Name: use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration in a mouse model of critical illness
Uploaded: 2017-05-02T14:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 17 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness at JoVE.com

GVdB, via the University of Leuven (KU Leuven), receives long-term structural research support from the Methusalem Program funded by the Flemish Government (METH08/07) and holds a European Research Council Advanced Grant AdvG-2012-321670 from the Ideas Program of the European Union seventh framework program. SET received a Research Foundation-Flanders (FWO) Research Assistant Fellowship.

وتمت الموافقة على البروتوكول من قبل جامعة لوفين مجلس المراجعة الأخلاقية للبحوث الحيوان. 1. إعداد خط وريدي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد غيض من القسطرة الوريدية عن طريق غمر بسرعة الجزء الأوسط من 60 سم microrenathane (MRE) أنابيب في الساخن وزيت السمسم (&gt; 220 درجة مئوية). تمتد بعد ذلك في الجزء الأوسط من أنبوب لإنتاج القطر الضيق (القطر الخارجي (OD) &lt;0.5 مم) عن طريق تحريك بلطف نهايات الأنابيب بعيدا عن بعضها البعض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام شفرة مشرط لقطع الأنابيب إلى قسمين من 30 سم لكل منهما (انظر الشكل 1، الجدول 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قم بتوصيل أنابيب البولي ايثيلين MRE لأنابيب PE10 باستخدام موصل البولي ايثيلين PE50 وتوصيل هذا الأنبوب PE10 إلى الجزء السفلي من قطب. ربط الجزء العلوي من قطب إلى PE10 أنابيب، وربط هذا إلى كعب إبرة لور مع PE50 موصل الأنابيب حسب الشكل 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق قوي سريع تشغيل إشاراتنانوغرام الغراء اللاصق على كافة اتصالات واختبار القسطرة لتسرب عن طريق تنظيف بالهواء. الغاز تعقيم القسطرة قبل استخدامها. </li></ol><img alt="شكل 1" src="/files/ftp_upload/55553/55553fig1.jpg" /> الشكل 1: بناء خط وريدي. وتقوم تمتد أنابيب MRE إلى القطر الصغير وتوصيله عبر أنابيب البولي ايثيلين لجهاز القوارض قطب إعداد خطوط الوريدية. انظر الجدول رقم 1 للحصول على تعليمات لأطوال أجزاء مختلفة. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55553/55553fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> عنوان تفسيري </td><td> الطول </td><td> الصوت </td></tr><tr><td> 1) لور كعب إبرة 22G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 2) PE50 - البولي إثيلين 0.023 &quot;س 0.038&quot; </td><td> 5 سم </td><td> 13 ميكرولتر </td></tr><tr><td> 3) PE10 - البولي إثيلين 0.011 &quot;س 0.024&quot; </td><td> 50 سم </td><td> 30 ميكرولتر </td></tr><tr><td> 4) القوارض دوار 20 G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5) PE-10 </td><td> 15 سم </td><td> 9 ميكرولتر </td></tr><tr><td> 6) PE-50 (موصل) </td><td> 5 سم </td><td> 13 ميكرولتر </td></tr><tr><td> 7) امتدت MRE025 نصيحة microrenathane 0.025 &quot;س 0.012&quot; </td><td> 30 سم </td><td> 27 ميكرولتر </td></tr><tr><td> المجموع الكلي </td><td> 105 سم </td><td> 92 ميكرولتر </td></tr></tbody></table> الجدول 1: بناء خط وريدي. يوفر هذا الجدول أسطورة عن الشكل 1. 2. التخدير ومعالجة ما قبل الجراحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام 24 أسبوع من العمر من الذكور C57BL / 6J الفئران (27 - 32 غرام). ملاحظة: نحن نستخدم الفئران 24 أسابيع من العمر (الناضج)، وهذا العصر يتوافق بشكل أفضل مع متوسط ​​عمر مرضى العناية المركزة. نحن فقط استخدام الفئران الذكور لتجنب تأثير دورية لهرمون الاستروجين. ويمكن أيضا أن تقنية يمكن استخدامها على الحيوانات الأصغر سنا (اختبار في 16 أسبوعا الفئران من العمر) والإناث، إذا كان يفضل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعقيم جميع الأدوات الجراحية قبل الاستخدام. تدفق العقيمة الصنع القسطرة الوريدية مع المياه المالحة لإزالة أي فقاعات الهواء ولاختبار المباح والتسريبات المحتملة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع الأسلاك المعدنية (0.8 مم) 80 سم طول، مضاعفة من قبل للطي وجعل حلقة. يؤدي 3 اللؤلؤ عبر السلك الضعف لتصل إلى الحلقة. إرفاق القسطرة إلى سلك معدني من خلال توجيه غيض من القسطرة من خلال 3 اللؤلؤ. ملاحظة: سلك الربط المعدنية ضروري لدوران قطب الذي يتصل القسطرة. على هذا النحو، يمكن الماوس التحرك بحرية، ودون اعاقة خط وريدي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير م[أوس] عن طريق الحقن داخل الصفاق (IP) من خليط من 0.03 مل الكيتامين (100 ملغ / كلغ) و 0.02 مل زيلازين (13 ملغ / كلغ). تأكد من أن التخدير كافية عن طريق التحقق من عدم وجود ردود الفعل. سحب بلطف اللسان الماوس خارج مع ملقط لتجنب الاختناق عن طريق ابتلاع اللسان. ملاحظة: إذا كان بعد 10 دقيقة، والفأر لا يزال يحاول سحب أطرافه تعطي الكيتامين إضافية باعتباره 0.01 مل بولوس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حلق المنطقة الجراحية بما في ذلك البطن، الجانب البطني من الرقبة (مثلث بين الذقن، والقص والترقوة)، وبين عظام الكتف في قاعدة الرأس). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس في موقف المعرضة على وسادة التدفئة قبل تحسنت، وتطهير الجلد مع الايثانول 70٪ وتطبيق كمية صغيرة من الشحم العيون لحماية العينين من الجفاف. اختراق مواقع الجراحية (البطن، والرقبة من الأمام والخلف) مع 0.2 مل ropivacaine (0.67 ملجم / كجم). