Name: photothrombosis-induced focal ischemia as a model of spinal cord injury in mice
Uploaded: 2015-07-16T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 27 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice at JoVE.com

وأيد هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة [منحة لا. R01NS069726] وجمعية القلب الأميركية في منح المعونة منحة [منحة لا. 13GRNT17020004] إلى SD.

ملاحظة: الفئران (C57BL / 6J، الذكور) الذين تتراوح أعمارهم بين واستخدمت 12 أسبوعا في هذه الدراسة - 10. تم تنفيذ جميع الإجراءات وفقا لدليل المعاهد الوطنية للصحة للرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية وتمت الموافقة من قبل جامعة ميسوري المؤسسي رعاية الحيوان واللجنة الاستخدام (IACUC). 1. قبل الجراحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل يوم واحد الأوتوكلاف الجراحة وتعقيم جميع الأدوات الجراحية. التفاف الصكوك والأوتوكلاف على 121 درجة مئوية في 15 رطل لمدة 30 دقيقة تليها 30 دقيقة من التجفيف (121 درجة مئوية، و 15 رطل، 30/30 دورة). وضع الأدوات في بيئة نظيفة ومعقمة حتى استخدامها مرة أخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد جديدة روز البنغال (RB) الحل (20 ملغ / مل في ملحي معقم) في كل مرة قبل الجراحة. حل تماما RB، دوامة أنبوب ثم تليها صوتنة لمدة 5 دقائق في 50/60 هرتز مع انتاج الطاقة من 19 W. التفاف أنبوب في رقائق الألومنيوم وحمايته من الضوء حتى استخدامها من خلال سورجيري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد خليط من الكيتامين / زيلازين في المياه المالحة عقيمة. إضافة 125 ميكرولتر من زيلازين (تركيز المخزون: 20 ملغ / مل) و 325 ميكرولتر من ketmaine (تركيز الأسهم: 100 ملغ / مل) و 550 ميكرولتر من محلول ملحي لجعل الحجم النهائي من 1 مل من مزيج مخدر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل تدفئة وسادة التدفئة homeothermic. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل تدفئة مصباح معدن هاليد (مصدر الضوء لالمجهر FN1 برنامج التحصين الموسع ومضان) لمدة 30 دقيقة لتحقيق الاستقرار في الطاقة مصباح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط حجم المنطقة المضاءة ليبلغ قطرها 1 مم باستخدام الهدف 10X والشبيكة عن طريق ضبط الحجاب الحاجز الميدانية في FN1 تستقيم المجهر برنامج التحصين الموسع ومضان. </li></ol> 2. إجراء العمليات الجراحية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الفأر مع جرعة من الكيتامين (130 ملغم / كغم من وزن B..) وزيلازين (10 ملغ / كغ من وزن B.). استنادا إلى كوكتيل في 1.3 و 4 ميكرولتر غرام من وزن الفأر B. المائة. مطلوبين. تعقيم موقع الحقن مع مسحة الكحول وإدارة التخدير عن طريق البينية-peritoneal (IP) الطريق. الحرص على عدم حقن التخدير في الأوعية الدموية أو العضلات لأن هذا من شأنه أن يؤخر تحريض والانتعاش من الحيوان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق مرهم مصطنعة المسيل للدموع لكلتا العينين من الماوس لمنع جفاف ووضع الحيوان على وسادة التدفئة لمنع انخفاض حرارة الجسم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الحيوان <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق من الحيوان للتخدير السليم مستوى الجراحي باستخدام استجابة قرصة أخمص قدميه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بمجرد وصول الحيوان مستوى الجراحية التخدير، مقطع الشعر على السطح الظهري حول خط الوسط للحيوان باستخدام الانتهازي الشعر الكهربائية. فرك موقع الجراحية مع الايثانول 70٪ تليها حل betadine ثلاث مرات. تغطية الموقع مع ثنى الجراحية المعقمة حتى الخطوة التالية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عملية جراحية لرقيقة العظام لفضح الحبل الشوكي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس في وضعية الرقود على لوحة التدفئة homeothermic على منصة الجراحية (الشكل 1A). تأمين صحيح الماوسالموقف باستخدام المشبك خطم للحفاظ على منطقة الرقبة ممدود (الشكل 1A، B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء شق (حوالي 1 سم) باستخدام مقص جراحي على طول ظهري منتصف الخط يمتد من T9 فقرات الصدري إلى T12. نقل جانبا الجلد لفضح منطقة العمليات الجراحية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مشرط، امسح بعناية العضلات لفضح العمود الفقري الظهري في T9 - T12 فقرات. وقف النزيف في كل خطوة من خلال تطبيق ضغط لطيف مع مسحة القطن المعقمة. T10 منفصل - T12 فقرات من العضلات المحيطة بها وتأمينها باستخدام المشبك الفقري لتحقيق الاستقرار ومنع أي حركة (الشكل 1A، B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام الحفر بسرعة عالية مع عظم تلميع مثقاب، بعناية ورقيقة بلطف السطح الظهري للT10 T11 أو فقرة لتصور الوريد الفقري الخلفي وسفن أخرى صغيرة على السطح الظهري للSC (الشكل 1C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لمنع الضرر الحراري بسبب الحرارة المتولدة أثناء إجراء رقيق،تطبيق تيار لطيف ومستمر من المياه المالحة الطبيعية جنبا إلى جنب مع الشفط المستمر لازالة الانقاض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مشرط سلس بعناية سطح العظم حتى السفينة الرئيسية هي واضحة للعيان. الحرص على عدم تلف الحبل الشوكي أثناء هذه العملية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بمجرد تصور الأوعية الدموية، وإدارة RB بجرعة 30 ملغ / كغ (وزن الجسم) من خلال الرجعية المدارية الجيوب الأنفية الطريق باستخدام حقنة الأنسولين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قياس تدفق الدم باستخدام مقياس الجريان الليزر دوبلر بعد 3 دقائق بعد الحقن RB إذا لزم الأمر (الشكل 2A، B). الحفاظ على عقامة خلال الإجراء بأكمله. </li></ol></li></ol> 3. تحريض PT <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الحيوان على مرحلة قابل للتعديل موقف XY أكثر من مختبر جاك والتي يمكن ضبط الارتفاع. ضبط الموقف من الماوس بحيث المنطقة المكشوفة من T11 الحبل الشوكي مباشرة تحت هدف 10X من المجهر FN1 برنامج التحصين الموسع ومضان (الشكل 3A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعيين قوة لىمصدر GHT على 12٪ وأشرق المنطقة T11 التي يبلغ قطرها 0.75 مم في منتصف الحبل الشوكي ضعفت (ملاحظة: تشمل هذه المنطقة الوريد الفقري الخلفي والشعيرات الدموية الأخرى) مع الضوء الأخضر (الطول الموجي 540-580 نانومتر، وهو من جانب مكعب مرشح في المجهر) من خلال الهدف 10X لمدة 2 دقيقة تحقيقها. التقاط صور في بداية ونهاية التشعيع (الشكل 3B، C) وتسجيل الوقت من التجربة في هذه المرحلة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قياس تدفق الدم مرة أخرى لمدة 10 دقيقة إذا لزم الأمر عن طريق وضع مسبار دوبلر الليزر لنفس الموقف فوق الحبل الشوكي كما في 2.4.8 (الشكل 2A، B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الاختيار التشعيع لأي نزيف، وإذا وجدت أي شروع في خياطة الحيوان. خياطة اللفافة السطحية جنبا إلى جنب مع العضلات على جانبي الحبل الشوكي باستخدام خياطة للامتصاص أو 4-0 حجم خياطة الحرير. الحرص على عدم الإضرار SC عرضة للخطر. خياطة الجلد مع 4-0 خياطة الحرير. تطبيق Betadine أو اليودإلى حواف الجلد بعد خياطة. </li></ol> 4. ما بعد الجراحة العناية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد خياطة، ضع الحيوان على وسادة التدفئة لتحقيق الانتعاش. بعد الشفاء تحقق الحيوانات بحثا عن علامات على العجز العصبية من خلال مراقبة حركة كل من أطرافه الخلفية. لا تترك الحيوان غير المراقب حتى استعاد وعيه أنه كاف للحفاظ على الاستلقاء القصية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل الحيوانات إلى قفص المنزل. لا يعودون الحيوان الذي خضع لعملية جراحية للشركة من الحيوانات الأخرى حتى تعافى تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق من الحيوانات على فترات منتظمة. في حالة العجز عصبية حادة، وتوفير الرعاية المناسبة مثل اخلاء المثانة، وإدارة المسكنات (البوبرينورفين، 0،05-،1 ملغ / كلغ). تحقق من الجفاف وإدارة طبيعي تحت الجلد المالحة في حالة شديدة. عادة، سوف تدار البوبرينورفين (0.1 ملغ / كلغ) بعد خياطة لتخفيف الألم في موقع الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا الحيوانات ليست على الفورالموت الرحيم بعد الجراحة، وسوف نضع كميات كبيرة من المياه النظام الغذائي المحتوي على أرضية القفص، وبالتالي فإن الحيوانات يمكن أن تصل إلى الطعام بسهولة. </li></ol> 5. Transcardial الإرواء، نيسل تلطيخ والمناعية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يروي Transcardially الحيوان كما هو موضح سابقا 17-20. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الحيوان كما هو موضح سابقا في البروتوكول ويروي transcardially مع الفوسفات عازلة المالحة (PBS، ودرجة الحموضة 7.4)، تليها المثلج 4٪ لامتصاص العرق (PFA) في برنامج تلفزيوني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد التروية، وإزالة الحبل الشوكي (SC) وبعد إصلاحه في 4٪ PFA في برنامج تلفزيوني في 4 درجات CO / N. نقل SC الثابتة في برنامج تلفزيوني مع 30٪ سكروز والاحتفاظ بها ل2-3 أيام حتى تغوص إلى قاع الأنبوب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ناظم البرد قطع الحبل الشوكي إلى 30 ميكرون أبواب سميكة ووضعها بشكل متسلسل على الجيلاتين المغلفة الشرائح الزجاجية أو في لوحة 48-جيدا مع 0.01 M PBS. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تلطيخ نيسل: لتفقد الضرر الناجم عن PT إجراء نيسل stainiنانوغرام في أقسام الحبل الشوكي كما هو موضح سابقا 17-20. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لفترة وجيزة، جمع كل شريحة الخامسة الحبل الشوكي على الشرائح الزجاجية وصمة عار مع 0.25٪ الكريزيل البنفسجي. التقاط صور لأقسام الملون (الشكل 4). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المناعية: كما هو موضح سابقا باستخدام العائمة القسم طريقة 17،18،20. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لفترة وجيزة، وصمة عار على أقسام الحبل الشوكي التي يحتضنها O / N عند 4 درجات مئوية مع الأرنب مكافحة الدبقية ييفي الحمضية البروتين (GFAP) الأضداد بولكلونل (1: 300)، الأرنب مكافحة NeuN الأضداد (1: 300)، والأرنب المضادة الأجسام المضادة Iba1 (1: 500)، يليه حمار المضادة أرنب اليكسا 568 مترافق مفتش (1: 400) الأجسام المضادة الثانوية لمدة 4 ساعات في RT. التقاط صور مع مجهر فلوري (الشكل 5). </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Cadotte, D. W., Fehlings, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+injury:+a+systematic+review+of+current+treatment+options.">Spinal cord injury: a systematic review of current treatment options.</a> Clin Orthop Relat Res. 469 (3), 732-741 (2011).</li><li>Cheriyan, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+injury+models:+a+review.">Spinal cord injury models: a review.</a> Spinal Cord. 52 (8), 588-595 (2014).</li><li>Young, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Secondary+injury+mechanisms+in+acute+spinal+cord+injury.">Secondary injury mechanisms in acute spinal cord injury.