وأيد هذا العمل من جانب صناديق من قسم علوم الحيوان والطيور لBT.

تمت الموافقة على جميع التجارب على الحيوانات من قبل بلتسفيل المساحة رعاية الحيوان واستخدام Comittees (BAACUC 11-015) وفقا لوزارة الزراعة الأميركية رعاية الحيوان واستخدام المبادئ التوجيهية. 1. التخدير وتسكين (المشتركة لكلا العمليات الجراحية) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تزن الماوس وتحميل التخدير والمسكنات التالية في اثنين 1 مل المحاقن مع الإبر 27 G: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الكيتامين (0.1 ملغ / غ: 0.01 مل / غرام من حل 10 ملغ / مل) وزيلازين (0.01 ملغ / غ: 0.005 مل / غرام من حل 2 ملغ / مل). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> البوبرينورفين (0.1 ميكروغرام / غرام: 0.01 مل من محلول 0.01 ملغ / مل). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لشل حركة الماوس عن طريق التقاط القفا من عنقه أقرب إلى فكي ممكن مع الإبهام والسبابة وعقد الذيل بين القليل وخاتم الأصابع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن الكيتامين زيلازين-خليط الغشاء البريتونى. من أجل تجنب ثقب الأعضاء الداخلية، مع الاستمرار على الماوس معرئيسها أقل قليلا من مستوى الوركين لها (الشكل 1A) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن تحت الجلد البوبرينورفين في القفا من الرقبة عقد بين الإبهام والسبابة (الشكل 1B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ترك الماوس في القفص (نظيفة ودون أي حيوان آخر) على مسرح الحارة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة وعيه، والتحقق من عدم وجود منعكس القدم الخلفية (فحصها من قبل قرصة أخمص قدميه). تطبيق مرهم العين لتجنب جفاف العين وللتحقق من عدم وجود منعكس الجفن (الشكل 1C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يوفر هذا البروتوكول طائرة التخدير الجراحي مدة لا تقل عن 30 دقيقة، ما يكفي لتنفيذ الإجراءات الموضحة أدناه (البروتوكولات 2 و 3). إذا كانت هناك حاجة أوقات أطول، حقنة إضافية من الكيتامين زيلازين + مع نصف الجرعة الموصوفة في 1.1.1 يمكن تطبيقها بعد 30 دقيقة. إن التغيير في نمط التنفس لواحدة بشكل أسرع وعدم انتظام يدل على الصغرىق ق الطائرة التخدير المناسبة. </li></ol> 2. قطع القناة الدافقة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الذكور مع أداء التزاوج التي أثبتت جدواها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعقيم الأدوات الجراحية، وتنظيف الأسطح حيث سيتم إجراء الجراحة وتصفيتهم مع الايثانول 70٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أداء التخدير كما هو مفصل سابقا (بروتوكول 1)، والتحقق من فقدان ردود الفعل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس على مسرح الحارة، وإزالة الفراء مع كليبرز الكهربائية من منطقة بطني بين خطين مستعرضة وهمية وضعت 0.5 سم و 2.5 سم فوق القضيب (الشكل 2A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطهير منطقة حلق بواسطة المسح متتابعة مع 10٪ البوفيدون اليود والايثانول 70٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس في موقف ضعيف مع ذيله نحو الجراح والغطاء بمنشفة العقيمة مع وجود ثقب تعريض منطقة حلق. إلقاء الضوء على منطقة العمليات الجراحية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء 10-15 ملم طولية incisio الجلدن في خط وسطي من البطن، وحوالي 1 سم فوق القضيب. عقد الجلد مع ملقط مسنن خلع الملابس ثم قطع مع مقص (أرقام 2A و 2B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء 5-10 ملم شق طولي في ألبا الخط. عقد العضلات مع ملقط مسنن microdissecting وقطع مع مقص (الشكل 2C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انتزاع لوحة الدهنية الخصية من جانب واحد مع الدقيقة تشريح ملقط مسنن وتسحبه لفضح الخصية، البربخ والأسهر. يقع الأسهر الإنسي إلى الخصية وذلك عبارة عن أنبوب الحرة تمييزها بوضوح (لا تعلق على جدار الخصية مثل البربخ) مع الأوعية الدموية ممتدة على طول جانب واحد (الشكل 2D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد الأسهر مع ملقط مسنن تشريح الصغرى، ملقط خلع الملابس اللهب حتى إلى اللون الأحمر (الشكل 2E </stرونغ&gt;)، ومن ثم استخدامها لخفض ويكوي الأسهر في نقطتين في آن واحد (الشكل 2F). خفض يجب إزالة جزء من حوالي 5 ملم وترك اثنين يفصل بوضوح الغايات أكتوي (الشكل 2G). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل الخصية، البربخ والأسهر يعود إلى تجويف البطن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ننطلق من الخطوة رقم 9 في الخصية الأخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خياطة العضلات مع واحد أو اثنين من غرز فراش الأفقية المصنوعة من 5/0 خياطة للامتصاص (الشكل 2H). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خياطة الجلد مع واحد أو اثنين كليبرز الجرح (الشكل 2I). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد الذكور vasectomised (حلقة الأذن، الوشم إصبع ...)، نقله القفص وضعها على المسرح دافئة ومراقبة حتى يتعافى من التخدير (واعية والحفاظ على الاستلقاء القصية). A 0.5-1 الحقن تحت الجلد مل من محلول ملحي دافئ يحسن إعادةcovery. تسجيل حوادث ممكن تحدث أثناء نقل قطع القناة الدافقة، إضافة المضادات الحيوية إلى مياه الشرب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مقاطع الجرح يمكن إزالتها بعد 10 يوما قطع القناة الدافقة مع مزيل الجرح مجز أو زوج من ملقط الأسنان. فإن الذكور أجريت لهم هذه العمليات تكون جاهزة للتزاوج 2 أسابيع بعد الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اختبار العقم من الذكور أجريت لهم هذه العمليات عن طريق التزاوج مع الإناث الخصبة قبل استخدامه للحصول على المتلقين. </li></ol> 3. الرحم-البوقي نقل الأجنة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الماوس morulae أو مثانات بلاستولية يمكن نقلها بواسطة هذه التقنية إلى المتلقي pseudopregnant الإناث عند 2.5 DPC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الجنين الزجاج التلاعب ماصة: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تلميع نصائح من الشعيرات الدموية الزجاج من أجل تجنب إتلاف حامل ماصة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخفيف جزء منتصف الزجاج الشعرية عن طريق تسخين بلهب غرامة في حين تناوب قليلاالشعرية بكلتا يديه بشكل متزامن. مرة واحدة يصبح المقطع الشعري لينة وطيعة (لون الضوء الأحمر)، سحبها بسرعة من اللهب وسحب طرفي لتضييق قطرها الخارجي إلى 130-150 ميكرون. