Name: intrarenal injection of escherichia coli in a rat model of pyelonephritis
Uploaded: 2017-07-18T12:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 9 s
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The authors would like to acknowledge the support of NIH/NIDDK K12 DK100014 (Lan Lu), the Case Comprehensive Cancer Center (NIH/NCI P30 CA43703), and the Clinical and Translation Science Collaborative of Cleveland (NIH/NCATS UL1 TR000439).

Alle Tierstudien wurden nach den genehmigten Protokollen des örtlichen Tierpflege- und -nutzungsausschusses (IACUC) an der Case Western Reserve University durchgeführt. Die Dauer des nachstehend beschriebenen chirurgischen Verfahrens beträgt ca. 45-60 min. Die MRT-Prozedur selbst beträgt ca. 15 min für jeden Zeitpunkt. 1. Anästhesie <ol><li> Anästhesieren Sie die Ratte in der Isoflurankammer, die auf 2% Isofluran eingestellt ist, um mit dem Tier gemischt zu werden, um die Tierbehandlung und die Zurückhaltung zu erleichtern, bevor die injizierbare Anästhesie intraperitoneal verabreicht wird. </li><li> Nach 3-5 min Exposition gegenüber Isofluran ist zu prüfen, ob das Tier anästhesiert ist und keine Reaktion auf Zehenknecht zeigt. </li><li> Weitere sedierte Ratte mit einer intraperitonealen Injektion einer Mischung aus Xylazin und Ketamin: 75 mg / kg Ketamin / 10 mg / kg Xylazin. Bei der Durchführung von intra-peritonealen Injektionen, ziehen Sie die Nadel zurück, um sicherzustellen, dass Teile des Darms oder anderer lebenswichtiger Organe nicht punktiert wurden. </li><li> ich2 mg / kg Bupivacain subkutan an der Stelle des Einschnitts injizieren, um eine topische Schmerzlinderung zu liefern. </li></ol> 2. Vorbereitung des chirurgischen Bereichs <ol><li> Sterilisieren Sie chirurgische Instrumente und Vorräte, bevor sie für die Chirurgie verwendet werden und legen Sie auf dem chirurgischen Pad für Sterilität. Die meisten Instrumente und Zubehör können autoklaviert und wiederverwendet werden. </li><li> Verwenden Sie sterile Handschuhe für alle chirurgischen Eingriffe. </li><li> Verwenden Sie ein elektrisches Rasiermesser, um das Fell von der rechten Seite des Tieres zu rasieren. Rasiere das Tier von der Unterseite des Brustkorbes bis zur Oberseite des Hinterbeins, was einen großen haarfreien Bereich für den Schnitt bietet. </li><li> Lege das Tier auf eine sterile chirurgische Auflage, um den desinfizierten Bereich von den umliegenden Gebieten zu isolieren. </li><li> Die Haut mit einem Desinfektionsmittel wie Povidonjod oder Betadin scheuern. Starten Sie das Schrubben in der Mitte des chirurgischen Geländes und bewegen Sie sich kreisförmig nach außen. Wiederholen Sie mindestens dreimal mit einem neuen Tuch von Povidon Jod oder Betadin. </Li&gt; <li> Schrubben Sie die chirurgische Stelle mit 70% Alkoholtupfern, bis die Haut klar ist, da Jod giftig ist, wenn es absorbiert wird. </li></ol> 3. Chirurgische Vorgehensweise <ol><li> Halten Sie diese Vorgehensweise unter aseptischen Bedingungen ein. </li><li> Das anästhesierte Tier auf ein warmes Heizbett in der linken seitlichen Dekubitusposition bringen, wobei die rechte Flanke nach oben zeigt. HINWEIS: Es ist darauf zu achten, dass die Kerntemperatur des Tieres bei 35-37 ° C gehalten wird, um eine Unterkühlung zu verhindern. Dieses Erwärmungsbett sollte auch nach Bedarf sterilisiert werden, um aseptische Bedingungen aufrechtzuerhalten. </li><li> Fühlen Sie sich für den Brustkorb und machen Sie einen kleinen 2-3 cm rechten dorsalen retroperitonealen Einschnitt mit einer sterilen Größe 10 Skalpell Klinge beginnend am unteren Rand des Brustkorbes. </li><li> Lege sterile Gaze in Längsrichtung auf beiden Seiten des Schnittes. </li><li> Das subkutane Gewebe, Fett und Muskeln zerlegen, um die Bauchhöhle zu visualisieren und zugänglich zu machen. Verwenden Sie eine gekrümmte Mayo-Schere, um tieferes Penet zuzulassenRation in Wunde und schneiden dicke Gewebe. </li><li> Sobald die Leber deutlich sichtbar und zugänglich ist, verwenden Sie stumpfe Pinzette, um die Leber nach oben zurückzuziehen. </li><li> Mit einem anderen Paar von stumpfen Pinzetten in der anderen Hand, stellen Sie die richtige Niere, so dass es sitzt gerade außerhalb der Bauchhöhle. </li><li> Benutze den Zeiger Finger und Daumen der linken Hand, um die Niere in Position zu halten. Mit der rechten Hand langsam und stetig 0,1 ml UTI89 E. coli- Lösung (Konzentration zwischen 1 x 10 8 -1 x 10 9 ) aus einer sterilen Spritze in das Nierenbecken (das als weiße Blase erscheint) einspritzen 