</a> J Emerg Med. 11, 13-22 (1993).</li><li>Crowe, M. J., Bresnahan, J. C., Shuman, S. L., Masters, J. N., Beattie, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Apoptosis+and+delayed+degeneration+after+spinal+cord+injury+in+rats+and+monkeys.">Apoptosis and delayed degeneration after spinal cord injury in rats and monkeys.</a> Nat Med. 3 (1), 73-76 (1997).</li><li>Soubeyrand, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+norepinephrine+on+spinal+cord+blood+flow+and+parenchymal+hemorrhage+size+in+acute-phase+experimental+spinal+cord+injury.">Effect of norepinephrine on spinal cord blood flow and parenchymal hemorrhage size in acute-phase experimental spinal cord injury.</a> Eur Spine J. 23 (3), 658-665 (2014).</li><li>Soubeyrand, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+and+spatial+quantification+using+contrast-enhanced+ultrasonography+of+spinal+cord+perfusion+during+experimental+spinal+cord+injury.">Real-time and spatial quantification using contrast-enhanced ultrasonography of spinal cord perfusion during experimental spinal cord injury.</a> Spine (Phila Pa 1976). 37 (22), E1376-E1382 (2012).</li><li>Mautes, A. E., Weinzierl, M. R., Donovan, F., Noble, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+events+after+spinal+cord+injury:+contribution+to+secondary+pathogenesis).">Vascular events after spinal cord injury: contribution to secondary pathogenesis).</a> Phys Ther. 80 (7), 673-687 (2000).</li><li>Liu, X. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+and+glial+apoptosis+after+traumatic+spinal+cord+injury.">Neuronal and glial apoptosis after traumatic spinal cord injury.</a> J Neurosci. 17 (14), 5395-5406 (1997).</li><li>Liu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+experimental+study+of+cell+apoptosis+and+correlative+gene+expression+after+tractive+spinal+cord+injury+in+rats.">An experimental study of cell apoptosis and correlative gene expression after tractive spinal cord injury in rats.</a> Zhonghua Wai Ke Za Zhi. 42 (23), 1434-1437 (2004).</li><li>Hirose, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activated+protein+C+reduces+the+ischemia/reperfusion-induced+spinal+cord+injury+in+rats+by+inhibiting+neutrophil+activation.">Activated protein C reduces the ischemia/reperfusion-induced spinal cord injury in rats by inhibiting neutrophil activation.</a> Ann Surg. 232 (2), 272-280 (2000).</li><li>Oyinbo, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Secondary+injury+mechanisms+in+traumatic+spinal+cord+injury:+a+nugget+of+this+multiply+cascade.">Secondary injury mechanisms in traumatic spinal cord injury: a nugget of this multiply cascade.</a> Acta Neurobiol Exp (Wars). 71 (2), 281-299 (2011).</li><li>Guerit, J. M., Dion, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=State-of-the-art+of+neuromonitoring+for+prevention+of+immediate+and+delayed+paraplegia+in+thoracic+and+thoracoabdominal+aorta+surgery).">State-of-the-art of neuromonitoring for prevention of immediate and delayed paraplegia in thoracic and thoracoabdominal aorta surgery).</a> Ann Thorac Surg. 74 (5), S1867-S1869 (2002).</li><li>Schepens, M. A., Heijmen, R. H., Ranschaert, W., Sonker, U., Morshuis, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thoracoabdominal+aortic+aneurysm+repair:+results+of+conventional+open+surgery.">Thoracoabdominal aortic aneurysm repair: results of conventional open surgery.</a> Eur J Vasc Endovasc Surg. 37 (6), 640-645 (2009).</li><li>Braeuninger, S., Kleinschnitz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rodent+models+of+focal+cerebral+ischemia:+procedural+pitfalls+and+translational+problems.">Rodent models of focal cerebral ischemia: procedural pitfalls and translational problems.</a> Exp Transl Stroke Med. 1, 8 (2009).</li><li>Carmichael, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rodent+models+of+focal+stroke:+size,+mechanism,+and+purpose.">Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose.</a> NeuroRx. 2 (3), 396-409 (2005).</li><li>Dietrich, W. D., Ginsberg, M. D., Busto, R., Watson, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced+cortical+infarction+in+the+rat.+1.+Time+course+of+hemodynamic+consequences.">Photochemically induced cortical infarction in the rat. 1. Time course of hemodynamic consequences.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 6 (2), 184-194 (1986).</li><li>Zhang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+protective+role+of+PBEF+in+a+mouse+model+of+cerebral+ischemia.">Neuronal protective role of PBEF in a mouse model of cerebral ischemia.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 30 (12), 1962-1971 (2010).</li><li>Li, H., Zhang, N., Sun, G., Ding, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+the+group+I+mGluRs+reduces+acute+brain+damage+and+improves+long-term+histological+outcomes+after+photothrombosis-induced+ischaemia.">Inhibition of the group I mGluRs reduces acute brain damage and improves long-term histological outcomes after photothrombosis-induced ischaemia.</a> ASN Neuro. 5 (3), 195-207 (2013).</li><li>Li, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histological,+cellular+and+behavioral+assessments+of+stroke+outcomes+after+photothrombosis-induced+ischemia+in+adult+mice.">Histological, cellular and behavioral assessments of stroke outcomes after photothrombosis-induced ischemia in adult mice.</a> BMC Neurosci. 15, 58 (2014).</li><li>Wang, T., Cui, W., Xie, Y., Zhang, W., Ding, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlling+the+Volume+of+the+Focal+Cerebral+Ischemic+Lesion+through+Photothrombosis.">Controlling the Volume of the Focal Cerebral Ischemic Lesion through Photothrombosis.</a> American Journal of Biomedical Sciences. 2 (1), 33-42 (2010).</li><li>Schroeter, M., Jander, S., Stoll, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-invasive+induction+of+focal+cerebral+ischemia+in+mice+by+photothrombosis+of+cortical+microvessels:+characterization+of+inflammatory+responses.">Non-invasive induction of focal cerebral ischemia in mice by photothrombosis of cortical microvessels: characterization of inflammatory responses.</a> J Neurosci Methods. 117 (1), 43-49 (2002).</li><li>Boquillon, M., Boquillon, J. P., Bralet, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced,+graded+cerebral+infarction+in+the+mouse+by+laser+irradiation+evolution+of+brain+edema.">Photochemically induced, graded cerebral infarction in the mouse by laser irradiation evolution of brain edema.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 27 (1), 1-6 (1992).</li><li>Kim, G. W., Lewen, A., Copin, J., Watson, B. D., Chan, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+cytosolic+antioxidant,+copper/zinc+superoxide+dismutase,+attenuates+blood-brain+barrier+disruption+and+oxidative+cellular+injury+after+photothrombotic+cortical+ischemia+in+mice.">The cytosolic antioxidant, copper/zinc superoxide dismutase, attenuates blood-brain barrier disruption and oxidative cellular injury after photothrombotic cortical ischemia in mice.</a> Neuroscience. 105 (4), 1007-1018 (2001).</li><li>Schmidt, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced+ischemic+stroke+in+rats.">Photochemically induced ischemic stroke in rats.</a> Exp Transl Stroke Med. 4 (1), 13 (2012).</li><li>Lang-Lazdunski, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+ischemia.+Development+of+a+model+in+the+mouse.">Spinal cord ischemia. Development of a model in the mouse.</a> Stroke. 31 (1), 208-213 (2000).</li><li>Wang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+simplified+spinal+cord+ischemia+model+in+mice.">Development of a simplified spinal cord ischemia model in mice.</a> J Neurosci Methods. 189 (2), 246-251 (2010).</li><li>Labat-gest, V., Tomasi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photothrombotic+ischemia:+a+minimally+invasive+and+reproducible+photochemical+cortical+lesion+model+for+mouse+stroke+studies.">Photothrombotic ischemia: a minimally invasive and reproducible photochemical cortical lesion model for mouse stroke studies.</a> J Vis Exp. (76), (2013).</li><li>Lu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+and+imaging+of+photothrombotic+stroke+in+conscious+and+freely+moving+rats.">Induction and imaging of photothrombotic stroke in conscious and freely moving rats.</a> J Biomed Opt. 19 (9), 96013 (2014).</li><li>Seto, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+ischemic+stroke+in+awake+freely+moving+mice+reveals+that+isoflurane+anesthesia+can+mask+the+benefits+of+a+neuroprotection+therapy.">Induction of ischemic stroke in awake freely moving mice reveals that isoflurane anesthesia can mask the benefits of a neuroprotection therapy.</a> Front Neuroenergetics. 6 (1), (2014).</li><li>Bell, M. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toll-like+receptor+4-dependent+microglial+activation+mediates+spinal+cord+ischemia-reperfusion+injury.">Toll-like receptor 4-dependent microglial activation mediates spinal cord ischemia-reperfusion injury.</a> Circulation. 128 (11 Suppl 1), S152-S156 (2013).</li><li>Smith, P. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+evolution+of+chemokine+release+supports+a+bimodal+mechanism+of+spinal+cord+ischemia+and+reperfusion+injury.">The evolution of chemokine release supports a bimodal mechanism of spinal cord ischemia and reperfusion injury.</a> Circulation. 126 (11 Suppl 1), S110-S117 (2012).</li><li>Jia, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxidative+stress+in+spinal+cord+injury+and+antioxidant-based+intervention.">Oxidative stress in spinal cord injury and antioxidant-based intervention.</a> Spinal Cord. 50 (4), 264-274 (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

