Name: protocols for robust herbicide resistance testing in different weed species
Uploaded: 2015-07-02T11:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 52 s
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The research was supported by the National Research Council (CNR) of Italy. The authors thank GIRE members for collecting seed samples and are grateful to Alison Garside for revising the English.

1. Seed Probenahme und Lagerung <ol><li> Überwachen Sie bestellten Feldern für ungerechtfertigt schlechter Herbizidleistung, dh nicht durch ungünstige klimatische Bedingungen oder Qualität Herbizidbehandlungen gering. </li><li> Sammeln einer Samenprobe von einer Spezies zu einer Zeit und einem eindeutigen Code zuordnen. Reifen Samen werden in der Regel vor der Getreideernte aus Pflanzen, die die Herbizidbehandlung (en) überlebt hatten, gesammelt. Rechtzeitige Monitor zu beobachten, ob die Samen werden von Mutterpflanze, wenn fällig zu vergießen. </li><li> Füllen Sie ein Formular für jede Probe, die den zugewiesenen eindeutigen Code, Namen von Arten, Abholtermin, GPS-Koordinaten, Gemeinde, Name des Landwirts, Feldgröße, Befall, Ernte, Herbizid (en) während der Saison verwendet und historischen Aufzeichnungen des Feldes . </li><li> Sammeln Samen von mindestens 30 zufällig ausgewählten Pflanzen, die repräsentativ für die Feldbefall sind. Stellen Sie sicher, dass die Samenprobe enthält mindestens 5.000 reifen Samen. Für ein obligat Auskreuzung Unkrautarten(ZB Lolium spp. Oder Amaranthus spp.), Die Zahl der Pflanzen auf 10-15, wobei die Gesamtzahl an Samen rund 5.000 11. </li><li> Teilstichprobe des Feldes, wenn Flecken von Unkraut auf großen Flächen (mehr als ein Hektar) verstreut verschiedene herbizidresistenter Biotypen ausgewählt sind. </li><li> Shop Samen in nicht versiegelten Tüten mit dem eindeutigen Code zugeordnet gekennzeichnet. </li><li> Damit die Feuchtigkeit verdunsten, aber keine Samen zu hoher Temperatur (dh verhindern, dass sie in einem Auto unter der Sonne) oder extremen Temperaturschwankungen ausgesetzt werden, um die Induktion der Sekundärkeimruhe zu vermeiden. </li><li> Clean (entfernen Spreu, de-Rumpf Samen, etc.) und speichern Sie sie bei Raumtemperatur in einem trockenen Raum. Nach der Durchführung des ersten Widerstandstests, speichern die Samen für lange Zeiträume in einem dunklen Raum bei 4 ° C, vorzugsweise im Vakuum-versiegelten Plastiktaschen. Auf diese Weise werden Samen zu erhalten ihre Lebensfähigkeit für eine deutlich längere Zeit. </li></ol> HINWEIS: Samenruhe bietet eine flexible und effiziente Mechanismus, Unkraut ermöglicht, sich anzupassen und bleiben in Agrarökosystemen. Um Ruhe zu brechen und die Keimung der Samen zu ermöglichen, unterschiedliche Protokolle in Abhängigkeit von Unkrautarten, das heißt, die Art der Keimruhe 16 verwendet werden. Es gibt drei Möglichkeiten, um Ruhephase zu entfernen: <ol><li> Vernalisation HINWEIS: Zum gleichzeitigen Keimung und Keimlings Entstehung, über einen Zeitraum von Saatgut Vernalisation im Bereich von wenigen Tagen bis zu einer Woche zu erhalten, ist erforderlich, um physiologische Keimruhe von vielen Arten entfernen: z. B., Amaranthus retroflexus, Chenopodium album, Lolium spp, Avena fatua, Polygonum persicaria , Phalaris paradoxa 17-19. Eine längere Laufzeit von bis zu 15 Tagen ist für Papaver rhoeas, Cyperus difformis und Ammania coccinea für Schoenoplectus mucronatus erforderlich und bis zu 30 Tage <sup&gt; 20. <ol><li> Setzen Sie etwas entionisiertem Wasser in Plastikschalen. Schneiden Sie zwei Schichten aus Filterpapier und genießen sie in Wasser, zu entfernen überschüssige. Platzieren des luftgetrockneten Samen auf dem Papier. Übertragen Sie die Kunststoffschalen mit einem Kühlschrank bei 4 ° C für den erforderlichen Zeitraum. </li></ol></li><li> Vertikutieren ANMERKUNG: Manche Unkrautarten sind persistenteren um Keimung als andere aufgrund mechanischer Dormanz dh Samenschale Eigenschaften und erfordern die Verwendung eines chemischen Skarifikation Verwendung von Schwefelsäure auf 21 auskeimen. <ol><li> Bereiten Sie ein Becherglas mit konzentrierter Schwefelsäure (95-98%). Bereiten Sie einen Becher voll Wasser. Legen Sie die Samen in einem Umschlag aus Vliesstoff. </li><li> Einweichen zB Echinochloa spp., Sorghum halepense Samen für 20 min oder 5 min jeweils in konzentrierter Schwefelsäure. </li><li> Nehmen Sie den Umschlag aus dem Becherglas mit einer Pinzette und legen Sie sie in den Becher voll Wasser. Öffne dasUmschlag, legen Sie die Samen in einem kleinen Sieb und spülen Sie sie gründlich unter fließendem Wasser. </li></ol> Variante: A. Plantago-aquatica braucht ein anderes Protokoll 22, 23 <ol><li> Weichen Sie die Samen für 2 Minuten in Chloroform. Spülen Sie die Samen mit VE-Wasser und trocknen Sie sie mit saugfähigem Papier. Tauchen die Samen in 80% iger Schwefelsäure 5 min. </li><li> Legen Sie die Samen in einem kleinen Sieb und spülen Sie sie gründlich unter fließendem