15 . HINWEIS: Den Bakterientiter wie in Referenz 15 beschrieben vorbereiten. </li><li> Legen Sie einen Streifen absorbierbaren Hämostat über die Nadel, um den Ausfluss des Inokulums in das Peritoneum zu verhindern. Ziehen Sie langsam die Nadel aus dem Nierenbecken. HINWEIS: Es ist darauf zu achten, dass die umlaufenden Gewebe nicht durchbohrt oder infiziert werden, was zu einem Ziel-Infecti führtOns und / oder komplikationen. </li><li> Verwenden Sie eine größere Spritze, um die Niere gründlich mit normaler Kochsalzlösung zu spülen, bevor Sie sie wieder in die Bauchhöhle legen. </li></ol> 4. Nähte Anmerkung: Naht, die in Geweben begraben wird, sollte 4-0 nicht resorbierbare geflochtene Nähte sein. Für Körperoberflächen können absorbierbare oder monofile Nähte verwendet werden. <ol><li> Setzen Sie die Nähte gleichmäßig und so nah wie möglich an die Gewebekante, um eine Verstopfung des Blutflusses zu verhindern. Typischerweise ist nicht mehr als 0,3 cm von der Kante notwendig. </li><li> Fassen Sie die Haut an und verjüngen Sie sie leicht mit einem Paar feiner Zahnpinzette und drehen Sie den Nadelhalter in eine pronierte Position in Vorbereitung für das Durchstechen der Haut. </li><li> Führen Sie die Nadel durch die volle Dicke der Haut, indem Sie das Handgelenk anspannen, um die Nadel zu drehen und es durch die Haut zu führen. </li><li> Wiederholen Sie diesen Vorgang für die Hautkante, die dem Einzelnen am nächsten liegt. </li><li> SpannenDie Nähte genug, um den Gewebekanten entgegenzutreten. Je enger wird die Blutversorgung versperren, langsame Wundheilung und kann zu Dehiszenzen führen. </li><li> Binden Sie die Naht mit quadratischen Knoten, als ob es eine einfache unterbrochene Stich wäre, außer dass nur der kurze Strang geschnitten wird, so dass ein 3-4 mm Schwanz. </li><li> Nachdem die erste Masche abgebunden ist, bereite ich mich vor, um eine zweite Masche ca. 3 mm von der ersten weg zu setzen und die laufende Naht fortzusetzen. </li><li> Sobald das Ende des Einschnitts erreicht ist, ziehen Sie nicht die letzte Stich vollständig durch. Verwenden Sie stattdessen die Schlaufe, die mit dem Nadelhalter hier als Kurzstrang gehalten wird, um das distale Ende des Nahtverschlusses zu verkleben. </li><li> Mit Instrumentenbindungen, binden Sie die Naht mit quadratischen Knoten. Dies führt dazu, dass 3 Stränge aus dem fertigen Knoten am distalen Ende aufstehen. </li></ol> 5. Tierrückgewinnung <ol><li> Injizieren Sie 2,1 mg / kg Yohimbin intra-peritoneal nach der Operation, um die Anästhesie umzukehren. EINNimals wird erwartet, um vollständig von der chirurgischen Prozedur nach 3-5 Stunden zu erholen. </li><li> Halten Sie das Tier auf einem Heizkissen (um Hypothermie zu vermeiden) und saugfähige weiche Bettwäsche nach der Operation. </li><li> Rehydrierung mit oralen oder parenteralen Flüssigkeiten bereitstellen, bis es zur normalen Fütterung zurückkehren kann (innerhalb von 24 Stunden). Injektion von etwa 0,6 ml normaler Kochsalzlösung sofort nach der Operation, um die Dehydratationseffekte zu begrenzen. </li><li> Bereitstellung von Analgesie, wie im IACUC zugelassenen Tierpflege- und Verwendungsprotokoll beschrieben. 5 mg / kg Carprofen subkutan zur Schmerztherapie injizieren. </li><li> Überwachen Sie die Schnitte regelmäßig auf Schwellungen, Exsudate, Schmerzen oder Dehiszenzen. </li></ol> 6. Validierung mittels Magnetresonanztomographie <ol><li> Führen Sie i n vivo MRT-Experimente auf Hochfeld-Kleintier-MRT-Scannern durch. </li><li> Anästhesie mit 3% Isofluran in Sauerstoff induzieren und das Tier mit der rechten Niere bei Isocenter im MRT-Scanner positionieren und entsprechendeAte Hochfrequenzspule. Bereitstellung von Tieren mit 1-2% Isofluran-Anästhesie kontinuierlich während des Imaging-Verfahrens über einen Nosecone. HINWEIS: Für die in Fig. 1 gezeigten in vivo- MRI-Bilder wurde eine Rattenvolumenspule (Innendurchmesser = 72 mm) verwendet. </li><li> Verwenden Sie ein Tierüberwachungs- und Kontrollsystem, um die Atmungsrate jedes Tieres (40-60 Atemzüge / min) und die Kernkörpertemperatur (35 ± 1 ° C) aufrechtzuerhalten. </li><li> Verwenden Sie eine Multi-Slice-, Multi-Echo-Spin-Echo-MRT-Erfassung, um hochauflösende, axiale T2-gewichtete Bilder sowohl der infizierten als auch der Kontroll-Nieren zu erhalten. Typische MRT-Erfassungsparameter sind Wiederholungszeit = 5.000 ms, Echozeit = 40 ms, Scheibendicke = 2,0 mm, flache Raumauflösung = 200 μm, 3 Signaldurchschnitte und eine Erfassungszeit von 8 min. </li></ol>