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انتظر الزجاج ليبرد ثم قطع عليه بتسجيله طفيفة الجزء الضيق مع قلم رصاص الماس نقطة، حجر جلخ أو ملف الأظافر وسحب من كلا الجانبين. يجب أن تكون نظيفة وكسر عمودي </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تلميع غيض من قبل المشتعلة بسرعة كبيرة، وترك فتحة 100-130 ميكرون. ويمكن تخزين الماصات لاستخدامها لاحقا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> دافئ وسائل الاعلام التلاعب الجنين (CZBH أو M2، انظر المناقشة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعقيم الأدوات الجراحية، وتنظيف الأسطح حيث سيتم إجراء الجراحة وتصفيتهم مع الايثانول 70٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أداء التخدير كما هو مفصل سابقا (بروتوكول 1)، والتحقق من فقدان ردود الفعل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حفظ رانه الماوس على مسرح الحارة، وإزالة الفراء مع كليبرز الكهربائية من المنطقة الظهرية بين الركبتين والأضلاع البعيدة (أرقام 3A 3B و). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطهير منطقة حلق بواسطة المسح متتابعة مع 10٪ البوفيدون اليود والايثانول 70٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل الأجنة من الحاضنة إلى prewarmed وسائل الاعلام التلاعب الجنين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل المتلقي إلى مرحلة دافئة تحت stereomicroscope ووضعه في موقف المعرضة أفقيا للجراح (مع رئيسها تتطلع إلى الجانب الأيمن أو الأيسر من جراح). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغطية المنطقة بمنشفة العقيمة مع وجود ثقب تعريض منطقة حلق وإلقاء الضوء على منطقة العمليات الجراحية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء 1 سم مستعرضة (العمودي) شق في الجلد في بقعة تقع على الجمجمة ⅓ من الخط الفاصل بين الضلع الماضي والوركين و⅓ الظهرية من الخط الفاصل بين الظهر والبطن (أرقام 3A لالثانية 3B). عقد الجلد مع ملقط مسنن خلع الملابس وقطع مع مقص (الشكل 3C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة وقد تم قطع الجلد، والمبيض (أحمر / برتقالي) أو لوحة الدهنية المحيطة المبيض (أبيض) يمكن تصور من خلال جدار الجسم. إجراء 0.3-0.5 سم مستعرضة (العمودي) شق في جدار الجسم على المبيض أو وسادة الدهنية في مكان حيث لا يقطع شق أي الأوعية الدموية الكبيرة. عقد العضلات مع ملقط تشريح الصغرى مسننة وقطع مع مقص (الشكل 3D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحريك الماوس ليكون رئيسها يواجه نحو الجراح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحميل التلاعب ماصة الجنين (الشكل 3E): <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح لوسائل الإعلام CZBH ليصعد بواسطة الشعرية من خلال الجزء الضيق من ماصة التلاعب حتى حوالي 5 ملم من الجزء الأوسع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يستغرق فقاعة الهواء الصغيرة (0.2-0.5 ملم). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يعرض الأجنة (5-10) فيالحد الأدنى من وسائل الإعلام (2-4 ملم). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تناول فقاعة أخرى صغيرة الهواء (0.2-0.5 ملم) وكمية صغيرة من وسائل الاعلام (0.5-1 مم). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ترك ماصة الزجاج التي تعلق على حامل الشافطة أو الفم إلى الجهاز اليد التي تديرها، وعلى استعداد لخطوة 3.17. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انتزاع لوحة الدهنية المحيطة المبيض مع ملقط تشريح الصغرى مسننة وتسحبه نحو الرأس الماوس لفضح المبيض، قناة البيض، وجزء صغير من الرحم العلوي من تجويف البطن (أرقام 3F و3G). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد قطعة الشافطة الفم في الفم، وعلى استعداد لاستخدامها، والاستيلاء على وسادة الدهنية مع ملقط تشريح الصغرى مسننة لنقل قناة البيض وفضح مفترق-الرحم البوقي (أي حيث يلتقي قناة البيض الرحم). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على مفترق-الرحم البوقي يمكن الوصول إليها، واتخاذ طفيف منحني ملقط تشريح الصغرى مع يدك اليسرى (إذا كان الحق وسلم) ووضعها تحت فقطملتقى-الرحم البوقي الاستيلاء على قناة البيض حوالي 2 مم فوق ذلك الجزء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد ملتقى-الرحم الأنبوبي مع ملقط تشريح طفيف المنحنية الدقيقة، ثقب الباب قناة البيض على مقربة من ملقط مع 27 G إبرة (الشكل 3H). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج الجنين التلاعب ماصة في فوهة يؤديها مع الإبرة والتقدم إلى الرحم من خلال تقاطع-الرحم الأنبوبي (أرقام 3I و3J). مرة واحدة وقد مرت ماصة للالبوقي تقاطع الرحم (الشكل 3K) أنه ينزلق بسهولة. لا تقدم بعيدا جدا في الرحم لمنع الضرر بطانة الرحم (لا يزيد عن 3 ملم) وماصة حجب من قبل الحطام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الافراج عن الأجنة إلى الرحم عن طريق النفخ بلطف (الشكل 3L). يجب على كل من فقاعات الهواء تمر عبر الرحم. بعض وسائل الإعلام أعلاه فقاعة الأولىويمكن أيضا أن تطلق في الرحم، ولكن تجنب إدخال المزيد من الهواء، لأنها قد تعيق التوطين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة ماصة فقط بعد أن تم الإفراج الأجنة في الرحم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل قناة البيض والمبيض إلى تجويف البطن عن طريق الاستيلاء على لوحة الدهنية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خياطة العضلات مع مرتبة غرزة أفقية مع 5/0 خياطة للامتصاص (الشكل 3M). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خياطة الجلد مع المقص الجرح (الشكل 3N). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ننطلق من الخطوة 10 على الجانب الآخر إذا لزم الأمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد المستلم (حلقة الأذن، الوشم إصبع ...)، نقله إلى قفصه (وضعت على المرحلة الدافئة) ومراقبة حتى يتعافى من التخدير (واعية والحفاظ على الاستلقاء القصية). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> علق حوادث ممكن تحدث أثناء نقل الأجنة وإضافة المضادات الحيوية إلى مياه الشرب. A 0.5-1 مل من الحقن تحت الجلد سالي الحارةالحل شمال شرق يحسن الانتعاش. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مقاطع الجرح يمكن إزالتها بعد 10 يوما نقل الأجنة مع مزيل الجرح مجز أو اثنين من أزواج من ملقط (الشكل 3O). يمكن أن يكون وزنه المتلقي في ذلك اليوم لتقييم الحمل وتقدير عدد الجراء. توفير المواد عشش إلى المتلقي بعد 15 يوما نقل الأجنة. </li></ol>