Wasser. </li></ol></li><li> Nach der Ernte Samenreifung HINWEIS: Samen von anderen Unkrautarten gar nicht keimen für ein paar Monate nach der Reife, unabhängig von der verwendeten Methode zur Keimruhe zu brechen. <ol><li> Bewahren Sie die Samen für die Dauer von mindestens 3-4 Monate bei RT und niedrige Luftfeuchtigkeit und folgen Sie den oben genannten Protokolle für Ruhebruch (zB Oryza sativa var. Sylvatica oder P. rhoeas). </li></ol></li></ol> 3. Samenkeimung <ol><li> Platz Samen in Plas gekeimt werdentic Gerichte, die 0,6% (m / v) Agar mit 0,1% Kaliumnitrat (KNO 3) hinzugefügt: <ol><li> Es wird eine Lösung von Agar bei 0,6% + 0,1% KNO 3 unter Verwendung von deionisiertem Wasser. Auflösen des Agar in einer Mikrowelle. </li><li> Gießen Sie die Agar-Lösung in Kunststoffschalen. Kühle das Substrat und dann in den Samen gelegt. </li></ol> Variante: Der Boden kann auch als Substrat in Plastikschalen verwendet werden. Diese Praxis ist besonders effizient für Echinochloa spp., S. halepense und Lolium spp. </li><li> Zeigen Plastikschalen in einer Keimschrank für etwa eine Woche mit Licht- und Temperaturbedingungen in Abhängigkeit von den optimalen Bedingungen für jede Unkrautarten. Für die meisten Winter-Arten, ist der Temperaturbereich 15/25 ° C Nacht / Tag und 12 Stunden Photoperiode mit Neonröhren Bereitstellung einer photo Photonenflußdichte (PPFD) von 15-30 &amp; mgr; mol m -2 s -1. Für viele Arten Sommer, ist der Temperaturbereich 15/30 ° C Nacht / Tag. Variante: Some-Arten, wie S. halepense, müssen einer Wärmebehandlung. Daher nach der scarification, Samen von S. bei 45 ° C und 20 h bei 24 ° C für drei Tage in der Keimschrank bei normalen Bedingungen Zyklen von 4 Stunden, und dann drei Tage halepense werden den folgenden Bedingungen unterzogen. </li></ol> 4. Setzling Topfen und Wachstums <ol><li> Transplant fünfzehn bis zwanzig Jungpflanzen in Plastikschalen (325 x 265 x 95 mm) mit einem Standard-Blumenerde mischen gefüllt (60% schlammigen Lehmboden, 15% Sand, 15% und 10% agriperlite Torf - nach Volumen). HINWEIS: Umpflanzen anstelle Direktsaat, ermöglicht eine einheitliche Stand der Pflanzen an der gleichen Wachstumsphase zu erhalten, was eine wichtige Voraussetzung, um die Leistung der Herbizidbehandlung optimiert ist. </li><li> Kennzeichnen Sie jeden Tablett mit einem Barcode mit allen Informationen für die eindeutige Identifikation: Bevölkerung Code, Herbizid getestet wird, replizieren Nummer und progressive Fachnummer &lt;./ Li&gt; <li> Platz Tabletts in beheizbaren Wintergärten und Wasserpflanzen, wie gebraucht, um das Substrat an oder nahe der Feldkapazität zu erhalten. HINWEIS: Die Wachstumstemperatur variiert je nach den Unkrautarten. Oft Tests werden im Herbst / Winter / Frühjahr getan, also Licht mit 400 W Halogen-Metalldampflampen, die eine PPFD von etwa 150 &amp; mgr; mol m -2 s -1 und bieten einen 12 Stunden Photoperiode 24, 19. Sommer Unkrautarten, ergänzt C 4 Photosynthesezyklus erfordern in der Regel höhere Lichtintensität und damit Tests werden im späten Frühjahr-Sommer getan oder ergänzt Lichtintensität etwa 400 &amp; mgr; mol m -2 s -1 mit einer 14 Stunden Photoperiode. </li><li> Verwenden Sie ein anderes Protokoll für einige Unkrautarten befallen Rohreis, zB A. Plantago-aquatica, S. mucronatus und C. difformis wie in 22 beschrieben. <ol><li> Die Sämlinge in Polystyrol-Schalen mit 24 Rundzellen (55 mm Durchmesser, 64 mm tief) filführte mit 60% schlammigen Lehmboden, 30% Sand und 10% Torf (nach Volumen). </li><li> Setzen Sie die Fächer in 12 cm tiefe Kunststoffbehälter mit Wasser gefüllt und Lattengroß unten durch verschraubter Edelstahlstangen ihnen schwimmenden (Abbildung 1) zu verhindern. </li><li> Pflegen Wasserstand in den Behältern bei 1-2 cm unter dem Niveau der Bodenoberfläche und fügen Sie 1,5 g Kupfersulfat, um jeden Behälter, um das Algenwachstum zu vermeiden (die 10-12 l Wasser enthält). </li></ol></li></ol> 5. Herbizidbehandlungen <ol><li> Behandlungen mit Vorauflauf-Herbizide: <ol><li> Nach etwa drei Tage in der Keimschrank, wie in Kapitel 3 beschrieben, zu transplantieren die keimenden Samen in Kunststoffschalen, die das oben beschriebene Substrat und Deckel mit einer Schicht des Bodens (etwa 1 cm). Dies ist ein kritischer Schritt, um sicherzustellen, dass Keimlinge nicht aufgrund der Herbizideffekt anstatt eines übermäßigen Eingrabtiefe austreten. </li><li> Nehmen Sie das Substrat, um Feld capaStadt, indem Sie die Fächer, die ein paar Löcher am Boden haben, auf Untertassen mit Wasser gefüllt. </li><li> Einen Tag nach der Transplantation, behandeln Sie die Fächer mit dem Vorauflaufherbizid 25. </li><li> Halten des Substrats an oder nahe der Feldkapazität durch Zugabe von Wasser nach Bedarf sowohl von oben und unten durch die Kapillarwirkung von der Untertasse. Dieses Verfahren begünstigt die Dauerhaftigkeit des Herbizids in die richtige Tiefe (dh, wo die keimenden Samen sind) für eine gute Wirksamkeit der Behandlung. </li></ol></li><li> Behandlungen