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في حين أن الماوس لا يزال في موقف المعرضة، وجعل شق صغير في قاعدة الجانب الظهري<html> من الرأس مع مشرط أو مقص. كشف عضلات عنق الرحم الخلفي، وربط العضلات لحلقة من السلك مرفق مع 3.0 النايلون التي تقود موضوع 3.0 من النايلون تحت العضلات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس على الجانب الأيمن. إجراء شق صغير العمودي في جلد الرقبة بطني مع مشرط أو مقص. تحت التوجيه البصري، نفق إبرة تحت الجلد عيار 18 خلال هذا الشق البطني نحو شق على ظهر بها سابقا والخيط القسطرة من خلال إبرة في الداخل للظاهر في الجهة البطنية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس على ظهرها. تمرير موضوع 3.0 النايلون وراء أعلى القواطع من الفأرة والشريط وصولا الى لوحة التدفئة. تأمين الرأس في قناع الوجه لتقديم الأكسجين (2 لتر / دقيقة). إصلاح الماوس في وضع الضغوط عن طريق تسجيل أسفل الذيل والأطراف الأمامية اثنين. ملاحظة: إذا كان التخدير الكيتامين زيلازين وحدها ليست كافية، الأيزوفلورين استنشاقه (0،5-1،5٪) يمكن تسليمها أثناء الجراحة. </li></ol>الطبقة = &quot;jove_title&quot;&gt; 3. التنسيب لسكنى القسطرة المزمنة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس تحت المجهر تشريح. في شق سابقا في الرقبة بطني، ندف بلطف الأنسجة الدهنية والغدد بعيدا مع ملقط حتى يمكن تصور حبل الوريد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشريح بصراحة لتحرير حبل الوريد من النسيج الضام تحت الجلد وفوق وحول السفينة عن طريق وضع غيض من ملقط بين الوريد والنسيج الضام، وفتح ملقط مرارا بالتوازي مع الوريد. على هذا النحو، سيتم تجنب الأضرار التي لحقت الوريد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عزل حبل الوريد عن طريق وضع ملقط حادة تحت الوريد. تغذية ثلاث قطع من الخيط الحرير 3.0 تحت الوريد، موقف واحد قطعة الأقرب إلى التشعب من حبل الوريد (ضمد الجمجمة)، وقطعة واحدة على مقربة من عضلة القصية الترقوية الخشائية (الذيلية ضمد). تشديد ضمد الجمجمة وربطة الذيلية لتمتد الوريد ومنع النزيف أثناء وضع القسطرة. تيأي ربطة فضفاض مع موضوع الأوسط لضمان تأمين سهولة القسطرة في وقت لاحق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام المقص الصغير، وجعل شق على طول الوريد بين الحروف المركبة في الجمجمة والذيلية وكبيرة بما يكفي لتمرير القسطرة. انتزاع القسطرة مع ملقط، وإدراج القسطرة 11 مم في الوريد. تأمين فضفاضة القسطرة عن طريق ربط قبالة ضمد المتوسطة وتأكيد موضع الصحيح عن طريق تنظيف بلطف مع ملحي معقم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأمين القسطرة عن طريق ربط بحزم قبالة ضمد المتوسطة والذيلية حول السفينة والقسطرة. التعادل ينتهي من ربطة الذيلية والمتوسطة معا لتأمين بحزم القسطرة. تأكد من أن عقدة لا تسد الوريد، عن طريق تنظيف القسطرة بعد أن تقدمت كل عقدة. وأخيرا، ربط الذيلية والأربطة في الجمجمة. إغلاق شق مع خيوط الحرير 5.0. </li></ol> 4. الأعور من ربط والبزل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل 1 سم شق خط الوسط من خلال الجلد في النصف السفلي من البطن مع مشرط أو مقص.يجب الحرص على عدم اختراق في التجويف البريتوني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد الخط الأبيض من عضلات البطن وإجراء شق بين العضلات للدخول في التجويف البريتوني. تحديد الأعور، واستخدام ملقط التشريحية حادة لعزل الأعور والداخل للظاهر عليه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Ligate الأعور في 50٪ من طوله مع خيوط الحرير 3.0. تأكد من عدم ligate في صمام اللفائفية بحيث يتم الحفاظ استمرارية المعوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خرم الأعور مع إبرة قياس 18 بواسطة واحد من خلال ومن خلال ثقب في منتصف الطريق بين ربط وغيض من الأعور. بعد إزالة الإبرة، وقذف كمية صغيرة من البراز من فتحة لضمان المباح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعادة الأمعاء في تجويف البطن، وإغلاق الصفاق والجلد مع خيوط الحرير 5.0. ملاحظة: في المتوسط، وهو متدرب جديد يتطلب 10-15 الحيوانات لتكون قادرة على وضع بسلاسة القسطرة الوريدية وتنفيذ CLP خلال 45 دقيقة. بعد فترة التدريب، والتخدير / جراحة RELAويمكن توقع وفيات تيد من 10٪. </li></ol> العلاج 5. ما بعد الجراحة والإنعاش السائل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس في موقف ضعيف وتأمين القسطرة إلى سلك مرفق مع الشريط. تحريك الماوس إلى قفص فردي. استخدام موقفا مع المشبك قابل للتعديل لوضع الجهاز قطب 25 سم فوق الماوس والشريط بحزم الجزء الحر من السلك الربط المعدنية لدرجة الدورية للقطب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نعلق حقنة تحتوي على خليط من المواد الغروية متوازنة وبلورانيات (1: 4) إلى خط وريدي لبدء الإنعاش السوائل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع القفص في درجة الحرارة للرقابة (27 ° C) مجلس الوزراء حيوان مع ضوء 12 ساعة ودورات الظلام وبدء الإنعاش السوائل عن طريق الوريد (10 مل / كغم / ساعة) عبر دقيقة يحركها حقنة مضخة التسريب. توفير تخصيب قفص مثل المواد التعشيش وكتلة خشبية. </li></ol> 6. العناية المركزة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في 6 ساعة بعد العملية، حقن تحت الجلد medicatio الألمن والمضادات الحيوية (0.3 مل البوبرينورفين (0.15 ملغ / كلغ) و 0.2 مل الإيميبينيمن (16.67mg / كغ)). ملاحظة: بعد حيوان مختبر ممارسة الطب القياسية، تعطى الجرعة الأولى من لمدس الألم قبل شق جراحي الأولي ثم حسب توجيهات السياسات البيطرية المؤسسة. يجب حقن حقنة تحت الجلد بعناية في الفضاء تحت الجلد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد 20 - 24 ساعة من إنعاش السوائل، واستبدال بلورانيات / الغرويات قبل مجموع التغذية الوريدية (6.67 مل / كغم / ساعة). ملاحظة: مجموع التغذية الوريدية تدار (5.8 كيلو كالوري / 24 ساعة) تغطي حوالي 40٪ من احتياجات اليومية من السعرات الحرارية من الفئران، على غرار السعرات الحرارية في وقت مبكر من المرضى في وحدة العناية المركزة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحت الجلد يدير المسكنات والمضادات الحيوية (0.6 مل البوبرينورفين (0.3 ملغ / كلغ) و 0.2 مل الإيميبينيمن (16.67 ملغم / كغم) كل 12 ساعة خلال الفترة كاملة من الأمراض الخطيرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق من الحيوانات على الأقل كل ساعة 3 خلال النهار. تقييم معاناة بإعطاء الألميسجل على أساس التحقق من صحة الماوس كشر نطاق 11. تكثيف المراقبة للحيوانات بنتيجة الألم عالية. </li></ol> 7. نهاية التجربة وينبغي السعي الموافقة والتوصيات على مستوى شدة النموذجية والمبادئ التوجيهية والسياسات بالنسبة لنهايات الإنسان من المجلس المحلي المؤسسي الأخلاقي مراجعة للبحوث الحيوان: ملاحظة. ملاحظة: في حالة وجود خط وريدي لا يعمل مثل القسطرة المحظورة، تمركز القسطرة، ومشاكل في ضخ حقنة، يتم استبعاد الحيوان من الدراسة والموت الرحيم. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في نهاية الفترة التجريبية، تخدير عميق الماوس باستخدام مزيج من 0.03 مل الكيتامين (100 ملغ / كلغ) و 0.02 مل (13 ملغ / كلغ) زيلازين. الموت ببطء الماوس عن طريق سحب الدم عن طريق ثقب في القلب. متجر المفاجئة عينات الأنسجة المجمدة من الفائدة عند -80 درجة مئوية. </li></ol>