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The authors have no other disclosures.

Aufsteigende akute Pyelonephritis bei Nagetieren (dh Mäusen und Ratten) kann durch transurethrale Katheterisierung hergestellt werden. 16 , 17 , 18 Diese transurethrale Infektionsmethode ist insofern vorteilhaft, als sie nicht invasiv ist und die menschliche Pathophysiologie der aufsteigenden Infektion nachahmt. 17 , 18 , 19 , 20 Allerdings kann dieses Verfahren auch unter unregelmäßigen Infektionsraten und variablen E. coli- Dosierung an der Niere aufgrund physiologischer Einschränkungen wie Leere und anatomischer Variation leiden. 11 Fierer et al. (1971) berichteten 6 von 40 (15%) Rattennieren, die nach der Infusion von E. coli in die Blase einen Nachweis von Pyelonephritis zeigten. 15 Weiterhin wurden wiederholte Infusionen von E. coli mehrmals pro Woche benötigt, um zuzuhörenPyelonephritis produzieren 15 , 19 In diesem Bericht beschreiben wir ein alternatives Nagetierpyelonephritis-Modell, das chirurgisch direkt E.Ci direkt in das Nierenbecken einführt. Der primäre Vorteil des chirurgischen Modells der Pyelonephritis-Technik ist die Verabreichung einer konsistenten Dosis von E. coli- Konzentration zwischen 1 x 10 8 - 1 x 10 9 sowie die Injektion der Bakterien an der gleichen anatomischen Stelle (rechtes Nierenbecken) für jeden Tier. 15 Diese direkte Injektion vermeidet die Anforderung an Reflux, die eine zuverlässigere Infektion sowie eine genauere Bestimmung der injizierten Dosis bietet. Insgesamt bietet dieses chirurgische Pyelonephritis-Modell eine alternative Option für Studien, die eine konsistente, reproduzierbare Infektion mit minimalen Auswirkungen des Harnröhren-Reflux erfordern. Die Optimierung des Erfolgs dieser chirurgischen Technik umfasst:1) Erreichen einer tiefen Anästhesie zur Begrenzung der Atembewegung und ausreichende Arbeitszeit; 2) Rasieren des Bereichs der chirurgischen Inzision, um eine Kontamination von nicht vorgefertigten Bereichen zu verhindern; 3) Sterilisation zur Verhinderung der Verunreinigung; 4) sorgfältige Injektion einer bekannten Dosis von E. coli in das Ratten-Nierenbecken; 5) gründliche Kochsalzlösung Spülung der Niere nach der Injektion; 6) enge Annäherung der Wundränder über Nähte; Und 7) Überwachung von intraoperativen und postoperativen Komplikationen wie Hypothermie und systemischen Nebenwirkungen. Obwohl ein Heizkissen verwendet wurde, um den Tierkomfort zu verbessern, kann dieses Protokoll weiter optimiert werden, indem ein rektaler Temperatursensor verwendet wird, um die Kernkörpertemperatur aufrechtzuerhalten. Ein wichtiger Schritt bei der Erreichung einer erfolgreichen Überlebenschirurgie ist die richtige Anästhesie und die Überwachung der Tieratmung. Wenn dies nicht der Fall ist, führt dies zu einer erweiterten chirurgischen Zeit, um die Anästhesie des Tieres zu stabilisieren und unerwünschte Verletzungen durch übermäßiges Risiko zu begrenzenBewegung. Kompromittierte Sterilität des Arbeitsbereichs und / oder unbeabsichtigte Infektion des Peritoneums mit E. coli- Bakterien sind auch häufige Komplikationen im Zusammenhang mit dem chirurgischen Modell. Daher ist eine adäquate Vorbereitung, um chirurgische Werkzeuge zu autoklavieren, den gesamten Arbeitsraum zu sterilisieren, und prozedurale Bemühungen, zusätzliche E. coli- Infektionen zu begrenzen, unterstützen alle die Minimierung der Tiersterblichkeit sowie fehlerhafte Infektionsergebnisse. Trotz der Vorteile der direkten Injektion des E. coli in die Niere hat dieses chirurgische Modell der Pyelonephritis auch mehrere Einschränkungen im Vergleich zur transurethralen Verabreichungsmethode. Der größte Nachteil bei der Verwendung der direkten chirurgischen Injektion Ansatz ist die inhärente Invasivität der Technik. Allerdings ist die Mortalität bei der Implementierung einer ordnungsgemäßen Steriltechnik und der Verwendung eines adäquaten Schmerzmanagements, der Temperaturkontrolle über Heizkissen und der weichen, saugfähigen Bettwäsche nach der Operation erheblich geringSorgen für eine schnelle Erholung. Darüber hinaus ist das Autoklavieren von chirurgischen Werkzeugen für die Sterilisation eine äußerst zuverlässige und kostengünstige Methode zur Sterilisation. Die gesamte chirurgische Zeit Engagement ist in der Regel weniger als 1 Stunde. Darüber hinaus sorgt die Verabreichung der Anästhesie sowie die örtliche und systemische Verabreichung von Schmerzmittel, die auf Körpergewicht kalibriert sind, für eine genaue Dosierung und Fachsicherheit. Eine weitere potentielle Einschränkung im chirurgischen Modell ist, dass die chirurgischen Techniken bei Mäusen aufgrund der kleineren anatomischen Größen schwieriger sind. Im Gegensatz zu der transurethralen Methode, die sowohl bei Ratten als auch bei Mäusen implementiert werden kann, erhöht die Anforderung, Rattenmodelle für das chirurgische Modell zu verwenden, die Gesamtkosten der Studie und kann Einschränkungen für die Untersuchung verschiedener genetischer Veränderungen, die leichter verfügbar sein können, beeinträchtigen Und kostengünstig bei Mausmodellen. Wie oben erwähnt, ist eine weitere signifikante Einschränkung des chirurgischen Verfahrens, dass es keine menschliche Pyelonephritis darstellt alsGenau wie die transurethrale Methode. Hier haben wir MRT-Techniken verwendet, um die Niereninfektionen zu verfolgen. Wie in Abbildung 1 gezeigt , bietet das MRT-Scannen die Möglichkeit, die Niereninfektionen im Laufe der Zeit nicht-invasiv zu überwachen. Ein alternativer Ansatz zur Verfolgung von E. coli- Infektionen ist die fluoreszierende Markierung der Bakterien. 11 , 18 Allerdings ist die Fluoreszenzabbildung bei diesem Rattenmodell (im Gegensatz zu den Mausmodellen) aufgrund der Lichtabsorption durch das Gewebe weniger wirksam, was zu einer stark reduzierten Detektionsempfindlichkeit führt. Daher bietet die MRT ein empfindlicheres Mittel, um E. coli- Infektionen in ihren frühesten Stadien zu verfolgen und regionale Informationen über das Ausmaß der Infektion in drei Dimensionen zu liefern. Die Mechanismen der UTI / acute Pyelonephritis Pathophysiologie und die Progression zur Nierenfibrose sind schlecht verstanden. Die infizierenden Mittel, die unterLiegende immunologische Wirtsreaktion, und entzündliche Reaktionen spielen eine ganzheitliche Rolle, aber die Bedeutung von jedem ist unbekannt. Die Verbesserung der gezielten Verabreichung von Bakterien an die Niere mit Hilfe dieses Direktinjektionsprozesses hat das Potenzial, die Reproduzierbarkeit der akuten Pyelonephritis bei Nagetiermodellen zu erhöhen und vielleicht die Therapie der frühen Therapie für die Behandlung von UTI genauer zu beurteilen. Diese Methode wurde zunächst als Ansatz zur Optimierung der Abgabe von Bakterien an die Niere entwickelt, hat aber auch die Anwendung auf die Lieferung von anderen Reagenzien und Pathogenen. Diese Methode kann in ähnlicher Weise Vorteile für Studien von Zystitis, Pyelonephritis, UTI und diabetischen Nierenerkrankungen bieten.