<ol>
	<li>Fernandez-Gonzalez, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+effect+of+in+vitro+culture+of+mouse+embryos+with+serum+on+mRNA+expression+of+imprinting+genes,+development,+and+behavior.">Long-term effect of in vitro culture of mouse embryos with serum on mRNA expression of imprinting genes, development, and behavior.</a> Proc. Natl. Acad. Sci USA. 101, 5880-5885 (2004).</li><li>Bermejo-Alvarez, P., Roberts, R. M., Rosenfeld, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+glucose+concentration+during+in+vitro+culture+of+mouse+embryos+on+development+to+blastocyst,+success+of+embryo+transfer,+and+litter+sex+ratio.">Effect of glucose concentration during in vitro culture of mouse embryos on development to blastocyst, success of embryo transfer, and litter sex ratio.</a> 79, 329-336 (2012).</li><li>Tarkowski, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experiments+on+the+development+of+isolated+blastomers+of+mouse+eggs.">Experiments on the development of isolated blastomers of mouse eggs.</a> Nature. 184, 1286-1287 (1959).</li><li>Whittingham, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fertilization+of+mouse+eggs+in+vitro.">Fertilization of mouse eggs in vitro.</a> Nature. 220, 592-593 (1968).</li><li>McLaren, A., Biggers, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+development+and+birth+of+mice+cultivated+in+vitro+as+early+as+early+embryos.">Successful development and birth of mice cultivated in vitro as early as early embryos.</a> Nature. 182, 877-878 (1958).</li><li>McLaren, A., Michie, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+on+the+transfer+of+fertilized+mouse+eggs+to+uterine+foster-mothers.+I.+Factors+affecting+the+implantation+and+survival+of+native+and+transferred+eggs.">Studies on the transfer of fertilized mouse eggs to uterine foster-mothers. I. Factors affecting the implantation and survival of native and transferred eggs.</a> J. Exp. Biol. 33, 394-416 (1956).</li><li>Goto, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+fate+of+embryos+transferred+into+the+uterus.">The fate of embryos transferred into the uterus.</a> J. Assist. Reprod. Gen. 10, 197-201 (1993).</li><li>Nagy, A., Gertsenstein, M., Vintersten, K., Behringer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Manipulating the Mouse Embryo: A Laboratory Manual. , (2003).</li><li>Chin, H. J., Wang, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utero-tubal+transfer+of+mouse+embryos.">Utero-tubal transfer of mouse embryos.</a> Genesis. 30, 77-81 (2001).</li><li>Ramirez, M. A., Fernandez-Gonzalez, R., Perez-Crespo, M., Pericuesta, E., Gutierrez-Adan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+stem+cell+activation,+culture+media+of+manipulated+embryos,+and+site+of+embryo+transfer+in+the+production+of+F0+embryonic+stem+cell+mice.">Effect of stem cell activation, culture media of manipulated embryos, and site of embryo transfer in the production of F0 embryonic stem cell mice.</a> Biol. Reprod. 80, 1216-1222 (2009).</li><li>Miller, A. M., Wright-Williams, S. L., Flecknell, P. A., Roughan, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+abdominal+and+scrotal+approach+methods+of+vasectomy+and+the+influence+of+analgesic+treatment+in+laboratory+mice.">A comparison of abdominal and scrotal approach methods of vasectomy and the influence of analgesic treatment in laboratory mice.</a> Lab. Anim. 46, 304-310 (2012).</li><li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory Animal Anaesthesia. , (2009).</li><li>Erhardt, W., Hebestedt, A., Aschenbrenner, G., Pichotka, B., Blumel, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparative+study+with+various+anesthetics+in+mice+(pentobarbitone+ketamine-xylazine,carfentanyl-etomidate).">A comparative study with various anesthetics in mice (pentobarbitone ketamine-xylazine,carfentanyl-etomidate).</a> Res. Exp. Med. 184, 159-169 (1984).</li><li>Tarin, D., Sturdee, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgical+anaesthesia+of+mice:+evaluation+of+tribromo-ethanol,+ether,+halothane+and+methoxyflurane+and+development+of+a+reliable+technique.">Surgical anaesthesia of mice: evaluation of tribromo-ethanol, ether, halothane and methoxyflurane and development of a reliable technique.</a> Lab. Anim. 6, 79-84 (1972).</li><li>Zeller, W., Meier, G., Burki, K., Panoussis, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adverse+effects+of+tribromoethanol+as+used+in+the+production+of+transgenic+mice.">Adverse effects of tribromoethanol as used in the production of transgenic mice.</a> Lab. Anim. 32, 407-413 (1998).</li><li>Lieggi, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficacy+and+safety+of+stored+and+newly+prepared+tribromoethanol+in+ICR+mice.">Efficacy and safety of stored and newly prepared tribromoethanol in ICR mice.</a> Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 17-22 (2005).</li><li>Lieggi, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+evaluation+of+preparation+methods+and+storage+conditions+of+tribromoethanol.">An evaluation of preparation methods and storage conditions of tribromoethanol.</a> Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 11-16 (2005).</li><li>Meyer, R. E., Fish, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+tribromoethanol+anesthesia+for+production+of+genetically+engineered+mice+and+rats.">A review of tribromoethanol anesthesia for production of genetically engineered mice and rats.</a> Lab. Anim. 34, 47-52 (2005).</li><li>Chatot, C. L., Lewis, J. L., Torres, I., Ziomek, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+1-cell+embryos+from+different+strains+of+mice+in+CZB+medium.">Development of 1-cell embryos from different strains of mice in CZB medium.</a> Biol. Reprod. 42, 432-440 (1990).</li><li>Quinn, P., Barros, C., Whittingham, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preservation+of+hamster+oocytes+to+assay+the+fertilizing+capacity+of+human+spermatozoa.">Preservation of hamster oocytes to assay the fertilizing capacity of human spermatozoa.</a> J. Reprod. Fertil. 66, 161-168 (1982).</li><li>Dios Hourcade, d. e., Perez-Crespo, J., Serrano, M., Gutierrez-Adan, A., A, B., Pintado, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+and+in+vivo+development+of+mice+morulae+after+storage+in+non-frozen+conditions.">In vitro and in vivo development of mice morulae after storage in non-frozen conditions.</a> Reprod. Biol. Endocrinol. 10, 62 (2012).</li></ol>