<ol>
	<li>Angus, D. C., van der Poll, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Severe+sepsis+and+septic+shock.">Severe sepsis and septic shock.</a> N Engl J Med. 369 (9), 840-851 (2013).</li><li>Singer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Third+International+Consensus+Definitions+for+Sepsis+and+Septic+Shock+(Sepsis-3).">The Third International Consensus Definitions for Sepsis and Septic Shock (Sepsis-3).</a> JAMA. 315 (8), 801-810 (2016).</li><li>Remick, D. G., Newcomb, D. E., Bolgos, G. L., Call, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+the+mortality+and+inflammatory+response+of+two+models+of+sepsis:+lipopolysaccharide+vs.+cecal+ligation+and+puncture.">Comparison of the mortality and inflammatory response of two models of sepsis: lipopolysaccharide vs. cecal ligation and puncture.</a> Shock. 13 (2), 110-116 (2000).</li><li>Copeland, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+inflammatory+response+to+endotoxin+in+mice+and+humans.">Acute inflammatory response to endotoxin in mice and humans.</a> Clin Diagn Lab Immunol. 12 (1), 60-67 (2005).</li><li>Seok, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomic+responses+in+mouse+models+poorly+mimic+human+inflammatory+diseases.">Genomic responses in mouse models poorly mimic human inflammatory diseases.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (9), 3507-3512 (2013).</li><li>Rittirsch, D., Huber-Lang, M. S., Flierl, M. A., Ward, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunodesign+of+experimental+sepsis+by+cecal+ligation+and+puncture.">Immunodesign of experimental sepsis by cecal ligation and puncture.</a> Nat Protoc. 4 (1), 31-36 (2009).</li><li>Zolfaghari, P. S., Pinto, B. B., Dyson, A., Singer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+metabolic+phenotype+of+rodent+sepsis:+cause+for+concern.">The metabolic phenotype of rodent sepsis: cause for concern.</a> Intensive Care Med Exp. 1 (1), 25 (2013).</li><li>Radermacher, P., Haouzi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+is+not+a+rat+is+not+a+man:+species-specific+metabolic+responses+to+sepsis+-+a+nail+in+the+coffin+of+murine+models+for+critical+care+research.">A mouse is not a rat is not a man: species-specific metabolic responses to sepsis - a nail in the coffin of murine models for critical care research.</a> Intensive Care Med Exp. 1 (1), 26 (2013).</li><li>Dyson, A., Singer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+sepsis:+why+does+preclinical+efficacy+fail+to+translate+to+the+clinical+setting.">Animal models of sepsis: why does preclinical efficacy fail to translate to the clinical setting.</a> Crit Care Med. 37 (1 Suppl), S30-S37 (2009).</li><li>Osuchowski, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abandon+the+mouse+research+ship?+Not+just+yet.">Abandon the mouse research ship? Not just yet.</a> Shock. 41 (6), 463-475 (2014).</li><li>Langford DJ1, B. A., Chanda, M. L., Clarke, S. E., Drummond, T. E., Echols, S., Glick, S., Ingrao, J., Klassen-Ross, T., Lacroix-Fralish, M. L., Matsumiya, L., Sorge, R. E., Sotocinal, S. G., Tabaka, J. M., Wong, D., van den Maagdenberg, A. M., Ferrari, M. D., Craig, K. D., Mogil, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+facial+expressions+of+pain+in+the+laboratory+mouse.">Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse.</a> Nat Methods. 7, (2010).</li><li>Hollenberg, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+hyperdynamic+murine+model+of+resuscitated+sepsis+using+echocardiography.">Characterization of a hyperdynamic murine model of resuscitated sepsis using echocardiography.</a> Am J Respir Crit Care Med. 164 (5), 891-895 (2001).</li><li>Heuer, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cecal+ligation+and+puncture+with+total+parenteral+nutrition:+a+clinically+relevant+model+of+the+metabolic,+hormonal,+and+inflammatory+dysfunction+associated+with+critical+illness.">Cecal ligation and puncture with total parenteral nutrition: a clinically relevant model of the metabolic, hormonal, and inflammatory dysfunction associated with critical illness.</a> J Surg Res. 121 (2), 178-186 (2004).</li><li>Conti, M., Merlani, P., Ricou, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prognosis+and+quality+of+life+of+elderly+patients+after+intensive+care.">Prognosis and quality of life of elderly patients after intensive care.</a> Swiss Med Wkly. 142, (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

