala von Schmerz beurteilt. Dieses Modell enthält auch andere wesentliche Aspekte der unterstützende Pflege für kritisch kranke Patienten, wie Behandlung mit Antibiotika und Schmerzmitteln. Dieses Modell hat einige Einschränkungen. Zunächst wird das umfangreiche chirurgische Verfahren ist anspruchsvoll und erfordert eine ausreichende Ausbildung. Nieding mit ausreichender Ausbildung, im Durchschnitt 10% der operierten Tiere sterben während oder unmittelbar nach der Operation. Außerdem Katheter, die nicht gut aufgestellt sind, kann in den Brustkorb des Tieres zu Austreten von Reanimation Flüssigkeiten oder parenteraler Ernährung führen. Im Durchschnitt 15% der überlebenden Tiere haben während der Studie aufgrund dieser Katheter verbundenen Probleme ausgeschlossen werden. Somit wird, wenn man die erforderliche Anzahl von Tieren, die für ein Experiment berechnet, hat man in Betracht einen 25% Überschuss infolge der Operation und Katheter bedingten Verluste zu nehmen. Zweitens mit nur einem Venenzugangspunkt, Antibiotika und Schmerzmittel haben noch subkutan zweimal täglich verabreicht werden. Tatsächlich Kompatibilität der parenteralen Ernährung mit Antibiotika und Schmerzmittel Medikamente können nicht garantiert werden und damit Co-Infusion sollte vermieden werden. Spülen der Leitung durch eine Bolus-Injektion ist auch möglich, technisch nicht wegen der begrenzten Blutvolumen der Mäuse. Drittens, die Anästhesie und Chirurgie benötigt to Stellen Sie den Katheter wird eine schwere Stressreaktion von selbst induzieren. Wir verwenden gesunde Tiere ohne Operation als Kontrollen und betrachten den Katheter im Zusammenhang Chirurgie als Teil der kritischen Krankheit, vergleichbar zu dem, was menschliche chirurgischen Intensivpatienten zu ertragen haben. Viertens, während der postoperativen Schmerzmittel und Antibiotika und die Verwendung eines zentralen Venenkatheter erhöht die klinische Relevanz des murinen CLP-Modells, unser Modell imitieren Verabreichung von parenteraler Ernährung zu ermöglichen, ist noch nicht vollständig die klinische menschliche Situation. Tatsächlich aufgrund der geringen Tiergröße herausfordernd es ist, mehrere erweiterte unterstützende Techniken, wie zum Beispiel Nierenersatztherapie einzuführen. Allerdings erlaubt die Verwendung dieses Modells genetische Störung, von entscheidenden Bedeutung bei der Pathogenese der kritischen Erkrankung zu entwirren. Es hat sich herausgestellt, dass die Sterblichkeit und die Schwere des CLP Verfahren kann, notwendig, durch den Teil des Blinddarms, sofern sie als manipuliert werden gezeigt, die ligiert ist, durch die Größe und number der Einstiche, subkutane Fluid Reanimation und tägliche Verabreichung von Antibiotika 6, 12. Wir wählen ein Protokoll , in dem wir die ersten 20 h umfassende Flüssigkeit Reanimation mit 10 ml / kg / h zur Verfügung gestellt, wie es zuvor gezeigt worden ist , dass diese die Mortalität 13 verbessert. Unsere Anpassungen sollten in das Protokoll aufgenommen werden, wenn ein Modell einer längeren kritischen Krankheit wird anstelle eines Modells der Letalität gewünscht. Dieses Mausmodell verwendet einen mittleren Grad CLP, intravenöse Flüssigkeitstherapie und Antibiotika - Behandlung, um ein klinisch relevantes Modell der kritischen Erkrankung zu schaffen, wie durch seine verlängerte Überlebenskurven gezeigt, die die Überlebensrate der menschlichen Sepsis 1 nachahmt. Die ICU Patientenpopulation, als die allgemeine Bevölkerung altert 14. Um die menschliche ICU Einstellung noch enger zu imitieren, kann man reife Mäuse (6 Monate) verwenden, wie sie in dieser Studie verwendet wird, oderder klinischen Relevanz des Versuchsmodells zu verbessern. Abschließend erfordert dieses Mausmodell eine umfangreiche chirurgische Verfahren und die tägliche intensive Pflege der Tiere, aber es ergibt sich ein Modell der kritischen Erkrankung, die die Ermittler die Aspekte der verlängerten Phase der kritischen Erkrankung zu untersuchen ermöglicht.