Nagetier-Modelle wurden verwendet, um zahlreiche menschliche Erkrankungen Manifestationen, einschließlich Pyelonephritis und Harnwegsinfektionen (UTI) zu studieren. UTIs sind ein globales Gesundheitsproblem und können Kinder, Männer und Frauen aller Altersstufen beeinflussen. 1 , 2 , 3 Die anfängliche Manifestation von UTIs umfasst Zystitis, und wenn die Infektion entlang des Harnleiters steigt, kann eine Niereninfektion (Pyelonephritis) folgen. Gleichzeitig nähert sich die Prävalenz von Diabetes 400 Millionen Menschen weltweit. 4 , 5 Wichtig ist, dass die UTI-Inzidenz bei Patienten, die fettleibig sind oder einen Typ-2-Diabetes mellitus haben, bis zu 4-mal höher sein kann, was zu einem erhöhten Risiko einer rezidivierenden UTI-Infektion (RUTI), Sepsis, Nierenfibrose aus Pyelonephritis und Blasenfunktionsstörungen führt. 6 , 7 , 8 NagetierModelle sind wichtig für das Studium von UTIs, da aktuelle Antibiotika-Therapien eine nachhaltige, präventive Reaktion nur in einer Teilmenge von UTI-Patienten produzieren. Zur Verbesserung der klinischen UTI-Pflege sind die wichtigsten Schritte, um den Mechanismus von RUTI und seine pathophysiologischen Prozesse von akuten Infektionen bis hin zur Entzündung der Fibrose sowie die Auswirkungen von Typ-2-Diabetes mellitus zu verstehen. Das Ziel der Verbesserung der Tiermodelle ist die Entwicklung von Techniken, die eine genauere Bewertung der Krankheitsprogression und therapeutische Interventionen ermöglichen. Es wurden verschiedene Ansätze verwendet, um Pyelonephritis bei Ratten und / oder Mäusen zu induzieren, um die Pathophysiologie der Nierenschäden, die Wirkung der Antibiotika-Behandlung und andere Aspekte des natürlichen Verlaufs von UTIs zu untersuchen. Eine gemeinsame Herangehensweise, um retrograde UTI zu etablieren, ist die transurethrale Katheterisierung. 10 , 11 , 12 , 13 &lt;/ Sup&gt; Diese Methode führt Bakterien über die Harnröhre in die Harnblase der betäubten Tiere ein. Während diese Technik die menschliche Pyelonephritis genau simuliert, kann die tatsächliche Inzidenz und Größe der Pyelonephritis-Infektion sehr variabel sein, da mehrere Faktoren, einschließlich des Mangels an spontanem ureterischem Reflux oder Harnverhalten während oder unmittelbar nach der Inokulation. 11 Als Ergebnis kann die experimentelle Variabilität bei der Induktion einer aufsteigenden Pyelonephritis-Infektion den Nutzen dieses Modells einschränken, um Niereninfektionen sowie therapeutische Strategien zu untersuchen. Dieser Bericht beschreibt ein chirurgisches Pyelonephritis-Rattenmodell, bei dem E. coli direkt in die Rattenniere injiziert wird. Trotz dieses Rattenmodells, das invasiv ist, kann die Menge an E. coli, die an die Niere abgegeben wird, effektiv kontrolliert werden, was eine robuste Niereninfektion und eine Entzündung ermöglicht. 14 In diesem Verfahren beschreiben wir auchWie diese induzierten Niereninfektionen in Längsrichtung mit in vivo Magnetresonanztomographie (MRT) überwacht werden können.