الكتاب تعلن أي المصالح المالية المتنافسة.

قطع القناة الدافقة هو تقنية جراحية على التوالي إلى الأمام نسبيا التي لا تنطوي على صعوبات كبيرة. عندما التعقيم مع فيوسيدين والإيثانول تأكد من غسل الماضي (مع الإيثانول) يزيل البوفيدون اليود، لأنها قد تهيج الغشاء البريتوني. ويمكن أيضا الوصول إلى الأسهر أن يتحقق عن طريق كيس الصفن أو إجراء شق عرضي في البطن 8. وقد أوصى شق الصفن لمستعرضة شق البطن بسبب شق أصغر نسبيا اللازمة وأفضل قليلا السلوك بعد العملية الجراحية 11. ومع ذلك، ونحن نفضل شق البطن على الصفن لأنه يوفر وصول أسهل وأكثر وضوحا في الأوعية الناقلة للمني من كلا الخصيتين، ومنع الجراحين المبتدئين من كيها مرتين نفس الأسهر وترك وعاء وظيفية القناة الناقلة. بين كل من التقنيات في البطن، ونحن نؤيد شق طولي في ألبا الخط على transverسال لأنه لا قطع أي الألياف العضلية في البطن، وتجنب تطور الفتق في البطن. ومع ذلك، على حد سواء قطع القناة الدافقة وبروتوكولات نقل الأجنة داخل الرحم، البوقي يمكن تكييفها لالمعدات المتاحة أو لأمثال الشخصية للباحث. على سبيل المثال، وهو معقم الزجاج حبة يمكن استخدامها لتسخين ملقط يستخدم ليكوي الأسهر. في أي حال، لا بد من اتباع الأسلوب العقيم، لتوفير التخدير وتسكين المناسبة من أجل تحقيق أقصى قدر من الرفق بالحيوان، والامتثال للوائح المحلية. جانب آخر عرضة للتعديلات هو البروتوكول التخدير. إذا التخدير الاستنشاق (isoflurane و) هو متاح، ونحن نشجع على استخدامه بدلا من الحقن (حقن) التخدير، كما أنه يوفر الطائرة التخدير مستقرة جدا والانتعاش السريع. ومع ذلك، فمن المهم أن أذكر أن التخدير الاستنشاق لا يزال يتطلب استخدام مسكن للآلام داخل وما بعد الجراحة، والتي ينبغي أن تكون الهيئة الإداريةstered قبل الجراحة كما تخدير. البوبرينورفين الأفيونية هي التي توفر للوعي في المدى الطويل الماوس 12. يوفر التخدير بالحقن أيضا طائرة مخدر جيدة لإجراءات قصيرة مثل قطع القناة الدافقة ونقل الأجنة. الكيتامين-زيلازين هو مزيج موثوق بها للغاية لعملية جراحية الماوس 13 و لاحظنا أبدا أي مضاعفات التخدير باستخدام هذا المزيج بالتزامن مع تخدير مع البوبرينورفين. تركيبات بالحقن أخرى يمكن استخدام 12، ولكن نحن لا نشجع استخدام خليط المخدرة AVERTIN (ثلاثي بروم إيثانول)، كجرعة واحدة فقط يمكن إدارة وأفادت مقالات متعددة مضاعفات المتنوعة المرتبطة باستخدامه مثل تهيج موضعي، وضعف وعي، العلوص ، التصاقات ليفية في تجويف البطن، ونخر من الألياف العضلية تحت الصفاق وأعضاء البطن السطحية، وحتى وفيات 14-18. يتطلب نقل الأجنة الإدارة الجيدة لكلا الأجنة ود المتلقي. كقاعدة عامة لنقل الأجنة في الثدييات، والمرحلة التنموية من الأجنة يمكن أن يكون أكثر تقدما من مرحلة حمل كاذب للمتلقي، ولكن ليس العكس. وبعبارة أخرى، يمكن للأجنة الانتظار للأم، ولكن الأم لا يمكن أن تنتظر للأجنة، لذلك هذه التقنية يمكن استخدامها لنقل morulae أو مثانات بلاستولية، ولكن ليس في وقت سابق المراحل. -الرحم البوقي نقل الأجنة يمكن أن يؤديها بعد يومين من الكشف عن المكونات المهبلية من الظهر (2.5 DPC) إلى مساء ليلة (3 DPC)، عندما تقاطع-الرحم البوقي مفتوحة للسماح بمرور الطبيعي للأجنة من قناة البيض لقرون الرحم. معتبرا ان نقل الأجنة قد عانوا من نوع من التلاعب، ويجب التعامل مع الجنين تقليل أي مزيد من الضرر. دليلا ممتازا للماوس التلاعب الجنين يمكن العثور عليها في ناجي وآخرون. 8 الفأر الأكثر استخداما وسائل الاعلام التلاعب الجنين اللتين عقد درجة الحموضة الفسيولوجية في العادية فيmosphere، هي CZBH 19 و 20 M2. على الرغم من أن في الجسم الحي ينتج أجنة الفئران يمكن التغلب على التعرض لدرجات الحرارة الباردة أو الرقم الهيدروجيني غير طبيعية لفترات طويلة 21، ينبغي prewarmed وسائل الاعلام التلاعب. إذا تم prewarmed وسائل الإعلام في صحن الثقافة، وتجنب ارتفاع درجة حرارة لفترات طويلة (أكثر من 40 دقيقة)، كما الأسمولية من وسائل الإعلام ستزيد بسبب تبخر المياه والتي يمكن أن تكون أكثر ضررا من وسائل الاعلام التلاعب الباردة. وبالمثل، في الوقت الذي تنفق الأجنة داخل ماصة التلاعب يجب أن يكون الحد الأدنى نظرا لحجم صغير موجودة في ماصة. استخدام السليم ماصة التلاعب الجنين هو أمر حاسم لنجاح البروتوكول. ماصات التلاعب يمكن أن تكون مصنوعة من الزجاج الشعيرات الدموية مع جدار زجاجي رقيق. ويمكن أيضا ماصات باستور، وغالبا ما تستخدم لمعالجة الأجنة الحيوانية الكبيرة، واستخدامها، ولكن نظرا لابتعاده أقصر من المقبض إلى الحافة، ماصات التلاعب مصنوعة من الزجاج الشعيرات الدموية هي أكثر COMFortable للمناورة. التعرض للهب وسرعة سحب تحديد سمك الجدار والقطر الداخلي للماصة. على الرغم من الماصات يمكن التلاعب به بسهولة باليد بعد بعض الممارسة، ساحبة والصغرى فورج يمكن أن تستخدم أيضا. فمن المهم لاستثمار الوقت في إنتاج العديد من الماصات التلاعب الأمثل. يجب أن تكون الفتحة ماصة التلاعب أوسع من جنين للسماح التدفق السلس، ولكن صغيرة بما يكفي لاختراق بسهولة والتقدم من خلال تقاطع-الرحم الأنبوبي. إذا تمت إزالة المنطقة الشفافة قبل نقل، مثانات بلاستولية عادة إلى توسيع قطرها أكبر. في هذه الحالة، فإنه من المستحسن لجعل ماصات أوسع مع فتحة أوسع (130-180 ميكرون) لتجنب أي ضرر للخلايا الأديم الظاهر الغاذي. البولندية غيض من المهم لتجنب إتلاف قناة البيض، جدار الرحم والجنين - وخاصة إذا تمت إزالة زونا، وتجنب غيض ماصة من يتم حظره من قبل الحطام. ومع ذلك، بعد تلميع، ينبغي الفتحة نبعد التمديد تكون صغيرة جدا مقارنة مع القطر الداخلي للماصة، وانخفاض حاد في قطر سوف تسبب تغيرات مفاجئة في سرعة التدفق. يوفر المعبرة الشافطة عنصر تحكم تدفق أكثر دقة، فضلا عن موقف أكثر راحة اليد مقابل الأجهزة التي تسيطر عليها اليد. ومع ذلك، يمكن استخدام جهاز التحكم ناحية إذا لزم الأمر (على سبيل المثال عند التعامل مع الأجنة المعالجة الفيروسة البطيئة). لتدفق الأمثل وتجنب نقل الزيوت المعدنية، كما أنه من المستحسن استخدام ماصة جديدة لنقل الجنين بدلا من أن تستخدم لنقل الأجنة من وسائل الإعلام والثقافة الى وسائل الاعلام التلاعب. أخيرا، في حين أن إدخال ماصة من خلال قناة البيض، وينبغي التعامل مع الشعرية مباشرة، مثال. الاستيلاء على الزجاج وليس من البلاستيك مقبض من الشافطة، للحصول على احكام قبضتهم. التكبير تستخدم لنقل الأجنة هي مسألة الشخصية التي تعتمد على البصر من الجراح. ونحن نفضل استخدام التكبير المنخفض لديك حقل بصرية واسعة،لذلك نحن نستخدم 10X التكبير النهائي (10X بصري والهدف 1X). وينبغي أن يكون المستلمين لا يقل عن 8 أسابيع من العمر وتزن ما بين 27-40 غرام. Outbreed الفئران مثل CD1 أو بستر السويسرية عرض سلوك الأمهات جيدة ويتلقون ممتازة. فإنه من المستحسن لاقامة التربية للحصول على المتلقين اضافية، وتلك التي لا تستخدم سيتعافى نشاطها الدراجات العادية في غضون أسبوعين. على الرغم من تزاوج، قد لا يكون بعض الإناث الصفراء المجاميع (الشكل 3G) وبالتالي لن تكون تقبلا لنقل الأجنة. لهذا السبب، يجب فحص المبايض لوجود أجسام الصفراء، والتي عند 2.5 DPC يمكن تحديدها بشكل واضح عن الهياكل الحمراء الزاهية في المبيض (الشكل 3F). خلال عملية جراحية من المهم للحد من الاتصال مع الجهاز التناسلي عن طريق الاستيلاء على المبيض وسادة الدهنية بدلا من ذلك؛ التلاعب المفرط من المبيض والرحم قد يؤدي إلى إنحلال الجسم الأصفر. مقدمة من تلاعبن ماصة في قناة البيض هي الخطوة الأكثر تعقيدا من البروتوكول. في بعض المتلقين، قناة البيض هو الملتوية للغاية وليس هناك 2 ملم على التوالي تمتد من تقاطع مع الرحم. في هذه الحالة ترتيب قناة البيض وإجراء ثقب في أول منعطف. كما هو مفصل أعلاه، لطيفة التلاعب ماصة يجعل حقا الفرق. مرة واحدة وقد مرت ماصة من خلال تقاطع-الرحم الأنبوبي، فإنه ينزلق بسهولة. إذا لم يحدث ذلك، ماصة قد انحرفت عن قناة البيض وعدم التوصل إلى تجويف الرحم. مرة واحدة داخل الرحم، إذا لم تتدفق وسائل الإعلام، نقل ماصة قليلا خارج أو داخل وحاول مرة أخرى. إذا كان لا يزال لا تتدفق، وانسداد ماصة، اخراجه من الرحم، والإفراج عن المحتويات في طبق مع وسائل الاعلام التلاعب وإعادة تحميل نفس أو غيرها من ماصة. تسليم عادة ما يحدث 17 يوما بعد نقل الأجنة. لمنع أكل لحوم البشر، وتوفير المواد عشش 2 أيام مقدما وليس لتغيير القفص خلال الأيام الأولى بعد الولادة.