mit Nachauflaufherbizide: <ol><li> Spray Pflanzen, wenn sie die 2-3-Blatt-Stadium zu erreichen (dh Wachstumsstufe 12-13 des erweiterten BBCH Wachstumsskala 26). </li><li> Ausgehend von dem Tag nach der Behandlung, setzen Sie das Bewässerungssystem nach den Wasserbedarf der Unkrautarten und der Saison (zB für Echinochloa spp. Es liefert Wasser für 3 min 4 Mal pro Tag, in regelmäßigen Abständen von 9 Uhr bis 9 Uhr). Wasser ist disverteilt unter Verwendung einer automatischen Sprinkleranlage Bewässerungssystem. Variante: Glyphosat ist bei Pflanzenstadium BBCH 14-21 angelegt. </li></ol></li><li> Herbizidzubereitung und -verteilung. HINWEIS: Alle Herbizide (Pre- und Post-emergence) als mit handelsüblichen Formulierungen empfohlen Tenside in zwei Dosen angewendet wird, empfiehlt Feld Dosis (1x) und drei Mal, dass (3x). <ol><li> Bei Bedarf bereiten die Tensid-Lösung in der Masse nach den Anweisungen auf dem Etikett; die Endkonzentration in der Regel in Prozent des Endvolumens (zB 0,3%) ausgedrückt, oder als Volumen pro Flächeneinheit (beispielsweise 1 L ha -1) verteilt werden. </li><li> Verwenden der Tensidlösung als Lösungsmittel für das Herbizid (solute) -Lösung, um die richtige Konzentration des Wirkstoffs zu halten. Bereiten Sie die am stärksten konzentrierten Herbizidlösung zuerst (3x). Berechnung der Menge des Handelsprodukts in der Tensidlösung (gelöst oder in entionisiertem Wasser, wenn einTensid ist nicht erforderlich) unter Verwendung der folgenden Gleichung: Dosis Kräuter = [(Dose Feld x Dose max) x V fin] / V del Wo: Dose Kraut = Herbizid Dosis (ml), Dose field = Herbizid Feld Dosis (ml ha -1), Dose max = maximale Dosis geliefert, V = fin endgültige Volumen der Lösung (L), V = del durch die gelieferte Volumen Bank Spritze (L ha -1). </li><li> Verdünnte (2: 1, v / v) der Herbizid-Lösung 3x, die weniger konzentriert (1x) herzustellen. Dieses Verfahren verringert die Chance, Fehler zu machen, wenn Wiegen oder Pipettieren der Herbizide. Herbizidlösung-Konzentration, ausgedrückt als Volumen pro Flächeneinheit (L ha -1) verteilt werden. </li><li> Start des Ablaufs der Behandlung mit der niedrigeren Dosis Herbizid (1x). Auf diese Weise gibt es keine Notwendigkeit, die Spritzgehäuse zwischen zwei Behandlungen mit dem gleichen Herbizid waschen. </li><li> Verteilen Sie das Herbizid solution unter Verwendung eines Präzisionsbank Spritzen liefert 300 l ha -1 (± 1%), bei einem Druck von 215 kPa und einer Geschwindigkeit von 0,75 m sec -1, mit einem Ausleger mit drei Flat-Fan (extended range) Hydraulikdüsen ausgestattet . </li><li> Zweimal Waschen Sie die Spritzen Schrank, wenn das Herbizid mit Bleichmittel 1% verändert (v / v) und dann ausspülen. Variante: Glyphosat ist mit einem Spritzvolumen von 200 l ha -1 27 angelegt. HINWEIS: Besondere Aufmerksamkeit zu zahlen, wenn hoch biologische Herbizide, wie die Sulfonylharnstoffe Sulfometuron oder Flazasulfuron, verwendet werden. Im letzteren Fall zu tun einem Waschen mit einer Bleichlösung und eine mit Ammoniak (2,5% v / v), gefolgt von einer sorgfältigen Spülung mit Wasser. </li></ol></li></ol> 6. Sammlung und Analyse der Daten <ol><li> Durch einen Barcode-Leser, der jedes Fach automatisch identifiziert, notieren Sie die Anzahl der Pflanzen, die die Behandlung sowie die Visual Geschätzte Biomasse (VEB) überlebt. Pflanzen sind assals tot, wenn sie keine aktive Wachstum unabhängig von der Farbe oder andere Erscheinung zeigen Essed. <ol><li> Den Beurteilungs drei oder vier Wochen nach der Behandlung (WAT) in Abhängigkeit von den getesteten Herbiziden (zB drei WAT für ACCase Inhibitoren und vier WAT für ALS-Inhibitoren oder Glyphosate). </li><li> Bewerten Sie die allgemeine Wirksamkeit der Behandlung, indem ein anfällig Bevölkerung (Check S) in allen Versuchen, das heißt, eine Bevölkerung in einer Website, die nie oder selten mit Herbiziden behandelt wurden, gesammelt. </li><li> Express Plant Survival als Prozentsatz der Anzahl der behandelten Pflanzen, zählte kurz vor der Herbizidbehandlung, und die Berechnung der Standardfehler (SE) pro Mittelwert (Mittelwert der zwei Wiederholungen). </li><li> VEB wird durch einen visuellen Vergleich der pflanzlichen Biomasse erhalten zwischen behandelten und nicht-behandelten Kontrolle der gleichen Population 25, 28. Eine Punktzahl, die von 10 für Pflanzen, die nicht durch das Herbizid (gegenüber der nicht behandelten Kontroll) betroffen 0 Wanndie Pflanzen sind eindeutig tot, wird jedem behandelten Schale gegeben. </li></ol></li><li> Zuschreiben Bevölkerung in vier Kategorien auf der Grundlage der von Behandlungen mit zwei Herbiziddosen erhaltenen Ergebnisse: S, wenn weniger als 5% der Pflanzen überlebten die Herbiziddosis 1x, SR, wenn Überlebende lag im Bereich von 5% bis 20% an Herbiziddosis 1x, R, wenn mehr als 20% der Pflanzen überlebten die Herbiziddosis 1x und RR, wenn Überlebende sind mehr als 20% an Herbiziddosis 1x und mehr als 10% an Herbiziddosis 3x 17. </li></ol>