Kritische Erkrankung ist ein Krankheitszustand, in dem die Funktion eines oder mehrerer Organsysteme in dem Maße behindert wird, dass der Patient sterben, es sei denn, eine intensive medizinische Unterstützung verabreicht wird. Während die ursprüngliche Ursache für die Aufnahme in die Intensivstation (ICU) variieren kann, im Bereich von Trauma, komplizierten Operationen, Verbrennungen, Krankheit Exazerbationen Sepsis, alle kritisch kranken Patienten leiden an Zellschäden, verursacht durch Hypoperfusion, Hypoxie und übermäßige Entzündung unter anderem , was zu Organversagen. Die meisten Patienten überleben ihre akute Beleidigung, sondern ein wichtiger Teil der Patienten nicht sofort erholen und längere intensive Pflege benötigen. Sie sind mit einem hohen Risiko von Tod durch nicht-Lösung multiplem Organversagen. Darüber hinaus wird die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung durch tiefe Muskelschwäche punziert und endokrine und metabolische Veränderung, von denen die Pathogenese derzeit nicht vollständig verstanden. mehrere rOdent Modelle sind in der kritischen Versorgungsforschung Einstellung verwendet werden. Die zwei hauptsächlich verwendeten Modelle sind die exogene Verabreichung von Lipopolysaccharid (LPS) und cecal Ligation und Punktion (CLP). Beide Modelle werden entwickelt , um die akute Phase der Sepsis zu imitieren, als lebensbedrohlich definiert durch eine Dysregulation Wirtsantwort auf eine Infektion verursacht Organdysfunktion, und einer der Hauptgründe für die Aufnahme in die ICU weltweit 1, 2. Das LPS - Modell hat mehrere Nachteile , da es nur übergangsweise die Freisetzung von Zytokinen und dem hämodynamischen Status des Tieres 3 auswirkt. Im Gegensatz zu Menschen, Nagetiere sind auch besonders widerstandsfähig gegen Endotoxin und die Verwendung von ‚hohen Dosen‘ von Endotoxin ist notwendig , Blutdruckabfall und Mortalität zu erzeugen, hiermit weitere Anliegen der Gültigkeit dieses Verfahrens erhöht 4, 5. Das andere Modell, cecal Ligatur und Einstich Modell (CLP)kennzeichnet eine Ligation eines Teils des Blinddarms durch einen Nadelstich durch und durch gefolgt. Dieses Verfahren führt zu einer Unterleibsinfektion mit polymikrobiellen Gewebsschädigung, durch eine Translokation der Bakterien in die Blutkammer gefolgt. Dies wird eine systemische Entzündungsreaktion und die Entwicklung von Sepsis auslösen. Hyperinflammation, Vasodilatation, Hypotension und erhöhte Herzleistung 6, 7: Das CLP - Modell wurde als ein Tiermodell der akuten kritischer Erkrankungen , die die Hauptmerkmale von Sepsis reproduziert extensiv erkannt. Allerdings ist dieses Modell nicht Studie der Nicht-Lösung multiplem Organversagen, Muskelschwund und endokrinen und metabolischen Veränderungen, die für die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung typisch sind erlaubt. Darüber hinaus kürzlich die Gültigkeit von Mausmodellen für kritische Krankheit hat in Frage gestellt worden, da Erkenntnisse aus Mausmodellen können nicht immer auf den menschlichen 8 Einstellung übersetzt werden, 9, 10. Eine mögliche Erklärung könnte sein, dass die unterstützende Behandlung, die krank menschliche Patienten kritisch vorgesehen ist wesentlich von der Pflege unterscheidet, die schwerkranken Mäuse vorgesehen ist. Daher die menschliche Einstellung stärker ähneln und zur Untersuchung der verlängerten Phase der kritischen Erkrankung zu ermöglichen, entwickeln wir ein Mausmodell, das die akute Intensivmedizin als gegeben für die Menschen, wie zum Beispiel umfangreiche intravenöse Verabreichung von Flüssigkeiten und Antibiotika-Behandlung nachahmt, und die erlaubt zu verabreichen, unterstützende Pflege, um die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung, wie Ernährungsunterstützung, um zu überleben. Zu diesem Zweck haben wir an das Maus-Modell der CLP-induzierte Sepsis, Sepsis der Goldstandard sind, und legten eine zentrale Venen Linie, die die Verabreichung von Flüssigkeiten, Nahrung und Medikamenten ermöglicht.