نقل الأجنة وربما كان إجراء العمليات الجراحية الأكثر شيوعا التي تؤدى في نموذج الفأر. هذه التقنية أمر ضروري للحصول على ذرية من الأجنة في المختبر تعرض لتقنيات التلاعب، وبالتالي، يشكل خطوة ضرورية لتطوير نماذج المعدلة وراثيا عن طريق الحقن pronuclear، تنبيغ lentiviral، أو تشكيل الوهم. الى جانب ذلك، هذه التقنية تسمح دراسة الآثار التنموية من الشتائم المتنوعة التي تحدث أثناء تطور سابق للانغراس. استخدام تقنيات الاستنساخ الاصطناعي 1 أو التعرض لتركيزات غير طبيعية من المواد او نواتج 2 مختلفة قد تؤثر تطور الجنين مما يؤدي إلى زرع أو المشيمة الفشل والآثار على المدى الطويل في النسل. وهناك تقنية نقل الأجنة موثوق بها وقابلة للتكرار أمر حاسم لاختبار الآثار السلبية المحتملة لعلاج تجريبي على غرس ونمو الجنين في رجل متسقةنير. يمكن نقل الأجنة سابق للانغراس الفئران الإناث إلى المتلقي إما إلى قناة البيض عن طريق الأمبولات من 0.5 أيام تال للجماع (DPC) المتلقين pseudopregnant (نقل قناة البيض) أو 3،4 في الرحم من 2.5 DPC pseudopregnant المتلقي (نقل الرحم) 5،6 اعتمادا على مرحلة نموهم. الأجنة في مرحلة الكيسة الأريمية، مثل تلك المستخدمة لتوليد الفئران خيالية عن طريق الحقن للخلايا الجنينية الجذعية المحفزة أو المستحثة، وعادة ما ينقل عن طريق التحويل الرحم. يمكن أيضا نقل مثانات بلاستولية إلى قناة البيض من 0.5 DPC المتلقي، لكنه يشكل اختبارا أقل الفسيولوجية لاختلال التنموية، وذلك لأن الجنين يخضع لفترة البيات ولها 2 أيام للتعافي من الإهانة قبل أن يتم زرع مكانها. نقل الرحم ينطوي على ثقب جدار الرحم بإبرة الضيقة من أجل توليد الفتحة التي تسمح للحصول على التلاعب ماصة الجنين في تجويف الرحم. Although هذه التقنية يمكن أن تحقق نتائج جيدة، والبقاء على قيد الحياة لمدة (أي النسبة المئوية للأجنة نقل أن تتطور إلى الجرو) غالبا ما تكون منخفضة وغير متوقعة 7،8. ثقب في جدار الرحم يستتبع بعض الآثار الجانبية الضارة. الأولى، عضل الرحم هو نسيج أوعية دموية للغاية وثقب في كثير من الأحيان يؤدي إلى نزف صغيرة. الدم قد منع ماصة نقل الأجنة أو تغزو التجويف الرحمي يسبب الوفاة الجنينية و / أو فشل الزرع. وهذا هو ذات الصلة ولا سيما عندما يتم نقل الأجنة دون زونا، مثل خلايا الدم والحطام يمكن أن نعلق على عن Blastomeres. الثانية، وفتح يؤديها لا ختم بعد أن تم نقل الأجنة، بحيث يمكن أن تتدفق مرة أخرى من خلال فتحة ويطرد إلى تجويف البطن عندما يكون حجم كبير جدا وقد ندخل في الرحم. نقل-الرحم الجنين البوقي الموصوفة هنا الاستفادة من مفرق-الرحم الأنبوبي لتسليم EMBRيوس في الرحم من دون الحاجة إلى ثقب جدار الرحم وتجنب العواقب السلبية 9 بذلك. ويتم الحصول على الإناث المتلقي pseudopregnant تستخدم لنقل الأجنة عن طريق التزاوج مع الذكور الطبيعية أجريت لهم هذه العمليات 8. يطلب من الإفرازات المنوية التي ينتجها الذكور العقيمة لالرحم لتصبح تقبلا لنقل الأجنة. للحصول على المستلم، يتم وضع حد أقصى قدره 2 الإناث من 8 أسابيع إلى 6 أشهر من العمر مع رجل أجريت لهم هذه العمليات في فترة ما بعد الظهر. في صباح اليوم التالي، ويتم التحقق من الإناث لوجود سد الجماع المهبلي، أجمة من البروتينات متخثر من السائل المنوي من الذكور. كما يحدث التزاوج عادة خلال منتصف الليل، ويعتبر اليوم من الكشف عن المكونات المهبلي ليكون 0.5 DPC. على الرغم من أن الذكور أجريت لهم هذه العمليات يمكن شراؤها من بعض البائعين، وإجراء العمليات الجراحية الموصوفة هنا من السهل نسبيا ولا تتطلب أي أدوات إضافية مما هو مطلوب لنقل الأجنة.

<table><tbody><tr><td>Ketamine</td><td>VEDCO</td><td>Ketaved ANADA 200-257</td><td>To be ordered by a licensed veterinarian.</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>Anased NADA #139-236</td><td>To be ordered by a licensed veterinarian.</td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>Generic</td><td>NDC 400-42-010-01</td><td>To be ordered by a licensed veterinarian.</td></tr><tr><td>Eye ointment</td><td>Novartis</td><td>Genteal</td><td></td></tr><tr><td>Antibiotic</td><td>Pfizer</td><td>Clavamox NADA #55-101.</td><td>Added to drinking water (0.3 mg/ml of amoxicillin trihydrate and 0.075 mg/ml of clavulanate potassium). Add 1.5 ml of the reconstituted 15 ml bottle to 250 ml of water.</td></tr><tr><td>Dressing serrated forceps</td><td>ROBOZ</td><td>RS-8120</td><td>Any medium size surgical-grade steel straight forceps will work.</td></tr><tr><td>Microdissecting serrated forceps</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5137</td><td>These ones are curved at a 90&amp;ordm; angle. Straight forceps can be used if preferred.</td></tr><tr><td>Slight curved micro dissection forceps</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5136</td><td>This model is particularly useful to hold the oviduct.</td></tr><tr><td>Scissors</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5880</td><td>Any regular surgical grade steel small straight scissors will work.</td></tr><tr><td>27 G needles</td><td>Beckton-Dickinson</td><td>305136</td><td>Smaller needles (30 G) can be also used. 25 G may be a bit too big.</td></tr><tr><td>Clip applier</td><td>MiKRon</td><td>42763</td><td></td></tr><tr><td>9 mm Clips</td><td>MiKRon</td><td>427631</td><td></td></tr><tr><td>Clip remover</td><td>MiKRon</td><td>7637</td><td>Two pairs of teeth forceps (ROBOZ RS-8160) can be used instead.</td></tr><tr><td>Suture needle holder</td><td>ROBOZ</td><td>RS-7820</td><td></td></tr><tr><td>Suture</td><td>Dowist Gell</td><td>5-0 Dexon S 7204-21</td><td>Can be substituted for any 4-0 to 6-0 absorbable suture with a narrow curved needle.</td></tr><tr><td>Glass capillaries</td><td>VWR</td><td>100 ul calibrated pipettes 53432-921</td><td>It includes a mouth aspirator system that only requires to attach a 0.22 &amp;#181;m filter in the tubing to be ready to use. More information can be obtained in Nagy &lt;em&gt;et al&lt;/em&gt;.&lt;sup&gt;8&lt;/sup&gt;</td></tr><tr><td>Burner</td><td>KISAG AG</td><td>Typ 2002</td><td>Gas operated burner, can be charged with Kigas (CH-4512, from the same vendor). Alcohol burners may be also used, but gas provides a higher temperature and this burner provides a small and precise flame.</td></tr><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Leica</td><td>MZFLIII</td><td>This is an expensive estereomicroscope with fluorescence, that can be also used for other purposes. There are cheaper options such as Leica MZ8 or Nikon SMZ-10 or SMZ-2B, to name a few. It is better to use two stereomicroscopes, one for handling the embryos (which does not need to be a very nice one) and another one for the recipient. The one used for the recipient should display a long distance from the stage plate to the objective lense, in order to be able to focus 3-4 cm above the stage plate (where the oviduct will be placed) and still leave some room for the surgeon; most of the stereomicroscopes can do this, but some cannot.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Fiber optics ilumination</td><td>Dolan Jenner</td><td>Fiber lite</td><td>To iluminate the surgical area. There are different systems available.</td></tr><tr><td>Warm stages</td><td>American scope</td><td>&lt;a href=&quot;https://exch.mail.umd.edu/owa/redir.aspx?C=1qTJKejamUSfudeYG_MlZHvTY3dsJM9Iaqr2SnwGD4ECWGzB8e8Rpg--_L7u0vJmyatXQJzGQ0k.&amp;amp;URL=http%3a%2f%2fstore.amscope.com%2ftcs-100.html&quot; target=&quot;_blank&quot;&gt;http://store.amscope.com/tcs-100.html&lt;/a&gt;</td><td>These can be placed over the stage plate of the stereomicroscope. Some modifications (inserting a stick to level the stage) may be needed if it is too short for the stereomicroscope. A big warm stage can be used for warming the cage if it is available. If not, a regular heating pad can be used, but temperature must be checked.</td></tr><tr><td>Culture dishes for embryo manipulation</td><td>Falcon</td><td>353001</td><td>351008 may be also used; they made narrower drops.</td></tr></tbody></table>