وضعنا أكثر أهمية سريريا نموذج الفأر من الأمراض الخطيرة، من خلال الجمع بين ربط وثقب الأعور طريقة للحث على الإنتان مع استخدام خط وريدي مركزي للسوائل، والمخدرات، وإدارة المواد الغذائية. هذا الإعداد التجريبية غير قابلة للتكرار، ويسمح لدراسة مرحلة طويلة من الأمراض الخطيرة والنتائج في معدل وفيات مستقر، ومحاكاة بهذا الوضع السريري الإنسان 1. وقد تم الاعتراف ربط الأعور وثقب على نطاق واسع على أنها نموذج حيواني من الأمراض الخطيرة الحاد الذي يستنسخ الملامح الرئيسية للتسمم 6 و 7. ومع ذلك، هذا النموذج من الأمراض الخطيرة الحاد لا يسمح دراسة الفشل غير حل العديد من الأعضاء، تلف العضلات، والغدد الصماء والتمثيل الغذائي التغييرات، التي تمثل نموذجا لمرحلة طويلة من الأمراض الخطيرة. وعلاوة على ذلك، غالبا ما تفشل النتائج قبل السريرية مع هذا النموذج إلى translatه إلى الإنسان السريري تحديد 8 و 9 و 10. لذلك، وضعنا نموذجا حيث وضع خط وريدي مركزي يسمح للمحقق لإدارة الإنعاش السائل واسعة، والمخدرات، ومجموع التغذية الوريدية. هذه الإجراءات الداعمة ذات الأهمية الحيوية للمرضى ذوي الحالات الحرجة من أجل البقاء على قيد الحياة في المرحلة الحادة من المرض الحرجة. وعلى الرغم من وضع هذا الخط الوريدي المركزي، والحيوانات لا تزال قادرة على التحرك بحرية مع الانزعاج طفيفة نسبيا. صحيفة علاج الألم يساعد على تخفيف المعاناة، وفقا لتقييم حجم الماوس كشر الألم 11. يتضمن هذا النموذج أيضا الجوانب الأساسية الأخرى من الرعاية الداعمة لمرضى مصابين بأمراض خطيرة، مثل العلاج بالمضادات الحيوية ومسكنات للألم. هذا نموذج لديها العديد من القيود. أولا، إجراء العمليات الجراحية واسعة هو تطلبا ويتطلب التدريب الكافي. أبداورغما، مع التدريب الكافي، في المتوسط ​​10٪ من الحيوانات تعمل يموت أثناء أو مباشرة بعد الجراحة. وعلاوة على ذلك، والقسطرة التي لم يتم وضعها بشكل جيد، يمكن أن يؤدي إلى تسرب السوائل أو إنعاش التغذية الوريدية في الصدر من الحيوان. في المتوسط، 15٪ من الحيوانات على قيد الحياة يجب أن يتم استبعاد أثناء الدراسة بسبب هذه المشاكل المتعلقة القسطرة. وهكذا، عندما يحسب احد على العدد المطلوب من الحيوانات لتجربة، على المرء أن يأخذ في الاعتبار وجود فائض 25٪ يرجع إلى عملية جراحية والخسائر المرتبطة القسطرة. ثانيا، مع نقطة وصول الوريدية واحد فقط، والمضادات الحيوية ومسكنات للألم لا تزال بحاجة الى أن تدار تحت الجلد مرتين يوميا. في الواقع، والتوافق من التغذية الوريدية مع المضادات الحيوية والأدوية ألم الدواء لا يمكن ضمان، وبالتالي ينبغي تجنب شارك في الحقن في الوريد. فلاشينغ خط تليها حقن البلعة هو أيضا من الناحية الفنية لا يمكن بسبب حجم الدم محدود من الفئران. الثالث، والتخدير والجراحة اللازمة رس وضع القسطرة سوف لحث على الاستجابة للضغط النفسي الشديد في حد ذاته. نحن نستخدم الحيوانات السليمة من دون جراحة والضوابط، والنظر في عملية جراحية تتعلق القسطرة كجزء من الأمراض الخطيرة، مقارنة مع ما يضطر المرضى ICU الجراحية الإنسان على التحمل. رابعا، في حين أن مسكنات للألم ما بعد الجراحة والمضادات الحيوية واستخدام خط وريدي مركزي للسماح إدارة التغذية الوريدية يزيد من أهمية سريرية من طراز CLP الفئران، نموذجنا لا يزال لا تحاكي تماما الوضع البشري السريري. في الواقع، نظرا لحجم الحيوانات الصغيرة هو تحدي لإدخال العديد من التقنيات الداعمة المتقدمة، مثل العلاج ببدائل الكلوي. ومع ذلك، فإن استخدام هذا النموذج يسمح التدخل الجيني، حيوية في كشف التسبب في الأمراض الخطيرة. وقد تبين أن الوفيات وشدة الإجراء CLP يمكن التلاعب بها، إذا اقتضت الضرورة، من قبل جزء من الأعور الذي هو ligated، حسب حجم وعدد الأسطواناتالحبات من ثقوب، وإنعاش السوائل تحت الجلد والمضادات الحيوية اليومية 6 و 12. نختار بروتوكول الذي وفرنا إنعاش السوائل واسعة النطاق في 10 مل / كغ / ساعة لساعة 20 الأولى، كما ثبت سابقا أن هذا يحسن الوفيات 13. وينبغي أن تدمج لدينا التعديلات في بروتوكول إذا كان المطلوب نموذج من الأمراض الخطيرة لفترة طويلة بدلا من نموذج من الفتك. يستخدم هذا النموذج الفأر CLP منتصف الصف، وإنعاش السوائل الوريدية والعلاج بالمضادات الحيوية من أجل خلق نموذج أكثر أهمية سريريا من الأمراض الخطيرة، كما يظهر من المنحنيات في البقاء على قيد الحياة لفترة طويلة الذي يحاكي معدل البقاء على قيد الحياة من تعفن الدم البشري 1. السكان ICU المريض، وعامة السكان، والشيخوخة 14. من أجل تقليد الإعداد ICU البشري بصورة أوثق، يمكن للمرء استخدام الفئران ناضجة (6 أشهر)، كما استخدمت في هذه الدراسة، أودير لتعزيز أهمية سريرية من النموذج التجريبي. وفي الختام، وهذا نموذج الفأر يتطلب عملية جراحية واسعة والعناية المركزة اليومية للحيوانات، ولكنه يؤدي إلى نموذج من الأمراض الخطيرة، مما يسمح للمحقق لدراسة جوانب مرحلة طويلة من الأمراض الخطيرة.