<table><tbody><tr><td>Buprenorphine</td><td>Ecuphar</td><td></td><td>Vetergesic 0.3 mg/mL</td></tr><tr><td>C57BL/6&amp;nbsp;</td><td>Janvier labs</td><td>C57BL/6JRj</td><td></td></tr><tr><td>colloids</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td>Volulyte 6%</td></tr><tr><td>crystalloids</td><td>Baxter</td><td></td><td>Plasmalyte a viaflo</td></tr><tr><td>Ethilon 3.0</td><td>Ethicon</td><td>F3211</td><td></td></tr><tr><td>Imipenem</td><td>MSD</td><td></td><td>Tienam 500&amp;nbsp;mg powder for injection fluid</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Eurovet</td><td></td><td>Iso-vet</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Eurovet</td><td></td><td>Nimatek 100 mg/mL</td></tr><tr><td>LocTite Super glue3 all plastics&amp;nbsp;</td><td>Rectavit</td><td>119818</td><td></td></tr><tr><td>Mersilk 3.0</td><td>Ethicon</td><td>L192</td><td></td></tr><tr><td>Mersilk 5.0</td><td>Ethicon</td><td>F682</td><td></td></tr><tr><td>Microrenathane .025&quot; O.D. x .012&quot; I.D.</td><td>Bioseb</td><td>MRE-025</td><td></td></tr><tr><td>olimel N7E</td><td>Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PE10 - Polyethylene .011&quot; x .024&quot;&amp;nbsp;</td><td>Instech Solomon</td><td>BTPE-10</td><td></td></tr><tr><td>PE-50 tubing .023&quot; x.038&quot;</td><td>Instech Solomon</td><td>BTPE-50</td><td></td></tr><tr><td>Rodent Swivel 20 G</td><td>Bioseb</td><td>RS-20G&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Ropivaca&amp;iuml;ne</td><td>Astrazenica</td><td></td><td>Naropin 2&amp;nbsp;mg/mL</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>VMD</td><td></td><td>Xylazine hydrochloride 2%</td></tr></tbody></table>

use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration in a mouse model of critical illness

Dieses Protokoll beschreibt ein zentral katheterisierte Mausmodell einer längeren kritischer Krankheit. Wir kombinieren die cecal Ligatur und Einstichverfahren Sepsis mit der Verwendung eines zentralen Venenkatheter für Flüssigkeiten, Medikamente und Nährstoff Verabreichung zu induzieren das menschliche klinische Umfeld zu imitieren. Schwerkranke Patienten erfordern eine intensive medizinische Unterstützung, um zu überleben. Während die Mehrheit der Patienten innerhalb von ein paar Tagen, etwa ein Viertel der Patienten müssen längere Intensivpflege und sind mit einem hohen Risiko zu sterben, von nicht-Lösung multiplem Organversagen wieder erholen wird. Darüber hinaus wird die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung durch tiefe Muskelschwäche punziert, und endokrine und metabolische Veränderungen, von denen die Pathogenese noch nicht vollständig verstanden. Das am häufigsten verwendete Tiermodell in der Intensivmedizin-Forschung ist das cecal Ligatur und Einstich Modell Sepsis zu induzieren. Dies ist ein sehr reproduzierbares Modell, mit akuten entzündlichen und hämodynamischen Veränderungen ähnlich dem menschlichen Septembersis, die die akute Phase der kritischen Erkrankung untersuchen soll. Allerdings wird dieses Modell durch eine hohe Letalität punziert, die sich aus der klinischen menschlichen Situation anders ist, und entwickelt nicht die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung zu untersuchen. Deshalb passen wir die Technik durch einen zentralen Venenkatheter in die Halsvene Platzierung ermöglicht es uns, eine klinisch relevante unterstützende Pflege, zu verabreichen, um besser auf die menschliche klinische Situation der kritischen Erkrankung zu imitieren. Dieses Mausmodell erfordert eine umfangreiche chirurgische Verfahren und die tägliche intensive Pflege der Tiere, aber es ergibt sich ein relevantes Modell der akuten und anhaltende Phase der kritischen Erkrankung.