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L., var. sylvatica.) in Clearfield&#174; Italian paddy rice.</a> Agronomy. 2 (4), 371-383 (2012).</li><li>Zelaya, I. A., Anderson, J. A. H., Owen, M. D. K., Landes, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+spectrophotometric+and+HPLC+methods+for+shikimic+acid+determination+in+plants:+Models+in+glyphosate-resistant+and-susceptible+crops.">Evaluation of spectrophotometric and HPLC methods for shikimic acid determination in plants: Models in glyphosate-resistant and-susceptible crops.</a> J. Agric. Food Chem. 59 (6), 2202-2212 (2011).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Mehrere Schritte innerhalb der Protokolle sind entscheidend für eine erfolgreiche Bewertung der Herbizidresistenz in einer Population: 1) Samen sollten gesammelt werden, wenn fällig aus Pflanzen, die die Herbizidbehandlung (en) überlebt hatte. Reifung der Samen auf der Mutterpflanze ist von entscheidender Bedeutung, um Schwierigkeiten bei der Keimung der Samen später zu vermeiden; 2) die fachgerechte Lagerung von Samen wird empfohlen, um die Proliferation von Formen, die Keimung verhindern würden, zu vermeiden; 3) ...

<html> Herbizide sind die am häufigsten verwendete Unkrautbekämpfungsmaßnahme, einem Anteil von bis zu 50% der globalen Pflanzenschutzmarkt 1. Sie sind relativ billig Werkzeuge, vermeiden arbeitsintensive und zeitraubende Bodenbearbeitung Praktiken und letztlich in kostengünstige, sichere und rentable Nahrungsmittelproduktion 2 führen. Doch der große phänologischen und genetische Variabilität vorhanden in vielen Unkrautarten, zusammen mit einer zu starken Abhängigkeit von Herbiziden, führt häufig zu der Auswahl von herbizidresistenten Unkrautpopulationen. Die Einführung von selektiven Herbiziden mit einem sehr spezifischen metabolischen Ziel 3-5 hat sich dramatisch die Anzahl von Widerstands Fällen über die Jahre. Bis heute haben 240 Unkrautarten (140 Dikotyledonen und Monokotyledonen 100) weltweit Resistenz gegen verschiedene Herbizidwirkorten (SOA) 4 entwickelt. Dies ist ein wichtiges Anliegen für die Unkrautbekämpfung und allgemeiner für eine nachhaltige Pflanzenproduktion. e_content &quot;&gt; Früherkennung von Widerstand, auf der Grundlage zuverlässiger Tests im Gewächshaus häufig durchgeführt wird, ist ein wichtiger Schritt, um Herbizid-resistenten Unkräutern zu verwalten. Verschiedene Ansätze wurden nach den Zielen, erforderliche Genauigkeit, Zeit und Ressourcen zur Verfügung entwickelt, wie sowie der Unkrautarten berücksichtigt 6-12. Wenn jedoch eine Bestätigung der Resistenz Status einer neuen Unkraut Biotyp erforderlich (dh eine Gruppe von Personen, die mehrere physiologische Merkmale teilen, einschließlich der Fähigkeit, ein oder mehrere Herbizide a gehör überleben bestimmten Gruppe in einer Dosis, die normalerweise zu steuern würde sie verwendet wird), muss eine robuste ganze Pflanze Bioassay in einer kontrollierten Umgebung, 4, 11 durchgeführt werden. Ein Biotop ist selten beständig gegen nur ein Herbizid. Jedes Biotyp ist daher durch einen gewissen Widerstandsstruktur, dh die Anzahl und Art von SOA der Herbizide sie resistent gegen charakterisiert und durch einen gegebenen WiderstandStufe zu jedem Herbizid 13. Die frühe und zuverlässige Bestimmung des Musters der Quer oder Mehrfachresistenz 5, 14 wichtig für die Feldresistenzmanagement. Es ist erwähnenswert, dass Herbizidresistenz hat nichts mit der natürlichen Toleranz tun wert, dass einige Unkrautarten weisen in Richtung einiger Herbizide, zB dicot Arten vs. ACCase-hemmenden Herbizide, monokotylen Arten vs. 2,4-D, Equisetum arvense vs. Glyphosat. Dieser Beitrag stellt einen robusten Ansatz für die Prüfung mutmaßlichen herbizidresistenter Biotypen in Bereichen, in denen eine schlechte Kontrolle von Herbizid (en) ausgewiesen wurden abgetastet. Relevante Varianten den Standardprotokollen in an den betreffenden Unkrautarten vorgestellt. Die Vorteile gegenüber alternativen Techniken / Protokolle, die entweder auf ganze Pflanze Bioassays unter Verwendung von nur einem Herbizid Dosis 15 oder Behandlung von Saatgut in Petrischalen 8 sind mit dem höheren zuverlässigen un bezogenenility und die Möglichkeit Ableiten der Widerstand wegen der Einbeziehung von zwei Herbiziddosen in den Experimenten. Aber für Routineresistenztests, die gleichen Methoden können nur an einer Herbizid-Dosis aufgebracht werden, so dass die Verringerung der Kosten. Sowie die Möglichkeit Bestätigung des Widerstandszustand kann die erhaltenen Informationen sowohl für die Optimierung folgende Forschungsschritte und / oder der Ausarbeitung Sound Resistenzmanagementstrategien verwendet werden.

<table><tbody><tr><td>Paper bags</td><td>Celcar SAS</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plastic dishes</td><td>ISI plast S.p.A.</td><td>SO600</td><td>Transparent plastic</td></tr><tr><td>Sulfuric acid 95-98%</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>320501</td><td></td></tr><tr><td>Non-woven fabric</td><td>Carretta Tessitura</td><td>Art.TNT17</td><td>Weight 17 g m&lt;sup&gt;-2&lt;/sup&gt;</td></tr><tr><td>Chloroform &gt;99.5%</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C2432</td><td></td></tr><tr><td>Agar</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A1296</td><td></td></tr><tr><td>Potassium nitrate &gt;99.0%</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P8394</td><td></td></tr><tr><td>Plastic containers</td><td>Giganplast</td><td>1875/M</td><td>600 x 400 x 110 mm</td></tr><tr><td>Plastic trays</td><td>Piber plast</td><td>G1210A</td><td>325 x 265 x 95 mm</td></tr><tr><td>Polystyrene trays</td><td>Plastisavio</td><td>S24</td><td>537 x 328 x 72 mm, 24 round cells (6x4)</td></tr><tr><td>Copper sulfate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>451657</td><td></td></tr><tr><td>Agriperlite</td><td>Blu Agroingross sas</td><td>AGRI100</td><td></td></tr><tr><td>Peat</td><td>Blu Agroingross sas</td><td>TORBA250</td><td></td></tr><tr><td>Germination cabinet</td><td>KW</td><td>W87R</td><td></td></tr><tr><td>Nozzles</td><td>Teejet</td><td>XR11002-VK, TP11001-VH</td><td>The second type of nozzles are used only for glyphosate</td></tr><tr><td>Barcode generator</td><td>Toshiba TEC</td><td>SX4</td><td></td></tr><tr><td>Labels with barcode</td><td>Felga</td><td>TT20200</td><td>Stick-in labels with rounded corners</td></tr><tr><td>Barcode reader</td><td>Cipherlab</td><td>8300-L</td><td>Portable data terminal</td></tr><tr><td>Bench sprayer</td><td></td><td></td><td>Built in house</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Herbicides included in the results:&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Commercial product&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Active ingredient&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Altorex</td><td>imazamox</td><td>BASF</td><td></td></tr><tr><td>Azimut</td><td>florasulam</td><td>Dow AgroSciences</td><td></td></tr><tr><td>Biopower</td><td></td><td>Bayer Crop Science</td><td>Surfact to be used with Hussar WG</td></tr><tr><td>Dash</td><td></td><td>BASF</td><td>Surfact to be used with Altorex</td></tr><tr><td>Granstar</td><td>tribenuron-methyl</td><td>Dupont</td><td></td></tr><tr><td>Gulliver</td><td>azimsulfuron</td><td>Dupont</td><td></td></tr><tr><td>Hussar WG</td><td>iodosulfuron</td><td>Bayer Crop Science</td><td></td></tr><tr><td>Nominee</td><td>bispyribac-Na</td><td>Bayer Crop Science</td><td></td></tr><tr><td>Roundup</td><td>glyphosate</td><td>Monsanto</td><td></td></tr><tr><td>Trend</td><td></td><td>Dupont</td><td>Surfact to be used with Granstar and Gulliver</td></tr><tr><td>Viper</td><td>penoxsulam</td><td>Dow AgroSciences</td><td></td></tr><tr><td>Weedone LV4</td><td>2,4-D</td><td>Isagro</td><td></td></tr></tbody></table>