<table><tbody><tr><td>Absorbing Pad</td><td>Fisher</td><td>14-127-47</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Cotton Gauze Pad</td><td>Fisher</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Latex Surgical Gloves</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>21540</td><td></td></tr><tr><td>Curved Mayo Scissors</td><td>Fisher</td><td>S17341</td><td></td></tr><tr><td>Straight Blunt Foreceps</td><td>Fisher</td><td>08-895</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel Handle&amp;nbsp;</td><td>Fisher</td><td>08-913-5</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Scalpel Blades</td><td>Fisher</td><td>53220</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Luer-Lok Syringe</td><td>BD Biosciences</td><td>309628</td><td>For bacterial injections</td></tr><tr><td>20 ml Luer-Lok Syringe&amp;nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td>301031</td><td>For saline wash</td></tr><tr><td>Hemostat</td><td>Seneca Medical</td><td>240267</td><td></td></tr><tr><td>23 G 3/4 in. Needle&amp;nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td>305143</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 in. Needle&amp;nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td>305128</td><td></td></tr><tr><td>U-100 Insulin Syringe</td><td>Exel International&amp;nbsp;</td><td>25846</td><td>For medication injections</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>050033</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>33197</td><td>Inject IP</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Patterson Vetrinary&amp;nbsp;</td><td>07-881-9413</td><td>Inject IP</td></tr><tr><td>Yohimbine (Atipamezole)</td><td>Patterson Vetrinary&amp;nbsp;</td><td>07-867-7097</td><td>Inject IP after surgery</td></tr><tr><td>Bupivacaine (Marcaine)</td><td>Patterson Vetrinary&amp;nbsp;</td><td>07-890-4584</td><td>Inject SQ at site of incision&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>4-0 Chromic Gut Suture</td><td>Ethicon Inc.</td><td>U203H</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Braided Vicryl Suture</td><td>Ethicon Inc.</td><td>J304H</td><td></td></tr><tr><td>1 ml SubQ Syringe</td><td>BD Biosciences</td><td>309597</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;E. coli&lt;/em&gt;&amp;nbsp; UTI89 or CFT073</td><td>ATCC</td><td>700928</td><td></td></tr><tr><td>Surgicel Absorbable Hemostat</td><td>Ethicon Inc.</td><td>ETH1951CS&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Biospec 9.4T MRI&amp;nbsp;</td><td>Bruker&amp;nbsp;</td><td>94/20 USR</td><td></td></tr></tbody></table>