C57BL / 6-Mäuse wurden schwer krank gemacht, wie oben beschrieben. Wir führten zwei Experimente post-CLP Überleben bis zwei Zeitpunkt zu bewerten: Überleben bis zum Tag 5 (n = 15) und das Überleben bis zum Tag 7 (n = 22) nach CLP. Überlebenskurven der beiden Experimente waren nicht signifikant unterschiedlich (im Vergleich bis zum Tag 5), was auf die Reproduzierbarkeit des experimentellen Aufbaus. Nicht überlebende Tiere wurden Tod oder eingeschläfert aufgrund des Erreichens menschlicher Endpunkte gefunden. Ligation von 50% des Blinddarms in Kombination mit Antibiotika, Flüssigkeits Reanimation und parenteraler Ernährung über einen venösen Katheter in der Vena jugularis, wie beschrieben, führte zu einer 13% Mortalität nach 1 Tag kritischer Krankheit, 24% Mortalität nach 3 Tagen kritische Krankheit, 27 bis 31% nach 5 Tagen der Mortalität der kritischen Erkrankung und 36% nach 7 Tagen der kritischen Krankheit. Die gesunden Paar gefütterten Mäuse, die auf die Nährstoffzufuhr Kalorien waren der kritisch eingeschränktill Mäuse zeigten keine Sterblichkeit. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/55553/55553fig2.jpg" /> Abbildung 2: Überlebenskurven nach 5 oder 7 Tagen der kritischen Erkrankung. Es gab keine Mortalität in der Gruppe von gesunden Tieren (A, B, gestrichelte Linie - gesunder Tiere ohne Operation). Fünf Tage nach der Operation (A), Mortalitätsrate betrug 27% ( durchgezogene Linie). Sieben Tage nach der Induktion der Sepsis (B) betrug die Mortalitätsrate 36%. Mäuse mit undichten oder verdrängt Katheter wurden aus dem Versuch (15%) ausgeschlossen. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55553/55553fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55553/55553fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting.

Die Verwendung eines zentralen Venenkatheter für Flüssigkeiten, Drugs und Nährstoffverwaltung in einem Maus-Modell der Critical Illness

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

8.9K Aufrufe.  KU Leuven. This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting. 

Serie: Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold standard" method for assessing insulin action in vivo. During an insulin clamp, hyperinsulinemia is achieved by a constant insulin infusion. Euglycemia is maintained via a concomitant glucose infusion at a variable rate. This variable glucose infusion rate (GIR) is determined by measuring blood glucose at brief intervals throughout the experiment and adjusting the GIR accordingly. The GIR is indicative of whole-body insulin action, as mice with enhanced insulin action require a greater GIR. The insulin clamp can incorporate administration of isotopic 2[14C]deoxyglucose to assess tissue-specific glucose uptake and [3-3H]glucose to assess the ability of insulin to suppress the rate of endogenous glucose appearance (endoRa), a marker of hepatic glucose production, and to stimulate the rate of whole-body glucose disappearance (Rd).
The miniaturization of the insulin clamp for use in genetic mouse models of metabolic disease has led to significant advances in diabetes research. Methods for performing insulin clamps vary between laboratories. It is important to note that the manner in which an insulin clamp is performed can significantly affect the results obtained. We have published a comprehensive assessment of different approaches to performing insulin clamps in conscious mice1 as well as an evaluation of the metabolic response of four commonly used inbred mouse strains using various clamp techniques2. Here we present a protocol for performing insulin clamps on conscious, unrestrained mice developed by the Vanderbilt Mouse Metabolic Phenotyping Center (MMPC; URL: www.mc.vanderbilt.edu/mmpc). This includes a description of the method for implanting catheters used during the insulin clamp. The protocol employed by the Vanderbilt MMPC utilizes a unique two-catheter system3. One catheter is inserted into the jugular vein for infusions. A second catheter is inserted into the carotid artery, which allows for blood sampling without the need to restrain or handle the mouse. This technique provides a significant advantage to the most common method for obtaining blood samples during insulin clamps which is to sample from the severed tip of the tail. Unlike this latter method, sampling from an arterial catheter is not stressful to the mouse1. We also describe methods for using isotopic tracer infusions to assess tissue-specific insulin action. We also provide guidelines for the appropriate presentation of results obtained from insulin clamps.