في هذه الدراسة، وصفنا نموذجا photothrombotic من SC نقص التروية. بسبب التقدم في مجال الهندسة الوراثية وكانت هناك زيادة في الفئران المعدلة وراثيا المتاحة تجاريا التي جعلت من الممكن لدراسة تأثير جينات معينة تشارك في الفيزيولوجيا المرضية الدماغية في SC. وكان الهدف من هذه الدراسة هو تطوير نموذج الفأر استنساخه من نقص التروية الحبل الشوكي. نحن هنا تكييفها نموذج PT القشرية للحث على SCI في الفئران. تعرضت بعد جراحة الوريد والشعيرات الدموية الشوكي الخلفي على الجانب الظهري من الفئران على مستوى T11 الفقرات الصدرية. ثم RB، صبغة متفاعل المتاحة تجاريا، تم حقن من خلال الرجعية المدارية الجيوب الأنفية الطريق إلى تحقيق توزيع الأوعية الدموية المطلوب. ثم المشع الأوعية الدموية كشفها بواسطة الضوء الأخضر للحث على تشكيل خثرة في وقت لاحق على احتشاء. أظهرت نتائجنا من النسيجية والمناعية الأساليب التي يسببها PT جلطة في الحبل الشوكي وreactiلقد دباق في المنطقة المحيطة احتشاء. كما لوحظ العجز العصبية مثل الشلل هند أطرافهم. وتشير هذه البيانات إلى أن PT هو نموذج مناسب لدراسة الفيزيولوجيا المرضية وآليات موت الخلايا بعد اصابات النخاع الشوكي. في خطوة حاسمة في البروتوكول هو استخدام تدريبات عالية السرعة رقيقة على سطح فقرة لرؤية الأوعية الدموية على السطح الظهري للSC. هذه الخطوة يجب أن تتم بعناية عن تطبيق الضغط الزائد قد يتسبب في الحفر للدخول تجويف الشوكي ويؤدي إلى تلف SC. من ناحية أخرى، قد يؤدي ترقق متفاوتة في الإضاءة غير لائق ويمكن أن تنتج عوائق غير النظامية. لمعالجة هذه المسألة، فمن المستحسن التفتيش المتكرر لسطح العظم تحت المجهر بعد كل خطوة قصيرة من الحفر لتقييم سماكة العظام ومواصلة تقييم استخدام الحفر. يوصى باستخدام محلول ملحي لتبييض الحطام فضلا عن التصور أفضل من السطح المعرض. الحفاظ على سلبياتعقامة الهام؛ فمنها أثناء إجراء العمليات الجراحية كامل، والرعاية بعد الجراحة السليمة للحيوان يمكن أن يحسن البقاء على قيد الحياة الحيوانية وزيادة نسبة نجاح هذه التجارب. لا يتطلب نموذجنا الحالي للPT شراء أي أدوات باهظة الثمن، لأن أي مختبر مجهز مجهر برنامج التحصين الموسع ومضان مع مصدر الضوء (مثل مصباح الزئبق، مصباح معدن هاليد، أو ليزر من 488 نانومتر طول الموجة) يمكن تنفيذ هذا الإجراء. بالإضافة إلى ذلك، توفر هذه التقنية السيطرة على حجم احتشاء عن طريق ضبط حجم الفتحة بالمقارنة مع النماذج SC نقص التروية أخرى مثل انسداد جنبا إلى جنب من الأبهر، تحت الترقوة اليسرى والشريان الثديي الداخلي 25 وتعديلها عبر الأبهر طريقة لقط 26 التي هي معقدة وهي الغازية للغاية. في نموذجنا تم اختيار تدريبات عالية السرعة رقيقة السطح الظهري للفقرة التصور كبديل لالثقب، وطريقة اختيار العديد من المختبرات للحث على SCI.الثقب ينطوي على قطع من الفقرات التي قد تسبب النزف المفرط بسبب transection الأوعية الدموية الفقري، وهذا قد يحجب مجال للتصوير. على الرغم من بعض البروتوكولات تنصح استخدام مسحات القطن لمسح خارج النزيف خلال الثقب فإنه قد يؤدي إلى الضغط مما قد يتسبب في إصابة إضافية إلى SC. وعلاوة على ذلك السطح المعرض من الحبل الشوكي يمكن أن تأتي في اتصال مباشر مع الدم ومكوناته وكذلك الحواف الحادة للعظام قطع التي يمكن أن تضيف التقلبات غير ضروري للتجربة. باستخدام نموذج PT الحالي، يمكن أن تتولد احتشاء مع اختلاف حجم وعمق عن طريق التلاعب بسيط من شدة مصدر الضوء، ومدة التعرض ومساحة السطح المعرض. على الرغم من أن الدراسة الحالية ولدت نقص التروية في المنطقة الوسطى من T11 في SC، هذا الأسلوب يمكن أن يولد أيضا عوائق في مواقع مختلفة على طول منقاري إلى الذيلية وكذلك الاتجاه الجانبي للحبل الشوكي، والتي MIGحزب التحرير الاستفادة فهم تأثير منطقة محددة من نقص التروية على الشلل النصفي. من ناحية أخرى، على الرغم من أن للإضاءة على سطح الحبل الشوكي، ويمكن للضوء تخترق لعمق معين في الأنسجة، ويمكن أيضا أن يتسبب في الإصابة في المادة الرمادية. كما يتم توزيع روز البنغال في نظام التداول بأكمله، إذا كانت الأنواع الحيوانية هي نفسها، والعمر والوزن مماثلة، فإننا نتوقع أن تتولد الآفة ثابتة كما هو الحال في نقص التروية القشرية الناجمة عن PT. الميزة الرئيسية الأخرى التي يسببها نقص التروية PT هي وفيات منخفضة جدا من الحيوانات. تعني انخفاض معدلات الوفيات يمكن إجراء دراسات البقاء على قيد الحياة على المدى الطويل والتي قد تكون مفيدة في كشف تأثير الزمني للالإصابة الدماغية على البقاء وظيفة الحركة الانتعاش. هذا النموذج يمكن أيضا أن تساعد في فهم آليات التصليح الخلوي والتي عادة ما تحدث في وقت متأخر من المرحلة المزمنة من الإصابة 14،19،27-29. هذا النموذج تنتج أيضا العجز وظيفة الحركة الكبيرة التي يمكن بالبريد المستخدمة لتقييم فعالية وكلاء اعصاب على الانتعاش وظيفية. وبالإضافة إلى ذلك، فإن هذا النموذج أيضا يسمح دراسة التغيرات المرضية بعد اصابات النخاع الشوكي مثل التنكس محور عصبي والتجديد، والعصبية ونجمي الكالسيوم 2+ الإشارات والحمولة الزائدة في الفئران الحية باستخدام اثنين من الفوتون المجهري. مثل كل نماذج SCI أخرى، PT ليس خاليا من العيوب. مساوئ هذه التقنية مشابهة لتلك التي ظهرت في PT القشرية. عدد قليل من العيوب تشمل عدم وجود غبش الدماغية واضح تشريحيا، والذي هو الهدف من العديد من الأدوية اعصاب، وعدم وجود ضخه. ومن المعروف جيدا أن يتميز ضخه نقص التروية التالية تغييرات مثل زيادة إنتاج أنواع الاكسجين التفاعلية، وتسلل من الخلايا الالتهابية وزيادة إنتاج السيتوكينات 30-32. عدم وجود ضخه في PT يعني أن التغييرات المرتبطة إصابة ضخه في SC يبقى من الصعب دراسة باستخدام هذا النموذج.ومع ذلك، فإن مزايا استخدام نقص التروية PT يسببها تفوق سلبياته ويوفر هذا الأسلوب الباحثون مع وسيلة سهلة لأداء ونموذج تكرار للغاية لتوليد SCI في الفئران.