intrarenal injection of escherichia coli in a rat model of pyelonephritis

Pyelonephritis is a bacterial infection of the kidney and is most commonly caused by Escherichia coli. Recurrent infections can cause significant renal inflammation and fibrosis ultimately resulting in declining kidney function. Before improved clinical management and prevention of pyelonephritis can be instituted, a reliable animal model must be established in order to study the mechanisms of progression, recurrence, and therapeutic efficacy. The transurethral infection model closely mimics human pyelonephritis but exhibits considerable variation due to its reliance on urethral reflux to transport the bacteria to the kidney. Herein, a detailed surgical protocol for performing bacterial injections into the rat renal pelvis is provided and confirmed by non-invasive Magnetic Resonance Imaging (MRI). Using this protocol, animals receive direct exposure to a desired concentration of E. coli bacteria and can fully recover from the surgical procedure with adequate post-operative care. This facilitates subsequent longitudinal MRI assessments of the experimental animal models for comparison with saline (sham) controls. Using this direct delivery approach, the severity of infection is controllable and applicable for mechanistic studies of progression as well as development of novel treatment strategies.

Medizinische Bildgebungsverfahren bieten die Möglichkeit, die UTI und die therapeutische Wirksamkeit nicht invasiv zu beurteilen. Daher wurde MRT verwendet, um die Induktion einer akuten Infektion nach der Injektion von 1-2 x 10 7 UTI89 E. coli zu validieren und die Veränderungen in der Niere vor und nach der Operation zu visualisieren. Abbildung 1a-b zeigt eine zunehmend zunehmende Region der Niereninfektion (gelbe Pfeile). MRT-Bilder, die für jedes Tier an den Tagen 1 und 4 nach der Infektion erhalten werden, charakterisieren das Wachstum der akuten Pyelonephritis-Infektion. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54649/54649fig1.jpg" /> Abbildung 1: Axiale T1-gewichtete MRT-Bilder aus einem E. coli- induzierten Nagetiermodell der Pyelonephritis bei ( a ) Tag 1 und ( b ) Tag 4 nach der Infektion (gelbe Pfeile).

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Intrarenal Injection of Escherichia coli in a Rat Model of Pyelonephritis

This manuscript describes a rat surgical model of pyelonephritis using direct intra-renal infection by Escherichia coli into the renal pelvis. The experimental procedure can be utilized to study the pathogenesis of pyelonephritis as well as the associated inflammation and fibrosis.

Intrarenale Injektion von<em&gt; Escherichia coli</em&gt; In einem Rattenmodell der Pyelonephritis

Pyelonephritis is a bacterial infection of the kidney and is most commonly caused by Escherichia coli. Recurrent infections can cause significant renal ...

intrarenal-injection-escherichia-coli-rat-model

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

Intrarenal Injection of Escherichia coli in a Rat Model of Pyelonephritis

7.9K Aufrufe.  Case Western Reserve University. This manuscript describes a rat surgical model of pyelonephritis using direct intra-renal infection by Escherichia coli into the renal pelvis. The experimental procedure can be utilized to study the pathogenesis of pyelonephritis as well as the associated inflammation and fibrosis.

Serie: Intrarenal Injection of Escherichia coli in a Rat Model of Pyelonephritis

Transurethral Induction of Mouse Urinary Tract Infection

Uropathogenic bacterial strains of interest are grown on agar. Generally, uropathogenic E. coli (UPEC) and other strains can be grown overnight on Luria-Bertani (LB) agar at 37&deg;C in ambient air. UPEC strains grow as yellowish-white translucent colonies on LB agar. Following confirmation of appropriate colony morphology, single colonies are then picked to be cultured in broth. LB broth can be used for most uropathogenic bacterial strains. Two serial, overnight LB broth cultures can be employed to enhance expression of type I pili, a well-defined virulence factor for uropathogenic bacteria. Broth cultures are diluted to the desired concentration in phosphate buffered saline (PBS). Eight to 12 week old female mice are placed under isoflurane anesthesia and transurethrally inoculated with bacteria using polyethylene tubing-covered 30 gauge syringes. Typical inocula, which must be empirically determined for each bacterial/mouse strain combination, are 106 to 108 cfu per mouse in 10 to 50 microliters of PBS. After the desired infection period (one day to several weeks), urine samples and the bladder and both kidneys are harvested. Each organ is minced, placed in PBS, and homogenized in a Blue Bullet homogenizer. Urine and tissue homogenates are serially diluted in PBS and cultured on appropriate agar. The following day, colony forming units are counted.

This video will demonstrate methods to transurethrally induce mouse urinary tract infections and quantify the extent of resulting infections.

Transurethrale Induktion von Maus Harnwegsinfekt

Uropathogenic bacterial strains of interest are grown on agar. Generally, uropathogenic E. coli (UPEC) and other strains can be grown overnight on ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Non-Invasive Model of Neuropathogenic Escherichia coli Infection in the Neonatal Rat

Investigation of the interactions between animal host and bacterial pathogen is only meaningful if the infection model employed replicates the principal features of the natural infection. This protocol describes procedures for the establishment and evaluation of systemic infection due to neuropathogenic Escherichia coli K1 in the neonatal rat. Colonization of the gastrointestinal tract leads to dissemination of the pathogen along the gut-lymph-blood-brain course of infection and the model displays strong age dependency. A strain of E. coli O18:K1 with enhanced virulence for the neonatal rat produces exceptionally high rates of colonization, translocation to the blood compartment and invasion of the meninges following transit through the choroid plexus. As in the human host, penetration of the central nervous system is accompanied by local inflammation and an invariably lethal outcome. The model is of proven utility for studies of the mechanism of pathogenesis, for evaluation of therapeutic interventions and for assessment of bacterial virulence.