The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is the gold standard for assessing insulin action in vivo. A method for performing insulin clamps in mice is described. This includes a method for arterial catheterization that permits experiments to be performed in conscious, unrestrained mice with minimal stress.

Hyperinsulinämische-euglykämische Schellen in dem Bewusstsein, Unrestrained Mäuse

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold ...

Forschung

Medizin

Methods for Intravenous Self Administration in a Mouse Model

Animal models have been developed to study the reinforcing effects of drugs, including the intravenous self-administration (IVSA) paradigm. The advantages of using an IVSA paradigm to study the reinforcing properties of drugs of abuse such as cocaine include the fact that the drug is self-administered instead of experimenter-administered, the schedule of reinforcement can be altered, and accurate measurement of the quantities of drug consumed as well as the timing and pattern of IV injections can be obtained. Furthermore, the intravenous route of administration avoids potential confounds related to first pass metabolism or taste, and produces rapid increases in blood and brain drug levels. As outlined in this video, intravenous self-administration can be obtained without prior food restriction or prior drug training following careful catheter placement during surgery and meticulous daily catheter flushing and maintenance. Experimental procedures outlined in this paper include a description of animal housing and acclimation methods, operant training using sweetened milk solutions, and catheter implantation surgery.

The intravenous self-administration (IVSA) paradigm is considered to be the gold standard in examining the reinforcing properties of drugs of abuse in rodents. This manuscript outlines the experimental procedures and surgical techniques necessary to obtain reliable IVSA data. In particular, meticulous catheter implantation and maintenance are highlighted.

Methoden zur intravenösen Selbstverwaltung in einem Maus-Modell

Animal models have been developed to study the reinforcing effects of drugs, including the intravenous self-administration (IVSA) paradigm. The advantages ...

Neurowissenschaften

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. Intra-tracheal inoculation of a known amount of bacteria has been successfully used to reproduce the pathogenesis of pneumonia which then develops into sepsis. Monitoring hemodynamic parameters and providing standard clinical treatment including infusion of antibiotics, fluids and drugs to maintain blood pressure is critical to simulate routine supportive care in this model but to do so requires both arterial and venous vascular access. The video details the surgical technique for implanting carotid artery and common jugular vein catheters in an anesthetized rat. Following a 72 hr recovery period, the animals will be re-anesthetized and connected to a tether and swivel setup attached to the rodent housing which connects the implanted catheters to the hemodynamic monitoring system. This setup allows free movement of the rat during the study while continuously monitoring pressures, infusing fluids and drugs (antibiotics, vasopressors) and performing blood sampling.