إصابات الحبل الشوكي (النخاع الشوكي) هو شرط السريرية المدمرة التي تؤثر الحسية واللاإرادي وظائف SC. وغالبا ما تترك المرضى على قيد الحياة SCI مع المنهكة الشلل النصفي الذي يؤثر بشكل كبير على نشاطاتهم اليومية ونوعية الحياة 1. وكانت النماذج التجريبية SCI أداة لا غنى عنها في التحقيق العلمي لفهم الفيزيولوجيا المرضية لاصابات النخاع الشوكي وعمليات إصلاح العصبية المرتبطة بها. كما تم استخدام هذه النماذج لاختبار فعالية قبل السريرية لمختلف التدخلات اعصاب التجريبية التي تهدف إلى الانتعاش وظيفية. حاليا، معظم النماذج SCI في ممارسة توظف استخدام القوة الفظة المادية لتعطيل ميكانيكيا وتجرح SC. وتشمل هذه الأساليب كدمة، وضغط، والتفكك وtransection من SC 2. فقد قيل أنه بعد إهانة الميكانيكية الأولية لإصابة ثانوية في شكل مجموعات نقص التروية في في SC المصاب<html> 3،4. المسببات لنقص التروية الثانوي ويشمل انحطاط واسعة الأنسجة، ونزف متني وأحيانا انسداد الأوعية الدموية بنسيج ذمة 5-7. نتيجة الإصابة الثانوية يتأثر سلامة SC أبعد من ذلك، يتم تخفيض قيمة الخلايا العصبية والخلايا الدبقية بشدة في وظيفة وقدرتها على البقاء وتمر الخلايا مما يؤدي إلى احتشاء النمو خلال المرحلة المزمنة من الإصابة، مماثلة لنمو غبش الدماغية السكتة الدماغية التالية 8،9. وقد تم الإبلاغ عن العديد من الآليات مثل التحفيز الزائدة، إنتاج الجذور الحرة، والتهاب ليكون مسؤولا عن موت الخلايا الدماغية التالية SCI 10،11. بالإضافة إلى ذلك، SC نقص التروية هو من مضاعفات خطيرة من جراحات إصلاح الأبهر الصدري البطن التي غالبا ما تؤدي إلى الشلل النصفي في المرضى 12،13. على الرغم من هذا التأثير السريري عالية تتوفر حاليا نماذج قليلة جدا من نقص التروية الحبل الشوكي مع استنساخ عالية. الإقليم الشمالي &quot;&gt; Photothrombosis (PT) هو طريقة تستخدم عادة للتحريض نقص التروية التنسيق في الدماغ 14-20. هذه التقنية إلى حد ما غير الغازية، استنساخه للغاية وتنتج الآفة الدماغية التنسيق الدقيق في المنطقة المكشوفة من الدماغ 17 -21. ويتحقق ذلك عن طريق الإدارة النظامية الأصباغ متفاعل مثل روز البنغال (RB) 16-20،22 أو erythrosine B 23 تليها تشعيع المترجمة من الأوعية الدموية مع مصدر ضوء مناسب. تنشيط ضوئي من الصبغة يتسبب في توليد الجذور الحرة التي تعطيل سلامة بطانة الأوعية الدموية على نحو سلس، وتتسبب في الصفائح الدموية لتتراكم، والتي تشكل في وقت لاحق الجلطة. وإعاقة تدفق الدم من خلال نتائج خثرة في احتشاء في المنطقة التي قدمتها السفينة 24. ونظرا لسهولة السيطرة على كثافة ومدة التشعيع هذا الإجراء غلة احتشاء موحد للغاية وقابلة للتكرار. وعلاوة على ذلك، وهذه الطريقة يمكن أن تستخدم للحث على infarct في مختلف المواقع التشريحية تمكين المكاني (على سبيل المثال، المادة الرمادية مقابل المادة البيضاء) فهم تأثير نقص التروية. الهدف من الدراسة الحالية هو تطوير نموذج سهل وتكرار للغاية من SC نقص التروية في الفئران. وصفنا الداخلي للنموذج PT من SC نقص التروية في الفئران. أظهرت النتائج من الأنسجة والمناعية التي يمكن أن تحفز على نحو فعال PT SC احتشاء، وفقدان الخلايا العصبية ودباق رد الفعل.