utero-tubal embryo transfer and vasectomy in the mouse model

نقل الأجنة الإناث سابق للانغراس إلى بديل هو خطوة لازمة لإنتاج الفئران المعدلة وراثيا أو لدراسة الآثار المترتبة على تعديلات جينية نشأت أثناء التطور سابق للانغراس على التنمية وتعليم الكبار صحة الجنين اللاحقة. استخدام تقنية فعالة ومتسقة نقل الأجنة أمر بالغ الأهمية لتعزيز جيل من الحيوانات المعدلة وراثيا وتحديد تأثير العلاجات المختلفة على معدلات البقاء على قيد الحياة لغرس والمدى. وعادة ما يتم نقل الأجنة في مرحلة الكيسة عن طريق التحويل الرحم، وأداء ثقب في جدار الرحم لإدخال ماصة التلاعب الجنين. فتحة أجريت في الرحم لا يغلق بعد أن تم سحب ماصة، ويمكن للأجنة تدفق إلى تجويف البطن بسبب الضغط الايجابي من الرحم. ثقب يمكن أن تنتج أيضا من نزيف في أن يضعف زرع، وكتل ماصة نقل ويمكن أن تؤثر الجنين دالتطور، وخاصة عندما يتم نقل الأجنة دون زونا. بالتالي، هذا الأسلوب غالبا ما يؤدي إلى انخفاض معدلات بقاء الجنين متغير جدا والشاملة. تجنب هذه الآثار السلبية، البوقي-الرحم نقل الأجنة الاستفادة من مفرق-الرحم البوقي كحاجز طبيعي أن يعرقل تدفق الجنين وتجنب ثقب في جدار الرحم. ويلزم الذكور أجريت لهم هذه العمليات للحصول على المتلقين pseudopregnant. يوصف تقنية لإجراء عملية قطع قناة المني كتكملة لنقل الجنين داخل الرحم، الأنبوبي.

<html> يوفر-الرحم البوقي نقل الأجنة وسيلة لنقل الأجنة إلى الرحم تجنب بعض المضاعفات المرتبطة إلى الرحم نقل الأجنة 2،9،10. في الجدول 1 نظهر بعض النتائج التي حصلنا عليها ممثل نقل مثانات بلاستولية CD1 يتعرضون لأنواع مختلفة من التلاعب إلى المستلمين CD1 بعد بروتوكول صفها. بقاء لمدة (٪ من الأجنة الناتجة في الجرو) أو البقاء على قيد الحياة إلى E15 (في حالة الفيروسة البطيئة التعرض) مشابه بين الأجنة مجرد مثقف في المختبر من مرحلة البيضة الملقحة (IVC)، الأجنة يتعرضون للحقن التوجيهية لتوليد الجراء خيالية والأجنة التي كان زونا على إزالتها وتعرضوا لالفيروسة البطيئة لمدة 7 ساعة قبل نقل الأجنة. وبالتالي، الرحم، البوقي نقل الأجنة هي تقنية يمكن الاعتماد عليها لنقل الأجنة معقدة بصفة خاصة، مثل تلك التي تفتقر الشفافة زونا وحضنت مع الفيروسة البطيئة. together.within صفحة = &quot;دائما&quot;&gt; <img alt="الشكل 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51214/51214fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51214/51214fig1.jpg" /> الشكل 1. حقن التخدير والمسكنات. A) حقن داخل الصفاق من الكيتامين-زيلازين. B) الحقن تحت الجلد من البوبرينورفين. C) تطبيق مرهم العين. <img alt="الرقم 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51214/51214fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51214/51214fig2.jpg" /> الشكل 2. يتم وضع بروتوكول قطع القناة الدافقة A) والنقطة شق (يصور مع &quot;X&quot; حمراء) حوالي 1 سم فوق القضيب؛ إزالة الفراء 0،5-2،5 سم فوق القضيب (الخطوط السوداء) شق B) شق الجلد C) العضلات.. القناة الناقلة D) فاس (السهم الأسود) واختبارو(*). E) المشتعلة من ملقط لالكي. F) الكي من الأسهر في نقطتين في آن واحد. القناة الناقلة G) فاس فصل بوضوح إلى طرفي أكتوي. H) خياطة العضلات الأول) خياطة الجلد. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/51214/51214fig2highres.jpg" target="_blank">اضغط هنا لمشاهدة صورة أكبر.</a> <img alt="الرقم 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51214/51214fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51214/51214fig3.jpg" /> الرقم 3. الرحم-البوقي بروتوكول نقل الأجنة A، B) وعرض الظهرية الجانبية للنقطة شق (يصور مع &quot;X&quot; حمراء)؛ خطوط سوداء بين الضلع الماضي والوركين (A، B) وبين الظهر والبطن (B) بمثابة دليل. C) شق الجلد. <stroنانوغرام&gt; D) شق العضلات. E) ماصة الزجاج التلاعب الأجنة محملة 5 مثانات بلاستولية جاهزة للنقل. F، G) المبيضين الممثل مع (F) أو بدون (G) الأجسام الصفراء، وأشار مع السهام السوداء. هونج كونج) لأغراض التمثيل ، تم إجراء محاكاة ل-الرحم البوقي نقل الأجنة تحميل ماصة الزجاج التلاعب مع 0.4٪ التريبان الأزرق الحل. H) البزل من قناة البيض (السهم الأسود) على مقربة من الرحم (*). I) مقدمة من ماصة التلاعب في الجنين فتحة تؤديها سابقا. J) السلف ماصة التلاعب الجنين عن طريق الرحم البوقي تقاطع. K) تم طرد A حجم التريبان الأزرق حل يعادل التي تم إصدارها في نقل الأجنة في تجويف الرحم (السهم الأسود). L) ل اختبار كفاءة إغلاق تنتجها تقاطع-الرحم الأنبوبي، جميعوأطلق سراح محتوى ماصة التلاعب في الرحم؛-الرحم البوقي تقاطع (السهم) يعوق تدفق الخلفي من حل التريبان الأزرق تطلق في الرحم (*) إزالة M) خياطة العضلات N) خياطة الجلد O) كليب.. P) 15 يوما بعد نقل الأجنة توفير المواد عشش إلى المستلم. س) القمامة همي الحصول التالية هذه التقنية. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/51214/51214fig3highres.jpg" target="_blank">اضغط هنا لمشاهدة صورة أكبر.</a> <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="583" style=";text-align:right;direction:rtl"><colgroup><col /><col /><col /><col /><col /></colgroup><tbody><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;width:91px;"> علاج </td><td style="width:135px;"> عدد التحويلات </td><td style="width:131px;"> نقل الأجنة </td><td style="width:99px;"> الجراء تسليمها </td><td style="width:131px;"> البقاء على قيد الحياة لرإدارة مخاطر المؤسسات (٪) </td></tr><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;"> IVC </td><td align="center"> 11 </td><td align="center"> 110 </td><td align="center"> 82 </td><td align="center"> 74.5 </td></tr><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;"> حقن التوجيهية </td><td align="center"> 3 </td><td align="center"> 50 </td><td align="center"> 35 </td><td align="center"> 70.0 </td></tr><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;"> الفيروسة البطيئة </td><td align="center"> 6 </td><td align="center"> 60 </td><td align="center"> 44 </td><td align="center"> 73.3 </td></tr></tbody></table> الجدول 1. النتائج التي تم الحصول عليها بعد نقل ممثل ثلاث مجموعات مختلفة من الأجنة التلاعب التالية-الرحم البوقي نقل الأجنة. 1) أجنة مثقف في المختبر (IVC) من مرحلة البيضة الملقحة إلى مرحلة الكيسة الأريمية، 2) في الجسم الحي ينتج مثانات بلاستولية حقنوا 10 مذكرات التفاهمالبريد التوجيهية لتوليد الفئران خيالية، 3) في الجسم الحي ينتج مثانات بلاستولية التي كان زونا على إزالتها وحضنت لمدة 7 ساعة مع الفيروسة البطيئة معربا عن GFP. تمثيل البيانات في عدد من الجراء ولدت من عدد الأجنة المنقولة باستثناء مجموعة الفيروسة البطيئة المكشوفة، حيث يمثل عدد الأجنة قابلة للحياة بعد 10 يوما نقل الأجنة، والحمل وعدم السماح لمزيد من التقدم.

Watch this Scientific Journal Video about Utero-tubal Embryo Transfer and Vasectomy in the Mouse Model at JoVE.com

Utero-tubal Embryo Transfer and Vasectomy in the Mouse Model

يستخدم-الرحم البوقي نقل الأجنة في الرحم الوصل الأنبوبي كحاجز لمنع تدفق الجنين التي قد تحدث عند تنفيذ نقل الرحم. ويلزم الذكور أجريت لهم هذه العمليات للحصول على المتلقين pseudopregnant لنقل الأجنة. وتناقش كل من التقنيات.