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Katheterisierung der Halsschlagader und Vena jugularis zur hämodynamischen Maßnahmen im Conscious Rattenmodell durchführen, Infusionen und Blutentnahme

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. However, due to the small size of the mouse, technical details of the intraoperative monitoring procedure suitable for the mouse were rarely described. Previously we have reported a monitoring procedure to obtain hemodynamic parameters for rats. Now, we adapted the procedure to acquire systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice, a species ten-fold smaller than rats. This film demonstrates the instrumentation of the animals as well as the data acquisition process needed to assess systemic and hepatic hemodynamics in mice. Vital parameters, including body temperature, respiratory&#160;rate&#160;and heart&#160;rate were recorded throughout the whole procedure. Systemic hemodynamic parameters consist of carotid artery pressure (CAP) and central venous pressure (CVP). Hepatic perfusion parameters include portal vein pressure (PVP), portal flow rate as well as the flow rate of the common hepatic artery (table 1). Instrumentation and data acquisition to record the normal values was completed within 1.5 h. Systemic and hepatic hemodynamic parameters remained within normal ranges during this procedure.
This procedure is challenging but feasible. We have already applied this procedure to assess hepatic hemodynamics in normal mice as well as during 70% partial hepatectomy and in liver lobe clamping experiments. Mean PVP after resection (n= 20), was 11.41&#177;2.94 cmH2O which was significantly higher (P&#60;0.05) than before resection (6.87&#177;2.39 cmH2O). The results of liver lobe clamping experiment indicated that this monitoring procedure is sensitive and suitable for detecting small changes in portal pressure and portal flow rate. In conclusion, this procedure is reliable in the hands of an experienced micro-surgeon but should be limited to experiments where mice are absolutely needed.

This film demonstrates how to acquire systemic and hepatic hemodynamics in mice. The whole monitoring includes acquisition of vital parameters, systemic blood pressure, central venous pressure, common hepatic artery flow rate, and portal vein pressure as well as the portal flow rate in mice.

Überwachung der System und Leber hämodynamischen Parameter in Mäuse

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

Optimierter Venenthrombose-Assay in einem Mauskrebsmodell mit Gefäßclips

Venous Thrombosis Assay in a Mouse Model of Cancer

This methodology paper highlights the surgical nuances of a rodent model of venous thrombosis, specifically in the context of cancer-associated thrombosis (CAT). Deep venous thrombosis is a common complication in cancer survivors and can be potentially fatal. The current murine venous thrombosis models typically involve a complete or partial mechanical occlusion of the inferior vena cava (IVC) using a suture. This procedure induces a total or partial stasis of blood and endothelial damage, triggering thrombogenesis. The current models have limitations such as higher variability in clot weights, significant mortality rate, and prolonged learning curve. This report introduces surgical refinements using vascular clips to address some of these limitations. Using a syngeneic colon cancer xenograft mouse model, we employed customized vascular clips to ligate the infrarenal vena cava. These clips allow residual lip space similar to a 5-0 polypropylene suture after IVC ligations. Mice with the suture method served as controls. The vascular clip method resulted in a consistent reproducible partial vascular occlusion and greater clot weights with less variability than the suture method. The larger clot weights, greater clot mass, and clot to the IVC luminal surface area were expected due to the higher pressure profile of the vascular clips compared to a 6-0 polypropylene suture. The approach was validated by gray scale ultrasonography, which revealed consistently greater clot mass in the infrarenal vena cava with vascular clips compared to the suture method. These observations were further substantiated with the immunofluorescence staining. This study offers an improved method to generate a venous thrombosis model in mice, which can be employed to deepen the mechanistic understanding of CAT and in translational research such as drug discovery.

Autor im Rampenlicht: Förderung der krebsassoziierten Thromboseforschung in Nagetiermodellen 

This article aims to present an optimized method for assessing venous thrombosis in a mouse cancer model, using vascular clips to achieve venous ligation. Optimization minimizes variability in thrombosis-related measurements and enhances relevance to human cancer-associated venous thrombosis.

Venöser Thrombose-Assay in einem Mausmodell für Krebs

This methodology paper highlights the surgical nuances of a rodent model of venous thrombosis, specifically in the context of cancer-associated thrombosis ...