<table><tbody><tr><td>Rose Bengal</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>330000</td><td>20 mg/ml in sterile saline</td></tr><tr><td>C57BL/6J</td><td>Jackson lab</td><td>664</td><td>22 - 25 g</td></tr><tr><td>Ketamine&amp;nbsp;</td><td>VEDCO</td><td>NDC-50989-996-06</td><td>100 mg/ml</td></tr><tr><td>Xylazine&amp;nbsp;</td><td>VEDCO</td><td>NDC-50989-234-11</td><td>100 mg/ml</td></tr><tr><td>Betadine solution</td><td>Purdue</td><td>NDC-67618-150-01</td><td>10% povidone iodine topical solution</td></tr><tr><td>Normal saline</td><td>Abott Laboratories</td><td>04930-04-10</td><td>For diluting RB, anaesthesia and for preventing tissue from drying</td></tr><tr><td>Artificial tears ointment&amp;nbsp;</td><td>Rugby</td><td>NDC-0536-6550-91</td><td>83% white petrolatum</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Decon labs.Inc</td><td>2716</td><td>70% ethanol for disinfection</td></tr><tr><td>Metal halide lamp</td><td>EXFO, Canada</td><td>X-Cite 120 PC&amp;nbsp;</td><td>Set power at 12%</td></tr><tr><td>Spring scissors&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tool</td><td>15000-10</td><td>for minor dissection</td></tr><tr><td>Scissors (angled to side)</td><td>Fine Science Tool</td><td>14063-011</td><td>No. 3 handle</td></tr><tr><td>Standard scalpel</td><td>Fine Science Tool</td><td>10003-12</td><td>for removing muscle</td></tr><tr><td>Scalpel blade</td><td>Feather</td><td>2976</td><td>No. 10</td></tr><tr><td>Forceps (curved)</td><td>Fine Science Tool</td><td>11150-10</td><td>for holding tissue</td></tr><tr><td>Forceps (straight)</td><td>Fine Science Tool</td><td>11151-10</td><td>for holding tissue</td></tr><tr><td>Needle holder&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tool</td><td>12002-12</td><td>for suturing</td></tr><tr><td>Tissue adhesive glue</td><td>3M Vetbond</td><td>1469SB</td><td>to adhere to edges of the cut skin</td></tr><tr><td>Monofilament polypropylene&amp;nbsp;</td><td>USSC Sutures</td><td>VP-521</td><td>Size = 4-0 (for fascia)</td></tr><tr><td>Perma-hand silk</td><td>Ethicon</td><td>683G</td><td>Size = 4-0 (for skin)</td></tr><tr><td>Micro drill</td><td>Roboz Surgical Instrument Co. Inc.</td><td>RS-6300</td><td>with bone polishing drill bit</td></tr><tr><td>Laser doppler flowmeter</td><td>Moor Instruments</td><td>moorVMS-LDF1</td><td>for monitoring change in blood flow</td></tr><tr><td>Heating pad</td><td>Fine Science Tool</td><td>21052-00</td><td>to prevent hypothermia</td></tr><tr><td>Lab-Jack</td><td>Fisher scientific&amp;nbsp;</td><td>14-673-50</td><td>4 x 4 in plate to adjust the height of the animal</td></tr><tr><td>X-Y gliding stage&amp;nbsp;</td><td>Amscope</td><td>GT100</td><td>for positioning the animal under microscope&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td></tr></tbody></table>