Non-Invasive Model of Neuropathogenic Escherichia coli Infection in the Neonatal Rat

Here, a procedure is described for the establishment of systemic infection in the neonatal rat with cultures of Escherichia coli K1. This non-invasive procedure permits colonization of the gastrointestinal tract, translocation of the pathogen to the systemic circulation, and invasion of the central nervous system at the choroid plexus.

Nichtinvasive Modell Neuropathogenic<em&gt; Escherichia coli</em&gt; Infektion in der neonatalen Ratten

Investigation of the interactions between animal host and bacterial pathogen is only meaningful if the infection model employed replicates the principal ...

Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice

Urinary tract infections (UTI) are extremely common worldwide, incurring significant morbidity and healthcare-associated expenses. Small animal models, which accurately reflect disease establishment and progression, permit dissection of host-pathogen interactions and generation of immunity to infection. In mice, intravesical instillation of uropathogenic E. coli, the causative agent in more than 85% of community acquired UTI, recapitulates many of the stages of infection observed in humans. Until recently, however, UTI could only be modeled in female animals. This limitation has hindered the study of sex-related differences in UTI, as well as other bladder pathologies, such as cancer. Here, we describe a method to instill male mice that allows direct comparison between female and male animals and provide a detailed protocol to assess bladder tissue by flow cytometry as a means to better understand host responses to infection. Together, these approaches will aid in the identification of host factors that contribute to sex biases observed in UTI and other bladder-associated diseases.

The established model of transurethral catheterization of mice allows the study of bladder pathologies, including urinary tract infection, but can only be performed in females. A new model of male transurethral instillation, presented here, will enable research in an area marked by strong clinical and epidemiological differences between the sexes.

Urinausscheidende Fläche Infektion in eine kleine Tiermodell: transurethrale Katheterisierung von männlichen und weiblichen Mäusen

Urinary tract infections (UTI) are extremely common worldwide, incurring significant morbidity and healthcare-associated expenses. Small animal models, ...

Standardized Colon Ascendens Stent Peritonitis in Rats - a Simple, Feasible Animal Model to Induce Septic Acute Kidney Injury

AKI in septic patients is associated with increased mortality and poor outcome despite major efforts to refine the understanding of its pathophysiology. Here, an in vivo model is presented that combines a standardized septic focus to induce AKI and an intensive care (ICU) setup to provide an advanced hemodynamic monitoring and therapy comparable in human sepsis. Sepsis is induced by standardized colon ascendens stent peritonitis (sCASP). AKI is investigated functionally by measurement of blood and urine samples as well as histologically by evaluation of histopathological scores. Furthermore, the advanced hemodynamic monitoring and the possibility of repetitive blood gas sampling enable a differentiated analysis of severity of induced sepsis.
The sCASP method is a standardized, reliable and reproducible method to induce septic AKI. The intensive care setup, continuous hemodynamic and gas exchange monitoring, low mortality rate as well as the opportunity of detailed analyses of kidney function and impairments are advantages of this setup. Therefore, the described method may serve as a new standard for experimental investigations of septic AKI.

Acute kidney injury (AKI) is a severe complication in critically ill patients and is related with an increased mortality. Here, we present a reliable and reproducible in vivo model to mimic AKI under inflammatory conditions that might contribute towards understanding the pathogenesis of septic AKI.

AKI in septic patients is associated with increased mortality and poor outcome despite major efforts to refine the understanding of its pathophysiology. ...

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of UTI in male and female mice have illustrated the procedures for bacterial inoculation and enumeration in urine and tissues. During an initial bladder infection in C57BL/6 mice, UPEC establish latent reservoirs inside bladder epithelial cells that persist following clearance of UPEC bacteriuria. This model builds on these studies to examine rUTI caused by the emergence of UPEC from within latent bladder reservoirs. The urogenital bacterium Gardnerella vaginalis is used as the trigger of rUTI in this model because it is frequently present in the urogenital tracts of women, especially in the context of vaginal dysbiosis that has been associated with UTI. In addition, a method for in situ bladder fixation followed by scanning electron microscopy (SEM) analysis of bladder tissue is also described, with potential application to other studies involving the bladder.

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

A mouse model of uropathogenic E. coli (UPEC) transurethral inoculation to establish latent intracellular bladder reservoirs and subsequent bladder exposure to G. vaginalis to induce recurrent UPEC UTI is demonstrated. Also demonstrated are the enumeration of bacteria, urine cytology, and in situ bladder fixation and processing for scanning electron microscopy.

Rezidivierende Escherichia coli Harnwegsinfektion, ausgelöst durch Gardnerella vaginalis Blasenexposition bei Mäusen

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of ...