الأمراض الخطيرة هو حالة المرض الذي يعوق وظيفة أجهزة الجسم واحد أو أكثر لدرجة أن المريض سوف يموت، ما لم يدار الدعم الطبي المكثف. في حين أن السبب الأولي للقبول في وحدة العناية المركزة (ICU) يمكن أن تختلف، بدءا من الصدمة، والجراحة معقدة، والحروق، وتفاقم المرض إلى تعفن الدم، وجميع المرضى ذوي الحالات الحرجة يعانون من تلف الخلايا، والناجمة عن نقص انسياب الدم، نقص الأكسجة والتهاب الزائدة وغيرها ، الأمر الذي يؤدي إلى فشل الجهاز. معظم المرضى البقاء على قيد الحياة إهانة الحادة، ولكن لجزء مهم من المرضى لا تسترد فورا وبحاجة إلى رعاية مكثفة لفترات طويلة. هم في خطر كبير للموت بسبب عدم حل الفشل العديد من أجهزة الجسم. وعلاوة على ذلك، هو مدموغ مرحلة طويلة من الأمراض الخطيرة التي ضعف عميق في العضلات والغدد الصماء والأيض التغيير، والتي تقوم حاليا فهم المرضية غير كامل. العديد صوتستخدم نماذج odent في إعداد البحوث الرعاية الحرجة. على نموذجين تستخدم في الغالب هي إدارة خارجية من lipopolysaccharide في (LPS) وربط الأعور وثقب (CLP). والمتقدمة على حد سواء نماذج لمحاكاة المرحلة الحادة من تعفن الدم، الذي يعرف بأنه ضعف الجهاز تهدد الحياة الناجمة عن استجابة المضيف dysregulated للإصابة، واحدة من الأسباب الرئيسية للقبول في وحدة العناية المركزة في جميع أنحاء العالم 1، 2. نموذج LPS له مساوئ عديدة كما أنها لا تؤثر إلا بشكل عابر الإفراج عن السيتوكينات وحالة الدورة الدموية للحيوان 3. على عكس البشر والقوارض هي أيضا مقاومة خاصة إلى الذيفان الداخلي واستخدام &quot;الجرعات العالية&quot; من الذيفان الداخلي ضروري لإنتاج انخفاض ضغط الدم ومعدل الوفيات، وبموجب هذا مما يزيد المخاوف من صحة هذه الطريقة 4 و 5. نموذج آخر، ربط الأعور ونموذج ثقب (CLP)يتميز ربط لجزء من الأعور تليها ثقب الإبرة من خلال وعبر. يؤدي هذا الإجراء إصابة في البطن متعدد المكروبات مع تلف الأنسجة، تليها النبات من البكتيريا في حجرة الدم. وهذا يؤدي الى الاستجابة الالتهابية الجهازية وتطوير تعفن الدم. وقد تم الاعتراف طراز CLP على نطاق واسع على أنها نموذج حيواني من الأمراض الخطيرة الحاد الذي يستنسخ الملامح الرئيسية للتعفن الدم: hyperinflammation، توسع الأوعية، انخفاض ضغط الدم وزيادة النتاج القلبي 6 و 7. ومع ذلك، وهذا النموذج لا يسمح دراسة الفشل غير حل العديد من الأعضاء، تلف العضلات، والغدد الصماء والتمثيل الغذائي التغييرات، التي تمثل نموذجا لمرحلة طويلة من الأمراض الخطيرة. وعلاوة على ذلك، في الآونة الأخيرة قد شكك في صحة نماذج الماوس لمرض خطير، لأن النتائج من نماذج الماوس لا يمكن دائما أن تترجم إلى وضع الإنسان 8و 9 و 10. قد يكون هناك تفسير الممكن أن الرعاية الداعمة التي يتم توفيرها لانتقادية سوء المرضى من البشر تختلف جوهريا عن الرعاية التي يتم توفيرها على الفئران صحية حرجة. لذلك، لتشبه الإعداد البشري بشكل وثيق وللسماح بالتحقيق في مرحلة طويلة من الأمراض الخطيرة، قمنا بتطوير نموذج الفأر الذي يحاكي العناية المركزة الحادة على النحو الوارد للإنسان، مثل حقن المحاليل الوريدية واسعة والعلاج بالمضادات الحيوية، والتي تسمح لل لإدارة الرعاية الداعمة من أجل البقاء على قيد الحياة في مرحلة طويلة من الأمراض الخطيرة، مثل الدعم الغذائي. لهذا الغرض، ونحن تكييف نموذج الفأر من تعفن الدم الناجم عن CLP، كونها المعيار الذهبي للتعفن الدم، ووضع خط وريدي مركزي والتي تمكن الإدارة من السوائل والتغذية والأدوية.

<table><tbody><tr><td>Buprenorphine</td><td>Ecuphar</td><td></td><td>Vetergesic 0.3 mg/mL</td></tr><tr><td>C57BL/6&amp;nbsp;</td><td>Janvier labs</td><td>C57BL/6JRj</td><td></td></tr><tr><td>colloids</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td>Volulyte 6%</td></tr><tr><td>crystalloids</td><td>Baxter</td><td></td><td>Plasmalyte a viaflo</td></tr><tr><td>Ethilon 3.0</td><td>Ethicon</td><td>F3211</td><td></td></tr><tr><td>Imipenem</td><td>MSD</td><td></td><td>Tienam 500&amp;nbsp;mg powder for injection fluid</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Eurovet</td><td></td><td>Iso-vet</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Eurovet</td><td></td><td>Nimatek 100 mg/mL</td></tr><tr><td>LocTite Super glue3 all plastics&amp;nbsp;</td><td>Rectavit</td><td>119818</td><td></td></tr><tr><td>Mersilk 3.0</td><td>Ethicon</td><td>L192</td><td></td></tr><tr><td>Mersilk 5.0</td><td>Ethicon</td><td>F682</td><td></td></tr><tr><td>Microrenathane .025&quot; O.D. x .012&quot; I.D.</td><td>Bioseb</td><td>MRE-025</td><td></td></tr><tr><td>olimel N7E</td><td>Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PE10 - Polyethylene .011&quot; x .024&quot;&amp;nbsp;</td><td>Instech Solomon</td><td>BTPE-10</td><td></td></tr><tr><td>PE-50 tubing .023&quot; x.038&quot;</td><td>Instech Solomon</td><td>BTPE-50</td><td></td></tr><tr><td>Rodent Swivel 20 G</td><td>Bioseb</td><td>RS-20G&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Ropivaca&amp;iuml;ne</td><td>Astrazenica</td><td></td><td>Naropin 2&amp;nbsp;mg/mL</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>VMD</td><td></td><td>Xylazine hydrochloride 2%</td></tr></tbody></table>

use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration in a mouse model of critical illness