photothrombosis-induced focal ischemia as a model of spinal cord injury in mice

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) below the site of injury. The secondary ischemia that develops following the initial mechanical insult is a serious complication of the SCI and severely impairs the function and viability of surviving neuronal and non-neuronal cells in the SC. In addition, ischemia is also responsible for the growth of lesion during chronic phase of injury and interferes with the cellular repair and healing processes. Thus there is a need to develop a spinal cord ischemia model for studying the mechanisms of ischemia-induced pathology. Focal ischemia induced by photothrombosis (PT) is a minimally invasive and very well established procedure used to investigate the pathology of ischemia-induced cell death in the brain. Here, we describe the use of PT to induce an ischemic lesion in the spinal cord of mice. Following retro-orbital sinus injection of Rose Bengal, the posterior spinal vein and other capillaries on the dorsal surface of SC were irradiated with a green light resulting in the formation of a thrombus and thus ischemia in the affected region. Results from histology and immunochemistry studies show that PT-induced ischemia caused spinal cord infarction, loss of neurons and reactive gliosis. Using this technique a highly reproducible and relatively easy model of SCI in mice can be achieved that would serve the purpose of scientific investigations into the mechanisms of ischemia induced cell death as well as the efficacy of neuroprotective drugs. This model will also allow exploration of the pathological changes that occur following SCI in live mice like axonal degeneration and regeneration, neuronal and astrocytic Ca2+ signaling using two-photon microscopy.

وكان الهدف من هذه الدراسة لإنتاج نقص التروية الحبل الشوكي في الفئران باستخدام نموذج PT. بعد المنطقة المطلوب من العظم فوق الحبل الشوكي (T10 - T12) وضعفت، تم حقن روز البنغال خلال الرجعية المدارية الجيوب الأنفية الطريق، وكان المستحث نقص التروية قبل PT الشكل 1A، B تظهر الماوس المتمركزة في العمليات الجراحية حسب الطلب. منصة أثناء الجراحة. عقدت الماوس في المكان من قبل المشبك خطم واثنين من الفقاريات قابل للتعديل المشابك لتحقيق الاستقرار في الحبل الشوكي الشكل 1C تظهر نافذة ضعفت فوق الحبل الشوكي من T10 - T12. الأوعية الدموية الرئيسية وفروعها يمكن تصور بوضوح. لتأكيد تحريض نقص التروية، وقد تم قياس التغيرات في تدفق الدم باستخدام مقياس الجريان دوبلر الليزر قبل وبعد PT (الشكل 2A، B). للتحليل، تم احتساب انخفاض في المائة من تدفق الدم باستخدام تدفق الدم الأساسي قبل photothrombosis. انخفض تدفق الدم إلى ~ 20٪ فور الإضاءة الخفيفة بالمقارنة ثإيث المستوى القاعدي قبل الإضاءة. الشكل 3B، C معارض الصور الفلورسنت من العمود الفقري السفن دم الحبل السري في بداية ونهاية PT. الإضاءة لمدة 2 دقيقة يسببها تجلط الدم في الأوعية الدموية (الشكل 3C)، مما يشير إلى تحريض نقص التروية، بما يتفق مع قياسات مقياس الجريان دوبلر الليزر. لتفقد الخسائر الناتجة عن PT، تم التضحية الفئران 3 أيام بعد تم إجراء PT ونيسل تلطيخ. وأظهرت الصور التي التقطت بعد نيسل تلطيخ المنطقة احتشاء التي يمكن ترسيمها بوضوح من المنطقة المحيطة بها، مشيرا إلى تلف الأنسجة الحبل الشوكي وموت الخلايا بعد PT (الشكل 4). تم تنفيذ المناعية للNeuN، GFAP وIba1. فقدت NeuN + الخلايا العصبية في المادة الرمادية في قلب الدماغية (الشكل 5A)، في حين تم زيادة GFAP التعبير في حدود الأساسية الدماغية (الشكل 5B، انظر أيضا المنطقة محاصر). عرضت على الخلايا الدبقية الصغيرة Iba1 + لمور كروي الشكلphology (أي.، وهي خلايا الجسم الموسع مع عمليات أقصر وأقل، يرى المنطقة محاصر) جنبا إلى جنب مع زيادة التعبير Iba1 (الشكل 5C). بالرغم من وجود فقدان الأنسجة في المنطقة الأساسية الدماغية بسبب العائمة قسم تلطيخ، وزيادة في GFAP وIba1 التعبير في المنطقة المحيطة احتشاء كامل ويمكن ملاحظة بشكل واضح. هذه النتائج تشير إلى موت الخلايا العصبية ودباق رد الفعل في غبش بعد SC نقص التروية. من ناحية أخرى، لوحظ عجز وظيفي كبيرة في الفئران المصابين، أي تعطيل حركة هند أطرافهم بعد يوم واحد PT، مشيرا إلى شلل هند-أطرافه (انظر الفيلم). <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/53161/53161fig1.jpg" /> الشكل 1. الناجم عن نقص التروية PT نموذج في الحبل الشوكي. (A) صور للمنصة لعملية جراحية في الحبل الشوكي PT. أقحم: توسيع المشابك الفقري.عقدت (B) والماوس عن طريق المشبك خطم واثنين حسب الطلب المشابك الفقري على المسرح. لاحظ أن العظام وضعفت في T10 - T12 المنطقة واستخدمت اثنين من المشابك المعدنية الفقري لتحقيق الاستقرار في الحبل الشوكي (C) والتكبير في صورة تظهر المنطقة مع العظام ضعيفة فوق الحبل الشوكي في T10-11 ل تحريض PT. لاحظ الأوعية الدموية الرئيسية وفروعها. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53161/53161fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الرقم 2" src="/files/ftp_upload/53161/53161fig2.jpg" /> الشكل 2. الحبل الشوكي قياس تدفق الدم. (A) الإعداد للالشوكي سطح الحبل قياس تدفق الدم باستخدام مقياس الجريان دوبلر الليزر وجهاز التجسيمي لوضع التحقيق. (B)وقد تم قياس الحبل الشوكي تدفق الدم قبل وبعد PT. في هذه التجربة، وكان المستحث PT بواسطة إلقاء الضوء مع مصدر الضوء لمدة 2 دقيقة مع انتاج الطاقة 12٪. وكان قطر سطح المشع 0.75 ملم وكان في منتصف الحبل الشوكي. وسجلت تدفق الدم لمدة تصل إلى 5 دقائق للحصول على إشارة استقرت قبل PT وتصل إلى 10 دقيقة بعد PT. تم تطبيع البيانات من كل فأر إلى القيمة قبل الإضاءة الخفيفة. الرسم البياني يبين متوسط ​​قيمة البيانات من 3 الفئران. السهم يشير إلى بداية PT. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53161/53161fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل (3)" src="/files/ftp_upload/53161/53161fig3.jpg" /> الشكل 3. PT-يسببها نقص التروية الحبل الشوكي. (A) صورة لوضع الماوس على المجهر لتحريض PT في الحبل الشوكي. ويمكن تعديل موقف الماوس في ثلاثة الأبعاد باستخدام المرحلة XY مزلق ومختبر جاك. وتركز الضوء من الهدف 10X على سطح الحبل الشوكي. (BC) صور الفلورية في الأوعية الدموية في الحبل الشوكي قبل (B) وبعد (C) إضاءة بعد حقن ارتفعت البنغال. لاحظ تجلط الدم بعد 2 دقيقة من الإشعاع (C) (انظر السهام). <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53161/53161fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الرقم 4" src="/files/ftp_upload/53161/53161fig4.jpg" /> الرقم 4. نيسل تلطيخ من الحبل الشوكي. نيسل الصور تلطيخ سلسلة من العمود الفقري المقاطع العرضية الحبل منقاري-لالذيلية التي تشمل العادية (الأقسام1 و 6) وكان مركزه PT التي يسببها (الأقسام 2-5). تمت التضحية الفئران بعد 3 أيام PT. كل قسم الحبل الشوكي هو 30 ميكرون سميكة. الفترة الفاصلة بين قسمين 750 ميكرون. خط متقطع في 3 صورة الثالثة ويعرض المنطقة احتشاء. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53161/53161fig4large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الرقم 5" src="/files/ftp_upload/53161/53161fig5.jpg" /> الرقم 5. المناعية من NeuN، GFAP وIba1. الصور الفلورسنت من NeuN (A)، GFAP (B) وIba1 (C) تلطيخ من العادية (لوحات العليا) وPT جرح (لوحات أقل) أقسام الحبل الشوكي. وقد ضحى الماوس بجروح بعد 3 أيام PT. الخطوط المتقطعة تفصل بين المناطق احتشاء من الأنسجة الطبيعية. تظهر المناطق محاصر صور عالية الدقة من GFAP وIba1 التعبير مع شريط حجم 50ميكرون. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53161/53161fig5large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="فيلم 1" src="/files/ftp_upload/53161/53161figMovie.jpg" /> <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53161/Movie_JOVE.MP4">الفيلم</a> . PT في الحبل الشوكي التي يسببها العجز السلوكية. ويظهر الفيلم حركة طبيعية والفأر المصاب PT في قفص. لاحظ سحب كل من أطرافه-الخلفيتين من الفأرة مع الحبل الشوكي معتادين، مشيرا إلى شلل هند-أطرافه (الشلل النصفي). وقد اتخذ الفيلم 24 ساعة بعد PT في الماوس المصاب.