الرحم-البوقي نقل الأجنة وقطع القناة الدافقة في نموذج الفأر

The transfer of preimplantation embryos to a surrogate female is a required step for the production of genetically modified mice or to study the effects ...

utero-tubal-embryo-transfer-and-vasectomy-in-the-mouse-model

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

47.7K Views.  United States Department of Agriculture.  يستخدم-الرحم البوقي نقل الأجنة في الرحم الوصل الأنبوبي كحاجز لمنع تدفق الجنين التي قد تحدث عند تنفيذ نقل الرحم. ويلزم الذكور أجريت لهم هذه العمليات للحصول على المتلقين pseudopregnant لنقل الأجنة. وتناقش كل من التقنيات. 

Video: Utero-tubal Embryo Transfer and Vasectomy in the Mouse Model

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus. For example, in utero transplantation (IUT) of hematopoietic stem cells has been used to successfully treat patients with severe combined immunodeficiency.1,2 In several other conditions, however, IUT has been attempted without success.3 Given these mixed results, the availability of an efficient non-human model to study the biological sequelae of stem cell transplantation and gene therapy is critical to advance this field. We and others have used the mouse model of IUT to study factors affecting successful engraftment of in utero transplanted hematopoietic stem cells in both wild-type mice4-7 and those with genetic diseases.8,9 The fetal environment also offers considerable advantages for the success of in utero gene therapy. For example, the delivery of adenoviral10, adeno-associated viral10, retroviral11, and lentiviral vectors12,13 into the fetus has resulted in the transduction of multiple organs distant from the site of injection with long-term gene expression. in utero gene therapy may therefore be considered as a possible treatment strategy for single gene disorders such as muscular dystrophy or cystic fibrosis. Another potential advantage of IUT is the ability to induce immune tolerance to a specific antigen. As seen in mice with hemophilia, the introduction of Factor IX early in development results in tolerance to this protein.14 
In addition to its use in investigating potential human therapies, the mouse model of IUT can be a powerful tool to study basic questions in developmental and stem cell biology. For example, one can deliver various small molecules to induce or inhibit specific gene expression at defined gestational stages and manipulate developmental pathways. The impact of these alterations can be assessed at various timepoints after the initial transplantation. Furthermore, one can transplant pluripotent or lineage specific progenitor cells into the fetal environment to study stem cell differentiation in a non-irradiated and unperturbed host environment.
The mouse model of IUT has already provided numerous insights within the fields of immunology, and developmental and stem cell biology. In this video-based protocol, we describe a step-by-step approach to performing IUT in mouse fetuses and outline the critical steps and potential pitfalls of this technique.

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The mouse model of in utero transplantation is a versatile tool that can be used to study the potential clinical applications of stem cell transplantation and gene therapy in the fetus. In this protocol, we present a general approach to performing this technique

نموذج الفأر من في الرحم زراعة

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus.  For example, in ...

Medicine

Ultrasound-Guided Microinjection into the Mouse Forebrain In Utero at E9.5

In utero survival surgery in mice permits the molecular manipulation of gene expression during development. However, because the uterine wall is opaque during early embryogenesis, the ability to target specific parts of the embryo for microinjection is greatly limited. Fortunately, high-frequency ultrasound imaging permits the generation of images that can be used in real time to guide a microinjection needle into the embryonic region of interest. Here we describe the use of such imaging to guide the injection of retroviral vectors into the ventricular system of the mouse forebrain at embryonic day (E) 9.5. This method uses a laparotomy to permit access to the uterine horns, and a specially designed plate that permits host embryos to be bathed in saline while they are imaged and injected. Successful surgeries often result in most or all of the injected embryos surviving to any subsequent time point of interest (embryonically or postnatally). The principles described here can be used with slight modifications to perform injections into the amnionic fluid of E8.5 embryos (thereby permitting infection along the anterior posterior extent of the neural tube, which has not yet closed), or into the ventricular system of the brain at E10.5/11.5. Furthermore, at mid-neurogenic ages (~E13.5), ultrasound imaging can be used direct injection into specific brain regions for viral infection or cell transplantation. The use of ultrasound imaging to guide in utero injections in mice is a very powerful technique that permits the molecular and cellular manipulation of mouse embryos in ways that would otherwise be exceptionally difficult if not impossible.

Ultrasound-Guided Microinjection into the Mouse Forebrain In Utero at E9.5

In utero survival surgery in mice permits the molecular manipulation of gene expression during development. Here we describe the use of high-frequency ultrasound imaging to guide the injection of retroviral vectors into the mouse brain at embryonic day (E) 9.5.

الموجات فوق الصوتية ، إذ تسترشد Microinjection في الدماغ المقدم ماوس في الرحم في E9.5

In utero survival surgery in mice permits the molecular manipulation of gene expression during development.  However, because the uterine wall is opaque ...

Neuroscience

Mouse Model of Surgically-induced Endometriosis by Auto-transplantation of Uterine Tissue

Endometriosis is a chronic, painful disease whose etiology remains unknown. Furthermore, treatment of endometriosis can require laparoscopic removal of lesions, and/or chronic pharmaceutical management of pain and infertility symptoms. The cost associated with endometriosis has been estimated at 22 billion dollars per year in the United States1. To further our understanding of mechanisms underlying this enigmatic disease, animal models have been employed. Primates spontaneously develop endometriosis and therefore primate models most closely resemble the disease in women. Rodent models, however, are more cost effective and readily available2. The model that we describe here involves an autologous transfer of uterine tissue to the intestinal mesentery (Figure 1) and was first developed in the rat3 and later transferred to the mouse4. The goal of the autologous rodent model of surgically-induced endometriosis is to mimic the disease in women. We and others have previously shown that the altered gene expression pattern observed in endometriotic lesions from mice or rats mirrors that observed in women with the disease5,6. One advantage of performing the surgery in the mouse is that the abundance of transgenic mouse strains available can aid researchers in determining the role of specific components important in the establishment and growth of endometriosis. An alternative model in which excised human endometrial fragments are introduced to the peritoneum of immunocompromised mice is also widely used but is limited by the lack of a normal immune system which is thought to be important in endometriosis2,7. Importantly, the mouse model of surgically induced endometriosis is a versatile model that has been used to study how the immune system8, hormones9,10 and environmental factors11,12 affect endometriosis as well as the effects of endometriosis on fertility13 and pain14.

A description of the surgical induction of endometriosis in mice and rats by auto-transplantation of uterine tissue to the arterial cascade of the intestinal mesentery.

نموذج الفأر من بطانة الرحم جراحيا ، الناجمة عن زرع الذاتية لأنسجة الرحم

Endometriosis is a chronic, painful disease whose etiology remains unknown. Furthermore, treatment of endometriosis can require laparoscopic removal of ...

Use of Freeze-thawed Embryos for High-efficiency Production of Genetically Modified Mice

The use of genetically modified (GM) mice has become crucial for understanding gene function and deciphering the underlying mechanisms of human diseases. The CRISPR/Cas9 system allows researchers to modify the genome with unprecedented efficiency, fidelity, and simplicity. Harnessing this technology, researchers are seeking a rapid, efficient, and easy protocol for generating GM mice. Here we introduce an improved method for cryopreservation of one-cell embryos that leads to a higher developmental rate of the freeze-thawed embryos. By combining it with optimized electroporation conditions, this protocol allows for the generation of knockout and knock-in mice with high efficiency and low mosaic rates within a short time. Furthermore, we show a step-by-step explanation of our optimized protocol, covering CRISPR reagent preparation, in vitro fertilization, cryopreservation and thawing of one-cell embryos, electroporation of CRISPR reagents, mouse generation, and genotyping of the founders. Using this protocol, researchers should be able to prepare GM mice with unparalleled ease, speed, and efficiency.

Here, we present a modified method for cryopreservation of one-cell embryos as well as a protocol that couples the use of freeze-thawed embryos and electroporation for the efficient generation of genetically modified mice.

استخدام الأجنة المذابة بالتجميد لإنتاج الفئران المعدلة وراثياً بكفاءة عالية

The use of genetically modified (GM) mice has become crucial for understanding gene function and deciphering the underlying mechanisms of human diseases. ...