protocols for robust herbicide resistance testing in different weed species

Robust protocols to test putative herbicide resistant weed populations at whole plant level are essential to confirm the resistance status. The presented protocols, based on whole-plant bioassays performed in a greenhouse, can be readily adapted to a wide range of weed species and herbicides through appropriate variants. Seed samples from plants that survived a field herbicide treatment are collected and stored dry at low temperature until used. Germination methods differ according to weed species and seed dormancy type. Seedlings at similar growth stage are transplanted and maintained in the greenhouse under appropriate conditions until plants have reached the right growth stage for herbicide treatment. Accuracy is required to prepare the herbicide solution to avoid unverifiable mistakes. Other critical steps such as the application volume and spray speed are also evaluated. The advantages of this protocol, compared to others based on whole plant bioassays using one herbicide dose, are related to the higher reliability and the possibility of inferring the resistance level. Quicker and less expensive in vivo or in vitro diagnostic screening tests have been proposed (Petri dish bioassays, spectrophotometric tests), but they provide only qualitative information and their widespread use is hindered by the laborious set-up that some species may require. For routine resistance testing, the proposed whole plant bioassay can be applied at only one herbicide dose, so reducing the costs.

Um den Widerstand Status eines mutmaßlichen resistenten Population zu bewerten, ist es von grundlegender Bedeutung für eine anfällig Prüfung in dem Test, um die Herbizid-Wirksamkeit zu überprüfen sind. Die Ergebnisse eines Screening-Tests auf P. geführt rhoeas Populationen, Unkraut befallen Weizenfeldern, sind in Abbildung 2, in der die Wirksamkeit von vier Nachauflaufherbizide auf einem anfälligen Scheck (09-36) und an der vermuteten beständig ein (10 bis 91) werden vorgestel...

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Protocols for Robust Herbicide Resistance Testing in Different Weed Species

A robust and flexible approach to confirm herbicide resistance in weed populations is presented. This protocol allows the herbicide resistance levels to be inferred and applied to a wide range of weed species and herbicides with minor adaptations.

Protokolle für Robust Herbizidresistenz Testing in verschiedene Unkrautarten

Robust protocols to test putative herbicide resistant weed populations at whole plant level are essential to confirm the resistance status. The presented ...

protocols-for-robust-herbicide-resistance-testing-different-weed

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Environment

14.5K Aufrufe.  National Research Council (CNR), Italy. A robust and flexible approach to confirm herbicide resistance in weed populations is presented. This protocol allows the herbicide resistance levels to be inferred and applied to a wide range of weed species and herbicides with minor adaptations.

Serie: Protocols for Robust Herbicide Resistance Testing in Different Weed Species

Genetic Manipulation of the Plant Pathogen Ustilago maydis to Study Fungal Biology and Plant Microbe Interactions

Gene deletion plays an important role in the analysis of gene function. One of the most efficient methods to disrupt genes in a targeted manner is the replacement of the entire gene with a selectable marker via homologous recombination. During homologous recombination, exchange of DNA takes place between sequences with high similarity. Therefore, linear genomic sequences flanking a target gene can be used to specifically direct a selectable marker to the desired integration site. Blunt ends of the deletion construct activate the cell&#39;s DNA repair systems and thereby promote integration of the construct either via homologous recombination or by non-homologous-end-joining. In organisms with efficient homologous recombination, the rate of successful gene deletion can reach more than 50% making this strategy a valuable gene disruption system. The smut fungus Ustilago maydis is a eukaryotic model microorganism showing such efficient homologous recombination. Out of its about 6,900 genes, many have been functionally characterized with the help of deletion mutants, and repeated failure of gene replacement attempts points at essential function of the gene. Subsequent characterization of the gene function by tagging with fluorescent markers or mutations of predicted domains also relies on DNA exchange via homologous recombination. Here, we present the U. maydis strain generation strategy in detail using the simplest example, the gene deletion.

Genetic Manipulation of the Plant Pathogen Ustilago maydis to Study Fungal Biology and Plant Microbe Interactions

We describe a robust gene replacement strategy to genetically manipulate the smut fungus Ustilago maydis. This protocol explains how to generate deletion mutants to investigate infection phenotypes. It can be extended to modify genes in any desired way, e.g., by adding a sequence encoding a fluorescent protein tag.

Genetische Manipulation der Pflanze Pathogen<em&gt; Ustilago maydis</em&gt; Zu Pilzbiologie und Pflanzen Mikroben-Interaktionen Studie

Gene deletion plays an important role in the analysis of gene function. One of the most efficient methods to disrupt genes in a targeted manner is the ...