Watch this Scientific Journal Video about Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice at JoVE.com

Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice.

Photothrombosis الناجم عن نقص التروية التنسيق نموذجا من اصابات الحبل الشوكي في الفئران

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) ...

photothrombosis-induced-focal-ischemia-as-model-spinal-cord-injury

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

13.4K Views.  University of Missouri. Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice. 

Video: Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Photothrombotic Ischemia: A Minimally Invasive and Reproducible Photochemical Cortical Lesion Model for Mouse Stroke Studies

The photothrombotic stroke model aims to induce an ischemic damage within a given cortical area by means of photo-activation of a previously injected light-sensitive dye. Following illumination, the dye is activated and produces singlet oxygen that damages components of endothelial cell membranes, with subsequent platelet aggregation and thrombi formation, which eventually determines the interruption of local blood flow. This approach, initially proposed by Rosenblum and El-Sabban in 1977, was later improved by Watson in 1985 in rat brain and set the basis of the current model. Also, the increased availability of transgenic mouse lines further contributed to raise the interest on the photothrombosis model. Briefly, a photosensitive dye (Rose Bengal) is injected intraperitoneally and enters the blood stream. When illuminated by a cold light source, the dye becomes activated and induces endothelial damage with platelet activation and thrombosis, resulting in local blood flow interruption. The light source can be applied on the intact skull with no need of craniotomy, which allows targeting of any cortical area of interest in a reproducible and non-invasive way. The mouse is then sutured and allowed to wake up. The evaluation of ischemic damage can be quickly accomplished by triphenyl-tetrazolium chloride or cresyl violet staining. This technique produces infarction of small size and well-delimited boundaries, which is highly advantageous for precise cell characterization or functional studies. Furthermore, it is particularly suitable for studying cellular and molecular responses underlying brain plasticity in transgenic mice.

Photothrombosis is a quick, minimally-invasive technique for inducing small and well-delimited infarction in areas of interest in highly reproducible manner. It is particularly suitable for studying cellular and molecular responses underlying brain plasticity in transgenic mice.

نقص التروية Photothrombotic: A الضوئية نموذج الآفات القشرية المناظير وقابلة للتكرار للدراسات السكتة الدماغية ماوس

The photothrombotic stroke model aims to induce an ischemic damage within a given cortical area by means of photo-activation of a previously injected ...

Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Background 
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered advancements to decrease the occurrence this injury.&#160;The current model demonstrates reproducible lower&#160;extremity paralysis following thoracic aortic occlusion.
Methods 
Adult male C57BL6 mice were anesthetized with isoflurane. Through a cervicosternal incision the aorta was exposed. The descending thoracic aorta and left subclavian arteries were identified without entrance into pleural space. Skeletonization of these arteries was followed by immediate closure (Sham) or occlusion for 4 min (moderate ischemia) or 8 min (prolonged ischemia). The sternotomy and skin were closed and the mouse was transferred to warming bed for recovery.&#160; Following recovery, functional analysis was obtained at 12 hr intervals until 48 hr.
Results 
Mice that underwent sham surgery showed no observable hind&#160;limb deficit. Mice subjected to moderate ischemia for 4 min had minimal functional deficit at 12 hr followed by progression to complete paralysis at 48 hr. Mice subjected to prolonged ischemia had an immediate paralysis with no observable hind-limb movement at any point in the postoperative period. There was no observed intraoperative or post&#160;operative mortality.
Conclusion 
Reproducible lower extremity paralysis whether immediate or delayed can be achieved in a murine model. Additionally, by using a median sternotomy and careful dissection, high survival rates, and reproducibility can be achieved.

The lack of mechanistic understanding of spinal cord ischemia-reperfusion injury has hindered further adjuncts to prevent paraplegia following high risk aortic operations. Thus, the development of animal models is imperative. This manuscript demonstrates reproducible lower extremity paralysis following thoracic aortic occlusion in a murine model.

Reproducable الشلل النصفي عن طريق الشريان الأورطي الصدري انسداد في نموذج الفئران من الحبل الشوكي نقص التروية، ضخه

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

العصبية زرع الخلايا الجذعية في التجريبية Contusive نموذج من إصابة الحبل الشوكي

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between experimental animals. Several contusive SCI models have been developed to produce injuries using different mechanisms. The severity of the SCI is based on the height that a given weight is dropped, the injury force, or the spinal cord displacement. In the current study, we introduce a novel mouse contusive SCI device, the Louisville Injury System Apparatus (LISA) impactor, which can create a displacement-based SCI with high injury velocity and accuracy. This system utilizes laser distance sensors combined with advanced software to produce graded and highly-reproducible injuries. We performed a contusive SCI at the 10th thoracic vertebral (T10) level in mice to demonstrate the step-by-step procedure. The model can also be applied to the cervical and lumbar spinal levels.