Genetics

Intravenous and Intra-amniotic In Utero Transplantation in the Murine Model

In utero transplantation (IUT) is a unique and versatile mode of therapy that can be used to introduce stem cells, viral vectors, or any other substances early in the gestation. The rationale behind IUT for therapeutic purposes is based on the small size of the fetus, the fetal immunologic immaturity, the accessibility and proliferative nature of the fetal stem or progenitor cells, and the potential to treat a disease or the onset of symptoms prior to birth. Taking advantage of these normal developmental properties of the fetus, the delivery of hematopoietic stem cells (HSC) via an IUT has the potential to treat congenital hematologic disorders such as sickle cell disease, without the required myeloablative or immunosuppressive conditioning required for postnatal HSC transplants. Similarly, the accessibility of progenitor cells in multiple organs during development potentially allows for a more efficient targeting of stem/progenitor cells following an IUT of viral vectors for gene therapy or genome editing. Additionally, IUT can be used to study normal developmental processes including, but not limited to, the development of immunologic tolerance. The murine model provides a valuable and affordable means to understanding the potential and limitations of IUT prior to pre-clinical large animal studies and an eventual clinical application. Here, we describe a protocol for performing an IUT in the murine fetus through intravenous and intra-amniotic routes. This protocol has been used successfully to elucidate the necessary conditions and mechanisms behind in utero hematopoietic stem cell transplantation, tolerance induction, and in utero gene therapy.

Intravenous and Intra-amniotic In Utero Transplantation in the Murine Model

We describe a protocol for performing an in utero transplantation (IUT) through intravenous and intra-amniotic routes of injection in the murine model. This protocol can be used to introduce cells, viral vectors, and other substances into the unique immune-tolerant fetal environment.

عن طريق الحقن الوريدي وداخل السلي في الرحم زرع في نموذج مورين

In utero transplantation (IUT) is a unique and versatile mode of therapy that can be used to introduce stem cells, viral vectors, or any other substances ...

Developmental Biology

Minimally Invasive Embryo Transfer and Embryo Vitrification at the Optimal Embryo Stage in Rabbit Model

Assisted reproductive techniques (ARTs), such as in vitro embryo culture or embryo cryopreservation, affect natural development patterns with perinatal and postnatal consequences. To ensure the innocuousness of ART applications, studies in animal models are necessary. In addition, as a last step, embryo development studies require evaluation of their capacity to develop full-term healthy offspring. Here, embryo transfer to the uterus is indispensable to perform any ARTs-related experiment.
The rabbit has been used as a model organism to study mammalian reproduction for over a century. In addition to its phylogenetic proximity to the human species and its small size and low maintenance cost, it has important reproductive characteristics such as induced ovulation, a chronology of early embryonic development similar to humans and a short gestation that allow us to study the consequences of ART application easily. Moreover, ARTs (such as intracytoplasmic sperm injection, embryo culture, or cryopreservation) are applied with suitable efficiency in this species.
Using the laparoscopic embryo transfer technique and the cryopreservation protocol presented in this article, we describe 1) how to transfer embryos through an easy, minimally invasive technique and 2) an effective protocol for long-term storage of rabbit embryos to provide time-flexible logistical capacities and the ability to transport the sample. The outcomes obtained after transferring rabbit embryos at different developmental stages indicate that morula is the ideal stage for rabbit embryo recovery and transfer. Thus, an oviductal embryo transfer is required, justifying the surgical procedure. Furthermore, rabbit morulae are successfully vitrified and laparoscopically transferred, proving the effectiveness of the described techniques.

Assisted reproductive techniques (ARTs) are in continuous evaluation to improve outcomes and reduce the associated risks. This manuscript describes a minimally invasive embryo transfer procedure with an efficient cryopreservation protocol that allows the use of rabbits as an ideal animal model of human reproduction.

نقل الاجنه طفيف التوغل والتزجيج الجنيني في مرحله الجنين الأمثل في نموذج الأرنب

Assisted reproductive techniques (ARTs), such as in vitro embryo culture or embryo cryopreservation, affect natural development patterns with perinatal ...

Methods for Studying Uterine Contributions to Pregnancy Establishment in an Ovariectomized Mouse Model

For pregnancy to be established, a viable blastocyst must successfully interact with a receptive uterine lining (endometrium) to facilitate implantation and placenta formation and enable ongoing pregnancy. The limitations to pregnancy success caused by embryonic defects are well known and have been largely overcome in recent decades with the rise of in vitro fertilization (IVF) and assisted reproductive technologies. As yet, however, the field has not overcome the limitations caused by an inadequately receptive endometrium, thus resulting in stagnating IVF success rates. Ovarian and endometrial functions are closely intertwined, as hormones produced by the ovary are responsible for the endometrium's menstrual cyclicity. As such, when using rodent models of pregnancy, it can be difficult to ascertain whether an observed result is due to an ovarian or uterine deficit. To overcome this, an ovariectomized mouse model was developed with embryo transfer or artificial decidualization to allow the study of uterine-specific contributions to pregnancy. This article will provide instructions on how to perform ovariectomy and offer insights into various techniques for supplying exogenous hormones to support successful artificial decidualization or pregnancy following embryo transfer from healthy donors. These techniques include subcutaneous injection, slow-release pellets, and osmotic mini pumps. The key advantages and disadvantages of each method will be discussed, enabling researchers to choose the best study design for their specific research question.

Pregnancy establishment is a dynamic process involving complex embryo and uterine crosstalk. The precise contributions of the maternal uterine environment to these processes remain an active area of investigation. Here, detailed protocols are provided to aid in designing in vivo animal models to address these research questions.

طرق دراسة مساهمات الرحم في تأسيس الحمل في نموذج فأر استئصال المبيض

For pregnancy to be established, a viable blastocyst must successfully interact with a receptive uterine lining (endometrium) to facilitate implantation ...

<meta charset="utf8"></head><body>إجراء حقن المنوية المستديرة الفئران لدراسة التطور الجنيني

Mouse Round Spermatid Injection

Round spermatids, characterized by their haploid genetic content, represent the precursor cells to mature spermatozoa. Through the innovative technique of round spermatid injection (ROSI), oocytes can be successfully fertilized and developed into viable fetuses. In a groundbreaking milestone achieved in 1995, the first mouse fetus was born through ROSI technology. ROSI has since emerged as a pivotal tool for unraveling the intricate mechanisms governing embryonic development and holds significant potential in various applications, including the acceleration of mouse generation and the production of genetically modified mice. In 1996, a milestone was reached when the first human fetus was born through ROSI technology. However, the clinical applications of this method have shown a fluctuating pattern of success and failure. To date, ROSI technology has not found widespread application in clinical practice, primarily due to its low birth efficiency and insufficient validation of fetal safety. This article provides a comprehensive account of the precise methods of performing ROSI in mice, aiming to shed new light on basic research and its potential clinical applications.

<meta charset="utf8"></head><body>حقن الفأر المستدير Spermatid

Here, we introduce a method for performing round spermatid injection (ROSI) in mice, a technique with promising clinical applications and utility for investigating the mechanisms underlying embryonic development.

حقن الفأر المستدير Spermatid

Round spermatids, characterized by their haploid genetic content, represent the precursor cells to mature spermatozoa. Through the innovative technique of ...

الرحم-البوقي نقل الأجنة وقطع القناة الدافقة في نموذج الفأر

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

نموذج الفأر من في الرحم زراعة

الموجات فوق الصوتية ، إذ تسترشد Microinjection في الدماغ المقدم ماوس في الرحم في E9.5

نموذج الفأر من بطانة الرحم جراحيا ، الناجمة عن زرع الذاتية لأنسجة الرحم

استخدام الأجنة المذابة بالتجميد لإنتاج الفئران المعدلة وراثياً بكفاءة عالية

عن طريق الحقن الوريدي وداخل السلي في الرحم زرع في نموذج مورين

نقل الاجنه طفيف التوغل والتزجيج الجنيني في مرحله الجنين الأمثل في نموذج الأرنب

طرق دراسة مساهمات الرحم في تأسيس الحمل في نموذج فأر استئصال المبيض

حقن الفأر المستدير Spermatid

حقن الفأر المستدير Spermatid

حقن الفأر المستدير Spermatid