Forschung

Genetik

Measuring Rates of Herbicide Metabolism in Dicot Weeds with an Excised Leaf Assay

In order to isolate and accurately determine rates of herbicide metabolism in an obligate-outcrossing dicot weed, waterhemp (Amaranthus tuberculatus), we developed an excised leaf assay combined with a vegetative cloning strategy to normalize herbicide uptake and remove translocation as contributing factors in herbicide-resistant (R) and &#8211;sensitive (S) waterhemp populations. Biokinetic analyses of organic pesticides in plants typically include the determination of uptake, translocation (delivery to the target site), metabolic fate, and interactions with the target site. Herbicide metabolism is an important parameter to measure in herbicide-resistant weeds and herbicide-tolerant crops, and is typically accomplished with whole-plant tests using radiolabeled herbicides. However, one difficulty with interpreting biokinetic parameters derived from whole-plant methods is that translocation is often affected by rates of herbicide metabolism, since polar metabolites are usually not mobile within the plant following herbicide detoxification reactions. Advantages of the protocol described in this manuscript include reproducible, accurate, and rapid determination of herbicide degradation rates in R and S populations, a substantial decrease in the amount of radiolabeled herbicide consumed, a large reduction in radiolabeled plant materials requiring further handling and disposal, and the ability to perform radiolabeled herbicide experiments in the lab or growth chamber instead of a greenhouse. As herbicide resistance continues to develop and spread in dicot weed populations worldwide, the excised leaf assay method developed and described herein will provide an invaluable technique for investigating non-target site-based resistance due to enhanced rates of herbicide metabolism and detoxification.

This manuscript describes how herbicide metabolism rates can be effectively quantified with excised leaves from a dicot weed, thereby reducing variability and removing any possible confounding effects of herbicide uptake or translocation typically observed in whole-plant assays.

Messraten von Herbizid Metabolism in DICOT Weeds mit einem herausgeschnittenen Blatt Assay

In order to isolate and accurately determine rates of herbicide metabolism in an obligate-outcrossing dicot weed, waterhemp (Amaranthus tuberculatus), we ...

Umwelt

Protocols for Quantifying Transferable Pesticide Residues in Turfgrass Systems

Plant canopies in established turfgrass systems can intercept an appreciable amount of sprayed pesticides, which can be transferred through various routes onto humans. For this reason, transferable pesticide residue experiments are required for registration and re-registration by the United States Environmental Protection Agency (USEPA). Although such experiments are required, limited specificity is required pertaining to experimental approach. Experimental approaches used to assess pesticide transfer to humans including hand wiping with cotton gloves, modified California roller (moving a roller of known mass over cotton cloth) and soccer ball roll (ball wrapped with sorbent strip) over three treated turfgrass species (creeping bentgrass, hybrid bermudagrass and tall fescue maintained at 0.4, 5 and 9 cm, respectively) are presented. The modified California roller is the most extensively utilized approach to date, and is best suited for use at low mowing heights due to its reproducibility and large sampling area. The soccer ball roll is a less aggressive transfer approach; however, it mimics a very common occurrence in the most popular international sport, and has many implications for nondietary pesticide exposure from hand-to-mouth contact. Additionally, this approach may be adjusted for other athletic activities with limited modification. Hand wiping is the best approach to transfer pesticides at higher mowing heights, as roller-based approaches can lay blades over; however, it is more subjective due to more variable sampling pressure. Utility of these methods across turfgrass species is presented, and additional considerations to conduct transferable pesticide residue research in turfgrass systems are discussed.

Transferable pesticide residue experiments in turfgrass systems are integral components of human risk exposure assessments. Experimental approaches to measure transferable residues should be adjusted to the human interaction of interest and turfgrass system dynamics. Three transferable pesticide residue protocols are presented and the suitability across three turfgrass systems is discussed.

Protokolle für die Quantifizierung tragbare Pestizidrückstände in Turfgrass Systeme

Plant canopies in established turfgrass systems can intercept an appreciable amount of sprayed pesticides, which can be transferred through various routes ...

Screening Cotton Genotypes for Reniform Nematode Resistance

A rapid non-destructive reniform nematode (Rotylenchulus reniformis) screening protocol is needed for the development of resistant cotton (Gossypium hirsutum) varieties to improve nematode management. Most protocols involve extracting vermiform nematodes or eggs from the cotton root system or potting soil to determine population density or reproduction rate. These approaches are generally time-consuming with a small number of genotypes evaluated. An alternative approach is described here in which the root system is visually examined for nematode infection. The protocol involves inoculating cotton seedling 7 days after planting with vermiform nematodes and determining the number of females attached to the root system 28 days after inoculation. Data are expressed as the number of females per gram of fresh root weight to adjust for variation in root growth. The protocol provides an excellent method for evaluating host-plant resistance associated with the ability of the nematode to establish an infection site; however, resistance that hinders nematode reproduction is not assessed. As with other screening protocols, variation is commonly observed in nematode infection among individual genotypes within and between experiments. Data are presented to illustrate the range of variation observed using the protocol. To adjust for this variation, control genotypes are included in experiments. Nonetheless, the protocol provides a simple and rapid method to evaluate host-plant resistance. The protocol has been successfully used to identify resistant accessions from the G. arboreum germplasm collection and evaluate segregating populations of more than 300 individuals to determine the genetics of resistance. A vegetative propagation method for recovering plants for resistance breeding was also developed. After removal of the root system for nematode evaluation, the vegetative shoot is replanted to allow the development of a new root system. More than 95% of the shoots typically develop a new root system with plants reaching maturity.

Here, a protocol is presented for the rapid non-destructive screening of cotton genotypes for reniform nematode resistance. The protocol involves visually examining the roots of nematode-infected cotton seedlings to determine infection response. The vegetative shoot from each plant is then propagated to recover plants for seed production.

Screening Cotton Genotypes auf Reniform Nematode Resistenz

A rapid non-destructive reniform nematode (Rotylenchulus reniformis) screening protocol is needed for the development of resistant cotton (Gossypium ...