We introduce a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model that can produce a consistent contusive spinal cord injury in adult mice.

A النزوح القائم على النزوح النخاع الشوكي نموذج إصابة في الفئران

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, such as cell transplantation methods, are being researched to overcome the debilitating disabilities arising from SCI. Most pre-clinical animal trials are conducted in rodent models of SCI. While rat models of SCI have been widely used, mouse models have received less attention, even though mouse models can have significant advantages over rat models. The small size of mice equates to lower animal maintenance costs than for rats, and the availability of numerous transgenic mouse models is advantageous for many types of studies. Inducing repeatable and precise injury in the animals is the primary challenge for SCI research, which in small rodents requires high-precision surgery. The transection-type injury model has been a commonly used injury model over the last decade for transplantation-based therapeutic research, however a standardized method for inducing a complete transection-type injury in mice does not exist. We have developed a surgical protocol for inducing a complete transection type injury in C57BL/6 mice at thoracic vertebral level 10 (T10). The procedure uses a small tip drill instead of rongeurs to precisely remove the lamina, after which a thin blade with rounded cutting edge is used to induce the spinal cord transection. This method leads to reproducible transection-type injury in small rodents with minimal collateral muscle and bone damage and therefore minimizes confounding factors, specifically where behavioral functional outcomes are analyzed.

This protocol describes how to create a precise laminectomy for induction of stable transection-type spinal cord injury in the mouse model, with minimal collateral damage for spinal cord injury research.

تحريض كامل من إصابة الحبل الشوكي من نوع الترانصيب في الفئران

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, ...

Neuroscience

Modeling Stroke in Mice: Focal Cortical Lesions by Photothrombosis

Stroke is a leading cause of death and acquired adult disability in developed countries. Despite extensive investigation for novel therapeutic strategies, there remain limited therapeutic options for stroke patients. Therefore, more research is needed for pathophysiological pathways such as post-stroke inflammation, angiogenesis, neuronal plasticity, and regeneration. Given the inability of in vitro models to reproduce the complexity of the brain, experimental stroke models are essential for the analysis and subsequent evaluation of novel drug targets for these mechanisms. In addition, detailed standardized models for all procedures are urgently needed to overcome the so-called replication crisis. As an effort within the ImmunoStroke research consortium, a standardized photothrombotic mouse model using an intraperitoneal injection of Rose Bengal and the illumination of the intact skull with a 561 nm laser is described. This model allows the performance of stroke in mice with allocation to any cortical region of the brain without invasive surgery; thus, enabling the study of stroke in various areas of the brain. In this video, the surgical methods of stroke induction in the photothrombotic model along with&#160;histological analysis are demonstrated.

Described here is the photothrombotic stroke model, where a stroke is produced through the intact skull by inducing permanent microvascular occlusion using laser illumination after administration of a photosensitive dye.

النمذجة السكتة الدماغية في الفئران: الآفات القشرية البؤرية عن طريق Photothrombosis

Stroke is a leading cause of death and acquired adult disability in developed countries. Despite extensive investigation for novel therapeutic strategies, ...

Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, thereby improving the reproducibility of the experiments.
These methods need two requirements to be fulfilled: clarity of the surgical anatomical pathway and simplicity and convenience of the laboratory device. Crucially for the operator, a clear anatomical pathway provides minimally invasive exposure, which avoids additional damage to the experimental animal during the surgical procedures and allows the animal to maintain a consistent and stable anatomical morphology during the experiment.
In this study, the use of a novel integrated platform called the SCI coaxial platform for spinal cord injury in small animals to expose the T9 level spinal cord in a minimally invasive way and stabilize and immobilize the vertebra of mice using a vertebral stabilizer is researched, and, finally, a coaxial gravity impactor is used to contuse the spinal cord of mice to approach different degrees of T9 spinal cord injury. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

Minimally invasive techniques and a simple laboratory device improve the reproducibility of the spinal cord injury model by reducing operative damage to the experimental animals and allowing anatomical morphology maintenance. The method is worthwhile because the reliable results and reproducible procedure facilitate investigations of the mechanisms of disease reparation.

إنشاء نموذج إصابة الحبل الشوكي لكدمة الفأر بناء على تقنية طفيفة التوغل

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, ...

Establishment of Central Cord Syndrome Model in C57BL/6J Mouse

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally invasive exposure approaches and reduce extra injury to experimental animals during operation, enabling the maintenance of consistent and stable anatomical morphology during experiments to minimize behavioral and histological differences between individuals to improve the reproducibility of experiments. In this study, the C6 level spinal cord was exposed using a spinal cord injury coaxial platform (SCICP) and combination with a minimally invasive technique. With the assistance of a vertebral stabilizator, we fixed the vertebrae and compressed the spinal cords of C57BL/6J mice with 5 g/mm2 and 10 g/mm2 weights with SCICP to induce different degrees of C6 spinal cord injury. In line with the previous description of CCS, the results reveal that the lesion in this model is concentrated in the gray matter around the central cord, enabling further research into CCS. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

The present protocol simulating central cord syndrome (CCS) in mice has improved repeatability and minimized operation damage to the experimental animals, avoiding disrupting the anatomical structure excessively. The strategy in this study is advantageous because it allows for research into injury mechanisms by producing consistent results.

إنشاء نموذج متلازمة الحبل المركزي في الماوس C57BL / 6J

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally ...

Modeling Photothrombotic Stroke in Mouse Model: A Laser Illumination Technique Through Mouse Skull Following Photosensitive Dye Administration to Induce Photothrombosis

Source: Llovera, G. et al. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/62536">Modeling Stroke in Mice: Focal Cortical Lesions by Photothrombosis.</a> J. Vis. Exp. (2021)
This video demonstrates the procedure to generate photothrombotic stroke in a mouse model by laser illumination of an intact skull following administration of photosensitive dye.

نمذجة السكتة الدماغية الضوئية في نموذج الفأر: تقنية إضاءة الليزر من خلال جمجمة الفأر بعد إعطاء الصبغة الحساسة للضوء للحث على التخثر الضوئي

Source: Llovera, G. et al. Modeling Stroke in Mice: Focal Cortical Lesions by Photothrombosis. J. Vis. Exp. (2021)
This video demonstrates the procedure ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Biology

Rodent Models

Adult

Inducing a Spinal Cord Contusion in a Mouse Model Using a Spinal Cord Injury Coaxial Platform

<a href='https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/64538/establishing-mouse-contusion-spinal-cord-injury-model-based-on'>Source: Elzat, E. Y. Y., et al.,&#160;Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique. J. Vis. Exp.&#160;(2022).</a>This video demonstrates the method for inducing a contusion injury at the T9 level spinal cord in a mouse model, using a spinal cord injury coaxial platform. A weight is dropped on the T9 level spinal cord that creates a contusion that immediately causes tissue discoloration and swelling.