يصف هذا البروتوكول نموذج الفأر مقسطر مركزيا من الأمراض الخطيرة لفترة طويلة. نحن تجمع بين ربط الأعور وطريقة ثقب للحث على الإنتان مع استخدام خط وريدي مركزي للسوائل، والمخدرات، وإدارة المواد الغذائية لتقليد إعداد سريرية البشري. المرضى المصابين بأمراض خطيرة تتطلب الدعم الطبي المكثف من أجل البقاء على قيد الحياة. في حين أن الغالبية العظمى من المرضى سوف يتعافى في غضون أيام قليلة، على بعد حوالى ربع المرضى الذين يحتاجون إلى العناية المركزة لفترة طويلة وهم عرضة للوفاة من غير حل الفشل العديد من أجهزة الجسم. وعلاوة على ذلك، هو مدموغ مرحلة طويلة من الأمراض الخطيرة التي ضعف عميق في العضلات، والغدد الصماء والتمثيل الغذائي التغييرات، التي تقوم حاليا فهم المرضية غير كامل. نموذج حيواني الأكثر استخداما على نطاق واسع في الأبحاث الرعاية الحرجة هو الأعور ربط وثقب نموذج للحث على الإنتان. هذا هو نموذج يمكن استنساخه جدا، مع التغيرات الالتهابية والدورة الدموية الحادة مشابهة لسبتمبر البشريجهاز الأمن والمخابرات، الذي يهدف إلى دراسة المرحلة الحادة من المرض الحرجة. ومع ذلك، هو مدموغ هذا النموذج من قبل الفتك عالية، والذي يختلف عن الوضع البشري السريري، وليس وضعت لدراسة مرحلة طويلة من الأمراض الخطيرة. ولذلك، فإننا تكييف تقنية عن طريق وضع القسطرة الوريدية المركزية في حبل الوريد مما يسمح لنا لإدارة الرعاية الداعمة ذات الصلة سريريا، لمحاكاة الحالة السريرية البشري من الأمراض الخطيرة على نحو أفضل. يتطلب هذا نموذج الفأر إجراء العمليات الجراحية واسعة والعناية المركزة اليومية للحيوانات، ولكنه يؤدي إلى نموذج ذي الصلة من المرحلة الحادة وطويلة من الأمراض الخطيرة.

وقدمت C57BL / 6 الفئران بأمراض خطيرة كما هو موضح أعلاه. أجرينا تجربتين لتقييم البقاء على قيد الحياة بعد CLP حتى نقطتين الوقت: البقاء على قيد الحياة حتى اليوم 5 (ن = 15) والبقاء على قيد الحياة حتى اليوم 7 (ن = 22) بعد CLP. كانت منحنيات البقاء على قيد الحياة من تجارب اثنين لا تختلف كثيرا (مقارنة حتى يوم 5)، مما يدل على استنساخ الإعداد التجريبية. تم العثور على قيد الحياة غير الحيوانات الموت أو الموت الرحيم بسبب الوصول إلى النهاية الإنسان. ربط 50٪ من الأعور في تركيبة مع المضادات الحيوية، وإنعاش السوائل والتغذية الوريدية عن طريق القسطرة الوريدية في الوداجي الوريد، كما وصفها، أسفر عن وفيات 13٪ بعد 1 يوم من الأمراض الخطيرة، 24٪ وفيات بعد 3 أيام من الأمراض الخطيرة، 27-31 فيات٪ بعد 5 أيام من الأمراض الخطيرة و 36٪ بعد 7 أيام من الأمراض الخطيرة. والتي تغذيها زوج الفئران السليمة، والتي كانت من السعرات الحرارية تقتصر على تناول المواد الغذائية من خطيرةالفئران سوء، لم تظهر أي وفيات. <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/55553/55553fig2.jpg" /> الشكل 2: منحنيات البقاء على قيد الحياة بعد 5 أو 7 أيام من الأمراض الخطيرة. لم يكن هناك أي وفيات في مجموعة من الحيوانات السليمة (A، B، خط متقطع - الحيوانات السليمة بدون جراحة). بعد خمسة أيام من الجراحة (A)، وكان معدل وفيات 27٪ (خط الصلبة). بعد سبعة أيام تحريض تعفن الدم (B)، كان معدل وفيات 36٪. استبعدت الفئران مع تسريب أو القسطرة طردهم من التجربة (15٪). <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55553/55553fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness at JoVE.com

Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting.

استخدام خط وريدي المركزي للسوائل والمخدرات وإدارة المغذيات في نموذج الفأر من الأمراض الخطيرة

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce ...

use-central-venous-line-for-fluids-drugs-nutrient-administration

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

8.9K Views.  KU Leuven. This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting. 