Quantification of the Potential Impact of Glyphosate-Based Products on Microbiomes

Glyphosate-based products (GBP) are the most common broad-spectrum herbicides worldwide. The target of glyphosate is the enzyme 5-enolpyruvylshikimate-3-phosphate synthase (EPSPS) in the shikimate pathway, which is virtually universal in plants. The inhibition of the enzyme stops the production of three essential amino acids: phenylalanine, tyrosine, and tryptophan. EPSPS is also present in fungi and prokaryotes, such as archaea and bacteria; thus, the use of GBP may have an impact on the microbiome composition of soils, plants, herbivores, and secondary consumers. This article aims to present general guidelines to assess the effect of GBP on microbiomes from field experiments to bioinformatics analyses and provide a few testable hypotheses. Two field experiments are presented to test the GBP on non-target organisms. First, plant-associated microbes from 10 replicated control and GBP treatment plots simulating no-till cropping are sampled and analyzed. In the second experiment, samples from experimental plots fertilized by either poultry manure containing glyphosate residues or non-treated control manure were obtained. Bioinformatics analysis of EPSPS protein sequences is utilized to determine the potential sensitivity of microbes to glyphosate. The first step in estimating the effect of GBP on microbiomes is to determine their potential sensitivity to the target enzyme (EPSPS). Microbial sequences can be obtained either from public repositories or by means of PCR amplification. However, in the majority of field studies, microbiome composition has been determined based on universal DNA markers such as the 16S rRNA and the internal transcribed spacer (ITS). In these cases, sensitivity to glyphosate can only be estimated through a probabilistic analysis of EPSPS sequences using closely related species. The quantification of the potential sensitivity of organisms to glyphosate, based on the EPSPS enzyme, provides a robust approach for further experiments to study target and non-target resistant mechanisms.

Glyphosate-based products (GBP) are the most common broad-spectrum herbicides worldwide. In this article, we introduce general guidelines to quantify the effect of GBP on microbiomes, from field experiments to bioinformatics analyses.

Quantifizierung des potenziellen Einflusses von Glyphosat-basierten Produkten auf Mikrobiome

Glyphosate-based products (GBP) are the most common broad-spectrum herbicides worldwide. The target of glyphosate is the enzyme ...

Bioassays for Monitoring Insecticide Resistance

Pest resistance to pesticides is an increasing problem because pesticides are an integral part of high-yielding production agriculture. When few products are labeled for an individual pest within a particular crop system, chemical control options are limited. Therefore, the same product(s) are used repeatedly and continual selection pressure is placed on the target pest. There are both financial and environmental costs associated with the development of resistant populations. The cost of pesticide resistance has been estimated at approximately $ 1.5 billion annually in the United States. This paper will describe protocols, currently used to monitor arthropod (specifically insects) populations for the development of resistance. The adult vial test is used to measure the toxicity to contact insecticides and a modification of this test is used for plant-systemic insecticides. In these bioassays, insects are exposed to technical grade insecticide and responses (mortality) recorded at a specific post-exposure interval. The mortality data are subjected to Log Dose probit analysis to generate estimates of a lethal concentration that provides mortality to 50% (LC50) of the target populations and a series of confidence limits (CL's) as estimates of data variability. When these data are collected for a range of insecticide-susceptible populations, the LC50 can be used as baseline data for future monitoring purposes. After populations have been exposed to products, the results can be compared to a previously determined LC50 using the same methodology.

This manuscript demonstrates and discusses techniques used to survey pesticide susceptibility and detect resistance to contact and systemic pesticides in arthropod pests.

Bioassays zur Überwachung Insecticide Resistance

Pest resistance to pesticides is an increasing problem because pesticides are an integral part of high-yielding production agriculture. When few products ...

Biologie

Implementation of In Vitro Drug Resistance Assays: Maximizing the Potential for Uncovering Clinically Relevant Resistance Mechanisms

Although targeted therapies are initially effective, resistance inevitably emerges. Several methods, such as genetic analysis of resistant clinical specimens, have been applied to uncover these resistance mechanisms to facilitate follow-up care. Although these approaches have led to clinically relevant discoveries, difficulties in attaining the relevant patient material or in deconvoluting the genomic data collected from these specimens have severely hampered the path towards a cure. To this end, we here describe a tool for expeditious discovery that may guide improvement in first-line therapies and alternative clinical management strategies. By coupling preclinical in vitro or in vivo drug selection with next-generation sequencing, it is possible to identify genomic structural variations and/or gene expression alterations that may serve as functional drivers of resistance. This approach facilitates the spontaneous emergence of alterations, enhancing the probability that these mechanisms may be observed in the patients. In this protocol we provide guidelines to maximize the potential for uncovering single nucleotide variants that drive resistance using adherent lines.

Implementation of In Vitro Drug Resistance Assays: Maximizing the Potential for Uncovering Clinically Relevant Resistance Mechanisms

Drug resistance to targeted therapeutics is widespread and the need to identify mechanisms of resistance--prior to or following clinical onset--is critical for guiding alternative clinical management strategies. Here, we present a protocol to couple derivation of drug-resistant lines in vitro with sequencing to expedite discovery of these mechanisms.

Implementierung von<em&gt; In-vitro-</em&gt; Drug Resistance Assays: Maximierung des Potenzials für die Aufdeckung klinisch relevanter Resistenzmechanismen

Although targeted therapies are initially effective, resistance inevitably emerges. Several methods, such as genetic analysis of resistant clinical ...

Medizin

Characterizing Herbivore Resistance Mechanisms: Spittlebugs on Brachiaria spp. as an Example

Plants can resist herbivore damage through three broad mechanisms: antixenosis, antibiosis and tolerance1. Antixenosis is the degree to which the plant is avoided when the herbivore is able to select other plants2. Antibiosis is the degree to which the plant affects the fitness of the herbivore feeding on it1.Tolerance is the degree to which the plant can withstand or repair damage caused by the herbivore, without compromising the herbivore's growth and reproduction1. The durability of herbivore resistance in an agricultural setting depends to a great extent on the resistance mechanism favored during crop breeding efforts3.
We demonstrate a no-choice experiment designed to estimate the relative contributions of antibiosis and tolerance to spittlebug resistance in Brachiaria spp. Several species of African grasses of the genus Brachiaria are valuable forage and pasture plants in the Neotropics, but they can be severely challenged by several native species of spittlebugs (Hemiptera: Cercopidae)4.To assess their resistance to spittlebugs, plants are vegetatively-propagated by stem cuttings and allowed to grow for approximately one month, allowing the growth of superficial roots on which spittlebugs can feed. At that point, each test plant is individually challenged with six spittlebug eggs near hatching. Infestations are allowed to progress for one month before evaluating plant damage and insect survival. Scoring plant damage provides an estimate of tolerance while scoring insect survival provides an estimate of antibiosis. This protocol has facilitated our plant breeding objective to enhance spittlebug resistance in commercial brachiariagrases5.

Characterizing Herbivore Resistance Mechanisms: Spittlebugs on Brachiaria spp. as an Example

This video explains mechanisms of host plant resistance to herbivory and demonstrates a no-choice test that estimates the relative contributions of antibiosis and tolerance to spittlebug resistance in Brachiaria spp.