Krebsforschung

Stenosis of the Inferior Vena Cava: A Murine Model of Deep Vein Thrombosis

Deep vein thrombosis (DVT) and its devastating complication, pulmonary embolism, are a severe health problem with high mortality. Mechanisms of thrombus formation in veins remain obscure. Lack of mobility (e.g., after surgery or long-haul flights) is one of the main factors leading to DVT. The pathophysiological consequence of the lack of mobility is blood flow stagnation in venous valves. Here, a model is described that mimics such flow disturbance as a thrombosis-driving factor. In this model, partial flow restriction (stenosis) in the inferior vena cava (IVC) is created. Closure of about 90% of the IVC lumen for 48 h results in development of thrombi structurally similar to those in humans. The similarities are: i) most of the thrombus volume is red, i.e., consists of red blood cells and fibrin, ii) presence of a white part (lines of Zahn), iii) non-denuded endothelial monolayer, iv) elevated plasma D-Dimer levels, and v) possibility to prevent thrombosis by low molecular weight heparin. Limitations include variable size of thrombi and the fact that a certain percentage of wild-type mice (0 - 35%) may not produce a thrombus. In addition to visual observation and measurement, thrombi may be visualized by non-invasive technologies, such as ultrasonography, which allows for monitoring the dynamics of thrombus development. At shorter time points (1 - 6 h), intravital microscopy may be applied to directly observe events (e.g., recruitment of cells to the vessel wall) preceding thrombus formation. Use of this method by several teams around the world has made it possible to uncover basic mechanisms of DVT initiation and identify potential targets that might be beneficial for its prevention.

We describe here stenosis in the inferior vena cava as a murine model of deep vein thrombosis. This model recapitulates blood flow restriction, one of the major triggers of venous thrombosis in humans.

Stenose der minderwertigen Vena Cava: ein Mausmodell der tiefen Venenthrombose

Deep vein thrombosis (DVT) and its devastating complication, pulmonary embolism, are a severe health problem with high mortality. Mechanisms of thrombus ...

Immunologie und Infektion

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

VENO-venöse extrakorporalen Membran Sauerstoffversorgung in eine Maus

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...

Murine Model of Central Venous Stenosis using Aortocaval Fistula with an Outflow Stenosis

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ligation of the inferior vena cava (IVC) in the outflow of the fistula, mimicking central venous stenosis. Technical aspects of this model are introduced. The aorta and IVC are exposed, following an abdominal incision. The infra-renal aorta and IVC are dissected for proximal clamping, and the distal aorta is exposed for puncture. The IVC at the midpoint between the left renal vein and the aortic bifurcation is carefully dissected to place an 8-0 suture beneath the IVC. After clamping the aorta and IVC, an AVF is created by puncturing the infra-renal aorta through both walls into the IVC with a 25 G needle, followed by ligating a 22 G intra-venous (IV) catheter and IVC together. The catheter is then removed, creating a reproducible venous stenosis without occlusion. The aorta and IVC are unclamped after confirming primary hemostasis. This novel model of central vein stenosis is easy to perform, reproducible, and will facilitate studies on AVF failure.

An aortocaval fistula was created by puncturing the murine infra-renal aorta through both walls into the inferior vena cava and was followed by creation of a stenosis in its outflow via partial ligation of the inferior vena cava. This reproducible model can be used to study central venous stenosis.

Murine Modell der zentralen venösen Stenose mit Aortocaval Fistel mit einem Abfluss Stenose

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ...

Die Verwendung eines zentralen Venenkatheter für Flüssigkeiten, Drugs und Nährstoffverwaltung in einem Maus-Modell der Critical Illness

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Hyperinsulinämische-euglykämische Schellen in dem Bewusstsein, Unrestrained Mäuse

Methoden zur intravenösen Selbstverwaltung in einem Maus-Modell

Katheterisierung der Halsschlagader und Vena jugularis zur hämodynamischen Maßnahmen im Conscious Rattenmodell durchführen, Infusionen und Blutentnahme

Überwachung der System und Leber hämodynamischen Parameter in Mäuse

Venöser Thrombose-Assay in einem Mausmodell für Krebs

Venöser Thrombose-Assay in einem Mausmodell für Krebs

Venöser Thrombose-Assay in einem Mausmodell für Krebs

Stenose der minderwertigen Vena Cava: ein Mausmodell der tiefen Venenthrombose

VENO-venöse extrakorporalen Membran Sauerstoffversorgung in eine Maus

Murine Modell der zentralen venösen Stenose mit Aortocaval Fistel mit einem Abfluss Stenose