Video: Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold standard" method for assessing insulin action in vivo. During an insulin clamp, hyperinsulinemia is achieved by a constant insulin infusion. Euglycemia is maintained via a concomitant glucose infusion at a variable rate. This variable glucose infusion rate (GIR) is determined by measuring blood glucose at brief intervals throughout the experiment and adjusting the GIR accordingly. The GIR is indicative of whole-body insulin action, as mice with enhanced insulin action require a greater GIR. The insulin clamp can incorporate administration of isotopic 2[14C]deoxyglucose to assess tissue-specific glucose uptake and [3-3H]glucose to assess the ability of insulin to suppress the rate of endogenous glucose appearance (endoRa), a marker of hepatic glucose production, and to stimulate the rate of whole-body glucose disappearance (Rd).
The miniaturization of the insulin clamp for use in genetic mouse models of metabolic disease has led to significant advances in diabetes research. Methods for performing insulin clamps vary between laboratories. It is important to note that the manner in which an insulin clamp is performed can significantly affect the results obtained. We have published a comprehensive assessment of different approaches to performing insulin clamps in conscious mice1 as well as an evaluation of the metabolic response of four commonly used inbred mouse strains using various clamp techniques2. Here we present a protocol for performing insulin clamps on conscious, unrestrained mice developed by the Vanderbilt Mouse Metabolic Phenotyping Center (MMPC; URL: www.mc.vanderbilt.edu/mmpc). This includes a description of the method for implanting catheters used during the insulin clamp. The protocol employed by the Vanderbilt MMPC utilizes a unique two-catheter system3. One catheter is inserted into the jugular vein for infusions. A second catheter is inserted into the carotid artery, which allows for blood sampling without the need to restrain or handle the mouse. This technique provides a significant advantage to the most common method for obtaining blood samples during insulin clamps which is to sample from the severed tip of the tail. Unlike this latter method, sampling from an arterial catheter is not stressful to the mouse1. We also describe methods for using isotopic tracer infusions to assess tissue-specific insulin action. We also provide guidelines for the appropriate presentation of results obtained from insulin clamps.

The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is the gold standard for assessing insulin action in vivo. A method for performing insulin clamps in mice is described. This includes a method for arterial catheterization that permits experiments to be performed in conscious, unrestrained mice with minimal stress.

Hyperinsulinemic - سوي سكر الدم في الفئران المشابك ، وإدراكا بلا حدود

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold ...

Methods for Intravenous Self Administration in a Mouse Model

Animal models have been developed to study the reinforcing effects of drugs, including the intravenous self-administration (IVSA) paradigm. The advantages of using an IVSA paradigm to study the reinforcing properties of drugs of abuse such as cocaine include the fact that the drug is self-administered instead of experimenter-administered, the schedule of reinforcement can be altered, and accurate measurement of the quantities of drug consumed as well as the timing and pattern of IV injections can be obtained. Furthermore, the intravenous route of administration avoids potential confounds related to first pass metabolism or taste, and produces rapid increases in blood and brain drug levels. As outlined in this video, intravenous self-administration can be obtained without prior food restriction or prior drug training following careful catheter placement during surgery and meticulous daily catheter flushing and maintenance. Experimental procedures outlined in this paper include a description of animal housing and acclimation methods, operant training using sweetened milk solutions, and catheter implantation surgery.

The intravenous self-administration (IVSA) paradigm is considered to be the gold standard in examining the reinforcing properties of drugs of abuse in rodents. This manuscript outlines the experimental procedures and surgical techniques necessary to obtain reliable IVSA data. In particular, meticulous catheter implantation and maintenance are highlighted.

أساليب الإدارة الذاتية في الوريد في نموذج الفأر

Animal models have been developed to study the reinforcing effects of drugs, including the intravenous self-administration (IVSA) paradigm. The advantages ...

Neuroscience

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. Intra-tracheal inoculation of a known amount of bacteria has been successfully used to reproduce the pathogenesis of pneumonia which then develops into sepsis. Monitoring hemodynamic parameters and providing standard clinical treatment including infusion of antibiotics, fluids and drugs to maintain blood pressure is critical to simulate routine supportive care in this model but to do so requires both arterial and venous vascular access. The video details the surgical technique for implanting carotid artery and common jugular vein catheters in an anesthetized rat. Following a 72 hr recovery period, the animals will be re-anesthetized and connected to a tether and swivel setup attached to the rodent housing which connects the implanted catheters to the hemodynamic monitoring system. This setup allows free movement of the rat during the study while continuously monitoring pressures, infusing fluids and drugs (antibiotics, vasopressors) and performing blood sampling.

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

القسطرة من الشريان السباتي والوريد الوداجي إلى تنفيذ تدابير الدورة الدموية، الحقن والدم أخذ العينات في وإدراكا نموذج الفأر

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. However, due to the small size of the mouse, technical details of the intraoperative monitoring procedure suitable for the mouse were rarely described. Previously we have reported a monitoring procedure to obtain hemodynamic parameters for rats. Now, we adapted the procedure to acquire systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice, a species ten-fold smaller than rats. This film demonstrates the instrumentation of the animals as well as the data acquisition process needed to assess systemic and hepatic hemodynamics in mice. Vital parameters, including body temperature, respiratory&#160;rate&#160;and heart&#160;rate were recorded throughout the whole procedure. Systemic hemodynamic parameters consist of carotid artery pressure (CAP) and central venous pressure (CVP). Hepatic perfusion parameters include portal vein pressure (PVP), portal flow rate as well as the flow rate of the common hepatic artery (table 1). Instrumentation and data acquisition to record the normal values was completed within 1.5 h. Systemic and hepatic hemodynamic parameters remained within normal ranges during this procedure.
This procedure is challenging but feasible. We have already applied this procedure to assess hepatic hemodynamics in normal mice as well as during 70% partial hepatectomy and in liver lobe clamping experiments. Mean PVP after resection (n= 20), was 11.41&#177;2.94 cmH2O which was significantly higher (P&#60;0.05) than before resection (6.87&#177;2.39 cmH2O). The results of liver lobe clamping experiment indicated that this monitoring procedure is sensitive and suitable for detecting small changes in portal pressure and portal flow rate. In conclusion, this procedure is reliable in the hands of an experienced micro-surgeon but should be limited to experiments where mice are absolutely needed.

This film demonstrates how to acquire systemic and hepatic hemodynamics in mice. The whole monitoring includes acquisition of vital parameters, systemic blood pressure, central venous pressure, common hepatic artery flow rate, and portal vein pressure as well as the portal flow rate in mice.