Charakterisierung Herbivore Resistenzmechanismen: Spittlebugs auf Brachiaria Spp. als Beispiel

Plants can resist herbivore damage through three broad mechanisms: antixenosis, antibiosis and tolerance1. Antixenosis is the degree to which the plant is ...

A PCR-based Genotyping Method to Distinguish Between Wild-type and Ornamental Varieties of Imperata cylindrica

Wild-type I. cylindrica (cogongrass) is one of the top ten worst invasive plants in the world, negatively impacting agricultural and natural resources in 73 different countries throughout Africa, Asia, Europe, New Zealand, Oceania and the Americas1-2. Cogongrass forms rapidly-spreading, monodominant stands that displace a large variety of native plant species and in turn threaten the native animals that depend on the displaced native plant species for forage and shelter. To add to the problem, an ornamental variety [I. cylindrica var. koenigii (Retzius)] is widely marketed under the names of Imperata cylindrica 'Rubra', Red Baron, and Japanese blood grass (JBG). This variety is putatively sterile and noninvasive and is considered a desirable ornamental for its red-colored leaves. However, under the correct conditions, JBG can produce viable seed (Carol Holko, 2009 personal communication) and can revert to a green invasive form that is often indistinguishable from cogongrass as it takes on the distinguishing characteristics of the wild-type invasive variety4 (Figure 1). This makes identification using morphology a difficult task even for well-trained plant taxonomists. Reversion of JBG to an aggressive green phenotype is also not a rare occurrence. Using sequence comparisons of coding and variable regions in both nuclear and chloroplast DNA, we have confirmed that JBG has reverted to the green invasive within the states of Maryland, South Carolina, and Missouri. JBG has been sold and planted in just about every state in the continental U.S. where there is not an active cogongrass infestation. The extent of the revert problem in not well understood because reverted plants are undocumented and often destroyed.
Application of this molecular protocol provides a method to identify JBG reverts and can help keep these varieties from co-occurring and possibly hybridizing. Cogongrass is an obligate outcrosser and, when crossed with a different genotype, can produce viable wind-dispersed seeds that spread cogongrass over wide distances5-7. JBG has a slightly different genotype than cogongrass and may be able to form viable hybrids with cogongrass. To add to the problem, JBG is more cold and shade tolerant than cogongrass8-10, and gene flow between these two varieties is likely to generate hybrids that are more aggressive, shade tolerant, and cold hardy than wild-type cogongrass. While wild-type cogongrass currently infests over 490 million hectares worldwide, in the Southeast U.S. it infests over 500,000 hectares and is capable of occupying most of the U.S. as it rapidly spreads northward due to its broad niche and geographic potential3,7,11. The potential of a genetic crossing is a serious concern for the USDA-APHIS Federal Noxious Week Program. Currently, the USDA-APHIS prohibits JBG in states where there are major cogongrass infestations (e.g., Florida, Alabama, Mississippi). However, preventing the two varieties from combining can prove more difficult as cogongrass and JBG expand their distributions. Furthermore, the distribution of the JBG revert is currently unknown and without the ability to identify these varieties through morphology, some cogongrass infestations may be the result of JBG reverts. Unfortunately, current molecular methods of identification typically rely on AFLP (Amplified Fragment Length Polymorphisms) and DNA sequencing, both of which are time consuming and costly. Here, we present the first cost-effective and reliable PCR-based molecular genotyping method to accurately distinguish between cogongrass and JBG revert.

A PCR-based Genotyping Method to Distinguish Between Wild-type and Ornamental Varieties of Imperata cylindrica

We provide a cost-effective and rapid molecular genotyping protocol that employs variety-specific PCR primers that target DNA sequence differences within the chloroplast trnL-F spacer region to differentiate between varieties of Imperata cylindrica (cogongrass) that cannot be distinguished by morphology alone. These varieties include the federally listed noxious weed, cogongrass and closely-related, wide-spread ornamental variety, I. cylindrica var. koenigii (Japanese blood grass).

Ein PCR-basierte Genotypisierung Methode, zwischen Wildtyp-und Ziersorten Unterscheiden von Imperata cylindrica</em

Wild-type I. cylindrica (cogongrass) is one of the top ten worst invasive plants in the world, negatively impacting agricultural and natural resources in ...

Repeatable Stair-step Assay to Access the Allelopathic Potential of Weedy Rice (Oryza sativa ssp.)

Weed competition contributes significantly to yield losses in cropping systems worldwide. The evolution of resistance in many weed species to continuously applied herbicides has presented the need for additional management methods. Allelopathy is a physiological process that some plant species possess that provide the plant with an advantage over its neighbors. Allelopathic crop varieties would be equipped with the ability to suppress the growth of surrounding competitors, thus reducing potential yield loss due to weed interference. This paper focuses on the construction and operation of a stair-step assay used for the screening of the allelopathic potential of a donor species (Oryza sativa) against a receiver weed species (Echinochloa crus-galli) in a greenhouse setting. The structure described in this paper serves as a stand for the plant samples and incorporates a timed watering system for the accumulation and distribution of allelochemicals. Allelochemicals produced by the plant roots are allowed to flow downward through a series of four pots separately into a collection tank and recycled back to the top plant through electric pumps. This method of screening provides an avenue for the allelochemicals from the donor plant to reach receiver plants without any resource competition, thus allowing quantitative measurement of the allelopathic potential of the selected donor plant. The allelopathic potential is measurable through the height reduction of the receiver plants. Preliminary screening data for the effectiveness of this method demonstrated height reduction in the receiver species, barnyardgrass (E. crus-galli), and thus the presence of allelopathic residues from the donor plant, weedy rice (Oryza sativa).

Repeatable Stair-step Assay to Access the Allelopathic Potential of Weedy Rice Oryza sativa ssp.

Allelopathy has shown promise as a useful supplemental weed control strategy in cropping systems. To determine the allelopathic potential of a desired plant specimen, a stair-step screening method is provided.

Wiederholbarer Treppenschritt-Assay zum Zugriff auf das allelopathische Potenzial von Weedy Rice (Oryza sativa ssp.)

Weed competition contributes significantly to yield losses in cropping systems worldwide. The evolution of resistance in many weed species to continuously ...

Protokolle für Robust Herbizidresistenz Testing in verschiedene Unkrautarten

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Genetische Manipulation der Pflanze Pathogen