A Large Animal Model for Acute Kidney Injury by Temporary Bilateral Renal Artery Occlusion

Acute kidney injury (AKI) is associated with higher risk for morbidity and mortality post-operatively. Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the most common cause of AKI. To mimic this clinical scenario, this study presents a highly reproducible large animal model of renal IRI in swine using temporary percutaneous bilateral balloon-catheter occlusion of the renal arteries. The renal arteries are occluded for 60 min by introducing the balloon-catheters through the femoral and carotid artery and advancing them into the proximal portion of the arteries. Iodinated contrast is injected in the aorta to assess any opacification of the kidney vessels and confirm the success of the artery occlusion. This is furtherly confirmed by the flattening of the pulse waveform at the tip of the balloon catheters. The balloons are deflated and removed after 60 min of bilateral renal artery occlusion, and the animals are allowed to recover for 24 h. At the end of the study, plasma creatinine and blood urea nitrogen significantly increase, while eGFR and urine output significantly decrease. The need for iodinated contrast is minimal and does not affect renal function. Bilateral renal artery occlusion better mimics the clinical scenario of perioperative renal hypoperfusion, and the percutaneous approach minimizes the impact of the inflammatory response and the risk of infection seen with an open approach, such as a laparotomy. The ability to create and reproduce this clinically relevant swine model eases the clinical translation to humans.

This study presents a highly reproducible large animal model of renal ischemia-reperfusion injury in swine using temporary percutaneous bilateral balloon-catheter occlusion of the renal arteries for 60 min and reperfusion for 24 h.

Ein Großtiermodell für akute Nierenverletzungen durch vorübergehenden bilateralen Nierenarterienverschluss

Acute kidney injury (AKI) is associated with higher risk for morbidity and mortality post-operatively. Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the most ...

Medizin

Hydrodynamic Renal Pelvis Injection: A Technique to Directly Deliver DNA into Kidney Cells of Murine Model

Source: Woodard, L. E. et al. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/video/56324" target="_blank">Hydrodynamic Renal Pelvis Injection for Non-viral Expression of Proteins in the Kidney.</a> J. Vis. Exp. (2018)
In this video, we present the protocol for hydrodynamic injection of plasmids into the renal pelvis of the mouse kidney for nucleic acid transfection. This technique allows organ-specific delivery of plasmids by utilizing the principle of high hydrostatic pressure, which forcefully drives the plasmids into the specific site without causing tissue injury.

Hydrodynamische Injektion des Nierenbeckens: Eine Technik zur direkten Abgabe von DNA in Nierenzellen des Mausmodells

Source: Woodard, L. E. et al. Hydrodynamic Renal Pelvis Injection for Non-viral Expression of Proteins in the Kidney. J. Vis. Exp. (2018)
In this video, ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Krebsforschung

Urinary Tract Cancer

In vivo studies

Transurethral Catheterization and Bacterial Inoculation to Generate a Urinary Tract Infection Model in Male Mice

Source: Zychlinsky Scharff, A., et al. <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/54432">Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video demonstrates the establishment of uropathogenic Escherichia coli infection in a female mouse bladder through transurethral catheter instillation. The injected bacteria successfully establish a urinary tract infection within the bladder, providing a valuable platform for studying healthcare-associated diseases related to the urinary tract.

Transurethrale Katheterisierung und bakterielle Inokulation zur Erstellung eines Harnwegsinfektionsmodells bei männlichen Mäusen

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

Immunology

Immunopathology

Host-Pathogen Interaction Models

Establishment of a Urinary Tract Infection Model in Female Mice

Source: Zychlinsky Scharff, A. et al., <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/54432">Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice.</a>&#160;J. Vis. Exp. (2017)
This video demonstrates the establishment of uropathogenic Escherichia coli infection in a female mouse bladder through transurethral catheter instillation. The injected bacteria successfully establish a urinary tract infection within the bladder, providing a valuable platform for studying healthcare-associated diseases related to the urinary tract.

Etablierung eines Modells für Harnwegsinfektionen bei weiblichen Mäusen

Generating Urinary Tract Infection Model: A Technique to Administer Uropathogenic Bacteria in Mouse to Develop Urinary Tract Infection Model

Source: Luyts, N. et al., <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/62614">Longitudinal Follow-Up of Urinary Tract Infections and Their Treatment in Mice using Bioluminescence Imaging.</a> J. Vis. Exp. (2021).
In this video, we describe the technique for the intravesical administration of uropathogenic bacteria to generate a urinary tract infection model in mice. This model can be used to understand the spread of uropathogenic bacterial infection within the urinary system and the mechanisms that determine UTI susceptibility.

Generierung eines Harnwegsinfektionsmodells: Eine Technik zur Verabreichung uropathogener Bakterien in der Maus zur Entwicklung eines Harnwegsinfektionsmodells

Source: Luyts, N. et al., Longitudinal Follow-Up of Urinary Tract Infections and Their Treatment in Mice using Bioluminescence Imaging. J. Vis. Exp. ...

Intrarenale Injektion von

Zusammenfassung

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