رصد معلمات الجهازية والكبد الدورة الدموية في الفئران

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

مقايسة الجلطة الوريدية المحسنة في نموذج سرطان الفئران باستخدام مقاطع الأوعية الدموية

Venous Thrombosis Assay in a Mouse Model of Cancer

This methodology paper highlights the surgical nuances of a rodent model of venous thrombosis, specifically in the context of cancer-associated thrombosis (CAT). Deep venous thrombosis is a common complication in cancer survivors and can be potentially fatal. The current murine venous thrombosis models typically involve a complete or partial mechanical occlusion of the inferior vena cava (IVC) using a suture. This procedure induces a total or partial stasis of blood and endothelial damage, triggering thrombogenesis. The current models have limitations such as higher variability in clot weights, significant mortality rate, and prolonged learning curve. This report introduces surgical refinements using vascular clips to address some of these limitations. Using a syngeneic colon cancer xenograft mouse model, we employed customized vascular clips to ligate the infrarenal vena cava. These clips allow residual lip space similar to a 5-0 polypropylene suture after IVC ligations. Mice with the suture method served as controls. The vascular clip method resulted in a consistent reproducible partial vascular occlusion and greater clot weights with less variability than the suture method. The larger clot weights, greater clot mass, and clot to the IVC luminal surface area were expected due to the higher pressure profile of the vascular clips compared to a 6-0 polypropylene suture. The approach was validated by gray scale ultrasonography, which revealed consistently greater clot mass in the infrarenal vena cava with vascular clips compared to the suture method. These observations were further substantiated with the immunofluorescence staining. This study offers an improved method to generate a venous thrombosis model in mice, which can be employed to deepen the mechanistic understanding of CAT and in translational research such as drug discovery.

تسليط الضوء على المؤلف: تطوير أبحاث تجلط الدم المرتبطة بالسرطان في نماذج القوارض 

This article aims to present an optimized method for assessing venous thrombosis in a mouse cancer model, using vascular clips to achieve venous ligation. Optimization minimizes variability in thrombosis-related measurements and enhances relevance to human cancer-associated venous thrombosis.

مقايسة الجلطة الوريدية في نموذج فأر للسرطان

This methodology paper highlights the surgical nuances of a rodent model of venous thrombosis, specifically in the context of cancer-associated thrombosis ...

Cancer Research

Stenosis of the Inferior Vena Cava: A Murine Model of Deep Vein Thrombosis

Deep vein thrombosis (DVT) and its devastating complication, pulmonary embolism, are a severe health problem with high mortality. Mechanisms of thrombus formation in veins remain obscure. Lack of mobility (e.g., after surgery or long-haul flights) is one of the main factors leading to DVT. The pathophysiological consequence of the lack of mobility is blood flow stagnation in venous valves. Here, a model is described that mimics such flow disturbance as a thrombosis-driving factor. In this model, partial flow restriction (stenosis) in the inferior vena cava (IVC) is created. Closure of about 90% of the IVC lumen for 48 h results in development of thrombi structurally similar to those in humans. The similarities are: i) most of the thrombus volume is red, i.e., consists of red blood cells and fibrin, ii) presence of a white part (lines of Zahn), iii) non-denuded endothelial monolayer, iv) elevated plasma D-Dimer levels, and v) possibility to prevent thrombosis by low molecular weight heparin. Limitations include variable size of thrombi and the fact that a certain percentage of wild-type mice (0 - 35%) may not produce a thrombus. In addition to visual observation and measurement, thrombi may be visualized by non-invasive technologies, such as ultrasonography, which allows for monitoring the dynamics of thrombus development. At shorter time points (1 - 6 h), intravital microscopy may be applied to directly observe events (e.g., recruitment of cells to the vessel wall) preceding thrombus formation. Use of this method by several teams around the world has made it possible to uncover basic mechanisms of DVT initiation and identify potential targets that might be beneficial for its prevention.

We describe here stenosis in the inferior vena cava as a murine model of deep vein thrombosis. This model recapitulates blood flow restriction, one of the major triggers of venous thrombosis in humans.

تضيق الأجوف فينا أدنى: نموذج موريني تجلط الوريد العميق

Deep vein thrombosis (DVT) and its devastating complication, pulmonary embolism, are a severe health problem with high mortality. Mechanisms of thrombus ...

Immunology and Infection

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

مسد الوريدي الغشاء خارج الجسم الأوكسجين في الماوس

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...

Murine Model of Central Venous Stenosis using Aortocaval Fistula with an Outflow Stenosis

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ligation of the inferior vena cava (IVC) in the outflow of the fistula, mimicking central venous stenosis. Technical aspects of this model are introduced. The aorta and IVC are exposed, following an abdominal incision. The infra-renal aorta and IVC are dissected for proximal clamping, and the distal aorta is exposed for puncture. The IVC at the midpoint between the left renal vein and the aortic bifurcation is carefully dissected to place an 8-0 suture beneath the IVC. After clamping the aorta and IVC, an AVF is created by puncturing the infra-renal aorta through both walls into the IVC with a 25 G needle, followed by ligating a 22 G intra-venous (IV) catheter and IVC together. The catheter is then removed, creating a reproducible venous stenosis without occlusion. The aorta and IVC are unclamped after confirming primary hemostasis. This novel model of central vein stenosis is easy to perform, reproducible, and will facilitate studies on AVF failure.

An aortocaval fistula was created by puncturing the murine infra-renal aorta through both walls into the inferior vena cava and was followed by creation of a stenosis in its outflow via partial ligation of the inferior vena cava. This reproducible model can be used to study central venous stenosis.

نموذج مورين من تضيق الوريد المركزي باستخدام ناسور الأبهر مع تضيق تدفق

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ...

استخدام خط وريدي المركزي للسوائل والمخدرات وإدارة المغذيات في نموذج الفأر من الأمراض الخطيرة

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

Hyperinsulinemic - سوي سكر الدم في الفئران المشابك ، وإدراكا بلا حدود

أساليب الإدارة الذاتية في الوريد في نموذج الفأر

القسطرة من الشريان السباتي والوريد الوداجي إلى تنفيذ تدابير الدورة الدموية، الحقن والدم أخذ العينات في وإدراكا نموذج الفأر

رصد معلمات الجهازية والكبد الدورة الدموية في الفئران

مقايسة الجلطة الوريدية في نموذج فأر للسرطان

مقايسة الجلطة الوريدية في نموذج فأر للسرطان

مقايسة الجلطة الوريدية في نموذج فأر للسرطان

تضيق الأجوف فينا أدنى: نموذج موريني تجلط الوريد العميق

مسد الوريدي الغشاء خارج الجسم الأوكسجين في الماوس

نموذج مورين من تضيق الوريد المركزي باستخدام ناسور الأبهر مع تضيق تدفق